מאמר שיטה

טראנס זרם ישיר גירוי (tDCS) בעכברים

DOI:

10.3791/58517

⸱

23 בספטמבר 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centro de Tecnologia em Medicina Molecular (CTMM), Faculdade de Medicina, Universidade Federal de Minas Gerais

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

טראנס זרם ישיר גירוי (tDCS) היא טכניקה טיפולית הציע לטפל במחלות פסיכיאטריות. במודל חיה חיונית להבנת שינויים ביולוגיים ספציפיים עורר באמצעות tDCS. פרוטוקול זה מתאר מודל העכבר tDCS המשתמשת אלקטרודה מושתל באופן כרוני.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

טראנס זרם ישיר גירוי (tDCS) היא טכניקה neuromodulation פולשני המוצע כטיפול אלטרנטיבית או משלימה למחלות מנוטלי מספר. השפעות ביולוגיות של tDCS הם לא מובן במלואו, כפי שמוסבר בחלקו בשל הקושי בהשגת רקמת המוח האנושי. פרוטוקול זה מתאר מודל העכבר tDCS המשתמשת אלקטרודה מושתל באופן כרוני המאפשר הלימוד לטווח ארוך השפעות ביולוגיות tDCS. במודל זה ניסיוני, tDCS שינויים בביטוי הגן קורטיקלית ומציע תרומה בולטת ההבנה של הרציונל לשימוש טיפולית שלה.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

טראנס זרם ישיר גירוי (tDCS) היא שיטה לא פולשנית, בעלות נמוכה, טיפולית, אשר מתמקדת אפנון עצביים באמצעות זרמי רציף בעוצמה נמוכה1. כיום יש שני הייעודיות (anodal ו- cathodal) tDCS. בזמן הגירוי anodal מפעילה שדה חשמלי הנוכחי חלש מדי כדי לעורר פוטנציאל פעולה, אלקטרופיזיולוגיה מחקרים הראו כי שיטה זו מייצרת שינויים הפלסטיות הסינפטית2. לדוגמה, ראיות מראה ש-tdcs הזה גורם השפעות ארוכות טווח potentiation (LTP) משרעת השיא מוגברת של3,פוטנציאל postsynaptic סינאפסות4 ו אפנון דעתנית קורטיקלית5.

לעומת זאת, גירוי cathodal גורם עיכוב, וכתוצאה מכך ממברנה hyperpolarization6. השערה על מנגנון זה מבוסס על ממצאים פיזיולוגיים שבה מתואר tDCS כדי לווסת את פוטנציאל הפעולה התדירות והמשך של הגוף עצביים3. ראוי לציין, אפקט זה לא ישירות לעורר פוטנציאל פעולה, למרות שניתן משמרת את הסף דפולריזציה, להקל או ה"בלתי ירי עצביים7. אלה מנוגדים אפקטים בעבר הוכחו. לדוגמה, גירוי anodal, cathodal מיוצר תופעות מנוגדות תגובות מותנה רשום דרך פעילות אלקטרומיוגרפיה ארנבים8. עם זאת, מחקרים הראו גם כי גירוי ממושך anodal הפעלות עשויה להקטין דעתנית בעוד הגדלת זרמים cathodal עלול להוביל דעתנית, הצגת אפקטים מנוגדים עצמית3.

הן anodal והן cathodal גירויים צבירה השימוש של זוגות אלקטרודות. לדוגמה, גירוי anodal, "פעיל" או "אנודת" האלקטרודה ממוקמת מעל האזור במוח כדי להיות מאופנן ואילו האלקטרודה "הפניה" או "קטודית" ממוקם מעל האזור שבו השפעת זרם ההנחה תהיה חשיבות9. בגירוי cathodal, אלקטרודה פריסה הוא הפוך. עוצמת גירוי עבור tDCS יעיל תלוי עוצמת הנוכחי, אלקטרודה ממדים, אשר משפיעים על החשמל שדה אחרת10. במחקרים שפורסמו ביותר, עוצמת הנוכחי הממוצע הוא בין 0.10 ל 2.0 mA ו- 0.1 מ- 0.8 אמא לבן אדם ועכברים, בהתאמה6,11. למרות גודל האלקטרודה 35 ס מ2 משמש בדרך כלל אצל בני אדם, יש אין הבנה נכונה לגבי אלקטרודה הממדים עבור מכרסמים, חקירה יסודית יותר הוא נדרש6.

tDCS הוצע במחקרים קליניים עם הניסיון של המציע טיפול אלטרנטיבית או משלימה עבור והפרעות נוירולוגיות מנוטלי מספר11 כגון אפילפסיה12, הפרעה דו קוטבית13, קו5 , רס ן דיכאון14, מחלת אלצהיימר15, טרשת נפוצה16 ו מחלת פרקינסון17. למרות גוברת ההתעניינות tDCS והשימוש בו ניסויים קליניים, הסלולר מפורט מולקולרית עורר שינויים ברקמת המוח, קצר, תופעות לטווח ארוך, וכן תוצאות התנהגותיות, הן עדיין להיות עמוק יותר נחקר18, 19. מאז בגישה אנושית ישירה ללמוד ביסודיות tDCS אינה ברת קיימא, השימוש במודל חיה tDCS עשויים להציע תובנות לתוך האירועים תאית ומולקולרית בבסיס המנגנון הטיפולי של tDCS עקב הנגישות רקמת המוח של בעל החיים.

הראיות הזמינות מוגבל לגבי דגמים tDCS בעכברים. רוב הדגמים שדווחה להשתמש בפריסות שונות implanting, אלקטרודה מידות וחומרים. לדוגמה, וינקלר. et al. (2017) מושתל האלקטרודה ראש (Ag/AgCl, 4 מ מ קוטר) מלא עם תמיסת מלח ותיקנו אותה בגולוגולת עם מלט וברגים אקריליק20. שונה מן הגישה שלנו, אלקטרודה החזה שלהם היה מושתל (פלטינה, 20 x 1.5 מ מ). . Nasehi et al. (2017) היה תהליך מאוד דומה לשלנו, למרות האלקטרודה בית החזה עשוי ספוג ספוג תמיסת מלח (פחמן מלא, 9.5 ס מ2)21. מחקר אחר מושתלים שתי אלקטרודות לראש של החיה, אשר הושגה על ידי שימוש קבוע צלחות וכיסוי הראש של החיה עם מנצח הידרוג22. כאן נתאר מודל העכבר tDCS המשתמשת אלקטרודה מושתל באופן כרוני דרך הגדרת פשוטה עם כירורגית הליכים ו tDCS (איור 1).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המלון שוכן באופן אינדיבידואלי מבוגר זכר (8-12 שבועות) עכברים C57BL/6 שימשו בניסוי זה. בעלי חיים קיבל טיפול נאות לפני, במהלך ואחרי הטיפול. הניסיוני עם מים ואוכל ad libitum. כל ההליכים אושרו על ידי ועדת האתיקה בעלי חיים מן האוניברסיטה הפדרלית של מינאס ז'ראיס (פרוטוקול מספר 59/2014).

1. אלקטרודה השמה

  1. לסמם, קיבעון החיה על המנגנון stereotaxic
    1. לעקר את כל מכשירי הניתוח הדרוש.
      שימו לב. כלים כירורגים חיטוי במשך 3 דקות ב 440 º C. ספוגיות כותנה היו בלוק בבית 20 psi (פאונד לאינץ מרובע) ב 121 מעלות צלזיוס למשך 20 דקות.
    2. להתאים את הבקר תרמי פלטפורמה ל- 37 מעלות צלזיוס.
    3. שוקל החיה ולחשב את המינון המתאים עבור אינדוקציה הרדמה. השתמש תערובת של קטמין חריגות השירותים הווטרינריים במינון של 100 מ ג/ק ג קטמין ו- 8 מ ג/ק ג חריגות השירותים הווטרינריים, ניתנה intraperitoneally (גודל מחט, 31 G). החיה צריך להירדם בתוך 2-3 דקות.
    4. להשתמש גילוח או גילוח לגלח למטה באתר כירורגית.
    5. המקום החיה על המנגנון stereotaxic מעל ומחוממת טרום חימום צלחת.
    6. תחזיק את הראש של החיה והכנס בפסי באוזן עצה לתוך כל אחד האוזניים של החיה לתקן אותה פלטפורמת stereotaxic.
    7. לאמת יש לא הסטת הראש לרוחב, תנועה אנכית קטנה לאחר על ידי הסטה לאט ראשה מיצוב.
    8. בעדינות להחליק את מסיכת ההרדמה על האף של העכבר ולתקן את זה במקום על ידי הידוק הבורג.
    9. הגדר את איזופלוריין 1% עם 1.0 L/דקה של O2.
    10. להחיל משחה עיניים לעיניים של החיה כדי למנוע ייבוש הקרנית במהלך הניתוח.
  2. הצמדת השתל לראש של החיה
    1. להשתמש את ספוגיות כותנה להכנת באתר כירורגית שהמדים לסירוגין שלושה povidone יוד (או 2% chlorhexidine) ו-70% אתנול.
    2. השתמש זוג מספריים כדי לוודא הרדמה עומק על ידי סחיטה בהונות של החיה ואימות האובדן של רפלקס הנסיגה פדלים (הבוהן צביטה) של בעל החיים בקלילות.
    3. אעשה חתך כ 3 מ מ האחורי לקו האוזן של החיה, עוצרות קו העין. מקום החתך חייבים להיות כ 1 ס מ אורך להיות מספיק גדולה כדי לקבל את השתל.
    4. לגרד בעדינות את הגולגולת עם המגרד עצם לשפר את הדבק של מלט הדבקות. האור הנערץ מתוך כוונה יצירת שריטות מיקרו.
    5. מקם בזהירות כירורגית ווים על העור רפוי כדי לשמור על שדה כירורגי פתוח וללא מכשולים כגון עור ופרווה.
    6. השתמש ספוגית כותנה סטרילי לייבוש הקרקפת של החיה.
    7. השתמש במיקרוסקופ ויבתר להמחיש העליון של הגולגולת של החיה.
    8. לצרף מחט המחזיק stereotaxic ואתר את bregma. מקם את המחט ישירות מעל ראשה נוגע מעט את bregma.
    9. אפס את כל נקודות הציון מעקב דיגיטלית ולאחר מכן הרם את המחט.
    10. לתקן את השתל tDCS על בעל stereotaxic. מקם את השתל מעל ראשה, להוריד אותו באיטיות על גבי האזור עניין בעזרת הקואורדינטות stereotaxic נכונה.
    11. שימוש במחט להפיץ טיפה 1 (כ 35 μL) של דבק סופר על הבסיס של השתל.
    12. לאט הניעו את המחזיק כלפי מטה עד שייגע הגולגולת. ודא כי הבסיס השתל הוא לגמרי במגע עם המשטח.
    13. הכינו את הבטון כירורגי בהתאם להוראות היצרן.
    14. לאחר מיקום מדויק, להחיל 3 דק, אפילו שכבת צמנט על פני הגולגולת ועל החלק התחתון של השתל. חלה ירידה לכל טיפה באמצעות מברשת של היישום. שכבות בטח יוצרים מבנה בצורת גבעה לקבלת תמיכה מבנית של השתל.
    15. השאר חריטה של השתל נקי של מלט כדי לאפשר חיבור חלקה בלא הפרעה.
    16. אפשר כל שכבה להתייבש במשך כ-4 דקות.
    17. כאשר יבש, הסר בזהירות את המחזיק עד שזה מנותק לחלוטין מן השתל. תמיד לנקוט בזהירות בעת טיפול השתל, מאז זה עשוי להיות בטעות מופק הגולגולת של החיה.
  3. גימור ניתוח וטיפול לאחר ניתוח
    1. מימה העור של החיה באזור הניתוח באמצעות מקלון צמר גפן ספוג תמיסת מלח.
    2. . מעיל העור על הבסיס של השתל tDCS
    3. השתמש זוג מספריים כדי להפגיש את הרקמה ולסגור את החתך עם טיפה של דבק כירורגי רקמות לכל 0.2 ס מ של רקמות.
    4. לחדור לידוקאין 1-2% של החתך, שבבסיס הרקמות.
    5. מימה subcutaneously את העכבר עם 500 µL של תמיסת רינגר לקטט.
    6. הנח את העכבר לתוך כלוב נקי, שוכנו יחיד ומחוממת מראש (37 מעלות צלזיוס).
    7. לשים קערת קטן עם כדורי מזון רטוב בכלוב לגישה נוחה לאוכל במשך השעות הבאות.
    8. הירשם במשקל לאחר ניתוח של החיה.
    9. לתת את ketoprofen בעלי חיים (5 מ"ג/ק"ג) subcutaneously אחרי הניתוח ועל הימים 2.
    10. נטר את ההתאוששות של החיה מקרוב במשך לפחות שבוע אחד. להעריך סימני מצוקה, כגון piloerection, חוסר טיפוח, גפיים מופחתת, הפצע מגרד דלקת של האתר כירורגית.

2. tDCS גירוי וההתקנה

  1. tDCS ההתקנה (ראה איור 2)
    שימו לב. ודא כי ממריץ tDCS טעונה במלואה.
    1. לצרף את אנודת וכבל קטודית ממריץ tDCS ולהפוך אותם זמינים בקרבת האתר גירוי. לצרף האלקטרודה pin-סוג בעל stereotaxic.
    2. הגדר את הפלטפורמה תרמי 37 מעלות צלזיוס.
    3. הפעל את זרימה חמצן במערכת הרדמה אינהלציה כדי 1 ליטר/דקה.
    4. הנח את העכבר אל החדר אינדוקציה הרדמה.
    5. הפעל את מכשיר אידוי איזופלוריין ל-3%. לאפשר את החיה לעבור אפקטים איזופלוריין במשך 4 דקות.
    6. בעוד החיה בבית הבליעה אינדוקציה, השתמש מזרק סטרילי למילוי האלקטרודה הגוף עם תמיסת 0.9%.
    7. הסר את החיה מן החדר אינדוקציה ומקם את החזה שלה מעל האלקטרודה הגוף.
    8. בעדינות להחליק את מסיכת ההרדמה על האף של העכבר ולתקן את זה במקום. . תוריד את פלט איזופלוריין ל- 1.5%.
    9. למלא את השתל, האלקטרודה pin-סוג עם תמיסת מלח ולצרף בקפידה.
    10. התאם גירוי זמן ועוצמה הנוכחי.
    11. בדוק את איכות הקשר על ממריץ tDCS. קשר אופטימלית נוסע מ 7 עד 10 בסולם 1 עד 10.
  2. גירוי
    1. התחל את הגירוי.
    2. לצפות את הנוכחי ramping 30 s הערך הנבחר, שמירה על עצמו יציב בפעם הוקמה, ואז, בסוף הפגישה ramping למטה שוב.
    3. הפעילו את כפתור דמה עבור בקרת עכברים.
    4. לצפות את הנוכחי ramping 30 s הערך הנבחר ולאחר מכן עד 1 למשך שארית תקופת גירוי עם רמפה סופית את הערך שנבחר בסופו של דבר עם רמפה רצופים למטה.
    5. לאחר הפעלת גירוי תושלם, בזהירות העברת החיה לכלוב ומחוממת מראש (37 מעלות צלזיוס) למשך 10 דקות.
      שימו לב. חיות התחילו להתעורר לאחר 3 דקות.
    6. . כבה את מערכת הרדמה אינהלציה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול כירורגי הציגו יציבות שתל לטווח ארוך עבור חודש אחד לפחות, אין אותות דלקתיים באתר מגורה ולא כל השפעה רצויה אחרת. כל החיות שרדו ההפעלות הליך ו tDCS כירורגי (n = 8). בניסוי זה, שתלים tDCS היו מוצבים מעל cortices M1 ו- M2 (+1.0 מ מ קדמי-את ישבנה ואת 0.0 מ מ לרוחב כדי bregma). שבוע לאחר מכן, tDCS (n = 3-4) ואת דמה (n = 3) עכברים היו מגורה במשך חמישה ימים רצופים במהלך 10 דקות ב- 0.35 mA. ערכי איכות הקשר (סי) נרשמו להערכת הכדאיות השתל, אין הבדלים משמעותיים נמצאו בין הקבוצות במהלך הליך גי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בשנים האחרונות, טכניקות בגירוי יש כבר נכנס הקלינית כמו שגרה מבטיח לטפל מנוטלי הפרעות23. כדי להפחית את האילוץ המוטלים על-ידי חוסר הידע על מנגנוני בגירוי, הצגנו כאן מודל העכבר tDCS נושאת אלקטרודה שיכולות היעד אזורים במוח. מאחר האלקטרודה מושתלת באופן כרוני, מודל זה בעל חיים מאפשר החקירה של השפעות ביולוגיות לטווח ארוך עורר באמצעות tDCS (עבור חודש אחד לפחות) בדפוסי גירוי מורכב. המודל שתואר tDCS בעלי חיים מציג סיכוי קטן לזיהום סובלנות שתל גבוה אם הוא מבוצע כהלכה. בסך הכל, השלבים ניתוח כדי למקם את השתל ה...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנו מודים מר רודריגו דה סוזה לסיוע בשמירה על העכבר מושבות. L.A.V.M הוא בחור דוקטורט הכפים. עבודה זו נתמכה על ידי המענק PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מזרק BD Ultra-Fine 50UBD10033430026להזרקה תוך צפקית.
מכונת גילוח (Philips Multigroom)פיליפס (ברזיל)QG3340/16לחיתוך אתר כירורגי.
<ציוד >כירורגי חזק
דגם 940 מכשיר סטריאוטקסי לבעלי חיים קטנים עם קונסולת תצוגה דיגיטליתKOPF940להגבלה ומיקום כירורגי של בעלי חיים.
דגם 922 ללא קרע 60 מעלות מוטות אוזנייםקצה KOPF922להגבלה ומיקום כירורגי של בעלי חיים.
מחזיק צינוריתKOPF1766-APלמיקום השתל.
מיקרוסקופ משקפת זום סטריאו מדויק (III) על מעמד בוםWPIPZMIII-BSלמיקום ברגמה ומיקום השתל.
דגם מערכת בקרת טמפרטורה KOPFTCAT-2LVלבקרה תרמית של בעלי חיים.
מקור אור קר WPIWA-12633לבהירות מוקד
מערכת הרדמה לבעלי חיים במעבדה שולחנית עם נבלותVetEquip901820לאספקת איזופלורן ובטיחות.
מסנן ספיחת פחם פעיל VaporGuardVetEquipאמצעיבטיחות למערכת אספקת 931401. 
דגם 923-B מחזיק ראש הרדמה בגז עכברKOPF923-Bלהגבלת בעלי חיים ואספקת O2 ואיזופלורן.
ווסת חמצן, צילינדר E VetEquip 901305עבור O2 רגולציה ומסירה.
צינור חמצן – ירוק VetEquip931503למשלוח O2 ואיזופלורן.
סטריליזטור אינפרא אדום 800 º CMarconiMA1201לעיקור מכשירים.
<מכשירים כירורגיים חזקים>
עדינים - ToughCutFine Science Tools14058-11לחתך.
ווים כירורגייםINJEX1636בייצור ביתי - משמשים לניקוי אתר הניתוח מעור ופרווה.
פינצטה או מלקחיים סטנדרטיים-לאחיזת העור.
<מתכלים כירורגיים חזקים>
Vetbond3MSC-361931לסגירת חתך.
ערכת מלט וזרז (Duralay)Reliance2OZלקיבוע שתלים.
ספוגיות כותנה סטריליות (חיטוי)JnJ75Uלנוגדי חיטוי באתר כירורגי. 
צלחת 24 באר (צלחת תרבית רקמות)SARSTEDT831,836להכנת מלט.
מברשת יישוםParkellS286לערבוב ויישום מלט.
Pharmaceutics
Xylazin (ANASEDAN 2%)Ceva Pharmaceutical (ברזיל)P10160לזירוז הרדמה.
קטמין (DOPALEN 10%)Ceva Pharmaceutical (ברזיל)P30101לזירוז הרדמה.
איזופלורן (100%)כריסט ואקוטי; ליה (ברזיל)100 מ"ללתחזוקת הרדמה.
לידוקאין (XYLESTESIN 5%)קריסטלפארמה-לטיפוללאחר ניתוח.
קטופרופן (PROFENID 100 מ"ג)סאנופי אוונטיס20 מ"ללטיפול לאחר ניתוח.
תמיסת הלקטט של רינגרSANOBIOL LAB7898153652145לטיפול לאחר ניתוח.
TobraDex (דקסמתזון 1 מ"ג/גרם)אלקון631לסיכה והגנה על העיניים. 
<גירוי חזק>
ממריץ טרנס-גולגולתי של בעלי חייםSoterix Medical2100לדור הנוכחי.
מחזיק אלקטרודה מסוג סיכה (בסיס מחזיק גלילי)Soterix Medical2100תמיכת אלקטרודות (שתל).
אלקטרודה מסוג סיכה (Ag/AgCl)Soterix Medical2100לאספקת זרם (אלקטרודה). 
מכסה אלקטרודה מסוג סיכהSoterix Medical2100להגנה על שתלים.
אלקטרודה לגוף (מצופה Ag/AgCl)Soterix Medical2100לאספקה נוכחית (אלקטרודה). 
תמיסת מלח (0.9%)FarmaX7896902206441מדיום מוליך לאספקה שוטפת.
פינצטה או מלקחיים סטנדרטיים-להגדרת tDCS.
<חזק>תגובת שרשרת פולימראז בזמן אמת
BioRad CFX96 מערכת בזמן אמתBioRadC1000עבור qPCR
SsoAdvancedTM אוניברסלי SYBR ירוק סופרמיקס (5 X 1 מ"ל)BioRad1725271עבור qPCR
קשיח מעטפת PCR צלחות PCT COM 50 p/ CFX96BioRadHSP9601עבור qPCR
Microseal "B" חותם pct c/ 100MSB1001 BioRadעבור qPCR

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
  2. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
  3. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
  4. Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047(2015).
  5. Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
  6. Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
  7. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  8. Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
  9. Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
  10. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
  11. Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
  12. San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
  13. Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
  14. Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
  15. Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
  16. Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
  17. Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
  18. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  19. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
  20. Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
  21. Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
  22. Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
  23. Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
  24. Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2(2017).
  25. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180(2015).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

tDCS

מאמרים קשורים