הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

זברה

11.2K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/55507

⸱

18 באפריל 2017

 ,  , 
1Department of Physiology and Biophysics, University of Colorado Anschutz Medical Campus (UCAMC), 2Neuroscience Graduate Program, University of Colorado Anschutz Medical Campus (UCAMC)

במאמר זה

סיכום

כתב יד זה מתאר שיטות הקלטות אלקטרו מן הנוירונים השדרה של עוברי דג הזברה הזחלים. הכנת שומרת נוירונים באתרו ולעיתים קרובות כרוך דיסקציה מינימום. שיטות אלה מאפשרות לחקר אלקטרו מגוון של נוירונים שדרה, מרכישת רגישויות חשמל הראשונית דרך שלבי זחל מוקדם.

תקציר

הזברה, הוצג לראשונה כדגם התפתחותית, זכו לפופולריות בתחומים רבים אחרים. ההקלות של גידול במספר גדול של אורגניזמים המתפתח במהירות, בשילוב עם הבהירות האופטית העוברית, שמשו תכונות משכנעות ראשוניות של הדגם הזה. במהלך שני העשורים האחרונים, את ההצלחה של המודל הזה כבר מונע יותר על ידי המוכנות שלה למסכי mutagenesis בקנה מידה גדולה ועל ידי הקלות של transgenesis. לאחרונה, גישות לעריכת הגן הרחיבו את כוחו של המודל.

עבור מחקרים נוירו-התפתחותיות, עובר זחל דג הזברה לספק מודל שאליו מספר שיטות ניתן ליישם. כאן, אנו מתמקדים שיטות המאפשרות חקר נכס מהותי של נוירונים, רגישות חשמלית. ההכנה שלנו לחקר אלקטרו של נוירונים שדרת דג זברה כרוכה בשימוש דבק תפר וטרינר כדי לאבטח את ההכנה כדי בתא הקלטה. שיטות חלופיות עבור הקלטהמעובר ואת זחלי דג זברה לערב את הקובץ המצורף של ההכנה לתא באמצעות סיכת טונגסטן בסדר 1, 2, 3, 4, 5. סיכת טונגסטן משמשת לרוב כדי להרכיב את ההכנה בכיוון לרוחב, אם כי זה כבר נעשה שימוש כדי לעלות בצד הגבי זחלים עד 4. דבק התפר שמש הר עובר וזחלי הנטיות הן. באמצעות דבק, לנתיחה מינימלי יכול להתבצע, מה שמאפשר גישה הנוירונים השדרה ללא שימוש טיפול אנזימטי, ובכך למנוע כל נזק כתוצאה. עם זאת, עבור הזחלים, יש צורך להחיל טיפול אנזים קצר כדי להסיר את רקמת השריר המקיף את חוט השדרה. השיטות שתוארו כאן שימשו ללמוד את התכונות החשמליות הפנימי של הנוירונים המוטוריים, interneurons, ואת עצב סנסורי בכמה developmentÃl טיולי 6, 7, 8, 9.

מבוא

ג'ורג Streisinger חלוץ בשימוש Danio rerio, הידוע בכינויו דג הזברה, כמערכת מודל לניתוח גנטי של התפתחות החולייתנים 10. המודל מציע מספר יתרונות ובהם: (1) יחסית גידול בעלי חיים פשוט וזול; (2) הפריה חוץ, המאפשר גישה קלה עוברים מן שלבי ההתפתחות המוקדמים; ו (3) העובר שקוף, המאפשר תצפיות ישירות חוזרות ונשנות של תאים, רקמות, ואיברים כפי שהם יוצרים.

במשך העשורים שלאחר מכן, מספר התקדמויות נוספות הגדילו את כוחו של המודל דג הזברה. בפרט, מסכי גנטי קדימה מאמצים רצף שלם-בגנום מילאו תפקידי מפתח לזיהוי מוטציות בגנים קריטי לתהליכים התפתחותיים רבים 11, 12, 13, 14,"> 15, 16. שיטות שיבוט Gateway אפשרו היישום השיגרתי של מהונדס מתקרב 17, 18. התקדמות העריכה בגנום, שהודגמה על ידי מפעיל דמוי שעתוק (TALENs) ומתקבצות בקביעות interspaced חזרות palindromic קצרות (קריספר) -Cas9 nucleases, לאפשר את כניסתה של מוטציות הממוקדות, וכן נוק-אאוט ולהפיל-בגישות 19, 20, 21, 22. משולבים, שיטות אלה להפוך דג זברה כמודל עצמה לחקר המנגנונים הגנטיים הבסיסיים התנהגויות מסוימות ומחלות אנושיות מספר 23, 24, 25, 26, 27.

עבודה זו מתמקדת בפיתוחתקנה נפשית ואת התפקיד של פעילות חשמלית התפתחות עצבית. הדגש הוא על חוט השדרה, עבורו מודל דג הזברה מספק מספר יתרונות. ראשית, קל יחסית לגשת דג זברה בשלבים עובריים זחל; לפיכך, אפשר ללמוד לתפקד חוט שדרה במהלך שלבי התפתחות שיש פחות תאי עצב ומעגלים פשוטים 28, 29. יתר על כן, בחוט שדרת דג הזברה יש קבוצה מגוונת של נוירונים, בדומה חוליות אחרות, כפי שהוכח על ידי תבניות אופייניות ו היכר של שעתוק גורמי 30, 31, 32, 33, 34, 35.

רוב המחקרים דג הזברה שמטרתם לחשוף את המנגנונים העומדים בבסיס פונקציה של מעגלים בחוט השדרה, במיוחדאלה שתומכים תנועה, ממוקדים באופן מובן על שלבי הזחל 36, 37, 38, 39, 40, 41, 42, 43. עם זאת, רבים של נוירונים היוצרים את רשתות קטר השדרה ליזום בידול שלהם בשלבים עובריים מוקדמים, ~ 9-10 שעות לאחר ההפריה (hpf) 44, 45, 46, 47, 48, 49, 50, 51. לאור זאת, ההבנה כיצד המאפיינים המורפולוגיים וחשמליים של נוירונים שדרה להתעורר ולהשתנות בין השלבים העובריים זחל חשוב עבור overaהבנת ll של היווצרות מעגל תנועה ותפקוד.

שיטות לנתיחה המתוארת כאן לאפשר הצמד תיקון הקלטות מתא עצב השדרה יושמו בהצלחה בשלבים עובריים (~ 17-48 hpf) ואת שלבי הזחל (~ הפריה 3-7 ימים שלאחר [DPF]). גישה זו מגבילה את כמות דיסקציה נדרש לספק גישה נוירונים של עניין. הפרוטוקול שונה ממרבית השיטות שפורסמו אחרים להקלטה מתא עצב שדרת דג זברה כי דבק תפר הווטרינר משמש, ולא סיכת טונגסטן בסדר, לצרף את העובר או זחל לתא ההקלטה. הזמינות של שתי גישות שונות (כלומר, דבק תפר מול סיכת טונגסטן) להרכבת עוברי דג הזברה או זחלים לניתוח אלקטרו מספקת לחוקרים עם אפשרויות חלופיות כדי להשיג מטרות הניסוי הספציפיות שלהם.

ראשית, נהלים לגישה והקלטה של ​​פופ ulation של עצב סנסורי עיקרי, תאי Rohon-בירד, מתוארים. גופי התא של הנוירונים האלה נמצאים בתוך חוט השדרה הגבי. תאי Rohon-בירד קיימים מינים בעלי חוליות רבים, להבדיל מוקדם בהתפתחות, והם עומדים ביסוד בתגובה למגע העוברי 6, 44, 47, 48.

שנית, נהלים לגישה והקלטה מן הנוירונים המוטוריים השדרה מפורטים. הנוירונים מוטורי שדרת זברה להתעורר במהלך שני גלים של נוירוגנסיס. הנוירונים המוטוריים העיקריים מוקדם היליד להתעורר בסוף gastrulation (~ 9-16 hpf), עם רק 3-4 הנוירונים מוטוריים העיקרי כיום לכל hemisegment 45, 46, 49. לעומת זאת, האוכלוסייה מאוחר היליד של הנוירונים מוטוריים משניים היא יותר רבה מתעוררת במהלך תקופה ממושכת, החל מהשעה ~ 14 hpfEF "> 45, 50. בראשית משניים הנוירון המוטורי בפלחי-הגזע באמצע תושלם ברובה על ידי 51 hpf 50. הנוירונים המוטוריים משניים נחשבים המקבילה של הנוירונים המוטוריים ב אמניוטים 46. מעניין, נוירונים supraspinal, באמצעות דופמין, לווסת תנועה הזחל וג'נסיס הנוירון המוטורי משנית בעובר ו זחל צעיר 50, 51. הנוירונים המוטוריים יסודי ותיכון אחד המרכיבים תת שונים. כל הפרויקטים תת הנוירון המוטורי העיקרי האקסון היקפי כי innervates קבוצת שרירים אופיינית, וכתוצאה מכך סטריאוטיפי, זיהוי מסלול אקסונלית. באופן כללי, הנוירונים מוטוריים משני לעקוב אחר מסלולי אקסונלית הוקמו בעבר על ידי נוירונים מנוע עיקריים. לפיכך, בהתייחס מסלולי אקסונלית, הנוירונים מוטוריים יסודיים ותיכון דומים, למעט כי עובי אקסונים ו somata בגודלמחדש יותר עבור הנוירונים מוטוריים עיקריים 45.

שלישית, שיטות הקלטה מכמה סוגים של interneurons נדונות. עם זאת, במקרים אלה, כמות מוגבלת של הסרת תאים בחוט השדרה אחרים נדרשת, ובכך חוט השדרה הוא פחות שלם יותר להקלטות מתאי Rohon-בירד או הנוירונים המוטוריים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

הנהלים כל חיה אושרו על ידי ועדת טיפול בבעלי חיים מוסדיים השתמש (IACUC; משרד משאבי בחיות מעבדה, אוניברסיטת קולורדו אנשוץ קמפוס רפואי).

1. בעלי הזברה

  1. להעלות ולשמור דג הזברה מבוגר (Danio rerio) ב 28.5 ° C על מחזור אור h 10 h כהה / 14 ועם טיפול במים המתאים וחילופי 52.
  2. רם עובר / זחלי דג זברה ב 28.5 מעלות צלזיוס בינוניות העובר עד שהם מגיעים לשלב הרצוי (למשל, 2 DPF).

2. הכנת חומרי Dissection

  1. מתקן דבק לנתיחת דג זברה
    הערה: פרוטוקול זה כרוך בשימוש דבק וטרינר תפר לצרף ההכנה לתא ההקלטה. שימוש מוצלח של דבק התפר דורש היישום של כמויות קטנות של דבק באופן מבוקר. הדבק מתחיל להתקשות בהקדם זהנתקל בסביבה מימית. לכן, לצייר את הדבק לתוך micropipette ולספק כמויות קטנות באמצעות "מתקן דבק" תוצרת בית מאפשר הפעלת לחץ שלילי או חיובי על ידי פה. החלק המרכזי של המתקן הדבק הוא נשא זכוכית, חתיכת הכלול בתוך החבילה המכילה את נימי זכוכית דק קיר בורוסיליקט (איור 1A). בקצה האחד, השחלת מחובר באמצעות חתיכת צינור גמיש כדי שופר, ואילו הקצה השני מחזיק micropipette זכוכית (איור 1).
    1. הסר את הנורה השחורה מן נשא כוס אחת ולהחליף אותו עם מתאם הגומי הלבן נושא כוס נוספת (האיור 1B ו 1C).
      הערה: זה משעמם זכוכית כפולה כתרים המתאם מאפשר חיבור micropipette זכוכית בצד אחד, בקצה השני, כדי חתיכת צינור גמיש דרך ראויה פוליפרופילן קטן, ישר (איור 1B, הבלעה).
    2. חותכים חתיכה של צינור גמיש באורך של ~ 38 ס"מ. צרף לשופר (למשל, טיפ micropipette צהוב 200 μL) עד הסוף של צינורות גמישים שאינם מחוברים נשא זכוכית.
      הערה: חתיכת הצינור צריכה להיות ארוכה מספיק כדי לאפשר מניפולציה של micropipette הזכוכית תחת בהיקף לנתח בעוד קצה micropipette הצהוב הוא בפה (האיור 1D).

figure-protocol-1
איור 1: מתקן דבק. (AC) כוס נישאת מתחבר צינור גמיש בקצה אחד ואת micropipette הזכוכית בקצה השני. מתאמי הגומי לאפשר התקשרות באמצעות התאמת פוליפרופילן קטנה (B, הבלעה) אל הצינורות, בסופו של דבר, כדי micropipette כוס בקצה השני. (ד) מנפק הדבק הסופי יש שופר (למשל, עשוי יציקהקצה פיפטה טיקים) בקצה אחד של הצינור נשא הזכוכית עם micropipette המצורפת (ראש החץ האחר).

  1. Dissection / תא ההקלטה
    הערה: תא דיסקציה משמש גם חדר ההקלטה אלקטרופיזיולוגיה. התא נוצר על זכוכית שקופית באמצעות חתיכות חתוכות מראש של אלסטומר סיליקון נרפא (איור 2 א).
    1. כדי להכין את אלסטומר סיליקון, להוסיף את הבסיס ואת סוכן ריפוי צינור חרוטי פלסטיק בכל 4: יחס 1, בהתאמה.
    2. מערבב את בסיס אלסטומר ואת סוכן הריפוי יסודי ושופך את התערובת לשתי 100 מ"מ צלחות פטרי. יוצקים את אלסטומר לעובי של <1 מ"מ צלחת אחת פטרי ו ~ 2.5 מ"מ בשנייה.
    3. אפשר אלסטומר סיליקון לרפא באמצעות חשיפה לאוויר עבור ~ 4-5 ימים. אם אלסטומר נרפא נדרש במוקדם, דגירה אותו ב 60 מעלות צלזיוס.
    4. חותכים חתיכות של אלסטומר סיליקון לרפא את הגדלים הבאים:
      1. מתוך ~ 1 מ"מ-thick נרפא אלסטומר, לגזור מלבן ס"מ ~ 3.8 x 6.3; ביצירה זו משמשת בתחתית (האיור 2 א) הקאמרי. מתוך סיליקון ~ 2.5 מ"מ בעובי נרפא, לחתוך מלבן ~ 3.8 x 6.3 ס"מ. מהמלבן האחרון, לגזור מלבן פנימי ~ 2.5 x 5 ס"מ; המסגרת והתוצאה משמשת בראש (האיור 2 א) הקאמרי.
    5. כדי להפוך את הנתיחה / תא ההקלטה, למקם את המלבן סיליקון דק ישירות על גבי שקופית זכוכית (5 x 7.6 ס"מ), ולוודא כדי להסיר בועות אוויר בין סיליקון ואת זכוכית (איור 2 א). מניח את מסגרת מלבן סיליקון, לחתוך מן אלסטומר העבה, על גבי השכבה התחתונה הדקה של סיליקון.
    6. ודא כי שכבות סיליקון לצרף גם לזה כי אין בועות אוויר בין שתי שכבות (איור 2 א).
    7. לאחר השימוש, לפרק את התא על ידי הסרת מסגרת סיליקון מלבן עבה מן ליי סיליקון בתחתיתאה המחובר לשקופית זכוכית. יש לשטוף את משטחי סיליקון עם DDH 2 O לפני שימוש ואחרי כל פגישת הקלטה ויבשה עם מגבונים נמוך מוך.
    8. אחסן את יבש הקאמרי כדי למנוע את צמיחת פטריות בין שתי פיסות סיליקון.
      הערה: אם רעלים או סוכנים תרופתיים כי אין לשטוף בקלות מן סיליקון משמשים, להקדיש תא ספציפי למטרות אלה.

figure-protocol-2
איור 2: תא אלקטרופיזיולוגיה וכלים לנתיחה. (א) תא המשמש והניתוחים והקלטות אלקטרו מורכב שקופית זכוכית שעליו מונחות שתי חתיכות של אלסטומר סיליקון נרפא, שכבות על גבי אחד את השני כדי לספק מסגרת וחלק תחתון עבור באר. גודלו של הבאר, ~ 2.5 x 5 סנטימטר, מאפשר שימוש בנפחים קטנים (2-2.5 מיליליטר) של הקלטה תאיתפִּתָרוֹן. שכבת סיליקון בתחתית מאפשרת מיצוב מאובטח של דבק רקמות באמצעות עובר דג הזברה שאינה לדבוק זכוכית. (ב) micropipette כוס (עליון) משמש למסירה דבקה במהלך הניתוח. זכוכית הקיר הדק נמתחה כדי ליצור סוף ארוך, קוני כי הוא חתך מאוחר, יצירת קצה בקוטר של ~ 75 מיקרומטר. את micropipette זכוכית קוני מחוברת הקצה החופשי של המתקן הדבק (1D איור, ראש החץ) וקדימה מלאים דבק באמצעות היישום של יניקה. את micropipette האחר (התחתונה), משך ובאשר אחד המשמש הקלטת תיקון- clamp, משמש עבור חיתוך הרוחב למוח האחורי ואת להסרת עור. (ג) תחת מיקרוסקופ זקוף, micromanipulator משמש לתמרן את micropipette לקראת השלבים לנתיחה הסופי. Micropipette זכוכית, כמו B, תחתון, מצורף בעל אלקטרודה (חץ). הסרת שריר מושגת על ידיpplying יניקה דרך הצינורות המחוברים לשקע אוויר (חץ). בצד השני, הצינור המתחבר ברזלים (חץ שחור) כי, על הצד השני שלה (כוכבי), יש צינורות מחוברים שופר.

Dissection 3. עוברים וזחלים להקלטות מהדק תיקון מנוירונים השדרה

figure-protocol-3
איור 3: דיסקציה הגבי של חוט השדרה דג הזברה. (AA") לאחר חיתוך רוחב למוח האחורי (א) של העובר 2-DPF, העור נחתך בצידי הימני והשמאלי של העובר (ב). חתך שני, בניצב הראשון, מתבצע אז (ג). הבא, העור הוא הרים באמצעות micropipette, המאפשר פינצטה לתפוס ולמשוך ממנו את העור. (ב) הסרת העור חושפת את גב חוט השדרה. מקורי לקו השחור, סקיn הוסר ואת השטח של חוט השדרה (כוכבית), הכלול בתוך קרומי המוח, חשוף. העור נותר ללא פגע זנב לקו השחור (חץ). (CC") את קצה micropipette הזכוכית נלחצה על קרומי המוח, ומהירה, לרוחב, תנועות קצרות מבוצעות לנקב את קרומי המוח. (DD "ו EE") לאחר קרומי המוח הם דקרו (DD "), את micropipette הוא מתקדם (EE") עברה rostrally לקרוע את קרומי המוח לשני מגזרים. Somata של נוירונים Rohon-בירד בדרך כלל מופיעים על הסרת קרומי המוח (חץ). (FG") ב זחל 7-DPF, שכבות של שריר לכסות בהיבט הגבי של חוט השדרה, פוגע גישה נוירונים Rohon-בירד. בעקבות הסרת העור, זחל מטופל עם 0.05% collagenase. (F) דגירת 5 דקות עם collagenase 0.05% היא מחמירה מדי, וכתוצאה מכךניזק שריר מוגזם, כפי שמעיד שרירים בלוי (חץ שיבוץ). (F") טיפול collagenase מופרז עלול גם לפגוע בתאי עצב Rohon-בירד (חץ), חשף כאן על ידי הביטוי שלהם של GFP ב Tg (islet2b: GFP) קו. ב Tg (islet2b: GFP) קו, נוירונים גנגליון השורש הגבי גם להביע GFP (חץ). דגירת דקות קצרה 1 עם collagenase 0.05% דיה משחררת את השריר (G) תוך שמירה על מורפולוגיה myotome (חץ שיבוץ). (G") תאי פיגמנט נוכחים על גבי שכבת השריר הגבי ביותר (ראש חץ). (H ואני) ב Tg (islet2b: GFP) קו, נוירונים Rohon-בירד (חיצים) ואת גנגליון השורש הגבי (חץ) ממשיכים להביע GFP ב 7 DPF. הגב נופים של Tg (islet2b: GFP) עוברי דג הזברה ב 2 DPF (H) עלד 7 DPF (I). בלוח סולם ברים = 500 מיקרומטר; להיות (המוצג בלוח B) סולם ברים = 80 מיקרומטר; F 'ו- G' (המוצג בלוח F) סולם ברים = 200 מיקרומטר; H ואני (המוצג בלוח H) סולם ברים = 100 מיקרומטר. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.

  1. דיסקציה של עוברים להקלטות מתאי Rohon-בירד
    1. מניחים עובר בתא לנתיחה המכיל ~ 2-3 מ"ל של תמיסת רינגר (איור 2 א). לשתק את העובר על ידי הוספת ~ 100 μL של פתרון 0.4% tricaine לתא.
    2. משוך micropipettes זכוכית קיר דק על micropipette חולץ באמצעות חוט להט תיבה כדי לקבל עצה ארוכה, דקה, דומה micropipette הזרקה (איור 2B, למעלה) 53.
    3. צרף את micropipette זכוכית משך אל o זכוכית לשעמםF המנפק הדבק. תחת המיקרוסקופ לנתח, פינצטה שימוש לשבור את קצה micropipette הזכוכית כך הטיפ הוא ~ 75 מיקרומטר (איור 2B, למעלה).
      הערה: גודל טיפ צריך להיות גדול מספיק כדי לאפשר טעינה יעילה של הדבק לתוך הקצה באמצעות הפעלת לחץ שלילי (יניקת פה) כדי קדמי למלא את micropipette, אך קטן מספיק כדי לאפשר היישום המדויק של הדבק באמצעות לחץ חיובי .
    4. טען את micropipette זכוכית עם ~ 3-5 μL של דבק על ידי יישום יניקה דרך הפיה. תביא את הקצה מלא דבק לתא לנתיחה.
      הערה: מילוי micropipette עם דבק דורשת יניקה חזקה. אם micropipette ממלא במהירות עם יניקה חלשה, הטיפ הוא גדול מדי.
    5. מניחים את העובר בחדר הקלטה (איור 3 א ו 3A"); להקלטות מעוברים וזחלים צעירים (≤72 hpf), אין צורך להסיר את רקמת השריר.
    6. לְהָבִיאקצה micropipette טעון הדבק ליד ראשו של העובר / זחל תוך שמירה על לחץ חיובי קל אל micropipette דרך הצינור בפה (כדי למנוע את כניסתם של בתמיסה מימית). לאחר הקצה הוא ליד ראשו של העובר, להפעיל לחץ חיובי מספיק כדי לגרש טיפה קטנה של דבק על החלק התחתון של החדר.
      הערה: הדבק מתקשה פעם במגע עם בתמיסה המימית, ולכן חשוב ליישם ולתחזק בלחץ חיובי מתון כפי שהוא ממוקם הפתרון לנתיחה.
    7. השתמש בכלי לנתח סיכה כדי להזיז את העובר / זחל לעבר טיפת דבק, כך שהראש יוצר קשר עם הדבק. אוריינט הגבה-לוואי העובר מעלה בעיתונות על הראש כדי להבטיח מגע טוב עם הדבק.
    8. כדבק מתקשה לאט, השתמש סיכה לנתח מחדש עמדת העובר / זחל כך שהוא נמצא בצד הגחון למטה, למעלה הגבי-לוואי. טובל את כלי הסיכה לנתח לתוך טיפת הדבק ולהסיק אשכולות של הדבק מעל ומעבר הראששל העובר כדי להבטיח את מעמדה עוד יותר.
      הערה: Tricaine מאיץ את הקצב שבו הדבק מתקשה. כדי לאפשר יותר זמן לעבוד עם דבק, להשתמש בכמות מינימלית של tricaine נדרש כדי לשתק את העובר / זחל. בנוסף, שיעור ההתקשות עשוי להשתנות עם המון שונים של דבק. לפיכך, כאשר באמצעות סדרה חדשה של דבק, לברר שיעורו של התקשות לפני השימוש בו לנתיחה.
    9. ברגע הראש מחובר היטב אל סיליקון ואת דבק יש הקרושה, להקריב את העובר / זחל על ידי חיתוך רוחב ברמה למוח האחורי עם עוד micropipette זכוכית (איור 3A- ו 4A- א).
      הערה: חיתוך רוחב למוח אחורי הוא השיטה המשמשת כאן קרבת חיה אנושית. עם זאת, בהתאם מטרות הניסוי (למשל, לימוד שחייה פיקטיבי), שיטה אחרת עשוי להיות נחוץ.
    10. לפני הצמדת הזנב אל החדר, להסיר את העור מתא המטען.
      1. להשתמשmicropipette כוס טרי (2B איור, למטה) כדי לחתוך את העור באופן שטחי מספר פעמים בכל זנב בעמדה למוח האחורי (ב איור 3A- ו- B 4A-). פירס העור באופן שטחי ידי הזזת פיפטה בניצב לציר rostro- הזנב בכל צד של תא המטען עבור dorsally רכוב (ב איור 3A-) דגימות או על הצד הגלוי של תא המטען עבור דגימות רכוב רוחבית (ב איור 4A-).
    11. כדי ליצור קפל עור עבור פינצטה לתפוס, לגרד את העור מספר פעמים עם micropipette ברמת ו בניצב לחתוך הראשונית בשלב 3.1.10.1 (ג איור 3A- ו ג 4A-).
    12. בעזרת פינצטה, בהדרגה להרים את דש העור ולמשוך את העור caudally.
      הערה: זה לעתים קרובות תוצאות הסרת מכלול העור מתא המטען. עם זאת, הוא sometimes צורך להסיר את העור במספר קטעים ידי ביצוע חזר גירוד משיכת העור. עבור יישומים מסוימים, הסרה חלקית של העור עלולה לאפשר גישה מספקת מגזרי חוט השדרה של (3B דמויות 4B) ריבית.
    13. ספק טיפה קטנה של דבק ליד הזנב של העובר / זחל. להשתמש בדבק הזה כדי לצרף את הזנב לחלק התחתון של התא לנתיחה. במהלך שלב זה, כמו הדבק מתקשה, להתאים את המיקום של תא המטען עם הכלי לנתח סיכה כדי להבטיח כי המטען נשאר dorsally אורינטציה וכי הוא מחובר היטב קאמרי.
    14. בעקבות לנתיחה הראשונית הזה, לשטוף ההכנה בהרחבה עם הפתרון של Ringer להסרת tricaine ופסולת. אפשר בהכנה לנוח ~ ​​5 דק '.
    15. חלף הפתרון דיסקציה עם פתרון הקלטה תאי. במידת הצורך, להוסיף סוכן משתק להכנה (למשל., Α-bungarotoxin [conce הסופיntration של 1 מיקרומטר]).
      הערה: 1 מיקרומטר α-bungarotoxin שמגביל 1 עד 2 DPF עוברים בתוך ~ 30 דק '. עבור זחלים מבוגרים, ריכוז גבוה של-bungarotoxin α עשוי להיות נחוץ. אלפא-bungarotoxin נשמרת בפתרון באמבטיה במהלך ההקלטות, אשר מבוצעות בדרך כלל תוך פרק זמן של 1 h. פתרונות הקלטה המכילים קטיונים divalent, כגון קובלט, אינם דורשים תוספת של סוכן משתק. בניסויים המחייב תקופות הקלטה ממושכת (מעל 1 h), ההכנה היא perfused עם פתרון אמבטיה בשיעור של 0.5-1 מ"ל / דקה.
    16. הזז את תא דיסקציה עם העובר רכוב על הבמה של מיקרוסקופ מתחם זקוף מצויד מטרה ארוכת עבודה למרחקים טבילה במים 40X.
      הערה: מיקרוסקופ זהו חלק האסדה איפה הקלטה יבוצעו. האסדה צריכה גם להיות מצוידת headstage, מגבר תיקון- clamp, A micromanipulator, לבין רכישת נתונים / מערכת מחשב (איור 2C).
    17. הר של micropipette כוס ריק בורוסיליקט עבה חומה על בעל אלקטרודה של headstage (2B הדמוי, התחתונה 2C, חץ). צרף צינורות (קוטר פנימי: 0.16 ס"מ, קוטר חיצוני: 0.32 ס"מ, ואורך: ~ 90 ס"מ) בקצה אחד לשקע אוויר של בעל אלקטרודה (חץ) ובסוף שונות שסתום משולשת (איור 2C , ראש חץ שחור).
      1. מניח שופר בקצה אחד של קטע אחר של צינורות (~ 60-70 סנטימטר אורך) ולצרף אותו השסתום המשולש בקצה השני (איור 2 ג, כוכבי שחור).
        הערה: מערכת צינורות זו מאפשרת הפעלת לחץ חיובי ושלילי אל החלק הפנימי של פיפטה ההקלטה במהלך ההיווצרות חותמת.
    18. תביאו את קצה micropipette אל החלק הגבי ביותר של חוט השדרה בעדינות לנקב את קרומי המוח. עקוב עם מהיר, קצר, לצדדים בתנועות כדי Looסן קרומי המוח (איור 3 ג ו 3C").
    19. אחרי קצה micropipette יש חצו את קרומי המוח, לקדם ולהעלות את micropipette למשוך את קרומי המוח מן חוט השדרה (איור 3D ו 3D").
    20. הזז את micropipette rostrally, שהתקדם מעל 1 עד 2 hemisegments לחשוף תאים Rohon-בירד (איור 3E ו 3E").
      הערה: לנתח את הכמות המינימאלית של קרומי המוח נדרשו לחשוף רק כמה Rohon-בירד תאים. אחרי כל הקלטה, דיסקציה נוסף נועד לחשוף יותר תאי Rohon-בירד. בשני העוברים והזחלים, נוירונים Rohon-בירד עלולים להתפוצץ מדי פעם במגע עם micropipette התיקון. נוירונים בחוט השדרה אחרים לא מתנהגים ככה, מה שמרמז כי זה עלול לשקף את המאפיינים הייחודיים של התאים Rohon-בירד, כגון mechanosensitivity שלהם. בתמיכה זו, מספר יצירות פתרון (למשל, רכיבים יונייםו osmolarity) נבדקו, ועל אף מנעו התנהגות זו של תאים Rohon-בירד.
  2. דיסקציה של זחלים להקלטות מתאי Rohon-בירד
    הערה: 7 זחלי DPF, השריר המקיף את חוט השדרה הגבי חייב להסירו. בצע שלבים 3.1.1 עד 3.1.15 (עם פגייה להחליף לעובר) לפני טיפול עם האנזים.
    1. כדי להסיר את השריר, דגירה הזחל עם collagenase 0.05% עבור 1 דקות.
    2. הסר את collagenase ידי שטיפת ההכנה ~ 5 פעמים עם הפתרון של Ringer. עקוב עם ~ 5 שטיפות של פתרון תאי להסיר את collagenase לחלוטין.
    3. בצע את השארית לנתיחה לאחר ההרכבה בתא ההקלטה על הבמה של המיקרוסקופ של אסדת ההקלטה. צרף micropipette תיקון בורוסיליקט עבה חומה (איור 2B, למטה) לבעל אלקטרודה ו לשבור את קצה micropipette באמצעות הברשה קלה כנגד בתחתיתחדר סיליקון.
    4. השתמש micropipette שבורים מעט כדי לגרות את השריר משם לחשוף את חוט השדרה הגבי. כדי להסיר סיבי השריר מן ההכנה, להחיל יניקה דרך צינור המחובר לשקע מחזיק האלקטרודה. השתמש micromanipulator להזיז את micropipette לאורך סיבי השריר תוך החלת יניקה.
      הערה: המטרה היא הראשונה להשתמש micropipette כדי לשחרר את השריר באופן מכני ולאחר מכן למצוץ ממנו להסיר את סיבי השריר הפרט. לפעמים, במהלך הסרת השריר, את micropipette הופך סמיך עם הרקמה השואבת.
      1. כדי לפתוח סתימת micropipette, לצחצח את micropipette נגד התחתון של החדר, מעט שביר הקצה, תוך נשיפת אוויר דרך הצינורות לגרש את התוכן.
        הערה: אם הגודל של קצה micropipette הופך גדול להחריד, micropipette חדש עשוי להיות נחוץ. גודלו של קצה micropipette הוא יותר קריטי בעת הסרת CL השכבות השרירותosest אל הקרומים המקיפים את הכבל או קרומי מוח השדרה (טיפי micropipette קטנים לאפשר עבודה יותר מבוקר).
    5. הסר את קרומי המוח כמתואר בשלבים 3.1.18-3.1.20 באמצעות micropipette חדש (איור 2B, למטה).

figure-protocol-4
איור 4: דיסקציה Lateral של חוט השדרה דג הזברה. הרכבה עוברי דג הזברה בכיוון לרוחב מקל על הגישה הנוירונים המוטוריים. בעקבות סילוקו של שרירי דיסקציה של קרומי המוח כדי לחשוף את הנוירונים המוטוריים מתבצע תחת מיקרוסקופ זקוף מותאם עם מטרת טבילה במי 40X (ראה איור 2). (א) גופי תא הנוירון מוטורי ממוקמים ventrally רוחבית בתוך חוט השדרה. עובר מחובר לתא כך בצד הגבי שלהם פונה אל בעל אלקטרודה.שים לב דבק התפר מופיע לבן פעם שהוא מתקשה (כוכביות). לאחר למוח האחורי הוא transected (א), העור נחתך באופן שטחי מספר פעמים באתר (ב) זנב למוח האחורי באמצעות micropipette זכוכית. קיצוצים שטחיים נוספים (ג), בניצב הסט הראשון (ב), יצר כרטיסיית עור כי פינצטה יכול לתפוס להסרת העור. (BG) על micropipette הכוס הריקה, משך אל טיפ קצר, קוני (2B איור, למטה), מצורף מחזיק האלקטרודה. את micropipette הוא תמרן באמצעות micromanipulator לנתיחה בסדר עוקב והסרה של רקמת השריר. (ב) קצה micropipette הזכוכית שבורה ראשון מעט באמצעות הברשה קלה כנגד התחתון של החדר, יצירת סוף משונן בקוטר טיפ גדול. את micropipette מועבר לאורך סיבי השריר תוך יניקה מוחלת. סיבי שריר מוסרי שכבה אחתבכל פעם, כדי למנוע שיבוש של קרומי המוח הבסיסית. בשנת עוברים, שכבות השריר הגבי ביותר תוסרנה ראשונה, כמו אלה נוטים להיות רזים. העור לא יוסר hemisegments זנב יותר (חץ). (ג) חצי הגבי של שריר hemisegment אחד הוסר (חץ). (ד) קווי שחור לסמן hemisegment נטול סיבי השריר, עם קרומי המוח שלם המכסה את חוט השדרה (כוכבית). (EE") שימוש micropipette, הלחץ מוחל על קרומי המוח במיקום הגב מעט somata הנוירון המוטורי. תנועות מהירות, בקיצור, לרוחב של micropipette להוביל פירסינג של קרומי המוח. (FF") את micropipette מתקדמת ventrally, להיבט הגחון של hemisegment, והרים להפריד את קרומי המוח מן הרקמה העצבית. (GG") קרום המוח הם transected ידי הזזת micropipette rostrally לאורך שלhemisegment. נוירונים מיד מגיחים מתוך חוט השדרה חשוף כעת לגשת אלקטרודות תיקון (חץ). ברי סולם = 500 מיקרומטר (א); ברי סולם = 100 מיקרומטר BG (המוצגים בלוח B).

  1. דיסקציה של עוברים על הנוירון מוטורי וקלטות interneuron
    1. מניחים את העובר בתא לנתיחה המכיל פתרון של Ringer לשתק את העובר עם tricaine, כמו בשלב 3.1.1.
    2. הר העובר רוחבי, עם הצד הגבי שלה מול צדי האולם כי הוא אופטימלי עבור המשתמש (בדרך כלל תלוי handedness). בצע את הפעולות 3.1.2-3.1.17 ולהבטיח כי העובר נשאר שטוח נגד סיליקון (איור 4 א ו 4A").
    3. השתמש micropipette עבה-קיר בורוסיליקט עם טיפ כי כבר נשבר ל ~ 25 מיקרומטר לגרד יניקה השריר משם לחשוף את קרומי המוח, כמתואר בשלבים 3.2.4-3.2.4.1 (איור 4 ב - 4D).
    4. לאחר שכבות שרירים מוסרים hemisegment (ים) של עניין (איור 4D), להחליף את micropipette זכוכית עם אחד חדש שיש לו טיפ שלם (איור 2B, למטה). נקב את קרומי המוח במקום כזה הוא גב אל הנוירונים היעד. שימוש micromanipulator, לדחוף למטה את micropipette על קרומי המוח ולאחר מכן להעביר אותו במהירות הצידה כדי לקרוע ו לחצות את קרומי המוח (איור 4E ו 4E").
    5. עם פקיעת קרומי המוח, לקדם ולהעלות את micropipette להרים את קרומי המוח מן חוט השדרה (איור 4F ו- 4F"). הזז את micropipette rostrally לקרוע את קרום לאורך של hemisegment (איור 4G ו- 4G").
      הערה: הקלטות מן Rohon-בירד תאי נוירונים מנוע עיקריים, דיסקציה מוגבלת סליקה קרום המוח הרחק immediatאזור היעד ה. לעומת זאת, עבור ההקלטות מן interneurons ו הנוירונים המוטוריים משנית, יש צורך להסיר נוירונים בתוך חוט השדרה המעכבים גישה לתא של עניין. במקרה האחרון, בשל השיבוש הנרחב של מעגלים בחוט שדרה, מחקרים מוגבלים הניתוח של תכונות הממברנה חשמל פנימיות.

4. הקלטות אלקטרו מנוירונים השדרה

  1. עבור הקלטות מתאי Rohon-בירד ו הנוירונים מוטוריים, להשתמש נימי זכוכית עבה-קיר בורוסיליקט משך התנגדות של ~ 3 MΩ כאשר התמלאו פתרון פיפטה (איור 2B, למטה).
    1. הפעל לחץ חיובי על ידי נושב בעדינות דרך הצינור המחובר לבעל אלקטרודה לפני טבילת micropipette באמבטיה.
      הערה: הלחץ החיובי מונע פסול סתימת קצה micropipette והוא מתוחזק על ידי סיבוב שהסתום המשולש אל מחוץ position. ברגע ליד הנוירון היעד, הלחץ החיובי יגרום זחה ייחודית של קרום התא, מחוון מועיל כי micropipette הוא קרוב מספיק כדי ליזום היווצרות חותמת.
    2. שחרר את הלחץ החיובי ידי הסיבוב שסתום ברזלים למצב הפתוח תוך החלת יניקת אור נוספת דרך הפיה.
    3. לאחר ההיווצרות חותמת GΩ בין קרום התא ועל קצה micropipette, להחיל פולסים קצרים של יניקה כדי לקרוע את הקרום ולהשיג תצורת כל התא.
    4. לאחר הקמת תצורה כל תא יציבה, עם התנגדות קלט 500 MΩ וכן התנגדות גישה 10 MΩ, להשיג הקלטות במצב או voltage- או הנוכחי מהדק.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

הקלטנו בהצלחה מתא עצב Rohon-בירד ב 17 hpf עובר דרך 7 DPF זחלים (איור 5 א ו 5 ב). כאשר תאי Rohon-בירד נרשמו, ההכנה הייתה רכובה עד הגבה-לוואי. הרכבה כזו מאפשרת זיהוי חד משמעי של תאים Rohon-בירד מבוסס על עמדות הגב שטחית שלהם וגדלים סומה גדול. זיהוי הוא אשר גם על ידי פוטנציאל הממברנה מנוחה הסטריאוטיפי hyperpolarized של נוירונים אלה (איור 5, שולחן שיבוץ) 6,

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

השיטות שתוארו כאן לאפשר אפיון חשמל מורפולוגי של נוירונים החושי והמוטורי של עוברי דג הזברה לאחר דיסקציה מינימלי של חוט השדרה. נוירונים להישאר בריאים במשך לפחות 1 h, מגבלת הזמן שהוטלה על ההקלטות הללו. נוירונים תועדו באמצעות התצורה כל התא הסטנדרטי, כמו גם מן הטלאים גרעיניים; השיטה השנייה ממזערת בעיות בחלל מהדק שיכול למנוע מחקר ביופיסיקליים מפורט של זרמי יון 9.

אתגר חשוב הוא להשיג את הקובץ מצו...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

החוקרים מצהירים שום אינטרסים כלכליים מתחרים.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי תרומות של NIH (F32 NS059120 כדי RLM ו- R01NS25217 ו P30NS048154 כדי ABR).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מסנן ואקום/בקבוק אחסון, 0.22 מ"מ נקבוביות431096קורנינג
0.2 מ"מWhatman6780-2502
TricaineSigmaA-5040אתיל 3-אמינובנזואט מלח מתאנסולפונאט 
α-bugarotoxinTocris11032-79-4
טטרודוטוקסיןTocris4368-28-9
Alexa-549 מלח הידרזיןבדיקות מולקולריותA-10438צבע פלואורסצנטי
מסנן צינור צנטריפוגה Spin-Xקורנינג8161
שקופית מיקרוסקופ זכוכיתפישר12-550C
סיליקון סילגארד ערכת אלסטומרדאו קורנינג184סיליקון אלסטומר
צלחות פטריפלקון351029
בורוסיליקט נימי זכוכיתהרווארד מנגנון הרווארד30-0038קוטר פנימי וחיצוני של 0.78 ו -1.0 מ"מ (נימי זכוכית דקים)
נימי זכוכית בורוסיליקטDrummond Scientific1-000-1000-100קוטר פנימי וחיצוני של 1.13 ו-1.55 מ"מ (נימי זכוכית עבים)
אביזר פוליפרופילן דוקרני מיניאטורי קול-פאלמר6365-90
דבק רקמות Vetbond 3M1469SB
קולגנאז XISigmaC7657
חולץ מיקרואלקטרודותSutter Instruments  דגם P-97 
מגברהתקנים מולקולרייםAxopatch 200B
שלב ראשהתקנים מולקולרייםCV203BU
מיקרומניפולטור ממונע   Sutter InstrumentsMP-285
Tygon צינורותפישר14-169-1BID 1/16 אינץ', OD 1/8 אינץ' וקיר 1/32 IN (צינורות מעבדה גמישים)
מחזיק אלקטרודההתקנים מולקולריים1-HC-U
Pharmaseal תלת כיווני פקקים BaxterK75
DigitizerAxon InstrumentsDigidata 1440A
מיקרוסקופ הפוך ZeissAxioskop2 FS plus
40X/0.80W Achroplan המטרהZeiss
תוכנה לאיסוף וניתוח נתונים Axon InstrumentsPClamp 10 - Clampex ו- Clampfit 
מושך מיקרופיפטהSutter Instrumentsדגם P-97
Name<strong>CompanyCatalog NumberComments
פתרונות ניתוח והקלטה (במ"מ)
כל התמיסות, למעט התוך-תאי, יציבות למשך ~2-3 חודשים כאשר הן מסוננות (כוסות סינון 0.22 מ"מ) ומאוחסנות בטמפרטורת החדר (RT).
התמיסה התוך-תאית מסוננת (מסנני מזרק 0.2 מ"מ) ומאוחסנת קפואה (-20 ו-deg; ג) בכמויות קטנות המופשרות בנפרד ביום השימוש. 
דיסקציה/צלצול תמיסת145 NaCl, 3 KCl, 1.8 CaCl2.2H2O, 10 HEPES; pH 7.4 (עם NaOH)
תמיסת135 KCl, 10 חומצת EGTA, 10 HEPES; pH 7.4 (עם KOH).
תמיסת הקלטה/מתח ומהדק זרם לאמבטיה (חוץ-תאית) 125NaCl, 2 KCl, 10 CaCl2.2H2O, 5 HEPES; pH 7.4 (עם NaOH).
Alexa-594 תמיסת מלאי מלח הידרזין. הכן מלאי של 13.2 מ"מ ב-ddH2O, aliquot (~100 µ l) ולאחסן ב-20 מעלות צלזיוס. לשימוש, יש לדלל את הציר שנמסר פי 132 עם תמיסת פיפטה לריכוז סופי של 100 מ"מ. לאחר הדילול, סנן את תמיסת הפיפטה המכילה Alexa-594   עם פילטר צינור צנטריפוגה.
<חזק>שם<חזק>חברה<חזק>מספר קטלוגי<חזק>הערות
<חזק>חומרים משתקעים
0.4% אתיל 3-אמינובנזואט מלח מתאן סולפונאט (טריקאין)הכינו תמיסת מלאי של 0.4% ב-0.2 מ' טריס, pH 9 (0.4 גרם טריקאין/100 מ"ל 0.2 מ' טריס
התאם את ה-pH ל-7 עם NaOH ואחסן ב-20 מעלות צלזיוס.
לשימוש, יש לדלל את תמיסת המלאי ~ 25 פעמים במדיה עוברית
250 מ"מ α-bungarotoxinהכן מלאי של 250 מ"מ ב-ddH2O (1 מ"ג/500 מ"ל), הכן 100 ומיקרו; L aliquots, ו-sotre ב-20 °C.
לשימוש יש לדלל פי 2,500 בתמיסה חוץ-תאית לריכוז סופי של 100 ננומטר.
1 מ"מ טטרודוטוקסיןמכינים מלאי של 1 מ"מ ב-ddH2O (1 מ"ג/3 מ"ל), מכינים 100 ומיקרו; L aliquots, ו-sotre ב-20 °C.
לשימוש יש לדלל פי 2,000 בתמיסה חוץ-תאית לריכוז סופי של 500 ננומטר.
מסנן מזרק s הקלטה פיפטה (תוך-תאית)

מקורות

  1. Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish. J Neurosci Methods. 88 (1), 1-13 (1999).
  2. Drapeau, P., Saint-Amant, L., Buss, R. R., Chong, M., McDearmid, J. R., Brustein, E. Development of the locomotor network in zebrafish. Prog Neurobiol. 68 (2), 85-111 (2002).
  3. Saint-Amant, L., Drapeau, P. Whole cell patch-clamp recordings from identified spinal neurons in the zebrafish embryo. Methods Cell Sci. 25, 59-64 (2003).
  4. Masino, M. A., Fetcho, J. R. Fictive Swimming Motor Patterns in Wild Type and Mutant Larval Zebrafish. J Neurophysiol. 93 (6), 3177-3188 (2005).
  5. Wen, H., Brehm, P. Paired motor neuron-muscle recordings in zebrafish test the receptor blockade model for shaping synaptic current. J Neurosci. 25 (35), 8104-8111 (2005).
  6. Ribera, A. B., Nüsslein-Volhard, C. Zebrafish Touch-Insensitive Mutants Reveal an Essential Role for the Developmental Regulation of Sodium Current. J Neurosci. 18, 9181-9191 (1998).
  7. Pineda, R. H., Heiser, R. A., Ribera, A. B. Developmental, molecular, and genetic dissection of INa in vivo in embryonic zebrafish sensory neurons. J Neurophysiol. 93, 3582-3593 (2005).
  8. Moreno, R. L., Ribera, A. B. Zebrafish motor neuron subtypes differ electrically prior to axonal outgrowth. J Neurophysiol. 102, 2477-2484 (2009).
  9. Moreno, R. L., Ribera, A. B. Spinal neurons require Islet1 for subtype-specific differentiation of electrical excitability. Neural Dev. 9 (1), 19(2014).
  10. Streisinger, G., Walker, C., Dower, N., Knauber, D., Singer, F. Production of clones of homozygous diploid zebra fish (Brachydanio rerio). Nature. 291 (5813), 293-296 (1981).
  11. Driever, W., et al. A genetic screen for mutations affecting embryogenesis in zebrafish. Development. 123, 37-46 (1996).
  12. Haffter, P., et al. The identification of genes with unique and essential functions in the development of the zebrafish, Danio rerio. Development. 123, 1-36 (1996).
  13. Vogel, G. Genomics: Sanger will sequence zebrafish genome. Science. 290 (5497), 1671(2000).
  14. Patton, E. E., Zon, L. I. The art and design of genetic screens: zebrafish. Nature Reviews Genetics. 2 (12), 956-966 (2001).
  15. Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21 (1), 48-64 (2011).
  16. Yates, A., et al. Ensembl. Nucleic Acids Res. 44 (D1), D710-D716 (2016).
  17. Kawakami, K. Transgenesis and gene trap methods in zebrafish by using the Tol2 transposable element. Methods Cell Biol. 77, 201-222 (2004).
  18. Kwan, K. M., et al. The Tol2kit: a multisite gateway-based construction kit for Tol2 transposon transgenesis constructs. Dev Dyn. 236 (11), 3088-3099 (2007).
  19. Huang, P., Xiao, A., Zhou, M., Zhu, Z., Lin, S., Zhang, B. Heritable gene targeting in zebrafish using customized TALENs. Nat Biotechnol. 29, 699-700 (2011).
  20. Sander, J. D., et al. Targeted gene disruption in somatic zebrafish cells using engineered TALENs. Nat Biotechnol. 29 (8), 697-698 (2011).
  21. Chang, N., et al. Genome editing with RNA-guided Cas9 nuclease in zebrafish embryos. Cell Res. 23 (4), 465-472 (2013).
  22. Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
  23. Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nature Rev Genet. 8 (5), 353-367 (2007).
  24. Levin, E. D., Cerutti, D. T. Behavioral neuroscience of zebrafish. Methods of behavior analysis in neuroscience. Buccafusco, J. J. , CRC Press. (2009).
  25. Stewart, A., Gaikwad, S., Kyzar, E., Green, J., Roth, A., Kalueff, A. Modeling anxiety using adult zebrafish: A conceptual review. Neuropharmacology. 62, 135-143 (2012).
  26. Mushtaq, M. Y., Verpoorte, R., Kim, H. K. Zebrafish as a model for systems biology. Biotechnol Genet Eng Rev. 29 (2), 187-205 (2013).
  27. Phillips, J. B., Westerfield, M. Zebrafish models in translational research: tipping the scales toward advancements in human health. Dis Model Mech. 7 (7), 739-743 (2014).
  28. Weis, J. S. Analysis of the development of nervous system of the zebrafish, Brachydanio rerio. I. The normal morphology and development of the spinal cord and ganglia of the zebrafish. J Embryol Exp Morphol. 19 (2), 109-119 (1968).
  29. Bernhardt, R. R., Chitnis, A. B., Lindamer, L., Kuwada, J. Y. Identification of spinal neurons in the embryonic and larval zebrafish. J Comp Neurol. 302 (3), 603-616 (1990).
  30. Tsuchida, T., et al. Topographic organization of embryonic motor neurons defined by expression of LIM homeobox genes. Cell. 79 (6), 957-970 (1994).
  31. Guillemot, F. Spatial and temporal specification of neural fates by transcription factor codes. Development. 134, 3771-3780 (2007).
  32. Goulding, M. Circuits controlling vertebrate locomotion: Moving in a new direction. Nat Rev Neurosci. 10, 507-518 (2009).
  33. Fetcho, J. R., McLean, D. L. Some principles of organization of spinal neurons underlying locomotion in zebrafish and their implications. Ann N Y Acad Sci. 1198, 94-104 (2010).
  34. Del Barrio, M. G., et al. A transcription factor code defines nine sensory interneuron subtypes in the mechanosensory area of the spinal cord. PLoS One. 8 (11), (2013).
  35. Satou, C., Kimura, Y., Hirata, H., Suster, M. L., Kawakami, K., Higashijima, S. Transgenic tools to characterize neuronal properties of discrete populations of zebrafish neurons. Development. 140 (18), 3927-3931 (2013).
  36. McLean, D. L., Fan, J., Higashijima, S., Hale, M. E., Fetcho, J. R. A topographic map of recruitment in spinal cord. Nature. 446, 71-75 (2007).
  37. McLean, D. L., Masino, M. A., Koh, I. Y., Lindquist, W. B., Fetcho, J. R. Continuous shifts in the active set of spinal interneurons during changes in locomotor speed. Nat. Neurosci. 11, 1419-1429 (2008).
  38. McLean, D. L., Fetcho, J. R. Spinal interneurons differentiate sequentially from those driving the fastest swimming movements in larval zebrafish to those driving the slowest ones. J. Neurosci. 29, 13566-13577 (2009).
  39. Ampatzis, K., Song, J., Ausborn, J., El Manira, A. Separate microcircuit modules of distinct V2a interneurons and motoneurons control the speed of locomotion. Neuron. 83, 934-943 (2014).
  40. Ljunggren, E. E., Haupt, S., Ausborn, J., Ampatzis, K., El Manira, A. Optogenetic activation of excitatory premotor interneurons is sufficient to generate coordinated locomotor activity in larval zebrafish. J. Neurosci. 34, 134-139 (2014).
  41. Menelaou, E., VanDunk, C., McLean, D. L. Differences in the morphology of spinal V2a neurons reflect their recruitment order during swimming in larval zebrafish. J Comp Neurol. 522, 1232-1248 (2014).
  42. Hubbard, J. M., et al. Intraspinal Sensory Neurons Provide Powerful Inhibition to Motor Circuits Ensuring Postural Control during Locomotion. Curr Biol. 26 (21), 2841-2853 (2016).
  43. Song, J., Ampatzis, K., Björnfors, E. R., El Manira, A. Motor neurons control locomotor circuit function retrogradely via gap junctions. Nature. 529 (7586), 399-402 (2016).
  44. Lamborghini, J. E. Rohon-beard cells and other large neurons in Xenopus embryos originate during gastrulation. J. Comp. Neurol. 189, 323-333 (1980).
  45. Myers, P. Z., Eisen, J. S., Westerfield, M. Development and axonal outgrowth of identified motoneurons in the zebrafish. J Neurosci. 6, 2278-2289 (1986).
  46. Kimmel, C. B., Westerfield, M. Primary neurons of the zebrafish. Signals and Sense: Local and Global Order in Perceptual Maps. Edelman, G. M., Gall, W. E., Cowan, W. M. , Wiley-Liss. New York. 561-588 (1990).
  47. Metcalfe, W. K., Myers, P. Z., Trevarrow, B., Bass, M. B., Kimmel, C. B. Primary neurons that express the L2/HNK-1 carbohydrate during early development in the zebrafish. Development. 110 (2), 491-504 (1990).
  48. Rossi, C. C., Kaji, T., Artinger, K. B. Transcriptional control of Rohon-Beard sensory neuron development at the neural plate border. Dev Dyn. 238, 931-943 (2009).
  49. Lewis, K. E., Eisen, J. S. From cells to circuits: development of the zebrafish spinal cord. Progress in Neurobiology. 69 (6), 419-449 (2003).
  50. Reimer, M. M., et al. Dopamine from the brain promotes spinal motor neuron generation during development and adult regeneration. Dev Cell. 25 (5), 478-491 (2013).
  51. Lambert, A. M., Bonkowsky, J. L., Masino, M. A. The conserved dopaminergic diencephalospinal tract mediates vertebrate locomotor development in zebrafish larvae. J Neurosci. 32 (39), 13488-13500 (2012).
  52. Westerfield, M. The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , University of Oregon Press. (1995).
  53. Oesterle, A. Pipette Cookbook 2015 P-97 & P-1000 Micropipette pullers. , Sutter Instrument. (2015).
  54. Spitzer, N. C. The ionic basis of the resting potential and a slow depolarizing response in Rohon-Beard neurons of Xenopus tadpoles. J Physiol. 255 (1), 105-135 (1976).
  55. Higashijima, S., Hotta, Y., Okamoto, H. Visualization of cranial motor neurons in live transgenic zebrafish expressing green fluorescent protein under the control of the islet-1 promoter/enhancer. J Neurosci. 20, 206-218 (2000).
  56. Blader, P., Plessy, C., Strahle, U. Multiple regulatory elements with spatially and temporally distinct activities control neurogenin1 expression in primary neurons of the zebrafish embryo. Mech Dev. 120, 211-218 (2003).
  57. Palanca, A. M., et al. New transgenic reporters identify somatosensory neuron subtypes in larval zebrafish. Dev Neurobiol. 73, 152-167 (2013).
  58. Flanagan-Street, H., Fox, M. A., Meyer, D., Sanes, J. R. Neuromuscular synapses can form in vivo by incorporation of initially aneural postsynaptic specializations. Development. 132, 4471-4481 (2005).
  59. Arkhipova, V., Wendik, B., Devos, N., Ek, O., Peers, B., Meyer, D. Characterization and regulation of the hb9/mnx1 beta-cell progenitor specific enhancer in zebrafish. Dev Biol. 365, 290-302 (2012).
  60. Balciunas, D., Davidson, A. E., Sivasubbu, S., Hermanson, S. B., Welle, Z., Ekker, S. C. Enhancer trapping in zebrafish using the Sleeping Beauty transposon. BMC Genomics. 5 (1), 62(2004).
  61. Meng, A., Tang, H., Ong, B. A., Farrell, M. J., Lin, S. Promoter analysis in living zebrafish embryos identifies a cis-acting motif required for neuronal expression of GATA-2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94, 6267-6272 (1997).
  62. Menelaou, E., McLean, D. L. A gradient in endogenous rhythmicity and oscillatory drive matches recruitment order in an axial motor pool. J Neurosci. 32, 10925-10939 (2012).
  63. Rohrbough, J., Pinto, S., Mihalek, R. M., Tully, T., Broadie, K. latheo, a Drosophila gene involved in learning, regulates functional synaptic plasticity. Neuron. 23 (1), 55-70 (1999).
  64. McKeown, K. A., Moreno, R., Hall, V. L., Ribera, A. B., Downes, G. B. Disruption of Eaat2b, a glutamate transporter, results in abnormal motor behaviors in developing zebrafish. Dev Biol. 362 (2), 162-171 (2012).
  65. Carmean, V., et al. pigk mutation underlies macho behavior and affects Rohon-Beard cell excitability. J Neurophysiol. 114 (2), 1146-1157 (2015).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

In Situ
זברה
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.