הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

בגישה חדשנית עבור הקלטה בו זמנית של פעילות העצבים הסימפתטית כליות, לחץ דם עם עירוי תוך ורידי, בהכרה, עכברים ערככם.

10.5K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/54120

⸱

14 בפברואר 2018

 , 
1Department of Pediatrics, University of Alberta, 2Department of Physiology & Biophysics, University of Mississippi Medical Center, 3Mississippi Center for Obesity Research

במאמר זה

סיכום

עכברים ומורדמת התערוכה-פיזיולוגיים לחץ דם סיסטמי, שמונע את הערכה משמעותי של הטון האוטונומית נתון את הקשר האינטימי בין לחץ הדם ואת מערכת העצבים האוטונומית. לפיכך, התווה שיטה פעילות במקביל להקליט העצבים הסימפתטית כליות, לחץ דם עם עירוי תוך ורידי בעכברים בהכרה.

תקציר

העצבים הסימפתטית כליות לתרום באופן משמעותי תופעות פיזיולוגיות וגם pathophysiological. הערכת פעילות העצבים הסימפתטית כליות (RSNA) הוא עניין רב בתחומים רבים של מחקר כגון מחלת כליות כרונית, לחץ דם, אי ספיקת לב, סוכרת והשמנה. הערכת חד-משמעית של התפקיד של מערכת העצבים הסימפתטית הכרחי ובכך לפרשנות הראויה תוצאות ניסויית והבנה של תהליכי מחלה. RSNA היה נמדד באופן מסורתי בחולדות מרדימים, לרבות עכברים. עם זאת, עכברים בדרך כלל התערוכה לחץ דם סיסטמי מאוד נמוך וחוסר יציבות והמודינמיקה למשך מספר שעות במהלך הרדמה וניתוח. משמעות הפרשנות RSNA הוא מבולבל על ידי המדינה-פיזיולוגיים, בהתחשב הקשר האינטימי בין בטון עצבני סימפטי מצב הלב וכלי הדם. כדי לטפל מגבלה זו של הגישות המסורתיות, פיתחנו שיטה חדשה למדידת RSNA בעכברים בהכרה, לנוע בחופשיות. עכברים היו כרוניים שעברו אינסטרומנטציה עם רדיו-telemeters עבור ניטור רציף של לחץ דם וכן קטטר עירוי ורידי צוואר ו אלקטרודה דו-קוטבי שעוצב עבור הקלטה ישירה של RSNA. לאחר תקופת החלמה של 48-72 שעות, שיעור ההישרדות היה 100%, כל העכברים התנהגו כרגיל. בשלב זה הזמן-, תצורתן של RSNA הוקלט בהצלחה ב- 80% של עכברים, עם אותות קיימא רכשה עד 4 ו- 5 ימים לאחר הניתוח 70% ו- 50% של עכברים, בהתאמה. לחץ דם פיזיולוגיים נרשמו בעכברים כל (מ מ כספית 116±2; n = 10). RSNA מוקלטות גדל עם אכילת וטיפוח, כמו ומבוססת בספרות. יתר על כן, RSNA אומתה על ידי המצור ganglionic ו אפנון של לחץ דם עם סוכנים תרופתי. במסמך זה, מתוארת שיטה לניהול ויעילים עבור הקלטה ברורה של RSNA בעכברים בהכרה, לנוע בחופשיות.

מבוא

עניין שימוש בעכברים במספר תחומים של המחקר הביו-רפואי ממשיכה להתרחב עם הפיתוח של אינספור מודלים מהונדס גנטית. ברוב המקרים, ההתקדמות הטכנית לשמור בקצב עם שימוש מוגבר של עכברים בפיזיולוגיה, ויש עכשיו מבחר מרשים של התקנים ולמחקר שפותחה במיוחד עבור מדידת פרמטרים פיזיולוגיים חשובים בעכברים. למרות telemetric מכשירי מדידה של אוטונומי ישיר בטון עצבני בחולדה בהכרה היו זמינים עבור למעלה מעשור, התקנים ולמחקר להערכת פעילות העצבים בעכברים בהכרה אינם כיום זמינים. החוקרים בדרך כלל לעקוף מגבלה זו על-ידי הערכת התרומה של מערכת העצבים האוטונומית עם שיטות עקיפות (דהיינו פלזמה או שתן catecholamines, המצור תרופתי אוטונומי, ניתוח ספקטרלי של דפוסים של דם לחץ/דופק)1.

בעוד גישות אלה מספקים מידע רב ערך, התוצאה היא תמונה גלובלית של הטון הכללית אוטונומי, במקום לחשוף את התרומה דיסקרטית של אוכלוסיות מבודדות של העצבים לתופעה תחת חקירה. לחלופין, הקלטה ישירה של פעילות מתוך עצבים ספציפיים בוצע בעכברים מרדימים, אשר מהווה המון חששות. . זה קשה מאוד לשמור על לחץ הדם יציב בטווח פיזיולוגיים עכבר anesthetized עבור מספר שעות לאחר הניתוח. למעשה, אלו סוגים של ניסויים, לחץ דם לעיתים קרובות בלתי מדווחות או הציג ברמות נמוכות מאוד (קרי 60-80 מ מ כספית לעומת > 100mmHg ב עכבר בהכרה)2. השבריריות של מערכת הלב וכלי הדם באורה של העכבר ומורדמת הכנה לעתים קרובות מונע הערכת משמעותי של הפעילות במערכת העצבים הרצונית, נתן את תלות בין לחץ הדם בטון סימפטי3, 4.

כדי לטפל מגבלה זו, שיטה חדשה עבור הקלטה ישירה של פעילות העצבים הסימפתטית כליות (RSNA) בהכרה, פותחה ערככם עכברים, ללא הפרעה בתוך הכלובים הביתה. הן הגישה הכירורגית ו ניסיוני עבור יישום מוצלח של טכניקה זו מתוארת בפירוט. הכנה זו מאפשרת לחוקר ובו-זמנית להקליט לחץ הדם בעורק ויה radiotelemetry בנוסף RSNA, בעזרת היכולת הוסיף לווריד להחדיר סוכנים עניין מבלי להפריע את העכבר.

עשרים וארבע שעות לאחר הניתוח, עכברים מתנהגים בצורה נורמלית, לא מפגינים סימנים של כאב או מצוקה. הקלטות ניסיוני ואז אולי להתחיל 48 עד 72 שעות לאחר הניתוח בעוד העכבר נח בנוחות בכלוב בבית שלה עם גישה בלתי מוגבלת אוכל ומים, העשרה סביבתית. נקה עקבות RSNA מוצגים, התגובות האופייניות של אוכלוסייה זו חוצפה לתנועות גופניות נורמלי של החיה (כגון אכילה וטיפוח) מודגמות בנוסף אפנון תרופתי בלחץ דם מערכתית. איכות וספציפיות של האות RSNA תאומת רחוק על-ידי המצור ganglionic. כתב יד זה כולל את המשלים אורקולי את תיאור שפורסם בתחילה של טכניקה זו5.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל ההליכים ניסיוני הינם בהתאם מוסדות לאומיים של בריאות המדריך על טיפוח ועל שימוש של חיות מעבדה, אושרו על ידי טיפול בעלי חיים מוסדיים ועל שימוש הוועדה והמרכז הרפואי של אוניברסיטת מיסיסיפי.

1. בעלי חיים ודיור

  1. הבית עכברים (24-35 גר') עם ההגעה במתקן חיות מעבדה מוסדיים.
  2. מציעים עכברים תקן האוכל מכרסמים, מי ברז ad libitum בשלבים השונים של פרוטוקול נסיוני בסביבה מבוקרת טמפרטורה ולחות.

2. אישית פבריקציה נוספת של האלקטרודה RSNA מושתלת

הערה: לבנות האלקטרודה RSNA מושתלת לפחות כמה ימים לפני הליך כירורגי מתוזמנת כדי להכיל את זמן אשפרה, סטריליזציה (יפורט בהמשך).

  1. חותכים שלושה שווים באורכם של פלדת אל-חלד מבודד גדילי מרובים חוט, 250 מ מ (קוטר חוט חשוף 0.0254 מ"מ, 0.14 מ"מ מצופה). להשתמש באזמל להב (רצוי #11) להתפשט כ- 15 מ מ של חומר בידוד ולחשוף את המתכת הבסיסית מקצה אחד של כל האורכים של חוט.
    1. הלחמה יחידה פין זכר מחבר (פליז עם ציפוי זהב) לסוף חשופות רק שני החוטים כדי ליצור הפניות אלקטרודה הפרעה דו קוטבית (איור 1 א'). להשאיר לסוף האורך השלישי של חוט חשוף. זה יפעל כמבצע הקרקע.
    2. להחליק קצר (~2.0 - 2.5 ס מ) פיסת 1.6 מ מ קוטר לכווץ אבובים על פינים מחבר ועל חוט לכסות לגמרי את המפרק מולחם לאחרונה בין המחבר תיל וסיכה.
      הערה: קצה המחבר pin זה להיות פקוק לתוך headstage מגבר חייבת להישאר חשוף.
    3. החזק את החוט מעל אקדח חום עם זוג פלייר קטן או ועוצרי דימום לכווץ את הצנרור רגיש לחום, חשמלית לבודד את הקשר בין המחבר pin את החוט. חזור על המחבר השני חוט של חשבונך.
  2. לחתוך באורך 200 מ מ של צינורות פוליאתילן (PE 90; הקוטר הפנימי 0.86 מ מ, הקוטר החיצוני 1.27 מ מ). לקבץ את החוטים שלוש (שניים מוביל + קרקע חוט), להציג את הקצוות שלא נגעו לתוך צינורות PE 90, להשחיל אותם יחד דרך לקצה הפתוח של הצנרת (איור 1B).
    הערה: ה-90 PE צינורות פונקציות כמו נדן לקבץ ולהגן על האלקטרודה מוביל ולקרקע תיל.
    1. לזהות את החוט הקרקע, מושך אותו מהנרתיק PE 90 קצת יותר רחוק כדי להבדילה ללידים אלקטרודה הפרעה דו קוטבית.

3. בנייה של קצה האלקטרודה

  1. דמיינו את קצות החוטים אלקטרודה לא נגעה עם מיקרוסקופ ויבתר. החוט הקצוות שלושה של האלקטרודה דרך 5 מ מפיסה מוארכת של צינורות פוליאתילן קטנים יותר (PE 10, הקוטר הפנימי 0.28 מ מ, הקוטר החיצוני 0.61 מ"מ) לקשור את החוטים אלקטרודה ביחד.
    1. שרשור פיסת זה צינורות PE 10 אל החוטים אלקטרודה 3 1.5 מ מ. מראש זה אבובים לנוח 2.0 מ מ מן היצירה הראשונית 5 מ מ של PE 10.
    2. שרשור חתיכה 1.5 מ מ השני של צינורות PE 10 אל קצות ללידים אלקטרודה דו קוטבי שני מכסים לבודד את הטיפים ולהפריד ביניהם מן החוט הקרקע (איור 1C).
  2. לקצץ בכל אורך עודפי החוטים עם מספריים.
  3. הדבק יצירות בודדות של צינורות PE 10 לרדיו אלקטרודה עם טיפה קטנה של דבק נוזלי cyanoacrylate נוסחה. הצב מחט מד 25 קהות על קצה הצינור בדבק כדי לשפר שליטה הישפכות.
    1. מקם את מחט בצומת בין PE 10 דוקרני, אז לוותר על טיפה קטנה של דבק והמחש דבק ציפוי הפנימי של הצנרת PE.
    2. לאפשר הדבק לרפא לחלוטין למשך הלילה.

4. בסדר הכנה של קצה האלקטרודה הקלטה

  1. רצועת ציפוי בידוד העצות אלקטרודה הפרעה דו קוטבית, קצה החוט הקרקע עם להב #11 ומהדקים. לא להפריע או לפגום הבסיסית חוטים נטושים מרובים כמו זה ישפיע על איכות האות RSNA.
  2. גריפ האלקטרודה נבנה בין 5.0 מ מ 1.5 מ מ PE 10 עוגנים עם מעוקל מלקחיים ולכופף את החוטים כדי ליצור זווית 90 מעלות (איור 1D).
    הערה: זה תמרון צריכים למקם את ההפניות אלקטרודה דו-קוטבי מעל הכבל הקרקע, במצב אופטימלי על ערש את הצרור עצב.

5. בניית המעמד עגינת

  1. לבנות הדום לייצב את האלקטרודה מוביל באזור השכמה באמצע של העכבר על כיציאה מתוך הגוף על ידי חיתוך חתיכה 3 ס מ של צינורות פוליאתילן (הקוטר הפנימי 2.70 מ מ, קוטר חיצוני מ מ 4.00).
    1. לאחוז את הצנרור עם מלקחיים, להמיס קצה אחד על אקדח חום. לחץ על הקצה מחוממת של אבובים מאונך משטח מתכת קריר ליצירת רכס מעוגל או "flange".
    2. לשרשר את המעמד הזה אל האלקטרודה נבנה, כך והסתיר מצביע לכיוון קצה האלקטרודה.
      הערה: השילוב של PE 90 נדן, הדום יגנו את ההפניות אלקטרודה אוזני פעם מהחיה.

6. עיקור של האלקטרודה מושתלת שהושלמו

  1. חבילת האלקטרודה שהושלמו בנפרד על עיקור תיקים, האוזון לחטא (TSO3) לפני ההשתלה.
    הערה: התייעץ עם מתקן עיקור החולים המקומי לגבי סוג מסוים של עיקור התיק ואת הליך עוד זה שונה בין מוסדות.

7. לקראת ניתוח והרדמה

  1. לנהל נגד כאבים 20 דקות לפני תחילת הניתוח (meloxicam 2 מ"ג/ק"ג, ספורטינג). מקם את העכבר תא אינדוקציה רווי חמצן 100% יש לזה סיווג רפואי. כוונן הגדרות מכשיר אידוי כדי להגדיל את האחוז של איזופלוריין הרדמה, במרווחים של 0.5 עד לרמה של 4%. להעריך את המטוס כירורגי על-ידי הערכת תגובת רפלקס לחץ עדין אצבעות הרגליים או רפידות הרגל של הפורה, בגפיים האחוריות וכן האטה של קצב נשימה.
    1. להעביר את החיה שולחן הניתוחים ולתחזק הרדמה עם 1.5-2% איזופלוריין ויה nosecone ברגע שזה הגיע המטוס כירורגי ומוצגים כבר לא את רפלקס הבוהן-קורט. חזור על התגובה הבוהן-קמצוץ מעת לעת, להעריך את קצב נשימה לאורך כל תהליך כירורגי. להחיל משחה אופטלמולוגיות עיניים למניעת יובש.
    2. לשמור על טמפרטורת גוף נורמלית של החיה בכל עת עם רפידות ג'ל מלא חום איזותרמי, שולחן הניתוחים המתאימים. לאחסן רפידות איזותרמי באמבט מים 37° C, להחליף רפידות לעתים קרובות לפי הצורך במהלך הניתוח כדי לשמור על טמפרטורת הגוף פיזיולוגיים.
    3. ניהול glycopyrrolate (50-70 µg/kg, subcutaneously (ש)) כדי למנוע ייצור יתר של דרכי הנשימה הפרשות מיד עם אינדוקציה של הרדמה. לנהל את המינון של glycopyrrolate בפעם השנייה אל נקודת האמצע של הליך כירורגי (שלב 9.1).
    4. לנהל את כל הניתוחים בתנאים אספטי. ודא שכל כלי ניתוח היה בלוק לפני הניתוח מתוזמנת. לנקות את השדה הכירורגי כמפורט להלן (7.2.1) ולשמור על עקרות לאורך כל ההליך.
      1. לובשים מסיכת פנים, בלוק בידוד חלוק וכפפות חד-פעמיים, סטרילי. לנקות את כל הציוד גדולים כגון מנורה מתכווננת, לנתח שולחן הניתוחים עם אתנול 70% והיקף. מעת לעת במהלך ההליך, להחיל 70% אתנול כפפות כירורגי כדי להבטיח עקרות.
  2. להסיר שיער מן האגף השמאלי של החיה, באזור הצוואר הגחון הגבי האזור midscapular עם קוצץ שיער בעלי חיים קטנים ואחריו קרם depilatory (נוסחת לעור רגיש).
    1. לנקות את העור שני שדות כירורגי אלה עם 3 לסירוגין יישומים של פתרון טיהור כירורגי (10% Povidone יוד) ו-70% אתנול. הכינו את השדה כירורגית עם יישום הסופי של הפתרון ניקוי כירורגי.

8. ניתוח ההשתלה של האלקטרודה RSNA

  1. מיקום העכבר בצד ימין שלה עם תום rostral הצבעה לשמאל של המנתח, לחשוף את האגף השמאלי של החיה. עושים חתך 5 מ מ בעור של האזור midscapular עם איזמל (11).
    הערה: זהו האתר שבו אוזני ללידים אלקטרודה RSNA.
    1. עושים חתך השני (< 20 מ מ) של העור המכסים את האגף השמאלי, בניצב עמוד השדרה ואת 2 מ מ סימטרית כדי קשת הצלעות. המנהרה מחט נירוסטה 13G subcutaneously מן החתך כדי החתך באתר יציאה הגבי.
      הערה: קובץ את קצוות חדים של המחט לעזוב חלקה, ללא חיתוך קצה.
    2. עוברים המחט 13G האלקטרודה RSNA מושתלת סטיריליים (שלבים 2 - 6). . תחזיר את המחט 13G להשאיר את הטיפ אלקטרודה שוכב על שריר הבטן של האגף השמאלי להשאיר קטע ההפניות אלקטרודה שוכב מתחת לעור, ולהשאיר את אורך הנותרים העולה מן החתך הגבי.
  2. מקם את הטיפ אלקטרודה לצד. לעשות חתך בשריר הבטן ישירות שבבסיס החתך בעור שנעשה 8.1.1. הפרד את השומן ורקמות לאורך השריר האחורי באמצעות applicators שקצהו כותנה קטן כדי לחשוף את הכליה השמאלית.
    1. פתח את השדה כירורגית עם מיקרו-רטרקטורים ומשכו את הכליה. לא למתוח את הצרור נוירו-וסקולריים כליות, אשר העצבים כליות נזק בלתי הפיך, למנוע הקלטות של אות RSNA קיימא.
      הערה: יכול להיות מיושן פלדה מיקרו-רטרקטורים מהדק נייר רגיל, באורך של 4-0 משי. ודא שרטרקטורים אלה גם סטריליים עם מכשירי הניתוח על מנת לשמר את הטכניקה aseptic.
  3. דמיינו את הצרור כליות נוירו-וסקולריים בעזרת כוח גבוהה לנתח מיקרוסקופ. לזהות את הצרור עצב כליות, אשר בדרך כלל (אך לא תמיד) פועל לצד עורק הכליות ואת הווריד. לנתח את הצרור העצבים מן הרקמות הסובבות עם מלקחיים בסדר, ישר.
    הערה: הצרור עצב כליות יופיע אטום, עם "כמו חבל" רעיוני מראה ייחודי לעומת כלי הלימפה, אשר מופיעים ברורה.
    1. לתפעל את הצרור עצב מעט ככל האפשר. לא לגעת, למתוח או לאסוף את הצרור עצב בכל עת. לא לא לשבש את כלי הדם בסדר ויישם את האומץ או את צינור הלימפה כליות כי זה לסכן את הכדאיות של העצב ולייצר הלימפה רציפה באגירת נוזלים סביב העצב/האלקטרודה, לעכב או להשמיד לחלוטין את האות העצבי.
    2. עזוב הצרור עצב כליות ללא פגע, אשר יסייעו לשמר את הכדאיות לטווח הארוך של העצב, כמו גם לשמור על קשר יציב בין העצב האלקטרודה (קרי בעצב משרטוטי עלול להחליק ממני אלקטרודות עם הזמן ותנועות גוף טבעי).
  4. להציג את הטיפ אלקטרודה RSNA לתוך הבטן. התאם את מיקומו כך החוט עצה ועל קרקעי אלקטרודה דו-קוטבי ניצבים על הצרור כליות נוירו-וסקולריים. להתאים את המיקום של האלקטרודה כך החוט הקרקע יש קשר טוב עם שבבסיס הרקמות, האלקטרודה לא לדחוס את כלי הדם כליות, להתפשר על כליות זרימת הדם (איור 1D).
  5. הרם את הצרור עצב כליות עם מלקחיים בזווית. להחליק את הטיפ אלקטרודה מתחת העצב, עוזב את העצב במגע ישיר עם שני חוטים.
    1. להחליק חתיכה קטנה של פרפין הסרט בין החוטים עצב/ביפולר החוט (הקרקע) השלישי (איור 1D).
      הערה: להשרות לעקר את הסרט פרפין אתנול 70% במשך 24 שעות ולאחר מכן לשטוף בתוך תמיסת מלח פיזיולוגית סטרילית לפני ההשתלה.
    2. להסיר דם או נוזלים האלקטרודה/העצב עם ספיגה קטן ספירס כמו נוזלים סביב העצב או חוטים אלקטרודה יהיה לעכב או לכבות את האות העצבי.
    3. לבדוק את איכות האות RSNA במהירות במידת הצורך (התקנה המתוארים להלן).
      הערה: זה חייב להתבצע במהירות כמו חשיפה לאוויר יבש העצב ולסכן את יכולת הקיום שלה.
    4. אלסטומר שני סיליקון חלות על יחידת עצב/אלקטרודה, להבטיח כי הבריכות סיליקון מתחת וליד העצב לספק בידוד חשמלי מלא (כלומר לא פשוט טיפה מעל העצב).
      הערה: ודא שהטיפים אלקטרודה הם גם מצופה שהסיליקון. החוט הקרקע צריכה להישאר במגע עם הרקמה הבסיסית, ובכך elastomer אינו צריך בריכה מתחת החוט הזה. המנע ממריחת כמות אלסטומר סיליקון, שלא לצורך גדול כמו זה שעלולים לטרפד את זרימת הדם כליות, או להפוך רופף בתנועות גוף טבעי עם הזמן.
    5. אפשר 1-2 דקות אלסטומר סיליקון לרפא לחלוטין, ואז בזהירות להרים את הקצוות החיצוניים של שהסיליקון "גוש" עם מלקחיים ולהחיל כמות קטנה של דבק כירורגי נוסחה נוזלי.
      הערה: לטפל לא כדי להחיל כמות מוגזמת של דבק הזה, כפי שהוא עשוי לפגום מחזור או להתפשט האומץ לסכן את יכולת הקיום שלה.
  6. סגירת החתך בבטן עם התפרים מקוטע, שנספג (5-0). סגור צמוד העור באופן דומה עם תפר באותו החומר.

9. ההשתלה של לחץ דם Radiotelemeter

  1. למקם מחדש את העכבר על גבו, עם תום rostral מופנות לכיוון המנתח. התאם הרדמה nosecone לפי הצורך. לנהל את. מנה שנייה של glycopyrrolate בשלב זה (ראה 7.1.3).
  2. עושים קו האמצע חתך בעור של אזור הצוואר עם איזמל (#11), החל מתחת לסת תחתונה של החיה והארכת מעל קשת הצלעות. הפרד בין רקמת בלוטות לחשוף את שרירי הצוואר המשמשות כבסיס. לחשוף את עורק תרדמני השמאלי, להפריד בין הרקמות הסובבות.
    הערה: שמור על עצמך שלא יגרמו נזק התועה משום שזה יכול לגרום תמותה מוגברת לאחר ניתוח.
    1. לעבור שלוש חתיכות של 6-0 חומר תפרים משי מתחת העורק. למקם תפר אחד עד rostrally ככל האפשר, תקשור את זה כדי occlude את כלי הקיבול. הצב של מידוויי התפר השני לאורכו של כלי השיט, לקשור באופן רופף. מקם את התפר האחרון הקליפה ככל האפשר, לקשור באופן רופף.
    2. . משכי את התפר rostral ביותר ולאבטח את nosecone עם חתיכה קטנה של משתובב. משכי את התפר סימטרית ביותר עם מלקחיים מיקרו-יתושים כדי להגביל את זרימת הדם בתוך הכלי.
    3. עושים חתך קטן בדופן כלי במספריים אביבי נאה rostrally ככל האפשר. מציגים את הצנתר radiotelemeter העכבר לחץ הדם לתוך כלי הקיבול להתקדם התפר סימטרית.
      1. לקשור את התפר באמצע כדי לייצב את הצנתר באופן זמני, לשחרר את התנצלות סימטרית ולקדם את הקטטר 10 מ"מ. העניבה התפר סביב קטטר לאבטח במקום.
    4. המנהרה מד מרחק לגוף כיס תת עורית לאורך באגף הימני.

10. ההשתלה, כיציאה מתוך הגוף של הקטטר ורידי צוואר

  1. להשתמש applicators שקצהו כותנה קטן כדי לחשוף ומוחלף על נכון. להעביר שתי פיסות חומר תפרים משי 6-0 כלי הקיבול.
    1. הצב בתפר אחד עד rostrally ככל האפשר, עניבה כדי occlude את כלי הקיבול. מקם את התפר השני הקליפה ככל האפשר ומשכו בעדינות כדי לעצור את זרימת הדם בתוך הכלי.
    2. להשתמש במספריים אביבי נאה לעשות חתך קטן בדופן הכלי הכי קרוב התפר rostral ככל האפשר. Catheterize את הווריד עם אבובים נמתח-חום (יתר מ מ 1.02, נמתח יתר 0.64 מ מ), אשר קדם מלא עם תמיסת מלח פיזיולוגית סטרילית.
      הערה: ודא שקצה הצנתר נחתך עם איזמל לייצר שיקוע מעוגלות למניעת כלי מחורר. לקבוע את כמות הנוזלים הקטטר (שטח מת) לעיון (ראה שלבים 14.4-14.6 להלן).
      1. לקדם הקטטר ~ 8 מ מ לווריד. מאובטחים הצנתר על ידי קשירת התפרים משי סביב כלי השיט קטטר, וכן יישום של טיפה קטנה של דבק ג'ל cyanoacrylate נוסחה.
  2. הנח את העכבר בצד שמאל שלו. המנהרה הקטטר תוך ורידי מן הצוואר יציאה ב האזור הגבי midscapular באמצעות מחט נירוסטה 13G.
  3. למקם מחדש את העכבר על גבו. סגור את הצוואר החתך בתפרים מקוטע.
  4. מקם את החיה במצב שכיבה. שרשור כפתור תת-עורי קטן על הצנתר ורידים. אבטח את לחצן מתחת לעור עם תפרים. החוט המעיין מפלדת המתאימים על הצנתר ורידים ואבטח אותו על הלחצן העור כדי להגן על הצנתר.

11. אבטחת אלקטרודה יהיו Exteriorized מוביל

  1. לאבטח הדום פוליאתילן מגן שהאלקטרודה שמוביל השריר שמתחת עם דבק רקמות. תפר צמוד העור מעל-והסתיר לקבלת תמיכה.

12. ההחלמה שלאחר הניתוח

  1. אנטיביוטית חלות על כל החתכים.
  2. מחלקים תרופות להרגעה. מחלקים נוספים מינונים של תרופות להרגעה לפי הצורך במהלך תקופת ההחלמה, אם החיה מראה סימנים של כאב או מצוקה.
  3. הנח את העכבר בכלוב מטבולי מרופדת עם שבב עץ מצעים ומגבת נייר כדי לשחזר. ללא הרף לנטר את החיה, לא להשאיר אותו ללא השגחה עד שהיא תשוב להכרה יכול לשמור על recumbency בחזה ובצלעות. מציגים העשרה סביבתית. ומזון ומים (ad libitum) בשלב זה.
  4. סליל אלקטרודה מוביל מחוץ לכלוב עד הזמן של הניסוי.
  5. הצב את הכלוב מעל משטח חום חם במשך 24 השעות הראשונות של התאוששות. לחבר האביב פלדת אל-חלד, קטטר תוך ורידי מערכת המסתובב/אינפוזיה עבור תקינות של תמיסת מלח פיזיולוגית במהלך תקופת ההחלמה (0.5 מ"ל לשעה).
  6. להבטיח שבעל החיים נשאר ביחידים שוכן בתוך כלוב ייעודי בשל אופיו של הקטטר יהיו exteriorized ומוביל אלקטרודה.

13. ניסיוני ההתקנה עבור ההקלטה לחץ הדם ואת RSNA

  1. לצייד טבלה רטט נגד העליון פלדת אל-חלד עם כלוב פאראדיי פשוטה.
    הערה: ניתן לבנות כלוב פאראדיי הזה עם רשת מסך מסגרת, אלומיניום עץ. חשמלית הקרקע הכלוב טבלה/פאראדיי לחסל כל רעש חשמלי.
  2. מקום מקלט radiotelemetry לחץ דם בתוך הכלוב פאראדיי.
  3. לחבר את המקלט radiotelemetry המתאם פלט לחץ המשויך. לחבר מתאם זה מערכת רכישת נתונים ללחץ דם רשומה באינטרנט.
  4. הלחמה שני מחברים pin נקבה כי הם ללא תשלום למחברים פין זכר אלקטרודה (פליז עם ציפוי זהב) בקצוות של PVC ששויך, חדרנו ומבודדים כבל. הלחמה את קצוות נגדיים של הכבלים לזווג את אטמי בננה. להתחבר השתלים בננה headstage preamplification (הגברה X 10).
  5. להתחבר זה מגבר קדם מגבר דיפרנציאלי. להתאים את ההגדרות כדי להגביר את האות העצבי x10, 000. התאמת הגדרות המסנן כדלקמן: מחשוף, 100 הרץ; גבוהה לחתוך, 1000 הרץ.
  6. למקם את הכלוב הביתה המכילה את העכבר אל המקלט radiotelemetry ממוקם בתוך כלוב פאראדיי 48 עד 72 שעות לאחר הניתוח. הפעל את המכשיר radiotelemetry להקליט אותות לחץ דם.
    הערה: הסתגלות העכבר על-ידי הצבת את הכלוב הביתה בכיוונון במהלך שבוע אחד לפני הניתוח הוא אופטימלי.
  7. Uncoil את ההפניות אלקטרודה, חבר את מחברי ה-pin של האלקטרודה דו-קוטבי למחברים המתאימים pin נקבה שתוארו לעיל (13.4) כדי להתחיל בהקלטת RSNA.
  8. להציג, ובו-זמנית להקליט אותות לחץ דם באינטרנט במחשב, תוך החדרת תמיסת מלח פיזיולוגית או פתרון מעניין. נתוני הרשומה בשיעור מזערי של 2500 דגימות לשניה.

14. לטעום נסיוני ובדיקת RSNA אות

  1. ודא עכברים הינם נוחים בכלוב שלהם הביתה, ערככם עם גישה חופשית מזון ומים. בצע את הנחיות טיפול בבעלי חיים מוסדיים אימות נורמלי המראה וההתנהגות.
  2. בית העכברים אותה טמפרטורה ובחדר לחות הנשלט אשר RSNA הקלטה יתקיים. ודא עירוי תוך ורידי ממשיך כמתואר לעיל.
  3. אפשר לפחות 30 דקות של ייצוב ברגע החיה ממוקם בכיוונון הקלטה שתוארו לעיל לפני הקלטת שעה אחת של לחץ דם בסיסית ונתונים RSNA. ודא שהחיה נחה בשקט במהלך ההקלטה מאז התנועה הטבעית קשורה עם עלייה בטון סימפטי. הערה כאשר החיה עוברת ישירות על המעקב דיגיטלי במהלך ההקלטה אז זה יכול להיות התעלמו במהלך ניתוח.
  4. מבחן התגובה baroreflex מאת הראשון לאט הזרקת סם חמצן (2.5 µg/g של משקל הגוף באמצעי אחסון של 25 µL של תמיסת מלח) לתוך קו אינפוזיה. לאט לאט אשטוף את תמיסת מלח פיזיולוגית ~ 50 µL ודא שטח מת קטטר נוקתה. לחץ דם הרשומה, RSNA במשך 2-5 דקות.
  5. לאט לאט להחדיר סיילין phenylephrine (20 µg/g של משקל הגוף ב 25 µL של תמיסת מלח). לשטוף עם תמיסת מלח פיזיולוגית ~ 50 µL. ודא שטח מת קטטר נוקתה. לחץ דם הרשומה, RSNA עבור 10-15 דקות נוספות.
  6. ודא הטבע postganglionic של האות העצבי בהזרקת לאט החוסם ganglionic, hexamethonium (50 µg/g משקל הגוף בתוך תמיסת מלח µL 25) לתוך הקו עירוי סיילין. לשטוף עם מי מלח µL ~ 50. ודא שטח מת קטטר נוקתה. המשך הקלטה למשך מספר דקות.
  7. השתמש הפעילות שיורית שנשאר אחרי hexamethonium ניהול כמו הערכת רעש רקע לשימוש בהניתוח של RSNA (יפורט בהמשך).
  8. המתת חסד את העכבר עם מנת יתר של איזופלוריין (stepwise המינון במרווחים של עד 0.5 5%) ולהמשיך מהקלטה RSNA 30 דקות נוספות. הערה: האות הנותרים עשוי לשמש גם הערכה של רעש רקע לניתוח של RSNA.

15. ניתוח נתונים

  1. שימוש תוכנה רכישת נתונים, לנתח לחץ דם raw ועקבות RSNA.
    1. דיגיטלית משלבים ולתקן מלא-גל המעקב RSNA raw באמצעות תוכנה זו. בחר "מוחלט אינטגרלית עבור הגדרות נפרד; חלה דעיכה קבוע הזמן של 0.1 שניות6.
    2. לנתח את האות RSNA משולב (מוצג ביחידות של µV·s) עבור כל אחד מהמקטעים של פרוטוקול נסיוני. להתעלם מקטעים של ההקלטה החיה קרה לעבור דירה. לקחת לפחות 3 מידות עבור הבסיס לבין חלקים ניסיוני של הניסוי, בהתאמה.
    3. לנתח RSNA באותה רמת לחץ הדם המינימלי והמקסימלי מושגת חמצן או phenylephrine, בהתאמה כדי להעריך baroreflex רגישות.
    4. ממוצע של מדידות נלקח מעל כל חלק של פרוטוקול נסיוני להניב ערך יחיד.
    5. לכמת את התגובה RSNA על-ידי חישוב השינוי באחוזים של RSNA מקו, אשר מיועד ב 100%7. ניתוח סטטיסטי מלאה לפי הצורך.
      הערה: בדוגמה זו, ניתוח סטטיסטי של תגובת RSNA חמצן, phenylephrine הושלמה, למבחן t של סטודנט; משמעות התקבלה עם P ערכים < 0.05.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

בעקבות פרוטוקול המתואר, שיעור ההישרדות היה 100% - כל העכברים שעברו אינסטרומנטציה במחקר זה שרד. והחרמתי גם בעקבות הליך כירורגי. תוך 24 שעות הכנה כירורגי, עכברים כל התנהגה בדרך כלל, מפגין מסעדות טיפוסי, טיפוח והתנהגויות גישוש. חיות לא הראה שום סימן של כאב או מצוקה בשלב זה. 48 שעות לאחר הניתוח, אות RSNA לאימות וברור הוקלט ב-10 מתוך העכברים 12. האות הזה נשמר ב עכברים אלה 72 שעות לאחר הניתוח, אולם RSNA האמיתי אות הוקלט ב 7 (70%) של עכברים ביום 4, רק 5 עכברים (50%) על ידי יום 5 לאחר הניתוח. עכב...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

בזאת יש המתוארים, הפגינו ואנו אימות שיטה להערכה יישוב של RSNA בעכברים בהכרה, חינם לזוז לנוח בנוחות בכלובים שלהם הביתה. בעקבות ניתוח ההשתלה של radiotelemeter של לחץ הדם בעורק, קטטר שכנה של עירוי תוך ורידי אישית מעוצבת דו-קוטבי RSNA אלקטרודה עכברים התאושש מהניתוח, נותרו ללא הפרעה במשך 48 עד 72 שעות. עכברים נותרה בנוחות שיוחסו בכלוב בבית שלהם כל הזמן (כולל תקופות ניסיוני) עם גישה בלתי מוגבלת אוכל ומים, העשרה סביבתית. כל מניפולציה ניסויית שהתפתח על ידי החוקר היה מרוחק, לא disquiet את בעלי החיים. לגבי איכות ו פרשנות של האות R...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים אין לחשוף.

תודות

S.M.H. נתמך על ידי דוקטורנטים מן המוסדות הקנדי לבריאות מחקר (CIHR), הלב & קו הבסיס של קנדה (HSFC), פתרונות בריאות מחדשת של אלברטה (AiHS); J.E.H. נתמך על ידי מענק הלאומי ללב, ריאות, דם מכון PO1HL-51971....

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
נירוסטה מצופה טפלון חוט מרובה גדועיםA-M Systems793200בקוטר 0.001 אינץ' חשוף; קוטר 0.0055 אינץ' מצופה
#11 להב אזמלפישר ALMM9011
הלחמה והלחמהכל יצרן או דגם מתאים
מחברי פינים מיניאטוריים זכרA-M Systems520200פליז עם ציפוי זהב
מחברי פינים מיניאטוריים נקבהA-M Systems520100פליז עם ציפוי זהב
צינורות כיווץ חוםרדיוShack דגם #: 278-1610 |  קטלוג #: צינורות 2781610בקוטר 1.6 מ"מ
פוליאתילן 90 (PE90) VWRCA-63018-703קוטר פנימי 0.86 מ"מ; קוטר חיצוני 1.27 מ"מ
מיקרוסקופ חיתוךLeica MicrosystemsLeica M80כל יצרן או דגם מתאים גם
צינורות פוליאתילן 10 (PE10)Braintree ScientificPE10  קוטר פנימי של 50 FT0.28 מ"מ; קוטר חיצוני של 0.61 מ"מ
Super Glue LiquidLoctiten/aLiquid Formula; כל מותג
מתאים למותג Super Glue GelLoctiten/aGel Formula; כל מותג מתאים
צינורות פוליאתילןCommoditiesBB31695-PE/13עבור הדום קוטר פנימי 2.7 מ"מ; קוטר
חיצוני 4.0 מ"משירותי עיקור בבתי חולים חבילות עיקור אוזוןצור קשר עם שירותי עיקור בבתי חולים מקומיים
אמבט מים C; שולחן כירורגי מתאים חיוני
גליקופירולטAmdipharm Mercury Company Limitedn/a
מערכת אידוי איזופלורן ומד זרימהBraintree ScientificVP Iכולל אספקת חמצן בדרגה
רפואית מספריים לרקמותכלי מדע עדינים14173-12
מספריים קפיציםעדינים כלי מדע עדינים15006-09
אפליקטורים קטנים עם קצה כותנהפישר סיינטיפיק23400100
מלקחיים ישרים עדיניםכלי מדע עדינים11254-20#5, FST מאת Dumont Biologie
מלקחיים זוויתייםמדעיים עדינים11251-35#5/45 FST מאת Dumont
חניתות סופגותקטנות כלי מדע עדינים18105-03
ParafilmSigma AldrichBR701605  ALDRICH
Kwik-Sil 2 רכיבים מכשירידיוק עולמיים פולימרי סיליקון (WPI)KWIK-SILרכוש טיפים מיוחדים נוספים מ- WPI
5-0 Polysorb SutureTyco Healthcaren/a
6-0 תפר משיBraintree ScientificSUT-S  104מותג Deknatel,
סליל רדיוטלמטריה בדיקה מדעיהנתונים הבינלאומי (DSI)TA11-PAC10
מקלט רדיוטלמטריהמדעי הנתונים הבינלאומי (DSI)PhysioTel RPC-1
ייחוס לחץסביבתי מדעי הנתונים הבינלאומי (DSI)Apr-01
מתאם פלט לחץמדעי הנתונים הבינלאומי (DSI)R11CPA
צינורות דופק רנהBraintree ScientificRPT-040
עירוי מסתובבInstech Solomon375/D/22
זרוע תמיכה מסתובבת & הראינסטק סולומוןSMCLA
כפתור פוליסולפון Instech SolomonLW62S/6
קפיץ נירוסטהInstech SolomonPS62
Vetbond דבק כירורגי3Mn/a
משחה אנטיביוטית משולשתFougeran/a
PowerLab 8 ערוצים מערכת רכישת נתונים & תוכנהADIstrumentsPowerLab 8/35
כבל מבודד PVCכבל חיבור אודיו בלדן PVC 32 AWG
קדם הגברה Headstageתאגיד דגןדגם 4002
מגבר דיפרנציאליתאגיד דגןEX4-400
נתרן ניטרופרוסידסיגמא אולדריץ'71778-25G
פנילפריןסיגמא אולדריץ'P6126-5G
סטרילי פיזיולוגי מלח 0.9% NaClבקטון דיקינסוןצור קשר עם ספק בית החולים
המקומי hexamethoniumSigma AldrichH0879-5G
נירוסטה עליון נגד רעידות שולחן n/an/aמעוצב בהתאמה אישית בבית; צלחת פלדה מוצקה על ספסל מתאימה גם
לכלוב פאראדייn/an/aתוכנן ונבנה בהתאמה אישית בבית
גוזם שיער בעלי חיים קטניםn/an/aבית מרקחת, גוזם זקן לגברים מתאים
קרם דיפילטוריn/an/aמותג Veet, פורמולה לעור רגיש
10% פובידון יודמוצרי PurdueBetadiene
70% אתנולn/an/a
מיקרו-מחזירי פלדהn/an/aמיוצר בבית. כופפו מהדק נייר מפלדה & לולאה 4-0 משי ליצירת מפסק
HemostatsFine Science Tools13011-12
אקדח חוםפישר סיינטיפיק09-201-27
Scientific הרדמה איזופלורן Abbott 05260-05 רפידות חום איזותרמיות Deltaphase ושולחן כירורגי Braintree Scientific 39OP שמור על רפידות חום חמות ב-37° כלים

מקורות

  1. Young, C. N., Davisson, R. L. In vivo assessment of neurocardiovascular regulation in the mouse: principles, progress, and prospects. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (3), H654-H662 (2011).
  2. Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
  3. Charkoudian, N., Wallin, B. G. Sympathetic neural activity to the cardiovascular system: integrator of systemic physiology and interindividual characteristics. Compr Physiol. 4 (2), 825-850 (2014).
  4. Guyenet, P. G. The sympathetic control of blood pressure. Nat Rev Neurosci. 7 (5), 335-346 (2006).
  5. Hamza, S. M., Hall, J. E. Direct recording of renal sympathetic nerve activity in unrestrained, conscious mice. Hypertension. 60 (3), 856-864 (2012).
  6. DeBeck, L. D., Petersen, S. R., Jones, K. E., Stickland, M. K. Heart rate variability and muscle sympathetic nerve activity response to acute stress: the effect of breathing. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), R80-R91 (2010).
  7. Krowicki, Z. K., Kapusta, D. R. Microinjection of glycine into the hypothalamic paraventricular nucleus produces diuresis, natriuresis, and inhibition of central sympathetic outflow. J Pharmacol Exp Ther. 337 (1), 247-255 (2011).
  8. do Carmo, J. M., et al. Control of blood pressure, appetite, and glucose by leptin in mice lacking leptin receptors in proopiomelanocortin neurons. Hypertension. 57 (5), 918-926 (2011).
  9. Brockway, B. P., Mills, P. A., Azar, S. H. A new method for continuous chronic measurement and recording of blood pressure, heart rate and activity in the rat via radio-telemetry. Clin Exp Hypertens A. 13 (5), 885-895 (1991).
  10. Tallam, L. S., Silva, da, A, A., Hall, J. E. Melanocortin-4 receptor mediates chronic cardiovascular and metabolic actions of leptin. Hypertension. 48 (1), 58-64 (2006).
  11. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J Pharmacol Toxicol Methods. 44 (2), 361-373 (2000).
  12. Zvara, P., et al. A non-anesthetized mouse model for recording sensory urinary bladder activity. Front Neurol. 1, 127(2010).
  13. Hagan, K. P., Bell, L. B., Mittelstadt, S. W., Clifford, P. S. Effect of dynamic exercise on renal sympathetic nerve activity in conscious rabbits. J Appl Physiol. 74 (5), 2099-2104 (1985).
  14. Matsukawa, K., Ninomiya, I. Changes in renal sympathetic nerve activity, heart rate and arterial blood pressure associated with eating in cats. J Physiol. 390, 229-242 (1987).
  15. Stocker, S. D., Muntzel, M. S. Recording sympathetic nerve activity chronically in rats: surgery techniques, assessment of nerve activity, and quantification. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 305 (10), 6(2013).
  16. Burke, S. L., Lambert, E., Head, G. A. New approaches to quantifying sympathetic nerve activity. Curr Hypertens Rep. 13 (3), 249-257 (2011).
  17. Smith, F. G. Techniques for recording renal sympathetic nerve activity in awake, freely moving animals. Methods. 30 (2), 122-126 (2003).
  18. Miki, K., Kosho, A., Hayashida, Y. Method for continuous measurements of renal sympathetic nerve activity and cardiovascular function during exercise in rats. Exp Physiol. 87 (1), 33-39 (2002).
  19. Yoshimoto, M., Miki, K. Measurement of renal sympathetic nerve activity in freely moving mice. J Physiol. 560, (2004).
  20. Yoshimoto, M., Miki, K., Fink, G. D., King, A., Osborn, J. W. Chronic angiotensin II infusion causes differential responses in regional sympathetic nerve activity in rats. Hypertension. 55 (3), 644-651 (2010).
  21. Salman, I. M., Sarma Kandukuri,, Harrison, D., L, J., Hildreth, C. M., Phillips, J. K. Direct conscious telemetry recordings demonstrate increased renal sympathetic nerve activity in rats with chronic kidney disease. Front Physiol. 6, 218(2015).
  22. Morgan, D. A., Despas, F., Rahmouni, K. Effects of leptin on sympathetic nerve activity in conscious mice. Physiol Rep. 3 (9), (2015).
  23. Alfie, M. E., Sigmon, D. H., Pomposiello, S. I., Carretero, O. A. Effect of high salt intake in mutant mice lacking bradykinin-B2 receptors. Hypertension. 29 (1 Pt 2), 483-487 (1997).
  24. Dietz, J. R., Landon, C. S., Nazian, S. J., Vesely, D. L., Gower, W. R. Effects of cardiac hormones on arterial pressure and sodium excretion in NPRA knockout mice. Exp Biol Med (Maywood). 229 (8), 813-818 (2004).
  25. Zhang, W., et al. Cyclosporine A-induced hypertension involves synapsin in renal sensory nerve endings. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (17), 9765-9770 (2000).
  26. Szczesny, G., Veihelmann, A., Massberg, S., Nolte, D., Messmer, K. Long-term anaesthesia using inhalatory isoflurane in different strains of mice-the haemodynamic effects. Lab Anim. 38 (1), 64-69 (2004).
  27. Tank, J., et al. Sympathetic nerve traffic and circulating norepinephrine levels in RGS2-deficient mice. Auton Neurosci. 136 (1-2), 52-57 (2007).
  28. Schwarte, L. A., Zuurbier, C. J., Ince, C. Mechanical ventilation of mice. Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).
  29. Zuurbier, C. J., Emons, V. M., Ince, C. Hemodynamics of anesthetized ventilated mouse models: aspects of anesthetics, fluid support, and strain. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2099-H2105 (2002).
  30. Farnham, M. M., O'Connor, E. T., Wilson, R. J., Pilowsky, P. M. Surgical preparation of mice for recording cardiorespiratory parameters in vivo. J Neurosci Methods. 248, 41-45 (2015).
  31. Cuellar, J. M., Antognini, J. F., Carstens, E. An in vivo method for recording single unit activity in lumbar spinal cord in mice anesthetized with a volatile anesthetic. Brain Res Brain Res Protoc. 13 (2), 126-134 (2004).
  32. Carruba, M. O., Bondiolotti, G., Picotti, G. B., Catteruccia, N., Da Prada, M. Effects of diethyl ether, halothane, ketamine and urethane on sympathetic activity in the rat. Eur J Pharmacol. 134 (1), 15-24 (1987).
  33. Wang, G. F., Mao, X. J., Chen, Z. J. Urethane suppresses renal sympathetic nerve activity in Wistar rats. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 18 (10), 1454-1457 (2014).
  34. Xu, H., et al. Effects of induced hypothermia on renal sympathetic nerve activity and baroreceptor reflex in urethane-anesthetized rabbits. Crit Care Med. 28 (12), 3854-3860 (2000).
  35. Shimokawa, A., Kunitake, T., Takasaki, M., Kannan, H. Differential effects of anesthetics on sympathetic nerve activity and arterial baroreceptor reflex in chronically instrumented rats. J Auton Nerv Syst. 72 (1), 46-54 (1998).
  36. Janssen, B. J., Smits, J. F. Autonomic control of blood pressure in mice: basic physiology and effects of genetic modification. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 282 (6), R1545-R1564 (2002).
  37. Nunn, N., Feetham, C. H., Martin, J., Barrett-Jolley, R., Plagge, A. Elevated blood pressure, heart rate and body temperature in mice lacking the XLalphas protein of the Gnas locus is due to increased sympathetic tone. Exp Physiol. 98 (10), 1432-1445 (2013).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

בגישה חדשנית עבור הקלטה בו זמנית של פעילות העצבים הסימפתטית כליות, לחץ דם עם עירוי תוך ורידי, בהכרה, עכברים ערככם.
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.