הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

הדמית סיבי serotonergic בחוט שדרת עכבר שימוש CLARITY / טכניקה מעוקבת

10.1K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/53673

⸱

26 בפברואר 2016

 ,  , 
1Brain Structure and Function Group, Neuroscience Research Australia, 2School of Medical Sciences, The University of New South Wales

במאמר זה

סיכום

הקרנות על-עמוד השדרה חשובות לתפיסת כאב והתנהגויות אחרות, וסיבים סרוטונרגיים הם אחת ממערכות הסיבים הללו. המחקר הנוכחי התמקד ביישום הפרוטוקול המשולב CLARITY/CUBIC על חוט השדרה של העכבר על מנת לחקור את סיום הסיבים הסרוטונרגיים הללו.

תקציר

סיבי יורד ארוך אל חוט השדרה חיוני תנועה, תפיסת כאב, והתנהגויות אחרות. דפוס סיום סיבים בחוט השדרה של רוב מערכות סיבים אלה לא נחקר ביסודיות בכל מינים. סיבי serotonergic, אשר פרויקט אל חוט השדרה, נחקרו בחולדות ואופוסומים על סעיפים היסטולוגית המשמעות התפקודית שלהם כבר להסיק על סמך דפוס סיום סיבים שלהם בחוט השדרה. עם התפתחות CLARITY וטכניקות מעוקב, אפשר לחקור מערכת סיבים זה והפצתו בחוט השדרה, אשר צפוי לחשוף תכונות שלא היו ידועים קודם של מסלולים supraspinal serotonergic. כאן, אנו מספקים פרוטוקול מפורט הדמיה הסיבים serotonergic בחוט השדרה העכבר באמצעות CLARITY בשילוב וטכניקות מעוקב. השיטה כרוכה זלוף של עכבר עם פתרון הידרוג'ל והבהרה של הרקמה עם COMBINation סליקת ריאגנטים. רקמת חוט שדרה נוקתה למשך קצת פחות משבועות, ואת מכתים immunofluorescent עוקב נגד סרוטונין הושלם בתוך פחות מעשרה ימים. עם מיקרוסקופ פלואורסצנטי רב פוטון, הרקמה נסרקה תמונת 3D שוחזרה באמצעות תוכנת Osirix.

מבוא

הקרנות על-עמוד השדרה אחראיות על אפנון התנהגויות מגוונות כגון תפיסת כאב. אחת ההקרנות הנושאות מידע נוסיספטיבי מכילה סיבים סרוטונינרגיים, שמקורם במוח האחורי ובגרעיני הרשתית הסמוכים1,2. מחקרים פיזיולוגיים ופרמקולוגיים הראו שחרור מוגבר של סרוטונין בקרן הגב של חוט השדרה לאחר גירוי חשמלי של גרעיני הראפ במוח האחורי3-5. בחולדה ובאופוסום, לסיבי רפה-ספינל סרוטונרגיים יש מסופים צפופים, לא רק בקרן הגב6-8, אלא גם באזור הביניים7,9,10, קרן הגחון7,11, ואפילו למינה 1012,13. אין מחקרים דומים בעכבר. המחקר הנוכחי נועד למפות את דפוס הסיום של סיבים סרוטונרגיים הנובעים מגרעיני הרפ במוח האחורי וגרעיני הרשתית הסמוכים להם בחוט השדרה של העכבר באמצעות שיטת CLARITY14 שפורסמה לאחרונה ושינויה - CUBIC15.

פלואורסצנציה קונבנציונלית או אימונוהיסטוכימיה של פרוקסידאז של חוט השדרה מראה בבירור את התפלגות הסיבים הסרוטונרגיים בחומר האפור של חוט השדרה בחתכים בעובי 30-40 מיקרומטר. עם זאת, גישה זו אינה מראה את ההמשכיות של דרכי הסיבים הסרוטונרגיים בחומר הלבן ואת הביטחונות שלהם בחומר האפור. למרות שהשחזור התלת מימדי של חתכים היסטולוגיים קידם את הידע שלנו על דרכי סיבים, זה נותר אתגר עבור היסטולוגים ואנטומיסטים לעקוב אחר מסלול בודד עקב עיוותים קטנים ברקמה הנגרמים על ידי חיתוך. כדי לעקוף את המכשול הזה, מספר חוקרים פיתחו פרוטוקולים שונים להפיכת מבנה הרקמה כולו לשקוף, ואיסוף תמונה של רקמה ללא שינוי בקובץ וידאו יחיד17-21. עד כה, טכניקת הידרוג'ל רקמות (CLARITY) שפותחה על ידי קבוצת 14,15 של Deisseroth, המוחלפת בשומנים, הכלאה של אקרילאמיד, תואמת הדמיה/צביעה חיסונית, שפותחה על ידי קבוצת14,15 של Deisseroth, כמו גם CUBIC, שפותחה על ידי Susaki et al16 הם המוצלחים ביותר. מאז פרסום הפרוטוקולים, חוקרים רבים החלו להשתמש בטכניקות אלה כדי לחקור היבטים שונים של רקמות ביולוגיות, כולל לא רק המוח22-25, אלא גם הלב, הכליות, המעיים והריאות26,27.

על ידי קיבוע חוט השדרה של העכבר עם תמיסת ההידרוג'ל (CLARITY) וניקוי עם ריאגנטים CUBIC (שהיא שיטה מהירה בהרבה מזו שתוארה בפרוטוקול CLARITY המקורי14,15), גוש רקמת חוט השדרה באורך 2-3 מ"מ נוקה תוך שבועיים וצביעה אימונופלואורסצנטית לסרוטונין הושלמה תוך שמונה ימים. עם שילוב של חומרים כימיים בלבד, ניתן להשתמש באימונוהיסטוכימיה קונבנציונלית כדי ליצור תמונה של דרכי סיבים בודדים בקובץ וידאו תלת מימדי תוך כחודש.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

משפט ואתיקה: כל הנהלים הקשורים בנושאים בעלי חיים לעקוב אחר ההנחיות של טיפול בבעלי חיים ועדת האתיקה (ACEC) מאוניברסיטת ניו סאות 'ויילס (מספר ACEC שאושרה הינה 14 / 94a).

1. הכנה של חוט השדרה עכבר שקוף

  1. הכנת פתרון הידרוג'ל קר קרח
    1. הכנת פתרון paraformaldehyde 16% (PFA)
      1. להוסיף 16 גרם אבקת paraformaldehyde לתוך 70 מ"ל מים מזוקקים מחומם מראש (50-55 מעלות צלזיוס) ומערבבים על בוחש מגנטי מחוממת עד paraformaldehyde נמס. הערה: אל תאפשר הפתרון לחמם מעל 55 מעלות צלזיוס ולהיות מודעים לכך paraformaldehyde הוא רעיל.
      2. מעבירים את הפתרון paraformaldehyde כדי גליל ולהוסיף מים מזוקקים עד 100 מ"ל. מצננים את הפתרון paraformaldehyde באמצעות מקרר 4 ° C..
    2. ממיסים 125 מ"ג יוזם VA-044 ב 26.25 מ"ל מים מזוקקים ו לקרר את הפתרון בתוך 4° מקרר C.
    3. פתרון acrylamide מגניב 5 מ"ל (40%), 1.25 מ"ל פתרון Bis (2%) (זהירות: Bis ופתרונות acrylamide רעילים, עלול לגרום למומים גנטיים או סרטן), 5 מ"ל 10x PBS, 12.5 מ"ל 16% פתרון PFA, ואת פתרון יוזם VA-044 על הקרח.
    4. מערבבים את כל הפתרונות שהוצעו על הקרח.
      הערה: הנפח הכולל הוא 50 מ"ל.
  2. זלוף וגבייה של קורד עכבר השדרה
    1. לטשטש עכבר עם זריקה intraperitoneal של קטמין (80 מ"ג / ק"ג) ו xyzaline (5 מ"ג / ק"ג) מדולל מלוחים 0.9% נורמלי. המינון לעכבר יכול להיות נמוך מזה של חולדות.
    2. על משטח פלסטיק מתאים במנדף, לתקן את הגפיים של העכבר מהגוף (סרט דביק יעיל) פעם העכבר אינו מגיב קמצוץ כדי עורו של כף הרגל.
    3. חותכים את העור העכבר מעל החזה ואחר כך בחזה העצם כדי לחשוף את הלב עם מספריים.
    4. באמצעות משאבת peristaltic, עם מחט 25 G מצורף thסוף הדואר של צינורות, הכנס את המחט לתוך החדר השמאלי של הלב, לגזור אטריום הזכות ליצור נקודת יציאה בדם ולאחר מכן להתחיל כביסה עם 40 מ"ל 0.9% מלח רגיל בשיעור של כ -10 מ"ל / דקה.
    5. כשיושלם, perfuse את העכבר עם 35 פתרון הידרוג'ל קר מ"ל קרח.
      הערה: perfuse במהירות של 10 מ"ל / דקה, כדי למנוע נפיחות של רקמת העצבים.
    6. לחתוך את העור על הגב עם להב ולאחר מכן להסיר את השרירים ליד החוליות. לאחר חיתוך קשתות בחוליות בצד אחד מרפרף אותם לצד השני, לקחת חוט השדרה מתוך עמוד השדרה עם מספריים בסדר.
  3. ניקוי חוט השדרה עכבר
    1. מניחים את חוט השדרה 15 מ"ל של תמיסת הידרוג'ל לילה ב 4 ° C..
    2. הסר 10 מ"ל של פתרון הידרוג'ל ויוצקים את שאר הפתרון עם מגזרים חוט השדרה אל צינור 5 מ"ל. מלאו את צינור 5 מ"ל עם הפתרון הידרוג'ל עד שהוא לגמרי מלא.
    3. למתוח חתיכה קטנה של parafilm על גבי הצינור 5 מ"ל ולאחר מכן לעטוף parafilm סביב הצוואר של הצינור. הערה: ודא המגעים parafilm הפתרון הידרוג'ל ואין בועות בין פתרון הידרוג'ל ואת parafilm.
    4. שים את הצינור 5 מ"ל ב 37   מעלות צלזיוס בתנור למשך הלילה. שימו הפתרון הידרוג'ל עד שזה הופך ג'ל.
    5. קח את הצינור 5 מ"ל מהתנור ולהסיר את הג'ל מהצינור עם ברגים (כגון קצה פיפטה גרפו 1 מ"ל). הסר את הג'ל רקמה חוט השדרה על ידי דבק הרקמות הגסות הג'ל ולאחר מכן לקחת את הרקמה הגסה משם (הג'ל ידבק הרקמה ולכן יוסר על ידי הרקמה).
    6. לאחר הסרת הג'ל רקמת חוט השדרה, לשטוף את חוט השדרה 4 פעמים עם PBS 1x (pH 7.4) במשך 24 שעות על שייקר.
    7. הכן את הפתרון סליקה מעוקב ידי המסת אוריאה 3.85 גרם ו 3.85 גרם N, N, N ', N'-tetrakis (2-Hydroxypropyl) ethylenediam ine ב 5.38 מ"ל מים מזוקקים.
      הערה: בוחש חם משמש. להוסיף פוליאתילן גליקול 2.31 גרם האתר מונו-p-isooctylphenyl / טריטון X-100 הפתרון פעם ברור מתקרר לטמפרטורת החדר.
      הערה: 10 גרם של שלושה כימיקלים אלה הם לעכבר אחד.
    8. חותכים את חוט השדרה עכבר coronally לתוך 2-3 מקטעים ארוכים מ"מ עם סכין גילוח ולשים אותם לתוך 5 מ"ל של הפתרון סליקה מעוקב לעיל. מניחים על שייקר בתנור ב 37   ° צלזיוס במשך 3 ימים.
    9. שלושה ימים לאחר מכן, לשנות את הפתרון וסליקה אחד טרי. הערה: הפתרון מעל מוכן לפני השימוש.
    10. שניים עד שלושה ימים לאחר מכן לאחר רענון פתרון הסליקה מעוקב, לבדוק את השקיפות של הרקמה כנגד נייר עם גופן 8 אותיות. אם הוא שקוף, האותיות ניתן לראות דרך רקמת פינה. הסר את פתרון הסליקה ולהוסיף 4 מיליליטר של PBST (0.1% Triton-X100) כדי לשטוף את הרקמה 4 פעמים ביום (כל 6 שעות).

ילדה = "jove_title"> 2. immunofluorescence מכתים

  1. דגירת מגזרי חוט שדרת פתרון הנוגדן הראשוני (-סרוטונין אנטי, וגדל ארנב, מדולל 1: 100 ב PBST) במשך 3 ימים על שייקר בתנור 37 מעלות צלזיוס.
  2. הסר את הפתרון נוגדן ולהוסיף 4 מ"ל של PBST (0.1% Triton-X100) לשטוף את פלחי חוט השדרה 4 פעמים ביום (כל 6 שעות) בתנור 37 מעלות צלזיוס.
  3. הסר את הפתרון PBST ולהוסיף הפתרון נוגדנים משני (594 IgG מצומדות עז נגד ארנב, מדולל 1: 100 ב PBST) כדי לדגור הרקמה במשך 3 ימים על שייקר בתנור 37 מעלות צלזיוס.
  4. הסר את פתרון נוגדנים משני ולהוסיף 4 מיליליטר של PBST לשטוף מגזרי חוט השדרה 4 פעמים ביום (כל 6 שעות) על שייקר בתנור 37 מעלות צלזיוס. למחרת הרקמה מוכנה הדמיה.

הדמיה 3.

  1. הסר את הפתרון PBST ולהוסיף 4 מ"ל של גליצרול 85% על מנת להפוך את מקדם השבירה של הרקמה אפילו.
  2. בדקי את הבהירות של הרקמה. לאחר ברור נע בין 1 hr, לשים את הרקמה על גבי זכוכית נושאת גדולה, דקה אשר מתאימה את המסגרת החזקה של מיקרוסקופ פלואורסצנטי רב-צילום.
  3. לשים כמה טיפות של גליצרול 85% ליד רקמת חוט השדרה ו coverslip אותו עם כוס coverslip 22 x 50 מ"מ 2.
    הערה: הכיוון של חוט השדרה מחליט כיצד התמונה נראית.
  4. שים את השקופית זכוכית על מסגרת ההחזקה של מיקרוסקופ פלואורסצנטי רב פוטון ולהעביר את הרקמה לתוך מסלול האור.
  5. בחר את ננומטר לייזר נאון הליום קו 594 ולהתאים את עוצמת הלייזר לרמה אופטימלית על ידי בדיקת הבהירות של איתות חיובי בתמונה חיה.
  6. בחר את אזור הסריקה של רקמת חוט השדרה באמצעות המטרה 20X (במים, NA 0.7) ולהכין ליצור Z- מחסנית, ואת העומק של כל שלב מוגדר 3 מיקרומטר.
  7. סרוק את הרקמה מלמעלה לתחתית הערימה-z תחת objec 20Xמגני אוזניים ואז המטרה 63X (בשמן, NA 1.4) (גודל הצעד היה 1 מיקרומטר), בהתאמה. לשחזר קטעי וידאו 3D באמצעות תוכנת 3D 28.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

סעיף זה מציג תוצאות מכתים נוגדן סרוטונין במוח שדרת העכבר השקוף באמצעות שילוב של CLARITY ופרוטוקולים מעוקבים. אנו מראים כי סיבי serotonergic נוכח בכל הרבדים של חוט השדרה עם דומיננטיות בחלק הגחוני של צופר הגחון (איור 1, ראו גם וידאו 1). רקמת הביקורת לא צריך סיבים חיוביים (תוצאה הייתה לא מוצגת). בקרן הגחון, סיבים serotonergic צפופים נמצאים בחלק הוונטרומדיאלי של צופר הגחון והם להאריך לכיוון החלק הלטרלי של צופר הגחון

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

הפרוטוקול המתואר מראה כיצד סיבי serotonergic תמונה בחוט השדרה עכבר עם CLARITY בשילוב וטכניקות מעוקב. הוא מציג תהליך סליקה מהר לעומת פרוטוקול הסליקה הפסיבי שפותח על ידי Cheung et al. 14 והתומר et al. 15 ומאפשר רקמת חוט השדרה כדי להיות נתמך היטב על ידי הידרוג'ל במהלך סליקה.

צעד חשוב במהלך קיבעון של חוט השדרה עכבר, כפי שדווח על ידי Cheung et al. 14 ותומ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי מרכז המצוינות של מועצת המחקר האוסטרלית לתפקוד מוחי אינטגרטיבי (ARC Centre Grant CE140100007), מענק פרויקט NHMRC (#1086643). פרופ' ג'ורג' פקסינוס נתמך על ידי מענק עמית מחקר ראשי בכיר של NHMRC (#1043626).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
Photoinitiator VA044Wakova-044/225-02111http://www.wako-chem.co.jp/specialty/waterazo/VA-044.htm
תמיסת אקרילאמיד 40%Bio Rad161-0140http://www.bio-rad.com/en-au/sku/161-0140-40-acrylamide-solution
2% תמיסת ביסBio Rad161-0142http://www.bio-rad.com/en-au/sku/161-0142-2-bis-solution?parentCategoryGUID=5e7a4f31-
879c-4d63-ba0b-82556a0ccf1d
paraformaldehydeסיגמא158127
http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sial/158127?lang=en®ion=AU אוריאהMerck Millipore66612http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Urea---CAS-57-13-6---Calbiochem,EMD_BIO-66612
N,N,N',N'-tetrakis (2-הידרוקסיפרופיל) אתילנדיאמיןMerck Millipore821940http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Ethylenediamine-N,N,N',N'-tetra-2-propanol,MDA_CHEM-821940
Triton-X 100Merck Millipore648462
http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/TRITON®-X-100-Detergent---CAS-9002-93-1---Calbiochem,EMD_BIO-648462 סוכרוזSigmaS0389
http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/s0389?lang=en®ion=AU נוגדן סרוטוניןMerck MilliporeAB938http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Anti-Serotonin-Antibody,MM_NF-AB938
נוגדן משני נגד ארנב עזים IgG (H+L), Alexa Fluor® 594 ConjugateLife Technologies  A-11012
מיקרוסקופ רב פוטוניםLeicaLeica TCS SP5 MP STEDhttp://www.leica-microsystems.com/products/confocal-microscopes/details/product/leica-tcs-sp5-mp/
https://www.lifetechnologies.com/order/genome-database/antibody/Rabbit-IgG-H-L-Secondary-Antibody-Polyclonal/A-11012

מקורות

  1. Rivot, J. P., Chaouch, A., Besson, J. M. Nucleus raphe magnus modulation of response of rat dorsal horn neurons to unmyelinated fiber inputs: partial involvement of serotonergic pathways. J Neurophysiol. 44 (6), 1039-1057 (1980).
  2. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. Projections from the brain to the spinal cord in the mouse. Brain Struct Funct. 215 (3-4), 159-186 (2011).
  3. Sorkin, L. S., McAdoo, D. J., Willis, W. D. Raphe magnus stimulation-induced anti-nociception in the cat is associated with release of amino acids as well as serotonin in the lumbar dorsal horn. Brain Res. 618 (1), 95-108 (1993).
  4. Rivot, J. P., Chiang, C. Y., Besson, J. M. Increase of serotonin metabolism within the dorsal horn of the spinal cord during nucleus raphe magnus stimulation, as revealed by in vivo electrochemical detection. Brain Res. 238 (1), 117-126 (1982).
  5. Hentall, I. D., Pinzon, A., Noga, B. R. Spatial and temporal patterns of serotonin release in the rat's lumbar spinal cord following electrical stimulation of the nucleus raphe magnus. Neuroscience. 142 (3), 893-903 (2006).
  6. Bullitt, E., Light, A. R. Intraspinal course of descending serotoninergic pathways innervating the rodent dorsal horn and lamina X. J Comp Neurol. 286 (2), 231-242 (1989).
  7. Jones, S. L., Light, A. R. Termination patterns of serotoninergic medullary raphespinal fibers in the rat lumbar spinal cord: an anterograde immunohistochemical study. J Comp Neurol. 297 (2), 267-282 (1990).
  8. Marlier, L., Sandillon, F., Poulat, P., Rajaofetra, N., Geffard, M., Privat, A. Serotonergic innervation of the dorsal horn of rat spinal cord: light and electron microscopic immunocytochemical study. J Neurocytol. 20 (4), 310-322 (1991).
  9. Morrison, S. F., Gebber, G. L. Axonal branching patterns and funicular trajectories of raphespinal sympathoinhibitory neurons. J Neurophysiol. 53 (3), 759-772 (1985).
  10. Barman, S. M., Gebber, G. L. The axons of raphespinal sympathoinhibitory neurons branch in the cervical spinal cord. Brain Res. 441 (1-2), 371-376 (1988).
  11. Martin, G. F., Cabana, T., Ditirro, F. J., Ho, R. H., Humbertson, A. O. Jr Raphespinal projections in the North American opossum: evidence for connectional heterogeneity. J Comp Neurol. 208 (1), 67-84 (1982).
  12. Bowker, R. M., Westlund, K. N., Coulter, J. D. Origins of serotonergic projections to the lumbar spinal cord in the monkey using a combined retrograde transport and immunocytochemical technique. Brain Res Bull. 9 (1-6), 271-278 (1982).
  13. Watkins, L. R., Griffin, G., Leichnetz, G. R., Mayer, D. J. Identification and somatotopic organization of nuclei projecting via the dorsolateral funiculus in rats: a retrograde tracing study using HRP slow-release gels. Brain Res. 223 (2), 237-255 (1981).
  14. Chung, K., et al. Structural and molecular interrogation of intact biological systems. Nature. 497 (7449), 332-337 (2013).
  15. Tomer, R., Ye, L., Hsueh, B., Deisseroth, K. Advanced CLARITY for rapid and high-resolution imaging of intact tissues. Nature Protoc. 9 (7), 1682-1697 (2014).
  16. Susaki, E. A., et al. Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis. Cell. 157 (3), 726-739 (2014).
  17. Ke, M. T., Fujimoto, S., Imai, T. SeeDB: a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction. Nature Neurosci. 16 (8), 1154-1161 (2013).
  18. Ertürk, A., et al. Three-dimensional imaging of solvent-cleared organs using 3DISCO. Nature Protoc. 7 (11), 1983-1995 (2012).
  19. Hama, H., et al. Scale: a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of transparent mouse brain. Nature Neurosci. 14 (11), 1481-1488 (2011).
  20. Kuwajima, T., Sitko, A. A., Bhansali, P., Jurgens, C., Guido, W., Mason, C. ClearT: a detergent- and solvent-free clearing method for neuronal and non-neuronal tissue. Development. 140 (6), 1364-1368 (2013).
  21. Ertürk, A., Bradke, F. High-resolution imaging of entire organs by 3-dimensional imaging of solvent cleared organs (3DISCO). Exp Neurol. 242, 57-64 (2013).
  22. Kim, S. Y., Chung, K., Deisseroth, K. Light microscopy mapping of connections in the intact brain. Trends Cogn Sci. 17 (12), 596-599 (2013).
  23. Spence, R. D., et al. Bringing CLARITY to gray matter atrophy. NeuroImage. 101, 625-632 (2014).
  24. Ando, K., et al. Inside Alzheimer brain with CLARITY: senile plaques, neurofibrillary tangles and axons in 3-D. Acta Neuropathol. 128 (3), 457-459 (2014).
  25. Zhang, H., Rinaman, L. Simplified CLARITY for visualizing immunofluorescence labeling in the developing rat brain. Brain Struct Funct. , (2015).
  26. Lee, H., Park, J. H., Seo, I., Park, S. H., Kim, S. Improved application of the electrophoretic tissue clearing technology, CLARITY, to intact solid organs including brain, pancreas, liver, kidney, lung, and intestine. BMC Dev Biol. 14, 781(2015).
  27. Yang, B., et al. Single-cell phenotyping within transparent intact tissue through whole-body clearing. Cell. 158 (4), 945-958 (2014).
  28. Rosset, A., Spadola, L., Ratib, O. OsiriX: an open-source software for navigating in multidimensional DICOM images. J Digit Imaging. 17, 205-216 (2004).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

CLARITY
הדמית סיבי serotonergic בחוט שדרת עכבר שימוש CLARITY / טכניקה מעוקבת
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.