הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

מדידת תגובות פיזיולוגיות של

8.3K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/53392

⸱

29 באפריל 2016

 ,  , 
1Temasek Life Sciences Laboratory, 2Department of Biological Science, National University of Singapore, 3Bioimaging and Biocomputing Facility, Temasek Life Sciences Laboratory, 4Histology and Light Microscopy Core, Gladstone Institutes, 5Pacific Biosciences Research Center, University of Hawai'i at Mānoa

במאמר זה

סיכום

הרגליים הקדמיות והפרובוסקיס של דרוזופילה מכילים רפרטואר עשיר של נוירונים חושיים טעמיים. כאן, אנו מציגים שיטה המשתמשת בהדמיית סידן כדי למדוד תגובות פיזיולוגיות מנוירונים חושיים ברגל הקדמית וחוטם של זבובים חיים ביישום אקסוגני של פרומון טעם.

תקציר

בניגוד ליונקים, חרקים כגון תסיסנית יש איברי טעם מרובים. הנוירונים chemosensory על הרגליים, חוטם, כנפיים צינור ההטלה של תסיסנית לבטא קולטנים gustatory 1,2, תעלות יונים 3-6, ו ionotropic קולטנים 7 כי מעורבים זיהוי של אותות חושיים תנודתי בלתי נדיף. נוירונים אלה קשר ישיר עם tastants כגון מזון, חומרים רעילים פרומונים ולכן להשפיע התנהגויות מורכבות רבות כגון האכלה, הטלה והזדווגות. קלטות אלקטרודה והדמית סידן כבר בשימוש נרחב חרקים לכמת את התגובות העצביות עוררו על ידי tastants אלה. עם זאת, אלקטרופיזיולוגיה דורש ציוד מיוחד ומדידות קבלה מתוך sensillum טעם יחיד יכול להיות מאתגר מבחינה טכנית כתלות בתא-הסוג, הגודל, ואת המיקום. בנוסף, ברזולוציה נוירון בודד תסיסנית יכול להיות קשה להשיג מאז טעם sensilla house יותר מסוג אחד של נוירון chemosensory. שיטת הדמית סידן לחיות המתוארת כאן מאפשרת תגובות של נוירונים gustatory היחידים בזבובים חיים כדי להימדד. שיטה זו מתאימה במיוחד עבור הדמית תגובות עצביות פרומונים שומנים וסוגים ליגנד אחרים שיש להם מסיסות נמוכה ממס על בסיס מים.

מבוא

בעלי חיים להסתמך על מידע חוש הריח gustatory לתווך החלטות חיוניות להישרדות ולרבייה. הבנה כיצד רמזי chemosensory מזוהים ועובד על מערכת העצבים דורשת זיהוי של קולטן החישה (S) ואת הליגנדים הכימיים המתאימים. תסיסנית לזהות מגוון מדהים של תרכובות נדיפות ו בלתי נדיף מהווה מודל מצוין בו כדי ללמוד את פיזיולוגיים מנגנוני chemosensation. בעוד איברי ההרחה תופסים מולקולות נדיפות, איברי gustatory מתמחים לזהות תרכובות תנודתיות נמוכות. כאן, אנו מציגים שיטה למדוד תגובות עצביות ישירות מאיברי הטעם של תסיסנית אל תנודתיות נמוכה, הליגנדים lipophilic.

איברי Gustatory של הזבוב כוללים את הרגליים הקדמיות, חוטם, וכנפיים. מבוזרת על פני השטח של אברי טעם הם מבנים דמויי שיער המכונה sensilla המגיבים sugars, ביטר, מלחים, מים פרומונים 8. Sensilla סווג מורפולוגית לתוך זיפי טעם וטעם יתדות 9. ישנם כ 31 זיפי טעם על השפית כי המסווגים (L-type) הארוך, קצר (s-type) ביניים (i-סוג) מורפולוגיות. עצב סנסורי 'l' ו 's' sensilla בית 4 מגיבים פיסיולוגיים לסוכר (תא S), מלח נמוך (תא L1), מלח גבוה ותרכובות מרירות (תא L2) ומים (תא W) 10 , 11. ה'אני 'עצב סנסורי בית 2 sensilla, שאחד מהם מגיב הן מלח נמוך וסוכר, בעוד מגיב אחרת מלח גבוה 12. ישנם כ 41 טעם sensilla בזכרים ו -26 sensilla אצל נקבות מופצות על כל אחד הרגליים הקדמיות. עבור גברים ונשים כאחד, יש 21 sensilla על midleg, וכ -22 sensilla על hindleg 13. הנוירונים gustatory מוקפים הטעם sensilla על הרגליים גם גlassified לתוך L1, L2, W ו- S סוגים.

שיטה סטנדרטית אחת למדידת פעילות חשמלית מתא עצב יחיד בעזרת אלקטרודות תאיות או תאי להקליט זרימת יונים. מדידות אלקטרודה לאפשר תפקוד עצבי להיחקר באורגניזמים שאינם מודל כגון מינים תסיסנית, עש, ודבורים אשר חסרים כלים גנטיים נרחבים עבור תיוג עצבי. עם זאת, בעוד שיטות אלקטרו שימשו באופן שגרתי כדי למדוד את פעילות מן הטעם תסיסנית sensilla 4,13,14, החלת גישה זו מציגה מספר אתגרים טכניים. ראשית, לטעום זיפים צריכים להיות מזוהים המבוססים על מורפולוגיה ומיקום מרחבים. עם זיהוי, מדידות אלקטרו יכולות להתעכב על ידי גודלו הקטן של sensilla, מוגבל נגישות בשל מיקום, וקושי ביישום כרכים מבוקרים של גירוי כימי טעם זיפים. כמו כן, גירוי של sensilla עלול ליצור אותות יותר מאחדסוג עצבי 15. שנית, זיהוי של אותות חשמליים ניתן בתוהו בשל רעשי רקע נובעות תנודות מכאניות ורעש מציוד אלקטרוני. שלישית, השימוש של אלקטרודה חידד יכול לפגוע בהכנת לטוס, אם משתמשים בו בצורה לא נכונה 14. לבסוף, הרכבת אסדת אלקטרופיזיולוגיה דורשת רכיבים אלקטרוניים מיוחדים למסירת גירוי, אות הקלטה, וניתוח נתונים ויכול להיות יקר.

ב ד melanogaster, הזמינות של כלי הגנטי בקידוד יש להקל את הפיתוח של טכניקות הדמיה המאפשרות התגובות של אוכלוסיות קטנות של נוירונים להיחקר. גישה אחת כזו היא שימוש כתב CaLexA 16. בשיטה זו, רצפים הגן המקודד את גורם שעתוק LexA-VP16 לבין NFAT חלבון רגיש סידן הם התמזגו יחד. הפעלת סידן של calcineurin phosphatase חלבון מזרז את זרחון-דה של NFAT, בתורו, facilitaTES היבוא שלה לתוך הגרעין. בתוך הגרעין, תחום LexA נקשר מוטיב מחייב LexAop-DNA המכוון את הביטוי של החלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP) כתב, ובכך מאפשר זיהוי מתמשך של נוירונים מופעלים מבחינה תפקודית. הגישה נוצלה בהצלחה כדי למדוד את התגובה של glomeruli חוש ריח הספציפי באונת המחושים בעקבות חשיפת זבובים לחיות עד odorant 16. לאחרונה, התגובות הפיזיולוגיות של נוירונים קולטן gustatory IR52c נמדדו מפני זבובים חיים באמצעות CaLexA 7. עם זאת, במחקר זה, היה צורך זבובי גיל עד 6 שבועות כדי לשפר שעתוק GFP. בעוד immunostaining עם נוגדן אנטי GFP ניתן להשתמש כדי להגביר את האות CaLexA, שיטה זו תחייב קיבעון רקמות, ובכך נמנעה האפשרות אפשרות דימות תאים חיים.

GCaMP חלבון מחוון סידן המקודד גנטי כמו כן נעשה שימוש נרחב כדי ללמוד תגובות עצביות מספרמינים 17. החלבון GCaMP מאיר בעוצמה נמוכה לפני גירוי עצבי. יישום של גירוי מעורר פוטנציאל פעולה של נוירון, וכתוצאה מכך הזרם של Ca 2 +. GCaMP, חייב Ca 2 +, עובר שינוי קונפורמציה, גורם לו לזהור בעצמה בהירה (איור 1). גישת הדמיה שפותחה לאחרונה יחיד נוירון סידן שמשה לזיהוי גלוקוז ליגנד עבור נוירונים gustatory Gr61a הספציפיים הרגל הקדמי 18. במחקר זה, הרגליים הקדמיות גזור מן מהונדס תסיסנית להביע GCaMP בנוירונים gustatory Gr61a כוסו בשכבת agarose לפני הדמיה. עם זאת, השימוש ברקמה גזורה יכול לגרום מוזנח סופי ביטוי GCaMP, ובכך להגביל זמן מדידה רגיש זיהוי. בנוסף, agarose יכול להגביל רגישות בשל רמות רקע גבוהות של קרינה ומאפייני פיזור אור שלה.

To לטפל בכמה חסרונות אלה, אנו מתארים את השימוש של הדמיה סידן בתיווך GCaMP להקליט בתגובות הפיזיולוגיות רגל קדמית ו חוטם נוירונים gustatory של בבעלי חיים שלמים. אנו מציגים את התגובות הפיזיולוגיות של Gr68a ונוירונים ppk23 להביע מקודדים גנטית GCaMP5G 19 עד פרומון השומנים תסיסנית, (3 R, 11 Z, 19 Z) -3-acetoxy-11,19-octacosadien-1-ol (CH503) 20, 21. תגובות עצביות נמדדות על ידי כימותי גידול הקרינה של אות GCaMP5G במהלך גירוי פרומון. בפרוטוקול זה, נוירונים הם צילמו למשך כולל של 120 שניות, וזה מספיק כדי להבחין בדפוסי ההפעלה העצבית תאים בודדים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

לדוגמא הכנה 1.

  1. לחצות את קו הנהג 3,22 Gal4 כדי כטב"מ-GCaMP5G 19 זבובים (w 1118; P {20XUAS-IVS-GCaMP5G} attP40). לאפשר לצלב לגדול ב 25 מעלות צלזיוס.
    הערה: יצירת טס עם מספר עותקים של transgenes Gal4 או כטב"מ-GCaMP יכול לעזור כדי לשפר את עוצמת האות ניאון. גירסה קודמת של transgene כטב"מ-GCaMP (כטב"מ-GCaMP3) הראה עוצמת הקרינה חלשה מאוד כאשר הביע בשליטת הנהג Gr68a-Gal4.
    1. איסוף נפרד על ידי זבובים בוגרים eclosed החדש סקס ולהעלות על 25 מעלות צלזיוס.
      הערה: רמת הבסיס של בתפרחת GCaMP5G היא אופטימלית אצל זבובים בגילאי 14-28 ימים. בידוד זבובים לפי מין מונע את האפשרות של אינטראקציות חברתיות שעלולים להשפיע על התגובות העצביות.
  2. להרדים זבוב תחת זרם עדין של CO 2.
  3. צרף את fly כדי coverslip זכוכית על ידי הנחת הראשון טיפה קטנה של לק במרכז של coverslip 0.17 מ"מ. הנח בעדינות זבוב על צידו על טיפת לק ברור ולהבטיח כי הירידה כולו מכוסה על ידי זבוב.
  4. בצע שלבים 1.5 ו -1.6 תחת סטראו לנתח, להשתמש בהגדלה 8X.
  5. שימוש במכחול רטוב להאריך רגל קדמית של הזבוב. אבטח את רגלו הקדמית בעמדה על ידי הצבת שתי רצועות דקות של סרט על המגזרים tarsal הראשון והחמישי (איור 2 א). זה יחשוף מגזרים tarsal-T4 T2 הדמיה (איור 2 ב).
  6. כדי נוירונים תמונה על החוטם, במקום רצועה דקה של סרט על הדוכן של החוטם לחשוף את השפית (איור 2 ג, ד).
  7. צייר מחסום הידרופובי סביב לטוס עם עט PAP כדי למנוע פתרון לזרום על פני השטח coverslip. לבצע מדידות תוך 30 דקות של הרכבה.

2. הכנת Stimulusפִּתָרוֹן

  1. לדלל הליגנדים lipophilic (כגון CH503, השתמשו במחקר זה) בתמיסה PBST: 137 mM NaCl, 2.7 מ"מ KCl, 10 מ"מ Na 2 4 HPO, 1.8 מ"מ KH 2 4 PO, 0.1% Triton X-100 (V / V ); pH 7.4.
    1. בצע פתרון המניה 1 מ"ג / מ"ל ​​של ליגנד באמצעות PBST. הכן את כל הדילולים הבאים של פתרון המניות באמצעות PBST.
      הערה: בהתאם המסיסות של ליגנד של עניין, ממסים שונים עשויים להיות נחוצים כדי לפזר את ליגנד. המסיסות של CH503 בממסים שונים מתוארת בטבלת 1. בניגוד ממסים אחרים, PBST לא לייצר גידול הקרינה.

3. גירוי של נוירונים Gustatory ורכישת תמונה

  1. שימוש pipettor 10 μl, מקום 10 μl של PBST על מגזרים tarsal.
    הערה: שלב זה מרטיב את הרגל ומונע מגזרי tarsal נסחף.
  2. השתמש במערכת אופטית שיש לו מצלמה של suמהירויות ורגישות fficient להשיג אות קרינה טובה ברזולוציה גבוהה בזמן.
    הערה: במחקר זה אנו השתמשנו במיקרוסקופ confocal דיסק מסתובב ומצלמת sCMOS (ראה רשימת חומרים).
  3. בחר את המגזר נוירונים הספציפיים tarsal להיות צלם. רוכש שלוש Z- ערימות confocal מראש גירוי.
    1. באופן אידיאלי, הגדרות רכישת השימוש כי הם מהירים מספיק כדי לאפשר ברזולוצית זמן מקסימלי, תוך עדיין לכיד נפח התא כולו. דוגמא הגדרות רכישה הן: 200 חשיפה msec, binning 2 x 2 ו -6 x 0.5 מיקרומטר 2 חלקים אופטיים, כבשו כל sec 2.
      הערה: רגליות ללא יכולת לזוז כבר צילמו בהצלחה עד 10 דקות, ב 30 מרווחי שניות, ללא הלבנה ניכרת של האות GCaMP. עבור הקלטה פעמים כבר, להבטיח כי הרגליים בחוזקה מאוד במקום על coverslip.
    2. מטב כוח לייזר עבור אות לרעש הכי גבוהות שניתן עם photobleaching מינימלית במהלך הר"י כולוגינג המשטר. עבור הניסויים שתוארו כאן, להשתמש דיודת לייזר 491 ננומטר (100 mW) בשעה שידור 30% הדמיה הן Gr68a ו gustatory ppk23 נוירונים על הרגליים חוטם. השתמש 2 X 2 binning כדי לאפשר פעמים חשיפה קצרה תוך השגת רזולוציה מרחבית מספיק.
      הערה: הגדרות צריכת החשמל לייזר היו אופטימיזציה כדי לאפשר זיהוי של שינוי ניאון החל גידול 1.2- ל -4.5 פי.
  4. פיפטה 10 μl של פתרון הגירוי על מגזרי tarsal. בניסויים שליטים, להוסיף עוד 10 μl של PBST. מיד לרכוש 117 תמונות שלאחר גירוי.
    הערה: מספר התמונות שלאחר גירוי רכשה מבוסס על משך הזמן שבו שינוי מרבי קרינה הושג (כ 2 דקות).
    1. שלב קריטי: בעוד pipetting פתרון הכנה, לא לגעת לטוס עם קצה פיפטה מאז זה יגרום הרגל הקדמית לזוז ממקומן.
      הערה: לחילופין, להשתמשעל micromanipulator למצב כוס נימים המכילות גירוי קרוב במדויק למגזר tarsal להיות צלם. לספק כמויות מבוקרות של גירוי באמצעות מתקן microinjection תאי על פי הוראות היצרן.

עיבוד תמונה 4. וניתוח: כימות של התגובה

  1. פתח סדרה של ערימות-Z confocal באמצעות פיג'י ( http://fiji.sc/Fiji ) 23 או ImageJ ( http://imagej.nih.gov/ij/ ) 24 תמונות תוכנה לניתוח ועיבוד.
  2. ערוך הקרנת עצמת הסכום של כל שש פרוסות Z עבור כל אחת מן הנקודות 120 זמן.
    1. בחר באפשרות "סטאק" תחת "תמונה". יתר על כן, ובחר באפשרות "הקרנת Z" וזן "1" כמו פרוסת ההתחלה "4" כמו פרוסה להפסיק. עבור סוג הקרנה, בחר R20; פרוסות סכום "מהתפריט לנתץ, ובחר באפשרות" הכל מסגרות זמן ".
  3. הגדר באזור (ROI) ריבית על ידי שימוש באפשרות הבחירה ביד חופשית לצייר גבול סביב גוף התא או השלכה העצבית. לחץ על התווית "נתח" ובחר באפשרות "מנהל החזר על השקעה" תחת "כלים".
  4. לכמת את הקרינה של ROI על ידי בחירה באפשרות "מדידות גדר", תחת תפריט "נתח" סימון התיבות עבור משולבים בצפיפות, אזור, אומר וערך אפור מקסימלית תווית. לאחר מכן, בחר באפשרות "עוד" תחת תפריט מנהל ROI, ובהמשך לבחור באפשרות "מידה רבה".
    הערה: זה יפיק תיבה קופץ עם ערכים עבור כל אחד הפרמטרים שנבחרו.
  5. בדוק את ערכי האפור מקסימלית כדי להבטיח שאף אחד פיקסלים הגיעו לרוויה (למשל, 65,535 עבור מצלמה 16-bit).
    הערה: לקבלת הניסויים מוצג tהנייר, התגובות שלו נמדדו או מגופי תא או תחזיות עצביות, תלוי איפה הגידול המקסימאלי ΔF / F נצפה.
  6. חשב את השינוי היחסי מקסימום הקרינה (ΔF / F) בזמן t נקודת זמן הוא כדלקמן:
    figure-protocol-1
    1. קרינת רקע פחת מכל ערך F (תא). כדי לכמת קרינת רקע, למדוד את הצפיפות המשולבת של החזר השקעה בשיעור של גודל וצורה מקבילים שטח של הרגל הקדמית (או החוטם) נטולת נוירונים לזיהוי.
    2. כדי לכמת את קרינת גירוי פוסט, F (תא) t, למדוד את הצפיפות המשולבת של ROI של גוף התא או תהליך בנקודת זמן "t" לאחר גירוי.
    3. כדי לכמת את הקרינה מראש גירוי, F (תא) t = 0, לנתח תמונות גירוי מראש של הגוף או תהליך התא באותו אופן כפיהאות שלאחר הגירוי. השתמש משולבים בצפיפות ממוצעת של 3 תמונות כדי לקבוע F (תא) t = 0.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

מחוון סידן GCaMP התבטא גנטי באמצעות Gr68a-Gal4 או נהגי ppk23-Gal4. אוכלוסיות נפרדות של נוירונים רגל קדמיים ותאי תמיכה הלא עצביים מסומנות על ידי כל נהג (איור 3A-C). ליגנד ספציפי התגובות CH503 פרומון lipophilic נצפו Gr68a-Gal4 ותאי ppk23-Gal4 להביע GCaMP (איור 3D). השינוי היחסי בעוצמת הקרינה של האות GCaMP5G (ΔF / F) והגדילה עם ריכוזים גבוהים יותר של CH503 (איור 3E). מעניין לציין, כי המינו...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

אנו מתארים כאן שיטה יש לבצע הדמית סידן חיה של נוירונים היקפיים לתסיסנית 2 אברי חישה שונים. Ca 2 + -evoked תגובות פלורסנט GCaMP ב Gr68a-נוירונים המושרים על ידי ליגנד פרומון CH503 היה תלוי מינון וכמותיים. זה היה גם ניתן להבחין דפוסי תגובה עצבית שונים כגון phasic ותגובות טוניק.

נוירונים מראים תגובות phasic הם האמינו לאפשר הסתגלות מהירה לגירויים רציפים. סוג של תגובה זו נקשר עם זיהוי ריח 25

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים מצהירים כי אין אינטרסים פיננסיים מתחרים.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי קרן המחקר הלאומית של סינגפור (מענק NRF-RF2010-06 ל-J.Y.Y.).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מתנת Gr68a-Gal4מ- H. Amrein (טקסס A& מרכז מדעי הבריאות M, טקסס, ארה"ב) וג'יי קרלסון (אוניברסיטת ייל, קונטיקט, ארה"ב)
ppk23-Gal4מתנה מק. סקוט (אוניברסיטת קליפורניה, ברקלי, קליפורניה, ארה"ב)
UAS-GCaMP5 42037בלומינגטון דרוזופילה  מרכז סטוק
כיסוי 0.17 מ"מ (כיסוי חותם זהב)שירותי מיקרוסקופיה אלקטרונית63790-10
לק, "קשה כמו ציפורניים נקיות" סאלי הנסן
עט PAPסיגמא-אולדריץ' 
מברשתמברשת עדינה
קלטת המותג
Triton X-100Sigma-Aldrich 13021
אתנול, מעבדהMerck10094
הקסאן, HPLC כיתהSigma-Aldrich H303SK-4
DMSOסיגמא-אולדריץ' 
מתכון PBSTהמתואר בסעיף הפרוטוקול
CH503Synthesis המתואר ב- Mori et al., 2010
sCMOS Camera (ORCA Flash4.0)Hamamatsu מיקרוסקופ C11578-22U
(Ti-Eclipse)ראשNi-E
 YokogawaCSU-X1-A1
Aquistion Software (MetaMorph Premier)התקנים מולקולריים40002
תוכנת פיג'יקודhttp://fiji.sc/Fiji
Z377821 צבע הסקוטי472301 סריקת דיסק מסתובב של Nikon פתוח

מקורות

  1. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science. 287, 1830-1834 (2000).
  2. Dunipace, L., Meister, S., McNealy, C., Amrein, H. Spatially restricted expression of candidate taste receptors in the Drosophila gustatory system. Curr. Biol. 11, 822-835 (2001).
  3. Thistle, R., Cameron, P., Ghorayshi, A., Dennison, L., Scott, K. Contact chemoreceptors mediate male-male repulsion and male-female attraction during Drosophila courtship. Cell. 149, 1140-1151 (2012).
  4. Toda, H., Zhao, X., Dickson, B. J. The Drosophila female aphrodisiac pheromone activates ppk23(+) sensory neurons to elicit male courtship behavior. Cell Rep. 1, 599-607 (2012).
  5. Vijayan, V., Thistle, R., Liu, T., Starostina, E., Pikielny, C. W. Drosophila pheromone-sensing neurons expressing the ppk25 ion channel subunit stimulate male courtship and female receptivity. PLoS Genet. 10, 1004238(2014).
  6. Lu, B., LaMora, A., Sun, Y., Welsh, M. J., Ben-Shahar, Y. ppk23-Dependent chemosensory functions contribute to courtship behavior in Drosophila melanogaster. PLoS Genet. 8, e1002587(2012).
  7. Koh, T. W., et al. The Drosophila IR20a Clade of Ionotropic Receptors Are Candidate Taste and Pheromone Receptors. Neuron. 83, 850-865 (2014).
  8. Montell, C. A taste of the Drosophila gustatory receptors. Curr. Opin. Neurobiol. 19, 345-353 (2009).
  9. Shanbhag, S. R., Park, S. K., Pikielny, C. W., Steinbrecht, R. A. Gustatory organs of Drosophila melanogaster: fine structure and expression of the putative odorant-binding protein PBPRP2. Cell Tissue Res. 304, 423-437 (2001).
  10. Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. Peripheral coding of bitter taste in Drosophila. J. Neurobiol. 56, 139-152 (2003).
  11. Rodrigues, V., Siddiqi, O. A gustatory mutant of Drosophila defective in pyranose receptors. Mol. Genet. Genomics. 181, 406-408 (1981).
  12. Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila. J. Neurobiol. 61, 333-342 (2004).
  13. Ling, F., Dahanukar, A., Weiss, L. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of taste coding in the legs of Drosophila. J. Neurosci. 34, 7148-7164 (2014).
  14. Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla. J. Vis. Exp. , e51355(2014).
  15. Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode. Chem. Senses. 28, 671-679 (2003).
  16. Masuyama, K., Zhang, Y., Rao, Y., Wang, J. W. Mapping neural circuits with activity-dependent nuclear import of a transcription factor. J. Neurogenet. 26, 89-102 (2012).
  17. Akerboom, J., et al. Crystal structures of the GCaMP calcium sensor reveal the mechanism of fluorescence signal change and aid rational design. J. Biol. Chem. 284, 6455-6464 (2009).
  18. Miyamoto, T., Chen, Y., Slone, J., Amrein, H. Identification of a Drosophila glucose receptor using Ca2+ imaging of single chemosensory neurons. PloS One. 8, e56304(2013).
  19. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging. J. Neurosci. 32, 13819-13840 (2012).
  20. Shikichi, Y., et al. Pheromone synthesis. Part 250: Determination of the stereostructure of CH503 a sex pheromone of male Drosophila melanogaster, as (3R,11Z,19Z)-3-acetoxy-11,19-octacosadien-1-ol by synthesis and chromatographic analysis of its eight isomers. Tetrahedron. 68, 3750-3760 (2012).
  21. Yew, J. Y., et al. A new male sex pheromone and novel cuticular cues for chemical communication in Drosophila. Curr. Biol. 19, 1245-1254 (2009).
  22. Bray, S., Amrein, H. A putative Drosophila pheromone receptor expressed in male-specific taste neurons is required for efficient courtship. Neuron. 39, 1019-1029 (2003).
  23. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9, 676-682 (2012).
  24. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat. Methods. 9, 671-675 (2012).
  25. Kaissling, K. E., Zack Strausfeld, C., Rumbo, E. R. Adaptation processes in insect olfactory receptors. Mechanisms and behavioral significance. Ann. N. Y. Acad. Sci. 510, 104-112 (1987).
  26. Marder, E., Bucher, D. Central pattern generators and the control of rhythmic movements. Curr. Biol. 11, 986-996 (2001).
  27. Koepsell, K., Wang, X., Hirsch, J. A., Sommer, F. T. Exploring the function of neural oscillations in early sensory systems. Front Neurosci. 4, 53(2010).
  28. Berridge, M. J. Inositol trisphosphate and calcium signalling. Nature. 361, 315-325 (1993).
  29. Busch, K. E., et al. Tonic signaling from O(2) sensors sets neural circuit activity and behavioral state. Nat Neurosci. 15, 581-591 (2012).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

נוירונים של חוש הטעם ב-Drosophilaזיהוי פרומונים ליפידייםמיקרוסקופיית קונפוקלית עם דיסק מסתובבאינדיקטור סידן GCaMPאנליזה של קולטני טעםדימוי של מקטעי הטרסליסכימות פלואורסצנציהביולוגיה כימי-חושיתמדידת תגובה נוירונלית
מדידת תגובות פיזיולוגיות של
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.