Method Article

הערכת הנוהל לביצוע Cystometry ער במודל עכבר

DOI:

10.3791/55588

⸱

May 20th, 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Vermont, 2Department of Urology and Biomedical Laboratory, University of Southern Denmark, 3Wake Forest Institute for Regenerative Medicine, Wake Forest University, 4Institute for Clinical Medicine, Aarhus University

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה מתאר את ההליכים כירורגית וטכניקות ניסיוני לביצוע cystometry ער בעכבר נע בחופשיות. בנוסף, הוא מספק ראיות ניסוייות לתמוך אופטימיזציה וסטנדרטיזציה.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ערעור מילוי cystometry שימש במשך זמן רב כדי להעריך את תפקוד שלפוחית ​​השתן בעכברים נעים באופן חופשי, עם זאת, השיטות הספציפיות בשימוש, להשתנות בין מעבדות. מטרת מחקר זה הייתה לתאר את הפרוצדורה המיקרו-כירורגית המשמשת להשתלת צינור תוך-עיני ואת הטכניקה הניסויית להקלטת לחץ שלפוחית ​​השתן בשתן ער, נע בחופשיות. בנוסף, נתונים ניסיוניים מוצג כדי להראות כיצד ניתוח, כמו גם סוג צינור וגודל, להשפיע על תפקוד מערכת השתן התחתונה ורגישות ההקלטה. ההשפעה של קוטר צינור על הקלטת הלחץ הוערכה צינורות פוליאתילן ו פוליאוריטן עם קוטר פנימי שונים. לאחר מכן, הצינור הטוב ביותר הביצועים משני החומרים היה מושתל כירורגי לתוך הכיפה של שלפוחית ​​השתן של C57BL זכר / 6 עכברים. שתים-עשרה שעות, תדר ההלבשה בן לילה נרשמה אצל בעלי חיים בריאים, שלמים ובעלי חיים, 2, 3, 5 ו- 7 ימים לאחר הניתוח. בשעה הקציר, שלפוחית ​​השתן wהחוקרים העריכו סימני נפיחות באמצעות תצפית גסה ועובדו לאחר מכן לניתוח פתולוגי. ההיקף הגדול ביותר של נפיחות בשלפוחית ​​השתן נצפתה ביום 2 ו -3, אשר מתואמים עם נתוני הימנעות התנהגותית, המראים תפקוד שלפוחית ​​השתן פגום. ביום 5, היסטולוגיה של שלפוחית ​​השתן ואת תדירות הידרדרות מנורמל. בהתבסס על הספרות והראיות שסופקו על ידי המחקרים שלנו, אנו מציעים את הצעדים הבאים עבור הקלטה vivo של הלחץ intravesical נפח נפח בוטל בערה ער: 1) לבצע את הניתוח באמצעות מיקרוסקופ הפעלה וכלים microsurgical, 2) השתמש פוליאתילן -10 צינורות כדי למזער את התנועה חפצים, 3) ביצוע cystometry ביום שלאחר הניתוח 5, כאשר נפיחות בשלפוחית ​​השתן.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מילוי cystometry (FC) היא שיטת אבחון הכרוכה הצבת קטטר לתוך שלפוחית ​​השתן כדי להקליט לחץ במהלך מילוי שלפוחית ​​השתן. הציג לראשונה בשנת 1927 כשיטת אבחון קלינית כדי להעריך את תפקוד מערכת השתן התחתונה, הוא נשאר בשימוש נרחב. 1 ביישומי מחקר, FC יכול לשמש כדי לבדוק את תפקוד שלפוחית ​​השתן במודלים של בעלי חיים בריאים וחולים ולחקור את ההשפעות של סוכני התרופות. מודלים בעלי חיים מכרסמים משמשים בדרך כלל כדי לחקור את תפקוד מערכת השתן התחתונה. 2 בקבוצה זו של יונקים, FC פותחה לראשונה לשימוש חולדות. 3 כאן, המתודולוגיה להשתיל צינור לתוך שלפוחית ​​השתן ולבצע FC תוארה היטב בשימוש על ידי חוקרים רבים עם רמה מקובלת של reproducibility. 4 הזמינות של זנים מהונדס לזרום החוצה להפוך עכברים מינים חשובים עבור תחומי מחקר רבים,כולל השדה של דלקת בתפקוד השתן התחתונה. המתודולוגיה המשמשת לביצוע cystometry העכבר משתנה במידה ניכרת בין מעבדות, מה שהופך את זה קשה להשוות את התוצאות. 5

בהשוואה למודלים של vivo לשעבר , FC משמר אנטומיה של דרכי השתן התחתונות, ומאפשר להעריך את הפונקציה המתואמת בין שלפוחית ​​השתן לשקע שלה במהלך שלבי האחסון וההפרדה של מחזור המיתרים. מחקרים קודמים מראים כי רבים, הרדמה נפוץ לדכא התכווצות micturition. סוכנים כי לשמר את שלפוחית ​​השתן חלקה התכווצות שרירים (urethane, α-chloralose, קטמין ו xylazine), המאפשר החיה כדי micturate, עדיין להפחית באופן משמעותי את יכולת תפקוד שלפוחית ​​השתן ו לדכא את הנוירוטרנסמינציה. 6 , 7 , 8 , 9 למרות טכנית יותר מאתגר, FC ביצע awAke ambulating בעלי חיים משמר את שלמות פונקציונלית של רפלקס micurition.

תפקוד מערכת השתן התחתונה מושפע מגורמים רבים, כולל נפיחות שלפוחית ​​השתן לאחר הניתוח, מתח בשל כאב ואי נוחות, והשפעות סביבתיות. באמצעות טכניקה כירורגית הממזער נזק לרקמות במהלך השתלת צינור ושיטות הקלטה להפחית את התנועה צינור, ובמקביל לאפשר את החיה אמבולט בחופשיות, חיוניים להשגת הקלטות מדויקות לשחזור.

אם ביצע כראוי, in vivo FC בבעלי חיים נעים באופן חופשי יכול לספק נתונים המשפיעים באופן אמין על תפקוד שלפוחית ​​השתן. 10 FC בבעלי חיים נעים באופן חופשי יכול לספק נתונים על הפרמטרים הבאים; לחץ בזאלי או בסיסי: לחץ מינימלי בין שתי תמונות. לחץ בין שתי צורות. לחץ סף: לחץ intravesical immלפני ההמנון. לחץ מקסימלי: לחץ מרבי בשלפוחית ​​השתן במהלך מחזור micurition. פעילות ספונטנית (או לחץ בין תנודות מתמשך): לחץ intermicturition מינוס לחץ בסיסי. התכווצויות שאינן מבוטלות: עלייה בלחץ תוך-תוךתי במהלך שלב המילוי, שאינה קשורה לשחרור הנוזל. שלפוחית ​​השתן: יכולת שלפוחית ​​השתן מחולקת בלחץ הסף מינוס לחץ בסיסי. תדר Micturition: מספר התצלומים ליחידת זמן. מרווח intermicturition: תקופה בין שני לחצים הרקה מקסימלית. יכולת שלפוחית ​​השתן: נפח חד פעמי מחולק במספר התצלומים. תיאור מפורט של פרמטרים אלה וטרמינולוגיה מתוקננת פורסם בעבר. 11

FC יכול להתבצע באמצעות שיטת עירוי מתמשך או יחיד עירוי intravesical. רציפות cystometry מאפשר הקלטה של ​​מחזורי micurition מרובים ובחירת נתונים נציג מבוססעל שחזור. הדיוק שלה במדידת יכולת שלפוחית ​​השתן מוגבל בשל נפח שיורית לא ידוע. בנוסף, זה מאתגר לאסוף כרכים קטנים מבטל (אשר מבוסס על זן ומין להשתנות בין 30 ו 184 μL) בעכברים ambulating בחופשיות. שימוש בשיטה זו כדי להקליט נפח נמנע הוא פחות מדויק לעומת הכנה הרדים, אבל זה עדיף בכך שהוא ימנע את ההשפעות המדכאות של הרדמה על תפקוד שלפוחית ​​השתן. סיסטומטריה מחזור יחיד צריך לשמש כדי להעריך את יכולת השלפוחית. בשיטה זו, שלפוחית ​​השתן מתרוקן על ידי שאיפה לפני אינפוזיה ויכולת מחושב כפונקציה של קצב עירוי כפול הזמן ללחץ מקסימלי.

למרות הטכניקה של ביצוע cystometry במכרסמים קטנים פורסמה, הוא תיאר את הניתוח שבוצעה חולדה והמליץ ​​cystometry העכבר צריך להתבצע תחת הרדמה urethane. 10 מטרתה של תקשורת זו היא לאO לתאר את שתי הטכניקות microsurgical המשמש להשתיל צינור intravesical לתוך הכיפה של שלפוחית ​​השתן ואת הגדרת הניסוי המשמש להקליט תפקוד מערכת השתן התחתונה, in vivo , במהלך מילוי שלפוחית ​​השתן רצוף ומילוט בעכבר נע בחופשיות ערים. בנוסף, בוצעו ניסויים כדי לענות על אורך הצינור, הקוטר והחומר, כמו גם המתודולוגיה לביצוע ב- vivo FC, משפיעים על ההקלטה. פרוטוקול ניסיוני זה מסכם את הטכניקות שפורסמו בעבר ומציע מספר שינויים המבוססים על תוצאות הניסוי.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בעלי החיים שוכנו במכון לטיפול בבעלי חיים של אוניברסיטת ורמונט על פי הנחיות מוסדיות. כל הניסויים בבעלי חיים בוצעו על פי המכון הלאומי לבריאות מדריך לטיפול ושימוש של חיות מעבדה.

1. Intravesical Tube להשתלה

  1. הכנת צינורות ומכשירים להליך הכירורגי
    1. חותכים חתיכת 7 ס"מ של צינורות PE10 לעשות את הקטטר להשתלה.
    2. יצירת התלקחות בקצה אחד של צינור PE10 על ידי התקדמות איטית את הקצה לעבר להבה פתוחה.
      הערה: משוך במהירות את הצינור ברגע שהתלקח.
    3. החל שלוש טיפות של כל מטרה דבק חם, באמצעות הגדרת חום נמוך על אקדח דבק, ב 4.5, 5, ו 5.5 ס"מ מן קצה מתרחבים בצד החיצוני של צינור PE10. אלה יסייעו לאבטח את הצינור על הגב של החיה. ( איור 1 )
    4. לעקר את צינורות ידי השריית אותו 70%אתנול ולאחר מכן לשטוף אותו עם NaCl 0.9% סטרילית לפני השימוש. השאירו את הצינור מלא כדי למנוע הצגת בועות אוויר לתוך המערכת.
    5. יצירת תקע 30-מד לאטום את הקצה של PE10 קטטר ידי הפרדת מחט 30-מד מהרכזת על ידי מניפולציה ידנית בצד הקצה הפרוקסימלי לצד. החל טיפה של דבק חם עד הסוף. ודא כי החותם הוא אטום למים. ( איור 2 )
    6. השתמש בכלים הבאים microsurgical: שני זוגות של דומון # 7 מעוקל microforceps, שני זוגות של microforceps Dumont # 5 מעוקל, מחט 21 G, המוסט היישר Ultrafine, מספריים מיקרו, מספריים לנתח קטן, מחזיק מחט מיקרו.
    7. לעקר את כל המכשירים לפני תחילת ההליך.
  2. הכנת החיה
    1. לאחר הרדמה החיה, לגלח את החלק התחתון של הבטן הראשונה, ולאחר מכן להפוך את בעל החיים נוטה לגלח ולנקות את האזור על הגב העליון עם אלכוהול 70% ואחריו betadine. החל משחה וטרינר לעיניים כדי למנוע יובש. לאחר מכן, השתמש זוג ישר, בוטה מספריים זוג דומונט # 7 מעוקל microforceps לעשות חתך 1.5 ס"מ עור ארוך בין scapulae ומקום חזית החיה על גבי כרית חימום (37 ° C) מכוסה וילונות סטריליים.
    2. לבסוף, לנקות את הבטן עם אלכוהול betadine.
  3. הליך ניתוחי
    הערה: בצע את כל ההליכים כירורגית תחת מיקרוסקופ הפעלה עם הגדלה החל 3.15X ל 20X. לאחר הנחת החיה על הווילונות סטרילי, ללבוש כפפות סטריליות. המשך באמצעות נהלים סטריליים לאורך כל הניתוח.
    1. מניחים את החיה בתיבה אינדוקציה להרדים באמצעות isoflurane בשאיפה 2% עם נושאת חמצן (1 L / min). לשמור על הרדמה לאורך ההליך על ידי הנחת הראש של החיה בתוך חרוט האף באמצעות 2% inofal isoflurane עם נושאת חמצן (1 L / min). להתחיל את הניתוח לאחר קבלת שליליתתגובה ative מן הבוהן מבחן קמצוץ.
    2. השתמש זוג ישר, בוטה מספריים זוג Dumont # 7 מעוקל microforceps לעשות חתך 1.5 ס"מ נמוך, חתך הבטן באמצע הדרך דרך העור. לאחר מכן, ליצור חתך תואם דרך fascia לאורך alba linea שריר לחשוף את הכיפה ואת החלק העליון של שלפוחית ​​השתן. הימנע פציעה שלפוחית ​​השתן על ידי הפעלת המתיחה כלפי מעלה לשכבת רקמות כל באמצעות זוג של דומון # 7 מעוקל microforceps. שמור את הקרביים הבטן מן הייבוש על ידי הוספת טיפות של מלוחים פיזיולוגיים חמים.
    3. סובב את החיה על צדה כדי לגשת את החתך על עורפה. לדחוף heustat צר מתחת לעור למרות החתך. הערוץ תת עורי צריך להתחיל על הגב, ולהמשיך לאורך הצד.
    4. ברגע קצה המכשיר מגיע לתחתית כלוב הצלעות, להפוך את קצה לכיוון קו האמצע ובתוך הבטן (לא יהיה פופ קל כאשר חודרים את שרירי דופן הבטן). המשך לקדם את המוסטאט עד קצה חשוף על החתך בטן מתחת לשכבת השרירים. ( איור 3 )
    5. לתפוס את "הלא מתלקח" סוף הצינור עם המוסטאט ולאט לאט לחזור על הכלי, מושך את קצה הצינור החוצה דרך החתך בחלק האחורי של הצוואר. התאם את קצה מתרחבים של צינורות כך שהוא שוכב ישירות מעל הכיפה של שלפוחית ​​השתן.
    6. הפוך עניבה רופף של תפר monofilament 6-0 (שאינם absorbable) ומניחים אותו על כיפה שלפוחית ​​השתן. קשר זה ישמש מאוחר יותר כדי לאבטח את הצינור בשלפוחית ​​השתן.
    7. מניחים גליל קטן של רקמה נטולת מוך בבטן ומאחורי שלפוחית ​​השתן כדי לעזור לייצב ולהרים אותו.
    8. היכונו כדי להכניס את קצה מתרחבים של קטטר PE10 לתוך שלפוחית ​​השתן.
      1. ביד הלא דומיננטית, להחזיק את הכיפה של שלפוחית ​​השתן עם דומון # 7 מעוקל microforceps ולשמור על אחיזה זו עד קטטר ממוקם בשלפוחית ​​השתן.
      2. השתמש מחט 21-מד לאO לעשות ציסטוטומיה בקודקוד הכיפה. בעדינות לבדוק את cystotomy עם זוג סגור של # 5 microforceps מעוקל כדי לוודא את הקטטר יכול בקלות לעבור דרך החור.
      3. בעוד עדיין מחזיק את כיפה שלפוחית ​​השתן ביד הלא דומיננטי, במקום את קצה מתרחבים של קטטר PE10 לתוך שלפוחית ​​השתן (לדחוף את התלקחות עד הצוואר שלפוחית ​​השתן כך שהוא לא להחליק החוצה תוך אבטחת אותו).
      4. לקשור את תפר 6-0 monofilament סביב הכיפה של שלפוחית ​​השתן ואת צינורות עם עניבה ממוקם הקדמי לצינור. הקפד לקשור את תפר גבוה על השלפוחית ​​ככל האפשר, כדי למנוע באופן מלאכותי הפחתת קיבולת שלפוחית ​​השתן. ( איור 4 )
      5. לחלופין, לאבטח את הקטטר באמצעות תפר מחרוזת הארנק כדלקמן. הפוך תפר מחרוזת ארנק רופף על הכיפה של שלפוחית ​​השתן באמצעות monofilament 6-0. בצע את השלבים 1.3.8.1 - 1.3.8.3 לביצוע הציסטומיה והכנסת הקטטר. אבטח את הצינור על ידי קשירת תפר מחרוזת הארנק. ( איור 5 )
    9. בדוק את הפטנט ואת החותם של הצינור בשלפוחית ​​השתן על ידי הצמדת מזרק 0.5 מ"ל אינסולין עם מחט 30-מד לקצה הדיסטלי של הצינור. לאט לאט למלא את שלפוחית ​​השתן עם 0.1-0 0.2 מ"ל של 0.9% NaCl עד טיפה מופיע פתח פתח השופכה, ולאחר מכן לרוקן את השלפוחית ​​על ידי שאיפה. חשוב שהשלפוחית ​​יכולה להיות מלאה ומרוקנת.
    10. אם לא דליפות להתרחש בכיפה, את השלפוחית ​​של השלפוחית ​​עם זוג microforceps מעוקל בעדינות למשוך את הצינור עד ההתלקחות נח על החלק הפנימי של כיפה שלפוחית ​​השתן.
    11. לפני הסגירה, להסיר את גליל קטן של רקמות, ולוודא כי שלפוחית ​​השתן נמצאת במצב הרגיל שלה.
    12. סגור את דופן הבטן בשתי שכבות (שריר ועור) עם תפר 6-0 ריצה. עדיף לשער את שריר הבטן על ידי תפירה רק את הקצוות של fascia הבטן הקדמי (הקיר הקדמי של נדן רקטוס).
    13. כדי לאבטח את צינורות החיה בחזרה, בעדינות roאת החיה על הבטן. הכנס את החלק תת עורי של עוגן מתכת לתוך חתך interscapular. ( איור 12 ) השתמש תפר 6-0 כדי לאבטח את הצינור ואת העוגן על ידי אפיפת אותם עם תפר מזרן אנכי.
    14. ודא הבועה דבק נשאר מעל ומתחת לעור כדי למנוע את הצינור מ מושך החוצה. חותכים את הצינור כ 2 ס"מ מעל העור.
    15. הכנס בעדינות את תקע 30-מד (שלב 1.1.5) לתוך קצה הצינור כדי למנוע שתן דולף החוצה.
  4. הזרק 0.5 מ"ל 0.9% NaCl תת עורית עבור הידרציה. תן שלאחר הניתוח כאבים מיד לאחר הניתוח ולשמור על 48 שעות.
    1. מניחים את החיה בחזרה לתוך הכלוב שלה ממוקם מתחת מנורה אינפרא אדום. לשמור על תצפית מתמדת עד החיה נע סביב הכלוב בחופשיות.
  5. לפקח על החיה היומי ולאפשר לו להתאושש במשך 5 ימים לפני ההקלטה.

2. התעוררות ציסטהOmetry הקלטה

  1. הכנת תוכנית ההקלטה, מתמר לחץ ומשאבה אינפוזיה.
    1. לפני הרדמה החיה, לחבר את משאבת עירוי, מתמר הלחץ, ו 22 סיבוב G באמצעות צינורות PE50. ( איור 6 )
    2. פתח את תוכנית ההקלטה (ראה טבלת חומרים לדוגמה), במחשב כדי לכייל את לחץ המערכת ולהיערך להקלטות. הקפד להשתמש באותן הגדרות במהלך הכיול וההקלטה.
      1. ממלאים מזרק 20 מ"ל עם 10-15 מ"ל של טמפרטורת החדר 0.9% NaCl לטעון לתוך משאבת עירוי. תוכנית המשאבה כדי להחדיר בקצב של 0.6 מ"ל / שעה.
      2. אבטח את מתמר הלחץ באותו גובה כמו שלפוחית ​​השתן של החיה או התחתון של כלוב ההקלטה.
      3. צרף את המחוון 22-מד לסוף מתמר הלחץ (PE50 - צינורות - מתמר לחץ לסיבוב)
        הערה: המסתובב משמש כדי למנוע מהצינור מלהסתובב או להידלקS תנועות החיה.
      4. לקדם את המשאבה מזרק לשטוף 0.9% NaCl דרך המערכת. הקפד להסיר את כל בועות האוויר לפני כיול.
      5. כאשר תוכנית ההקלטה פועלת, השתמש בסרגל לכיול הלחץ (cm / H 2 O). לאט להזיז את הקצה של קשירה PE50 מ 0 עד 30 ס"מ. כוונן את האפס במידת הצורך.
        הערה: סימן 0 ס"מ צריך להיות בגובה זהה לרצפה של כלוב ההקלטה ומתמר לחץ.
    3. להשעות את 22-מד סיבוב מעל מרכז כלוב ההקלטה. ודא כי תחתית הכלוב מאפשר שתן ליפול על מכשיר האיזון של האיזון ממוקם מתחת לכלוב. להתאים את גובה הקשר כך העכבר יכול לנוע בחופשיות סביב הכלוב ללא מאמץ או מתיחה של צינורות. ( איור 7 )
    4. בסיום, לבדוק כדי לוודא את המערכת PE50 צינורות חיצוני מלאים של NaCl 0.9% וכל בועות אוויר הוסרו.
  2. PrepAration של החיה להקלטות
    1. להרדים את החיה עם isoflurane בשאיפה 2% ומניחים אותו על בטנה. הסר את תקע 30-מד ולהחליק את צינורות PE10 (catheter שלפוחית ​​השתן) לתוך קצה של PE50 קשירה. השתמש דבק חם ליצירת חותם אטום למים.
    2. לכבות את ההרדמה ולמקם את החיה בתוך cagewith ההקלטה מקביל חוט, אשר יאפשר שתן ליפול ישירות על גבי מכשיר איסוף ממוקם על גבי איזון אנליטי. ( איור 7 )
    3. התחל את ההקלטה פעם החיה נמצאת בכלוב, אבל לא להתחיל infuse. לפקח על החיה עד שהוא מתאושש במלואו מן ההרדמה. לאחר הלחץ שלפוחית ​​השתן מייצב, להתחיל infusing 0.9% NaCl בשיעור של 0.6 מ"ל / שעה.
      הערה: רשום את תוכנית ההקלטה בעת ביצוע שינויים כלשהם. חשוב שיהיה רישום של מתי מתחיל עירוי, מפסיק או מתרחשות אי סדרים.
    4. בדוק את המערכת עבור דליפות ולוודא החיה יש accEss המזון ומים.
    5. המשך ההקלטה בחדר שקט עד שלושה מחזורי micturition לשחזור מתקבלים.
      הערה: החיה צריכה להיות מופרעת לחלוטין במהלך ההקלטה. רצוי, להשתמש ניטור וידאו מרחוק כדי להתבונן התנהגות.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

לא היה הבדל משמעותי בין חומרי הצינור וקטרים ​​בעקביות של עליית לחץ ונופל בתוך המערכת במהלך חסימת הצינור. שלפוחית ​​השתן קיר נפיחות שלאחר השתלת צינור intravesical היה משמעותי הן פוליאתילן (PE) ו פוליאוריטן (PU) חומרים. ביום 2, התפתחה התנפחות חמורה. הוא הכיל חצי חתך של שלפוחית ​​השתן, והוביל לחסימת הלומן. ביום 5, הבצקת נפתרה לחלוטין, משאיר את האזורים subucosal שחדר עם תאים דלקתיים אשר פלשו חלקית את השרירים. ביום 7, חדירת דלקת הופחת באופן משמעותי את ה...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

חומר אופטימלי וגודל של צינור intraveical

כדי לקבוע את השפעת צינור קוטר יש על הקלטות לחץ, בדקנו צינורות microfluidic שונים; PE50 (מזהה 0.58 מ"מ), פוליאוריטן PU027 (0.4 מ"מ מזהה), PE25 (0.46 מ"מ ID), ו PE10 (0.28 מ"מ מזהה). עבור כל צינור, לחץ נרשמה עם משאבת אינפוזיה פועל 1 מ"ל / שעה, תוך זז במהירות את הצינור אנכית מ 0 עד 30 ס"מ. בתחילה ניסויים vivo ניסו להשתמש צינורות PE50, אך לא הצליחו ב...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין מה לחשוף.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה מומן על ידי המחלקה לכירורגיה באוניברסיטת ורמונט, המועצה הדנית למחקר עצמאי ועל ידי בית החולים האוניברסיטאי אודנסה.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
פוליאתילן (PE) 10 צינורותInstechBTPE-10מתאים למחברים/תקעים 30G
פוליאתילן (PE) 50 צינורותInstechBTPE-50מתאים למחברים/תקעים 22G
22 G מסתובב נירוסטה חד ערוץInstech375/22
קפיץ הארכת שירות מפלדת פחמן גבוהה (9/64 אינץ' OD)Grainger1NAH1מגן על צינורות PE50 - חתוך לאורך
מחבר 22 GInstechSP22/12
Yutaoz Professional Hot Melt דבק דבק אקדחYutaozהשתמש בהגדרת טמפרטורה נמוכה (100 & deg; ג) - כל אקדח דבק נמס חם עם טווח טמפרטורות מתכוונן יעבוד
Surebonder DT-2010 מקל דבק לכל מטרהSurebonderכל דבק חם לכל מטרה יעבוד
Dumont #5 מיקרו-מלקחיים מעוקליםמכשירי דיוק עולמיים500232
Dumont #7 מיקרו-מלקחיים מעוקליםמכשירי דיוק עולמיים14188
מספריים מיני חיתוך - ישרWorld Precision Instruments503240
מיקרו מלקחיים נגד יתושים (12.5 ס"מ)World Precision Instruments500451
מספריים לניתוח- ישרWorld Precision Instruments14393
מחזיק מחט CastroviejoPrecision Instruments503258
Isoflurane, USPPhoenix2%, קצב זרימה של 1 ליטר לדקה
בופרנורפין0.05 מ"ג/ק"ג
0.9% השקיית נתרן כלורי, USPבקסטר
6-0 מונופילמנט שחור אתילון, תפר שאינו נספגעניבת שלפוחית השתןאתיקון
6-0 סגול ויקריל קלוע, תפר נספגEthiconMuscle, ריצה
6-0 מונופילמנט כחול פרולן, תפר לא נספגEthiconתפר עור, מזרן אנכי, קבור מופרע
KD Legato 210 משאבת עירוי/נסיגהKD Scientific1.5 מ"ל/שעה
מתמר לחץ חד פעמיDigitimerNL108T2
מגבר לחץDigitimerNL108A
Power1401-3 ממשק רכישת נתוניםDigitimer
Spike2 קיימברידג' עיצוב אלקטרוני מוגבלתוכנת הקלטת לחץ למחשב
Leica MZ6 מיקרוסקופ ניתוח כירורגי (3.2 - 20X)הגדלהשל Leica Microsystems
World

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Perez, L. M., Webster, G. D. The History of Urodynamics. Neurourol Urodyn. 11 (1), 1-21 (1992).
  2. Fry, C. H., et al. Animal models and their use in understanding lower urinary tract dysfunction. Neurourol Urodyn. 29 (4), 603-608 (2010).
  3. Maggi, C. A., Santicioli, P., Meli, A. The nonstop transvesical cystometrogram in urethane-anesthetized rats: a simple procedure for quantitative studies on the various phases of urinary bladder voiding cycle. J Pharmacol Methods. 15 (2), 157-167 (1986).
  4. Malmgren, A., et al. Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction. J Urol. 137 (6), 1291-1294 (1987).
  5. Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction. J Urol. 164 (4), 1385-1389 (2000).
  6. Chang, H. Y., Havton, L. A. Differential effects of urethane and isoflurane on external urethral sphincter electromyography and cystometry in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 295 (4), F1248-F1253 (2008).
  7. Matsuura, S., Downie, J. W. Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat. Neurourol Urodyn. 19 (1), 87-99 (2000).
  8. DePaul, M. A., Lin, C. Y., Silver, J., Lee, Y. S. Peripheral Nerve Transplantation Combined with Acidic Fibroblast Growth Factor and Chondroitinase Induces Regeneration and Improves Urinary Function in Complete Spinal Cord Transected Adult Mice. PLoS One. 10 (10), e0139335(2015).
  9. Kadekawa, K., et al. Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury--a comparison study with rats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).
  10. Uvin, P., et al. The use of cystometry in small rodents: a study of bladder chemosensation. J Vis Exp. (66), (2012).
  11. Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourol Urodyn. 30 (5), 636-646 (2011).
  12. Smith, P. P., Kuchel, G. A. Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse. Neurourol Urodyn. 29 (7), 1344-1349 (2010).
  13. Aizawa, N., Homma, Y., Igawa, Y. Influence of High Fat Diet Feeding for 20 Weeks on Lower Urinary Tract Function in Mice. Low Urin Tract Symptoms. 5 (2), 101-108 (2013).
  14. Bjorling, D. E., et al. Evaluation of voiding assays in mice: impact of genetic strains and sex. Am J Physiol Renal Physiol. 308 (12), F1369-F1378 (2015).
  15. Morikawa, K., et al. Effects of various drugs on bladder function in conscious rats. Jpn J Pharmacol. 50 (4), 369-376 (1989).
  16. Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics. Am J Physiol. 251 (6 Pt 2), R1177-R1185 (1986).
  17. Cornelissen, L. L., Misajet, B., Brooks, D. P., Hicks, A. Influence of genetic background and gender on bladder function in the mouse. Auton Neurosci. 140 (1-2), 53-58 (2008).
  18. Lemack, G. E., Zimmern, P. E., Vazquez, D., Connell, J. D., Lin, V. K. Altered response to partial bladder outlet obstruction in mice lacking inducible nitric oxide synthase. J Urol. 163 (6), 1981-1987 (2000).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Awake CystometryMouse ModelIntravesical TubeMicrosurgical ProcedureBladder Pressure RecordingPolyethylene 10 TubingPost Operative Day 5Urinary BladderLower Urinary TractFilling Cystometry

Related Articles