מודל calvarial של הגדלת עצם בארנב להערכת צמיחת העצם ונינובאסקולריזציה בחומרים החלפת עצם

Laurine Marger; Antonio Barone; Carla  P. Martinelli-Kläy; Leandra Schaub; Malin Strasding; Mustapha Mekki; Irena Sailer; Susanne  S Scherrer; Stéphane Durual

doi:10.3791/59976

מאמר שיטה

מודל calvarial של הגדלת עצם בארנב להערכת צמיחת העצם ונינובאסקולריזציה בחומרים החלפת עצם

DOI:

10.3791/59976

⸱

13 באוגוסט 2019

Laurine Marger¹ , Antonio Barone² , Carla P. Martinelli-Kläy³ , Leandra Schaub¹ , Malin Strasding⁴ , Mustapha Mekki¹ , Irena Sailer⁴ , Susanne S Scherrer¹ , Stéphane Durual¹

¹Division of Fixed Prosthodontics and Biomaterials, Biomaterials Laboratory, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, ²Department of Surgery, Division of Oral and Maxillofacial Surgery (HUG), Unity of Oral Surgery and Implantology, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, ³Department of Surgery, Division of Oral and Maxillofacial surgery (HUG), Laboratory of Oral & Maxillofacial Pathology, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, ⁴Division of Fixed Prosthodontics and Biomaterials, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כאן אנו מציגים פרוטוקול כירורגי ארנבים עם המטרה להעריך חומרים החלפת עצם במונחים של יכולות התחדשות העצם. על-ידי שימוש בגלילים הצצה הקבועים על גולגלות הארנבים, האוסטאופהלוגיה, אוסטורגנזה, אוסטג'נסיס וביוקולוגנזה הנגרמת על ידי החומרים עשויים להיות מוערכים על בעלי חיים חיים או מורדמים.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

העיקרון הבסיסי של מודל כיפת ארנב הוא לגדל רקמת עצם חדשה אנכית על גבי החלק של קליפת המוח של הגולגולת. מודל זה מאפשר הערכה של חומרים החלפת עצם עבור התחדשות העצם אוראלי הגולגולת במונחים של צמיחת העצם ו ניאוואסקולריזציה תמיכה. לאחר בעלי חיים הם מורדם ומאוורר (אנציקנה צנרור), ארבעה צילינדרים עשוי פוליאטר אתר קטון (מבט חטוף) הם דפקו על הגולגולת, משני צידי החציון ותפרים ילתית. חמש החורים הפנימי הם קדח בתוך אזור העצם מופרדים על ידי כל גליל, המאפשר זרם של תאים מח עצם. דגימות החומר ממוקמות לתוך הצילינדרים שנסגרו לאחר מכן. לבסוף, האתר הכירורגי משמים, ובעלי חיים הם להתעורר. צמיחת עצם עשויה להיות מוערך על חיות חיים באמצעות microtomography. לאחר בעלי חיים מורדמים, צמיחה עצם ו ניאוואסקולריזציה ניתן להעריך באמצעות microtomography, היסטולוגיה-החיסונית ו immunofluorescence. כאשר הערכה של חומר דורשת סטנדרטיזציה מקסימלית וכיול, מודל כיפת מופיע אידיאלי. Access קל מאוד, כיול וסטנדרטיזציה הם הקלה על ידי שימוש של צילינדרים מוגדרים ארבע דגימות ניתן להעריך בו. יתרה מזאת, ניתן להשתמש בטומוגרפיה חיה ובסופו של דבר ירידה גדולה בבעלי חיים מורדמים.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מודל כיפת של הגדלת העצם פותחה בשנת 90 עם המטרה כדי לייעל את הרעיון של התחדשות עצם מודרך (gbr) בתחום כירורגי אוראלי הגולגולת. העיקרון הבסיסי של המודל הזה הוא לגדל רקמת עצם חדשה אנכית על גבי החלק של קליפת המוח של הגולגולת. כדי לעשות זאת, כור (למשל, טיטניום כיפה,-גליל או כלוב) הוא קבוע על הגולגולת כדי להגן על התחדשות העצם שנערך על ידי השתל (למשל, הידרוג'ל, עצם תחליף, וכו '). בעזרת מודל זה, טיטניום או כלובים קרמיים¹^,²^,³^,⁴^,⁵^,⁶, ממברנות gbr⁷^,⁸^,⁹ ^,¹⁰, גורמים אוסטגניים¹¹^,¹²^,¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶^,¹⁷, עצם חדש מחליפים¹²^,¹⁶^,¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²⁰^,²¹^,²²^,²³ ^, בת ²⁴ ^, מיכל בן ²⁵ ^, מיכל בן ²⁶ ^, בן ²⁷ ^, מיכל בן ²⁸ ^, ²⁹ או המנגנון של ניאוואסקולריזציה במהלך תהליך התחדשות העצם³⁰ העריכו.

מנקודת מבט טרנסלבית, מודל הקאלוריון מייצג פגם בקיר אחד שניתן להשוותו לפגם בדרגה הרביעית בלסת³¹. המטרה היא לגדל עצם חדש מעל אזור קורטיקלית, ללא תמיכה לרוחב של קירות עצם אנדוגניים. המודל הוא ולכן מחמיר מאוד ומעריך את הפוטנציאל האמיתי של אוסטאנהולכה אנכית על החלק הקורטיקלי של העצם. אם המודל המתואר בזאת מוקדש בעיקר להערכת האוסטאופת בתחליפי עצמות, ניתן להעריך גם אוסטגנזה ו/או אוסטיואינדוקציה, כמו גם ואסיקולוגנזה¹^,²^,³^, ⁴^,⁵^,⁶^,⁷^,⁸^,⁹^,¹⁰^,¹¹,¹²,¹³ ^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶^,¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²⁰^,²¹^,²² ^,²³^,²⁴,²⁵^,²⁶^,²⁷^,²⁸^,²⁹^,³⁰.

למעשה עבור מסיבות אתיות, מעשיות וכלכליות, מודל כיפת פותחה בארנב שבו חילוף החומרים ומבנה העצם הם רלוונטיים בהשוואה לאדם³²אנושי. של 30 ההפניות המצוטטות לעיל, 80% השתמשו במודל הארנב¹^,²^,³^,⁴^,⁵^,⁶^,⁷,⁸ ^,⁹^,¹⁰,¹¹^{, 12}^,¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁷^,²², ²³^,²⁶^,²⁷^,²⁸^,²⁹,³⁰^,³³, ובכך מדגימים את הרלוונטיות של דגם בעל חיים זה. בשנת 2008, הקבוצה של בוסקנר העבירה את מודל כיפת לחזיר, כדי לאפשר השוואה של שמונה תחליפי עצמות בו זמנית²⁰ (בהשוואה לשתי תחליפי עצמות עם הארנב). מצד שני, הקבוצה שלנו העבירה את המודל הקלוריון של הארנב לכבשים. בקצרה, כיפות טיטניום הונחו על גולגלות כבשים כדי לאפיין את אוסטאנההולכה של תחליף העצם המודפס החדש 3D. מחקרים אלה אפשרו לנו לפתח ולשלוט במודל הקלוריון ובניתוח¹⁶^,²¹.

שלושת המחקרים האחרונים ציינו¹⁶^,²⁰^,²¹, יחד עם מספר חקירות נוספות¹²^,¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²², ²³,²⁴^,²⁶^,²⁷^,²⁸,²⁹, אישר את הפוטנציאל הגדול של מודל כיפת כהקרנה ואפיון ודל. עם זאת, למרות שהתוצאות התקבלו היו די מספקות, הם גם הצביעו על כמה מגבלות: (1) השימוש של כיפות טיטניום, אשר מנעו דיפוזיה רנטגן ו בתורו חי מיקרו-CT שימוש. אלה לא ניתן להסיר לפני עיבוד היסטולוגית, לאלץ את החוקרים להטביע את הדגימות ב-שרף (מתיל מתיונין) (PMMA). לפיכך, הניתוחים שהתקבלו היו מוגבלים במידה רבה לטופוגרפיה. (2) עלויות פיננסיות גבוהות במיוחד בשל העלות של בעלי החיים, והעלויות הקשורות ללוגיסטיקה, אחזקה וניתוח בעלי החיים. (3) קשיים להשיג אישורים אתיים לבעלי חיים גדולים.

מחקר שנערך לאחרונה על ידי פולו, ואח '²⁶ שיפרה במידה רבה את המודל על הארנב. כיפות טיטניום הוחלפו על ידי צילינדרים קלובל כי יכול להיות מלא בנפח קבוע של חומר. ארבעה מהצילינדרים האלה. הושמו על גולגולות ארנבים בסיום, ניתן להסיר את הגלילים כך שביופסיות יהיו חופשיות מתכת, המציגים גמישות רבה יותר בנוגע לעיבוד המדגם. מודל כיפת הארנב הפך אטרקטיבי עבור בדיקות סימולטני עם עלויות נמוכות יותר, בעלי חיים קלים טיפול והקלה על עיבוד לדוגמה. ניצול ההתפתחויות האחרונות, יש לנו שיפור נוסף המודל על ידי החלפת טיטניום עם מבט לייצר צילינדרים, ובכך לאפשר דיפוזיה רנטגן ושימוש microtomography על חיות חיים.

במאמר זה, ניתן לתאר את תהליכי ההרדמה וניתוח ולהראות דוגמאות של תפוקות שניתן להשיג באמצעות פרוטוקול זה, כלומר, (אימונו-) היסטולוגיה, histomorphometry, לחיות ולשעבר vivo מיקרוטומוגרפיה כדי להעריך את מנגנוני העצם התחדשות ומכמת את סינתזה העצם החדש נתמך על ידי חומרים תחליף עצם.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בקנה אחד עם דרישות משפטיות שוויצריות, הפרוטוקול אושר על ידי ועדה אקדמית ובפיקוח על ידי סוכנויות וטרינרי הפדרלי של הקנטונים (האישורים n ° GE/165/16 ו-GE/100/18).

1. התקנים ובעלי מפרט ספציפיים

צילינדרים
1. צילינדרים מכונות עם כרטיסיות ייצוב לרוחב מתוך הצצה יש קוטר פנימי של 5 מ"מ, קוטר החיצוני של 8 מ"מ גובה של 5 מ"מ (איור 1).
2. מכונת הצצה עם עיצוב המאפשר חיתוך בדיוק על החלק העליון של גליל (עובי 1 מ"מ).
3. לעקר צילינדרים הצצה וכובעים על ידי אוטוקלינג לפני הניתוח.
ברגים
1. השימוש עצמית קידוח מיקרו ברגים (עשוי טיטניום טהור מסחרי (כיתה 5)) כדי לתקן את צילינדרים (1.2 מ"מ קוטר, 4 מ"מ אורך). לחטא על ידי אוטוקלינג. לפני הניתוח
חיות
1. רכישת שלושה חודשים-בן ניו זילנד לבן ארנבים (זכר או נקבה), שוקל ~ 2.5 ק ג כל אחד.
  הערה: הצלחנו להשיג ארנבים באמצעות הרבייה באוניברסיטת ז'נבה.

2. כירורגיה

מגש כירורגי
1. לשמור על אזמל, מספריים, שני מלקחיים, מעלית הקרום, מזרקים (1, 2, 5, 50 mL), כירורגי מנוע, עגול כירורגי burs (0.8 מ"מ קוטר), מחטים, תמיסת מלח סטרילי, ארבעה צילינדרים, שמונה ברגים, ו מברג מוכן.
טיפול טרום-קליני
1. Acclimate את החיות שבוע לפני הניתוח.
2. לספק אנטיביוטיקה מניעתי יומית (5 – 10 מ"ג/ק"ג לפי פה (PO)) החל 2 h לפני הניתוח עד 3 ימים לאחר הניתוח.
הרדמה וצנרור
1. הרגעה בעלי חיים על ידי הזרקה (IM) הזרקת של קטמין (25 מ"ג/ק"ג, 50 mg/mL, 0.5 mL/ק"ג) + xylazin (3 מ"ג/ק"ג, 20 מ"ג/mL, 0.15 מ ל/ק"ג). לחכות ~ 20 דקות לחיות לישון
  עמוק (atony שרירי להשלים).
  הערה: תרופות מקדימות אלה יאפשרו תהליך של צנרור פשוט, מהיר ונטול כאבים. כאבים עמוקים והרדמה נגרמת כמתואר בשלב 2.3.8.
2. הניחו צינורית ורידי לתוך הווריד השולי מהאוזן ושמרו אותה סגורה עד להשלמת הצנרור.
  הערה: קו IV זה ישמש לעשות פנטניל ולהצעת משככי כאבים עמוקים והרדמה, בהתאמה (ראה שלב 2.3.8).
3. לשמור על ההרדמה על ידי אספקת 5% סבלאנה חמצן טהור עד הצנרור מבוצע.
  הערה: שלב זה הכרחי רק אם בעל החיים מראה סימנים של התעוררות (תנועות עיניים, התכווצויות שרירים).
4. . על-ידי ריסוס של 10% לידוקאין מניחים את הארנב בתנוחה מועדת ושומרים על ראשו בשלוחה אנכית.
5. החלק את הצינור האנדוקנה הראשון של קוטר קטן (2.5 מ"מ) לתוך קנה הנשימה של הארנב עד שניתן יהיה לשמוע את זרימת האוויר בשפופרת. זה יפתח את הגרון ויקל על החדרת הצינור הסופי.
6. הוסף מדריך (קטטר צנרור) בצינור כדי לתקן את המיקום של הצינור לתוך קנה הנשימה. הסר את שפופרת בקוטר קטן להחליק את צינור האנדוקנה הסופי (4.9 מ"מ) על המדריך.
7. הסר את המדריך ולנפח את הבלון בסוף הצינור האנדוקנה כדי לאטום ולחסום את המכשיר לתוך קנה הנשימה. הצינורית תישאר במקומה, אך היא עשויה להיות מאובטחת באמצעות תחרה הקשור סביב המצח. מייד האוויר (7 מ"ל/ק"ג, תדירות של 40/דקות) בעל החיים עם 3% סבלאנה בחמצן טהור.
8. באופן רציף (וריד האוזן) פנטניל (0.01 mg/mL, 2 – 4 מ"ל/h) כדי לגרום לחוסר כאבים, 2 – 4 מ"ג/ק"ג של (2%) ההצעת (20 מ"ג/mL, 4 – 8 מ ל/ח) כדי לגרום להרדמה, ו 4 מ ל/ק"ג/h של אצטט של צלצול לשמור על iso-נפחי תנאים.
9. . מניחים לווין בטמפרטורה רקטלית כמו כן, לפקח על תפקוד הלב, טמפרטורה ורווית חמצן במהלך התהליך כולו.
10. שלוט בעומק ההרדמה על ידי ניטור הנשימה האוטונומית; אם בעל החיים מראה סימנים של נשימה אוטונומית, מוותר על מנת להיפטר ממנה קטנה של הסדר והפנטניל.
הכנת האתר
1. מניחים את הארנב על משטח מחומם (39 ° c) מכוסה על ידי כרית מזרן (כדי למנוע כוויות) על שולחן הניתוח. . תגלח את הקרקפת
2. החלת ג'ל סיכה על העיניים כדי למנוע גירוי ויובש. לחטא את האתר על ידי קרצוף העור עם יוד povidone (10%). ואז לעטוף את הארנב עם העטוף כירורגי סטרילי לחתוך את אזור הגישה לגולגולת.
3. לחטא את האתר כירורגי עם יוד povidone (10%) בפעם השנייה החלת ג'ל סיכה על העיניים כדי למנוע גירוי ויובש.
4. הכינו שולחן עטוף (עטוף סטרילי) שעליו למקם את המגש הכירורגי המלא.
פתיחת אתר כירורגי
1. להרדמה מקומית עם הזרקת תת עורית (SC) של לידוקאין 2% (1 mL) על הגולגולת.
2. מעבר דרך העור (עם אזמל) לאורך קו משונן כיפת, מן המסלולים לכיוון העורף החיצוני (~ 4 ס מ אורך). ודא כי הקרום מונצח.
3. העלה בעדינות את הקרום (עם מעלית הקרום) משני צידי החתך. שטפו את האתר בתמיסת מלח סטרילית.
מיקום צילינדר
1. אתר את התפר החציוני ואת התפרים הקורואליות על הגולגולת (איור 2A, B). שימו לב כי קווים אנטומיים אלה יוצרים צלב. הגלילים ימוקמו בכל אחד מהרביעים המוגדרים על ידי הצלב, ויבטיח ששולי הגליל לא יהיו מעל לתפר (איור 2C).
2. מניחים את הגליל הראשון על הרביע העליון השמאלי (העצם הקדמית שמאל), ולנסות להניח את המכשיר שטוח. לתקן את המיקום עם לחץ ידיים חזק להרוס מיקרו בורג, עד התנגדות הוא הרגיש. ודא שראש הבורג מיושר עם פני השטח של לשונית הצילינדר.
3. חזור על אותו ההליך בכרטיסיה האחרת כדי לתקן את הצילינדר בחוזקה על הגולגולת. ודא כי הצילינדר הוא רמטית קבוע לעצם.
4. חזור על ההליך ברבעון העליון הימני (עצם הקדמית הימנית), הרבעון התחתון השמאלי (עצם הקודקוד השמאלי) והחלק הימני התחתון (עצם הקודקוד הימני).
קידוח עצם של 5 חורים מתוך מדולרי באזור להקיף את צילינדרים (איור 1)
1. מקדחה חור מתוך מדולרי תחת השקיה מלוחים (0.8 מ"מ בקוטר, ~ 1 מ"מ לעומק) עם סיבוב מעוגל על העצם, במרכז האזור להקיף את הגליל. ודא שהדימום מופיע.
2. לקדוח שני חורים למטה עוד מדולרי לאורך הציר עובר דרך שני ברגים כרטיסיה, בקצוות הפנימיים של הצילינדר. לאורך הגרזן הניצב, לקדוח שני חורים יותר מתוך מדולרי בקצוות הפנימיים של הגליל. ודא שהדימום מופיע.
3. חזור על הפעולה בתוך שלושת הצילינדרים האחרים.
מילוי צילינדרים בדגימות חומר וסימתי (איור 3)
1. הכן את חומר תחליף העצם הרצוי על פי הוראות היצרן או מפרט חומרים.
2. ממלאים את הצילינדר הראשון עד הסוף עם דגימת החומר ולסגור את הגליל על ידי התאמת כובע. חזור על התהליך ב 3 צילינדרים אחרים.
סגירת אתר כירורגית
1. סגרו את העור מעל הצילינדרים עם תפר שאינו נספג לסירוגין.
2. למרוח תחבושת על הפצע.

3. טיפול לאחר ניתוח

הפסיקו את המחסור בחוסר כאבים ובהרדמה (מעצר הרדמה ופנטניל) ובדקו את ההתאוששות של הנשימה האוטונומית.
הפסיקו את האוורור ברגע. שהחיה התאוששה מנשימות אוטונומיות שמרו על החיה תחת חמצן טהור לפני התעוררות מוחלטת.
הכנס בופרנורפין הידרוכלוריד SC (0.02 מ"ג/ק"ג, 0.03 mg/mL, 0.67 mL/ק"ג) ולחזור על הזריקה כל 6 h עבור 3 ימים כאבים שלאחר ניתוח.
להעביר את החיה לתוך הדיור הרגיל שלה עם מים והאכלה מלאה.
להסיר את התפרים לאחר כ 10 ימים של ריפוי בפצע.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המודל המתואר להלן מוקדש להערכת אוסטאליה בתחליפי עצמות. אוסטגנזה ו-או אוסטד של תחליפי עצם או (טרום) תאית או טעון עם מולקולות אקטיביים יכול להיות גם מוערך, כמו גם vasculogenesis¹^,²^,³^,⁴^, מיכל ⁵ ^, מיכל בן ⁶ ^, מיכל ^סבן ^, בן שמונ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המודל המתואר בזאת הוא פשוט ויש לפתח בקלות רבה כל עוד הצעדים מיועדים והציוד מתאים. כאשר הפרוטוקול המתואר הוא שיטה כירורגית, כל השלבים נראים קריטיים ויש לעקוב כראוי. זה קריטי להיות מאומן עבור ניסויים בבעלי חיים, במיוחד בטיפול בארנבים והרדמה. אל תהססו לבקש עזרה ההרדמה מקצועית והוטרינר. חשוב להתעקש על הניטור החזותי היומי של בעלי חיים לפני ואחרי הסרת תפר. גם אם העור מהגולגולת עבה, שופע ורופף, קיבעון הגלילים גורם למתחים גדולים. אם התפרים יוסרו מוקדם מדי, הפצע עשוי להיפתח מחדש ידרוש שבוע נוסף של הטיפול באנטיביוטיקה חדש. במקרה ש...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

. למחברים אין מה לגלות

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים הם אסירי תודה לגייסטלליך AG (Wolhusen, CH) ואת הקרן אוסטאופולוגיה (לוצרן, CH) (להעניק n ° 18-049) עבור תמיכתם, כמו גם גלובל D (בריג, FR) לספק את הברגים. תודה מיוחדת. לדוקטור ב. שפר מגייסטלליך אנחנו גם אסירי תודה לאליאן דובואה וקלייר הרמן על עיבוד היסטולוגית מעולה ועצות יקרות שלהם. לבסוף, אנו מכירים בחום את אקסבייר בלין, סילבי Roulet ואת כל הצוות של Pr וליד Habre, "ניתוח ניסיוני Dpt", על הסיוע הטכני המדהימה שלהם.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שם	חברה	מספר קטלוג	הערות
<חזק>תרופות
אנרופלוקסצין Baytril 10%	באייר		אנטיביוטיקה
פנטניל	בישל		לשיכוך כאבים
קטלר 50 מ"ג/מ"ל	פייזר		קטמין להרדמה
Lidohex	Bichsel		ג'ל סיכה לעיניים
Opsite	Smith ו אחיין	66004978	חבישה ניתנת לריסוס
פובידון יוד 10%, בטדין	מונדיפארמה		חומר אנטי זיהומי
פרופופול 2%	בראון	3538710	להרדמה
רפידוקאין 2%	סינטטיקה		הרדמה מקומית
רינגר-אצטט	פרזניוס קאבי		פיצוי נפח
רומפון 2%	באייר		קסילזין להרדמה
Sevoflurane 5%	Abbvie		להרדמה
תמיסת מלח סטרילית	Sintetica
Temgesic	Reckitt Benckiser		Buprenorphine hydrochloride, משכך כאבים
תיופנטל Inresa	Ospediala		להרדמה
קסילוקאין 10% תרסיס	Astra Zeneca		לאינטובציה
<חזק>שם	<חזק>חברה	<חזק>מספר קטלוגי	<חזק>הערות
<חזק>ציוד
Fresenius בקבוקון טייס C	Imexmed		משאבת עירוי
כרית מחוממת מכשיר
הרווארדיניקה דומיננטית 50	Medela
צינורות יניקה אופטימוס	פרומדיקל	80342.2
מנוע כירורגי	Schick	שיניים Qube	קידוח חורים תוך-מדולריים
אוורור	Maquet Servo1
שם	חברה	מספר קטלוגי	<חזק>הערות
<חזק>חומר
צילינדרים וכובעים	בוטיפלסט	מותאם אישית	: PEEK (פולי אתר אתר, קטון)
פיר שמירה עצמית ידני	GlobalD	ACT1K
ידית ניידת לפיר שמירה עצמית	GlobalD	MTM
קידוח עצמי ברגים	GlobalD	VA1.2KL4	ברגים צולבים המורכבים על ידי טיטניום דרגה 5, ISO 5832-3
<חזק>שם	<חזק>חברה	<חזק>מספר קטלוגי	<חזק>הערות
<חזק>מגש כירורגי
צינור אנדוטרכאלי קוטר שילי 2,5 מ"מ	Covidien	86233	לאינטובציה
צינור אנדוטרכיאלי קוטר שילי 4,9 מ"מ	Covidien	107-35G	לאינטובציה
אתיקון פרולן 4-0	Ehticon	8581H	תפר שאינו נספג
מלקחיים	מרסל בלאן	BD027R	145 מ"מ
קטטר אינטובציה	טבח מדריך רפואי		לאינטובציה
מחזיק מחט	מרסל מחטי Blanc	BM008R
BD Microlance3	Becton Dickinson	300300/304622	26G; 18G
Periosteal	HU-Friedy	P9X
בורות כירורגיים עגולים	Patterson	78000	בקוטר 0.8 מ"מ, קידוח חורים תוך-מדולריים
אזמל	Swann-Morton		n° 10 ו-n° 15
מספריים	מרסל בלאן	00657	180 מ"מ
מזרקים אומניפיקס	בראון	4616057V	5 מ"ל, 10 מ"ל ו-50 מ"ל
Venflon G22	בראון	42690985-01	בטיחות Vasofix לקו IV האוזן

הרכב

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Anderud, J., et al. Guided bone augmentation using a ceramic space-maintaining device. Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology and Oral Radiology. 118 (5), 532-538 (2014).
Lundgren, A. K., Lundgren, D., Hammerle, C. H., Nyman, S., Sennerby, L. Influence of decortication of the donor bone on guided bone augmentation. An experimental study in the rabbit skull bone. Clinical Oral Implants Research. 11 (2), 99-106 (2000).
Lundgren, D., Lundgren, A. K., Sennerby, L., Nyman, S. Augmentation of intramembraneous bone beyond the skeletal envelope using an occlusive titanium barrier. An experimental study in the rabbit. Clinical Oral Implants Research. 6 (2), 67-72 (1995).
Slotte, C., Lundgren, D. Impact of cortical perforations of contiguous donor bone in a guided bone augmentation procedure: an experimental study in the rabbit skull. Clinical Implant Dentistry and Relat Research. 4 (1), 1-10 (2002).
Tamura, T., et al. Three-dimensional evaluation for augmented bone using guided bone regeneration. Journal of Periodontal Research. 40 (3), 269-276 (2005).
Yamada, Y., et al. Correlation in the densities of augmented and existing bone in guided bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 23 (7), 837-845 (2012).
Chierico, A., et al. Electrically charged GTAM membranes stimulate osteogenesis in rabbit calvarial defects. Clinical Oral Implants Research. 10 (5), 415-424 (1999).
Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of the permeability of shields with autologous bone grafts on bone augmentation. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (6), e386-e392 (2013).
Ito, K., Nanba, K., Murai, S. Effects of bioabsorbable and non-resorbable barrier membranes on bone augmentation in rabbit calvaria. Journal of Periodontology. 69 (11), 1229-1237 (1998).
Lee, Y. M., et al. Enhanced bone augmentation by controlled release of recombinant human bone morphogenetic protein-2 from bioabsorbable membranes. Journal of Periodontology. 74 (6), 865-872 (2003).
Fugl, A., et al. S-nitroso albumin enhances bone formation in a rabbit calvaria model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 43 (3), 381-386 (2014).
Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of self-assembling peptide hydrogel scaffold on bone regeneration with recombinant human bone morphogenetic protein-2. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (5), e283-e289 (2013).
Ito, K., et al. Effects of ipriflavone on augmented bone using a guided bone regeneration procedure. Clinical Oral Implants Research. 18 (1), 60-68 (2007).
Jung, R. E., Hammerle, C. H., Kokovic, V., Weber, F. E. Bone regeneration using a synthetic matrix containing a parathyroid hormone peptide combined with a grafting material. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 22 (2), 258-266 (2007).
Minegishi, T., et al. Effects of ipriflavone on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvaria. Journal of Oral Science. 44 (1), 7-11 (2002).
Moussa, M., et al. Medium-Term Function of a 3D Printed TCP/HA Structure as a New Osteoconductive Scaffold for Vertical Bone Augmentation: A Simulation by BMP-2 Activation. Materials. 8 (5), 2174-2190 (2015).
Thoma, D. S., Kruse, A., Ghayor, C., Jung, R. E., Weber, F. E. Bone augmentation using a synthetic hydroxyapatite/silica oxide-based and a xenogenic hydroxyapatite-based bone substitute materials with and without recombinant human bone morphogenetic protein-2. Clinical Oral Implants Research. 26 (5), 592-598 (2014).
Busenlechner, D., et al. Resorption of deproteinized bovine bone mineral in a porcine calvaria augmentation model. Clinical Oral Implants Research. 23 (1), 95-99 (2012).
Busenlechner, D., et al. Paste-like inorganic bone matrix: preclinical testing of a prototype preparation in the porcine calvaria. Clinical Oral Implants Research. 20 (10), 1099-1104 (2009).
Busenlechner, D., et al. Simultaneous in vivo comparison of bone substitutes in a guided bone regeneration model. Biomaterials. 29 (22), 3195-3200 (2008).
Carrel, J. P., et al. A 3D printed TCP/HA structure as a new osteoconductive scaffold for vertical bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 55-62 (2016).
Murai, M., et al. Effects of different sizes of beta-tricalcium phosphate particles on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Dental Materials Journal. 25 (1), 87-96 (2006).
Nishida, T., et al. Effects of bioactive glass on bone augmentation within a titanium cap in rabbit parietal bone. Journal of Periodontology. 77 (6), 983-989 (2006).
Nyan, M., et al. Feasibility of alpha tricalcium phosphate for vertical bone augmentation. Journal of Investigating and Clinical Dentistry. 5 (2), 109-116 (2012).
Polimeni, G., et al. Histopathological observations of a polylactic acid-based device intended for guided bone/tissue regeneration. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 99-105 (2008).
Polo, C. I., et al. Effect of recombinant human bone morphogenetic protein 2 associated with a variety of bone substitutes on vertical guided bone regeneration in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 84 (3), 360-370 (2013).
Slotte, C., Lundgren, D., Burgos, P. M. Placement of autogeneic bone chips or bovine bone mineral in guided bone augmentation: a rabbit skull study. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 18 (6), 795-806 (2003).
Tamimi, F. M., et al. Bone augmentation in rabbit calvariae: comparative study between Bio-Oss and a novel beta-TCP/DCPD granulate. Journal of Clinical Periodontology. 33 (12), 922-928 (2006).
Torres, J., et al. Effect of solely applied platelet-rich plasma on osseous regeneration compared to Bio-Oss: a morphometric and densitometric study on rabbit calvaria. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 106-112 (2008).
Yamada, Y., et al. Angiogenesis in newly augmented bone observed in rabbit calvarium using a titanium cap. Clinical Oral Implants Research. 19 (10), 1003-1009 (2008).
Cordaro, L., Terheyden, H. ITI Treatment Guide. Wismeijer, D., Chen, S., Buser, D. 7, Quintessence. (2014).
Pearce, A. I., Richards, R. G., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. G. Animal models for implant biomaterial research in bone: A review. European Cells & Materials. 13, 1-10 (2007).
Min, S., et al. Effects of marrow penetration on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 78 (10), 1978-1984 (2007).
Braun, T. M. Ch. 4. Osteology guidelines for oral and maxillofacial regeneration Preclinical models for translational research. Giannobile, W. V., Nevins, M. , Quintessence publishing. 31-43 (2011).
Doro, D. H., Grigoriadis, A. E., Liu, K. J. Calvarial Suture-Derived Stem Cells and Their Contribution to Cranial Bone Repair. Frontiers in Physiology. 8, 956(2017).
Russel, W., Burch, R. The principles of humane experimental technique. , Universities Federation for Animal Welfare. (1959).
Asvanund, P., Chunhabundit, P. Alveolar bone regeneration by implantation of nacre and B-tricalcium phosphate in guinea pig. Implant Dentistry. 21 (3), 248-253 (2012).
Gielkens, P. F., et al. Gore-Tex as barrier membranes in rat mandibular defects: an evaluation by microradiography and micro-CT. Clinical Oral Implants Research. 19 (5), 516-521 (2008).
Lioubavina, N., Kostopoulos, L., Wenzel, A., Karring, T. Long-term stability of jaw bone tuberosities formed by "guided tissue regeneration". Clinical Oral Implants Research. 10 (6), 477-486 (1999).
Mardas, N., Kostopoulos, L., Stavropoulos, A., Karring, T. Osteogenesis by guided tissue regeneration and demineralized bone matrix. Journal of Clinical Periodontology. 30 (3), 176-183 (2003).
Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Mardas, N., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone used as an adjunct to guided bone augmentation: an experimental study in the rat. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 3 (3), 156-165 (2001).
Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone (Bio-Oss) and bioactive glass (Biogran) arrest bone formation when used as an adjunct to guided tissue regeneration (GTR): an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 30 (7), 636-643 (2003).
Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Fate of bone formed by guided tissue regeneration with or without grafting of Bio-Oss or Biogran. An experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 31 (1), 30-39 (2004).
Stavropoulos, A., Nyengaard, J. R., Kostopoulos, L., Karring, T. Implant placement in bone formed beyond the skeletal envelope by means of guided tissue regeneration: an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 32 (10), 1108-1115 (2005).
Thomaidis, V., et al. Comparative study of 5 different membranes for guided bone regeneration of rabbit mandibular defects beyond critical size. Medical Science Monitor. 14 (4), (2008).
Zhang, J. C., et al. The repair of critical-size defects with porous hydroxyapatite/polyamide nanocomposite: an experimental study in rabbit mandibles. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 39 (5), 469-477 (2010).
Zhang, X., et al. Osteoconductive effectiveness of bone graft derived from antler cancellous bone: an experimental study in the rabbit mandible defect model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 41 (11), 1330-1337 (2012).
Bronoosh, P., et al. Effects of low-intensity pulsed ultrasound on healing of mandibular bone defects: an experimental study in rabbits. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 277-284 (2015).
Gomes, F. V., et al. Low-level laser therapy improves peri-implant bone formation: resonance frequency, electron microscopy, and stereology findings in a rabbit model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 245-251 (2014).
Lalani, Z., et al. Spatial and temporal localization of secretory IgA in healing tooth extraction sockets in a rabbit model. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 62 (4), 466-472 (2004).
Osorio, L. B., et al. Post-extraction evaluation of sockets with one plate loss--a microtomographic and histological study. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 31-38 (2014).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

מודל calvarial של הגדלת עצם בארנב להערכת צמיחת העצם ונינובאסקולריזציה בחומרים החלפת עצם

במאמר זה

סיכום

תקציר

מבוא

פרוטוקול

תוצאות

דיון

גילויים

תודות

חומרים

מקורות

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

מאמרים קשורים