מאמר שיטה

כירורגיה סטריאוטקאית עבור השרשה של מערכים מיקרואלקטרודה ב מרמוסטמצוי

9.5K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/60240

⸱

29 בספטמבר 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Edmond and Lily Safra International Institute of Neuroscience, Santos Dumont Institute, 2Neuroscience Program, University of Colorado Anschutz Medical Campus, 3Department of Physiological Sciences, Health Sciences Center, Federal University of Espírito Santo

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

עבודה זו מהווה פרוטוקול לביצוע השרנית, השתלת נוירו-ניתוחית של מערכים מיקרואלקטרודה במרסט המשותף. שיטה זו מאפשרת באופן מפורש הקלטות אלקטרופיזיולוגיות בבעלי חיים מתנהגים בחופשיות, אך ניתן להתאים בקלות לכל התערבות נוירולוגית דומה אחרת במין זה (למשל, צינורית עבור מינהל התרופות או אלקטרודות לגירוי מוחי).

תקציר

מרמוסטים (הקליריות) הם יונקים קטנים שאינם אנושיים, אשר צוברים פופולריות במחקר ביו-קליני, כולל מדעי המוח. פילוגנטית, החיות האלה קרובות. יותר לבני אדם מאשר מכרסמים הם גם מציגים התנהגויות מורכבות, כולל מגוון רחב של התאמות ואינטראקציות חברתיות. כאן, הליך נוירוניתוחי כירורגי יעיל להשתלה של מערכי אלקטרודה הקלטה במרסט המשותף מתואר. פרוטוקול זה מפרט את הצעדים שלפני ואחרי הניתוח של טיפול בבעלי חיים הנדרשים לבצע ניתוח מוצלח כזה. לבסוף, פרוטוקול זה מציג דוגמה של פוטנציאל שדה מקומי הקלטות של פעילות ספייק ב מרמוסט התנהגות חופשית 1 שבוע לאחר ההליך הכירורגי. באופן כללי, שיטה זו מספקת הזדמנות ללמוד את תפקוד המוח הערה ובחופשיות מתנהג מרמוסטים. הפרוטוקול אותו ניתן להשתמש בקלות על ידי החוקרים עובדים עם פרימטים קטנים אחרים. בנוסף, ניתן לשנות אותו בקלות כדי לאפשר מחקרים אחרים הדורשים שתלים, כגון מגרה אלקטרודות, מיקרוזריקות, השרשה של optrodes או צינורית מדריך, או אבלציה של אזורי רקמה דיסקרטית.

מבוא

מרמוסטים משותפים (מיקפון) הם צוברים הכרה כאורגניזם מודל חשוב בתחומים רבים של מחקר, כולל מדעי המוח. הפרימטים החדשים של העולם החדש מייצגים דגם בעלי חיים חשוב ומשלים לשני מכרסמים ופרימטים לא אנושיים אחרים (NHPs), כגון מקוק רזוס. כמו מכרסמים, בעלי חיים אלה הם קטנים, קל לתמרן, וחסכוני יחסית לטיפול ולהתרבות1,2,3,4, לעומת nhps גדול. יתר על כן, בעלי חיים אלה יש נטייה לתאומים ופוריות גבוהה ביחס nhps אחרים1,2,3. יתרון נוסף מרמוסט יש מעל פרימטים רבים אחרים היא כי כלים ביולוגיה מולקולרית מודרני3,4,5,6,7 ו הגנום רציף2 ,3,4,5,8 . שימשו כדי לשנות אותם גנטית שני בעלי חיים הדפיקה באמצעות וירוס5, ובעלי חיים לנקוש באמצעות הנוקלאוסים של אצבעות אבץ (ZFNs) ותמלול activator כמו נוקלאוסיס (talens)7, הניבו חיות מייסד קיימא.

יתרון ביחס מכרסמים הוא כי מרמוסטים, כמו פרימטים, הם phylogenetically קרוב לבני אדם3,5,6,9,10,11. כמו בני אדם, מרמוסטים הם בעלי חיים יומי התלויים במערכת חזותית מפותחת מאוד להנחות הרבה מההתנהגות שלהם10. יתר על כן, מרמוסטים את המורכבות ההתנהגותית, כולל מגוון רחב של התנהגויות חברתיות כגון שימוש בהסברים שונים3, המאפשר לחוקרים לטפל בשאלות שאינן אפשריות במינים אחרים. מנקודת מבט נוירולוגית, מרמוסטים יש מוחות lissencephaly, בניגוד לשימוש נפוץ יותר רזוס מקוק9. יתר על כן, מרמוסטים יש מערכת העצבים המרכזית דומה לבני אדם, כולל קליפת ראש מפותחת יותר מפותח9. ביחד, כל המאפיינים הללו עמדות מרמוסטים כמודל יקר ללמוד תפקוד המוח בריאות ומחלות.

שיטה נפוצה ללמידה בתפקוד המוח כרוכה בזריעת אלקטרודות במיקומים ספציפיים מבחינה אנטומית באמצעות נוירוכירורגיה סטריאוטקאית. הדבר מאפשר הקלטה כרוכרותית של הפעילות העצבית באזורי יעד שונים, ומתנהגים באופן חופשי בעלי חיים12,13. נוירוכירורגיה סטריאוטקאית היא טכניקה הכרחית בשימוש בקווים רבים של מחקר, כפי שהיא מאפשרת מיקוד מדויק של אזורים נוירואנטומיים. לעומת מקוק וספרות מכרסמים, יש פחות מחקרים שפורסמו המתארים את הנוירוכירורגיה סטריאוטקאית ספציפיים למרסט, והם נוטים לספק פירוט דליל של השלבים המעורבים בניתוח. יתר על כן, אלה עם פירוט רב יותר בעיקר להתמקד בהליכים עבור הקלטת אלקטרופיזיולוגיה בעלי חיים מאופקים הראש14,15,16,17.

על מנת להקל על אימוץ רחב יותר של מרמוסטים כאורגניזם מודל במחקר מדעי המוח, השיטה הנוכחית מגדירה צעדים ספציפיים הנחוצים עבור נוירוכירורגיה מוצלחת סטריאוטקאית במין זה. בנוסף השרשה של מערכי הקלטה, כפי שמפורט בשיטה הנוכחית, אותה טכניקה יכולה להיות מותאמת לקצוות ניסיוניים רבים אחרים, כולל השרשה של האלקטרודות הגירוי לטיפול במחלות18 או causally נהיגה התנהגות מעגל19; השרשה של צינורית מדריך לחילוץ וכימות של נוירוטרנסמיטורים20, זריקות של ריאגנטים, כולל אלה עבור גרימת מודלים מחלות12 או עבור לימודי העקיבה מעגלים15; אבלציה של אזורים רקמה דיסקרטית21; השרשה של optrodes עבור לימודי אלקטרואופטיקה22; השרשה של חלונות אופטיים לניתוח מיקרוסקופית קורטיקלית23; והשרשה של מערכים electrocorticographic (ECoG)24. כך, המטרה הכוללת של הליך זה היא לתאר את השלבים המנתחים המעורבים השרשה של מערכי מיקרואלקטרודה עבור הקלטות אלקטרופיזיולוגיות כרונית באופן חופשי התנהגות מרמוסטים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

ניסויים בבעלי חיים נערכו בהתאם למוסדות הלאומיים של מדריך הבריאות לטיפול ולשימוש בבעלי חיים מעבדתיים ואושרה על ידי ועדת האתיקה של מכון סנטוס דומונט (פרוטוקול 02/2015AAS).

1. הכנת כירורגיה

  1. חברו כל מערך אלקטרודה למחזיק אלקטרודה התואם למסגרת הסטריאוטקאית שישמשו.
  2. חברו מחזיק אלקטרודה אחד למיקרומניפולציה הסטריאוטקאנית והגדר את המיקרוגל לנקודת הציון הבין-שמיעה. במידת הצורך יש לחזור על המערכים והמחזיקי האלקטרודות הנוספים.
    הערה: ניתן להשתמש בקואורדינטות הבין-שמיעה של כל המיקרוגל כדי לחשב את קואורדינטות ההשתלה עבור המערך כולו, משום שהמרחק היחסי בין המיקרוגל הוא קבוע. כאשר למערך יש צרורות באורכים שונים, קואורדינטת השמיעה של החוט הארוך ביותר היא הנוחה ביותר לשימוש לקביעת האפס הפנימי.
  3. ניתוק מחזיקי האלקטרודות מהמיקרומניפולציה הסטריאופתית ומעקר את ההרכבות (האלקטרודה המצורפת למחזיק האלקטרודות) בארון אור אולטרה סגול (UV) לפחות 2 h.
  4. חברו את המחט ל -24 גר' למחזיק בדיקה סטריאוטיפתית, חברו אותו למיקרומניפולציה וקבעו את נקודות הציון הבין-שמיעה לקצה המחט.
    הערה: לפני הניתוח, הקואורדינטות של כל כריתת הגולגולת יש להיות מוגדרות מראש כמו היקפית 200 יקרומטר2 גדול יותר מאשר anteroposterior (AP) ו מדיה (ML) מיקום של אתר השתלת היעד של המערך. השתמש 24 G-המחט המקדח ההרכבה המחזיק כדי לקבוע את המיקום של כריתת הגולגולת במוח על בסיס קואורדינטות אפס שמיעה.
  5. נתק את מחזיק הגשוש מהמיקרומניפולציה ועקר את ההרכבה בארון UV לפחות 2 שעות.
  6. לאסוף 6-8 ברגים טיטניום או נירוסטה. . הלחמה הייתה כבל קרקע לחצי מהם
  7. ארגן ועקר את כל הכלים, הציוד והמכשירים הנותרים הדרושים לניתוח.

2. הליכים מוקדמים

הערה: שני מרמוסטים זכרייםמבוגרים (הג משחק) במשקל 320 – 370 גרם שימשו במחקר זה. ודא כי בעל החיים לא אכל 6 h לפני האינדוקציה של הרדמה.

  1. להוריד את החיה עם הזרקת השרירים של אטרופין (0.05 מ"ג/ק"ג) כדי להפחית את הפרשות הריר והסימפונות. בדוק אם יש מחסור בתגובות פדלים.
  2. לאחר 5 דקות להחיל קטמין (10 למעלה 20 מ"ג/ק"ג) תוך הקפדה.
  3. גלח את ראשו של בעל החיים באמצעות קוצץ ספרים חשמלי.
  4. ניהול טרמדול (2 מ"ג/ק"ג) בפנים באופן משני כאבים כלליים.
  5. . לסדר את החיה
    1. באמצעות מסכה, לחשוף את המרסט ל-isofלאנה ב-1-2% חמצן עם קצב הזרימה של 1-5 L/min כדי לגרום להרדמה עמוקה. כאשר החיה מורדם עמוקות, הפחת ושמור על isofלינה עד 1-3 L/min.
    2. הצמדת רצועה אלסטית לטבלה הכירורגית עם הקלטת.
    3. מקמו את המרסט בתנוחת פרקדן עם הראש לכיוון הטכנאי ומניחים את הרצועה האלסטית בפה של מרמוסט מאחורי הכלבים.
      הערה: מומלץ למקם את הראש כך שמשטח העורף מופנה לכיוון הרצפה ופניו כלפי הטכנאי.
    4. באמצעות בדיקה משופעת כותנה, לנגב את לשונו של מרמוסט, ולתפוס אותו ביד אחת כדי לשמור על הפה פתוח.
    5. רסס 10% לידוקאין על. קצה צינור הקנה
    6. הכנס את הצינור הבלתי מאזוק, 2.0 מ"מ בקוטר של שפופרת לתוך קנה הנשימה עד לסימן 4.0 ס מ בכניסה של קנה הנשימה.
    7. חברו את הצינורית להרכבת ההרדמה עם המאוורר המלאכותי ל40 נשימות/דקות ולאישור התרחבות והתכווצות של החזה.
      הערה: בזמן זה יש להעביר את האיזו, והחמצן דרך צינורית האנדוקנה, ולא המסכה.
    8. הסירו את הרצועה האלסטית מהפה של המרסט, כך שצינור האנדוקנה יכול להיות מודבק ללסת.
  6. הצב את המרסט בתנוחה מועדת בשורה עם המסגרת הסטריאוטקאית ותקן את ראשו של בעל החיים לתוך המסגרת הסטריאוטקתית.
    1. ראשית, הכנס את קצה פס האוזן הימני לתעלת השמיעה הימנית של בעל החיים.
    2. לאחר מכן, הכנס את קצה שורת האוזן השמאלית לתעלת השמיעה השמאלית.
    3. מרכז את ראש החיה במרכז המסגרת הסטריאוטקאית ותקן את פסי האוזן במקומם.
    4. הכנס את הפיה לתוך פיו של בעל החיים והתאם את גובהו כך שייגע בהחך של בעל החיים. במקביל, למקם את הסורגים במשטח התחתון של העצם מסלולית.
    5. ודאו שהמשטח התחתון של עצם האורביטל מיושר אופקית עם מרכז פסי האוזן.
  7. . להתחבר לידו של מרמוסט ודא שקצב הלב הוא בטווח של 154-180 פעימות/דקות (bpm) למשך הניתוח; לעתים קרובות קצב הלב מעל 200 bpm מרמז על החיה הוא מתעורר. ודא כי רווית החמצן היא מעל 95%. זה עלול מדי פעם לרדת ל 90% ללא נזק.
    הערה: על קצב הלב לרדת מתחת 154 bpm, להקטין את isofלוריאן.
  8. הצב את הטמפרטורה פי הטבעת מחובר למשטח חימום ביתיות לתוך פי הטבעת, עם הטמפרטורה הרצויה להגדיר עבור 37 ° c. הקלטת חיישן זה לזנב כדי לשמור אותו קבוע במקום.
  9. החלת חומר סיכה סטרילי לעיניים.
  10. לנקות ולחטא את ראשו של בעל החיים עם כלורקסאידין ו-povidone יוד לפני כיסוי החיה עם שדה כירורגי.
    הערה: בצע את כל ההליכים המנתחים הבאים בתנאים אספטי.

3. הליכי ניתוח

  1. החל תת-עורי כאבים מקומיים (למשל, לידוקאין 20 מ"ג/mL, 0.1 mL) באתר של החתך המיועד. לעשות חתך בקו האמצע של הקרקפת.
  2. לחשוף ולהכין את פני השטח של הגולגולת.
    1. מנתק בזהירות את השריר. הזמני מהגולגולת ראשית, השתמשו באזמל כדי לחתוך. את הfascia בכניסה לגולגולת לאחר מכן, הפרד בעדינות את השריר הזמני מהגולגולת תוך שימוש בשיטת הקרום.
    2. הסירו את הקרום מכל הגולגולת. החשופה בעזרת קרום החזה
    3. שלוט על הדימום באמצעות ספוגית כותנה סטרילית, אם יש צורך בכך.
    4. נקו את משטח העצמות. עם מי חמצן
  3. מסמן את המיקום של פתיחת הגולגולת על ידי סימון הפינות שלו עם חורים בגולגולת רדוד לתוך משטח העצם. ואז, לקדוח את המערכת של הפיום הגולגולת באמצעות מקדחה שיניים במהירות מקסימלית (כלומר, 350,000 rpm). הוסיפו כמה טיפות של תמיסת מלח סטרילית על הגולגולת תוך כדי קידוח כדי למנוע התחממות יתר. למדוד את המיקום של הפיום הגולגולת ואת הקואורדינטות של שתל האלקטרודה ביחס לקואורדינטות הבין-שמיעה.
  4. . בורגי שתל לתוך הגולגולת
    1. . מקדחה 6-8 חורים לברגים לתוך הגולגולת
    2. השתל את הברגים כך שכל בורג תיל התמזגו ברגים סמוכים ובסמיכות של בורג ללא שינה (כלומר, בלי חוט הקרקע מחובר אליו).
    3. רוח כל חוט הקרקע סביב הבורג הסמוך, שאינו משולם.
    4. מוסיפים טיפה של צבע כסף בין התיל הקרקעי לבין כל בורג.
  5. להסיר את העצם במרכז הפיום הגולגולת באמצעות מלקחיים עם טיפ מעוקל (למשל, מלקחיים מקפירסון). שמור על מאטר הקרום. עם תמיסת מלח סטרילית
  6. . הסר את הקרום הדורה השתמשו במחט סטרילית תת-עורית (25 או 26 גרם) עם השיקוע כפוף בקירוב כ 90 ° כדי לנקב ולהרים את המשטח של המאטר דורא הרחק ממשטח המוח. אז תחתוך את הקרום. עם מיקרו-מספריים שמור על המוח החשוף. מהתייבשות בתמיסת מלח
    הערה: אם הדימום ריר משמעותי הוא נצפתה, השימוש בניקוי הג או הג סופג סטרילי ספוגים בקריבטין25.
  7. . מערכים של שתל מיקרואלקטרודה
    1. חברו את מחזיק האלקטרודה העקר ואת מערך האלקטרודות למיקרומניפולציה הסטריאוטקאית.
    2. הצב את המיקרומניפולציה כך שהאלקטרודה תהיה בקואורדינטות הanteroposterior והמיוחלות הרצויות.
    3. הנמך את מערך האלקטרודות עד שקצה הצרור הארוך ביותר ייגע במשטח המוח.
    4. הכנס לאט את המערך לתוך רקמת המוח עד שהוא מגיע לנקודות הציון הגסולזיות.
    5. לכסות את קליפת המוח חשוף עם חתיכות קטנות של ספוגים הג עקר וסופג.
    6. לאבטח את האלקטרודות לגולגולת על ידי החלת אקריליק שיניים לגולגולת חשוף, בורג אחד, ואת האלקטרודה.
    7. נתק את מחזיק האלקטרודות והסר אותו מהמיקרומניפולציה.
  8. חזור על תהליך ההשתלה משלב 3.7 עם המערכים הנוספים, במידת הצורך.
  9. הרוח יחד לרתך את חוטי הקרקע של מערכים וברגים נפרדים. השתמש בצבע כסף כדי ליצור גשר סביב הריתוך כדי להבטיח חיבור חשמלי הושג.
  10. באמצעות אקריליק שיניים, לעשות כובע ראש חסון סביב היקף לרוחב של המערכים, ולגמרי לחלוטין את חוטי הקרקע ואת כל הגולגולת וברגים חשופים.
  11. במידת הצורך, הכנס סרגל תמיכה לתוך המכסה הקדמי. זה יכול להיות צילינדר פלסטיק חסון כמו אלה מתוך ספוגית כותנה. תנעלו את זה במקום. עם אקריליק שיניים
    הערה: הדבר עשוי לסייע באבטחת מחברי כבל האלקטרופיזיולוגיה במקומם, אך ייתכן שאין צורך לעשות זאת בהתאם לציוד שבשימוש. בשיטה הנוכחית, מוצמדת מוט תמיכה דומה לשלב הראש, כך שהלהקה האלסטית יכולה להחזיק את שלבי הראש במקומם על המחברים.
  12. . תפר את העור מסביב למכסה הראש

4. שחזור שלאחר הניתוח

  1. החל תמיסת חיטוי (למשל, כלורהקדין) סביב הפצע.
  2. והוציאו את החיה מהמסגרת. הסטריאוטקאית
  3. הניחו את החיה על משטח החימום עם החמצן המתוחזק דרך צינורית האנדוקנה.
  4. להסיר את צינור האנדוקנה כאשר הסימנים הראשונים של רפלקסים נוירוגניים, כגון laryngospasms, הם נצפו.
  5. המשיכו לספק את החמצן עם מסכה עד שהחיה מציגה סימנים ברורים של התאוששות מהרדמה, כגון רפלקסים מגינים, הטון הפוסט, וניסיונות לambulate.
  6. מניחים את החיה בתוך כלוב נקי בחדר התאוששות 24 עד 48 שעות לפני הזזת החיה לכלוב הבית שלה. הבית כל חיה מושתל בנפרד.
    הערה: מכיוון שמרסטים נוטים לטפס על קירות הכלוב, להשתמש בכלוב עם קירות חלקים או לכסות את קירות הכלוב עם משטח חלק כדי למנוע את החיה מליפול.
  7. בשעה הראשונה שלאחר הניתוח, התבונן בבעל החיים לצפייה בסימני מצוקה או במגע בראש כנגד צד הכלוב.
  8. ניהול אנטיביוטיקה (למשל, enrofloxacin 5 מ ג/ק"ג, תת-עורי, פעם ביום עבור 5-7 ימים), משככי כאבים (למשל, טרמדול אוראלי 1 מ"ג/ק"ג, כל 8 h עבור 3-5 ימים) ותרופות אנטי דלקתיות (g., דקאמת1 0.5 ליטר וחצי מ"ג/ק"ג, תת-עורי, פעם ביום עבור 1-3 ימים) .
    הערה: לאחר ניתוח מוצלח, בעלי חיים יהיו משוחזרים באופן מלא תוך 3-5 ימים.

5. הקלטות אלקטרופיזיולוגיות כרוניות במרסטים מתנהגים בחופשיות

  1. התחל את ההקלטה האלקטרופיסיולוגית לפחות שבוע לאחר הניתוח.
    הערה: הHabituate את בעלי החיים לחוקר ולסביבות נסיוניות לפני שמתחילים את כל ההליכים הניסיוניים לפחות חודש אחד.
  2. בתחילת כל מפגש, הפילו בקלות את החיה באמצעות איזוofלבנה (1-5 L/דקות, 1% O2).
    הערה: בצע את ההנחיות הרלוונטיות של המוסד לגבי הרגעה של יונקים קטנים. אם מפגשי ההקלטה תכופים מאוד, habituate החיות שיטופלו כך שניתן יהיה לחבר כבלים ללא הרדמה.
  3. חברו את מערכי האלקטרודה. למערכת הקלטה מסחרית
  4. מניחים את החיה. בתוך התא הנסיוני
    הערה: החדר הניסיוני המשמש כאן הוא תיבת אקריליק מעוקב (0.45 m x 0.45 m x 0.45 m) נועד להעריך את כמות ותבנית של פעילות מוטורית ספונטנית26,27.
  5. המתן 30 דקות לפני תחילת ההקלטות כדי להבטיח את החיה הוא התאושש באופן מלא מן ההרדמה.
    הערה: Isofלאנה יש התחלה מהירה פעולה היסט המאפשר הרגעה מהירה התעוררות28. , ברגע שאספקת האספקה מבוטלת. החיה תתחיל להתעורר בעל החיים ער כאשר הוא נשאר בתנוחה זקופה ויכול לambulate בחופשיות בחדר הניסיוני מבלי ליפול. . זה לוקח פחות מ -15 דקות כדי להבטיח את היעדר כל אפקטי הרגעה, התחל את ההקלטות 30 דקות לאחר הפסקה של isofלאנה.
  6. לאשר את המיקום של השתלים מערך מיקרואלקטרודה בעקבות הצביעת NISSL לאחר תיקון והסדרת הרקמה29.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

מטרת המחקר הזה הייתה לתאר הליך נוירוניתוחי כירורגי להשתלה של מערכי מיקרואלקטרודה להקלטות אלקטרופיזיולוגיות במרסט המשותף. ניתוח אופייני (החל מאינדוקציה הרדמה להתאוששות הרדמה) יימשך כ 5-7 שעות, תלוי במספר מערכים מושתל. , שני מערכים היו מושתלים באופן סימטרי. אחד בכל חצי מימדי המוח כל מערך הכיל 32 המיקרוגל פלדת אל-חלד מסודרים בשבעה צרורות התמקדות מבנים מסוימים של המעגל הבסיס ganglia-corticothalamic (איור 1), אבל עיצוב האלקטרודה ואזורי המוח ממוקדות עשוי להשתנות בהתאם ל ניסוי. לאחר ניתוח מוצלח של ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

עבודה זו מספקת תיאור מפורט של ההליכים המעורבים השרשה של מערכי הקלטה מיקרואלקטרודה במוח מרמוסט. אותו פרוטוקול ניתן להשתמש בקלות בעת השתלת אלקטרודות, אם ביתי או מסחרית זמין, בפרימטים קטנים אחרים. בנוסף, זה יכול להיות מותאם בקלות לקצוות ניסיוניים אחרים הדורשים התמקדות מדויקת של מבני המוח. לכן, פרוטוקול זה הוא מעורפל בכוונה לגבי קואורדינטות סטריאוטקאיות וטכניקות קידוח הגולגולת, כי אלה הם ההיבטים שעשויים להשתנות ביותר. לדוגמה, כדי להשתיל את המערכים המשמשים בניתוח זה, השתמשו בניתוחי הגולגולת כדי לפתוח שני חלונות בגודל מתאים בכ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

. למחברים אין מה לגלות

תודות

המחברים רוצים להודות לברנרדו Luiz לקבלת סיוע טכני עם הצילום והעריכה. עבודה זו נתמכת על-ידי מכון סנטוס דומונט (ISD), משרד החינוך הברזילאי (MEC) וקורדנדסיו דה איסואסאלדה (שכמיות).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
<חזק>ציוד
683 מאוורר בעלי חיים קטניםHarvard Apparatus, Inc.55-0000
מכלול הרדמהBRASMEDCOLIBRI
Barber ClippersMundialHC-SERIES
מקדחה דנטליתNorgenB07-201-M1KG
כרית חימום ביתית ומוניטורHarvard Apparatus, Inc.50-7212
Marmoset Stereotaxic FrameNarishige Scientific Instrument LabSR-6C-HT
מוניטור מטופל ודופק אוקסימטרBionet Co., LtdBM3
Stereotaxic MicromanipulatorNarishige Scientific Instrument LabSM-15R
מיקרוסקופ כירורגיOptoSM PLUS IBZ
<חזק>מכשירים
אליס מלקחיים רקמותSklar36-2275
Alm Retractor, נקודה מעוגלת, שיניים 4x4RhosseRH11078
Angled McPherson OcphersonOftalmologiabr11301A
מספריים כירורגיות מעוקלותHarvard Apparatus, Inc.72-8422
מלקחיים רקמות מעוקלותSklar47-1186
מלקחיים לדיסקציה עדינהWPIWP5015
מקדח שינייםMicrodontISO.806.314.001.524.010
מלקחיים לרקמות EssringSklar19-2460
FG 1/4 מקדח שינייםMicrodontISO.700.314.001.006.005
מחזיק מחט HalseyWPI15926-G
מלקחיים יתושים הלסטדWPI503724-12
מלקחיים המוסטטיים, ישרSklar17-1260
Jewler CorppsSklar66-7436
McPherson-Vannas מיקרומספריים אופטיים, 3 מ"מ נקודהArgos אינסטרומנטליARGOS-4004
Pereosteal RaspatoryGolgran38-1
ידית קרפלמכשיר הרווארד, בע"מ72-8354
מברגיםEurotoolSCR-830.00
Sodering IronHikari21K006
מספריים כירורגייםHarvard Apparatus, Inc.72-8400
<חזק>חד פעמי/חד פעמי
1 מ"ל מזרק סטרילי עם מחט 26 גרםDescarpack7898283812785
שדה כירורגי בגודל 130 ס"מ על 140 ס"מ,ProtDescמראש 7898467276344
מחט 24G,Descarpackמראש 7898283812846
50 ס"מ x 50 ס"מ שדה כירורגי מעוקר, מעוקר מראשEsterili-med110100236
בדיקות קצה כותנה, מעוקר מראשג'יאנגסו Suyun חומרים רפואיים ושות' בע"מ23007
כותנה עם קצה QutipsHigie Topp7898095296063
מערךתוצרת בית
צינור אנדוטרכיאלי ללא שרוול, קוטר פנימי 2.0 מ"מ, קוטר חיצוני 2.9 מ"ממוצק7898913077201
חוט נחושת משומר, קוטר
M1.4x3 ברגי נירוסטהUSMICROSCREWM14-30M-SS-P
סרט רפואיMissner7896544910102
תפרים כירורגיים ניילוןShalonN540CTI25
Scalpal Blade,AdvantiVe1037
KesterSN63PB37
תמיסת מלח סטרילית 0.9%Isofarma7898361700041
כפפות כירורגיות סטריליותMaxitex7898949349051
גזה כירורגית סטריליתProtDesc7898467281208
גזה כירורגית, 15 ס"מ x 26 ס"מ מעוקר Hé ika7898488470315
GelfoamPfizer
Drugs/Chemicals
0.25mg/ml AtropineIsofarma
10% Lidocaine SprayProdutos Quí מיקוס Farmacê יוטיקוס בע"מ
2.5% Enrofloxacino אנטיביוטיקה וטרינריתChemitec0137-02
Dexametasona וטרינרי אנטי דלקתיMSDR06177091A-00-15
מי חמצןFarmax7896902211537
איזופלורןBioChimico7897406113068
תמיסת פילמור אקרילית סילוןArtigos Odontoló gicos Clá ssico
Jet אוטומטי פולימריזציה אקריליקArtigos Odontol ó gicos Clá ssico
קטמין 10%Syntec
לידוקאין ופנילפרין 1.8 מ"ל הרדמה מקומיתSS לבן7892525041049
פובידון-יוד solutiomFarmax7896902234093
Riohex 2% סבון כירורגיRioquí נציץ7897780209418
צבע כסףSPI Supplies05002-AB
טרמדול כלוריד 50 מ"ג/מ"לUniã o Quí ג'ל Refresh7896006245452
(חומצה פוליאקרילית)אלרגן
מלקחיים עם שיניים WPI 501266-G מעוקר מעוקר אלקטרודות 0.15 מ"מ הלחמה מעוקרת מראש 7896676405644נציץ

מקורות

  1. Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
  2. Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
  3. Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
  4. Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
  5. Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
  6. Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
  7. Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
  8. Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894(2015).
  9. Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
  10. Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
  11. Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
  12. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  13. Ribeiro, M., Santana, M. B., Araujo, M. Neuronal signal description after chronic stainless-steel microelectrode array implants in marmosets. , Available from: http://www.canal6.com.br/cbeb/2014/artigos/cbeb2014_submission_766.pdf (2014).
  14. MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
  15. Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
  16. Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
  17. Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
  18. Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
  19. Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
  20. Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
  21. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  22. Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
  23. Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
  24. Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
  25. Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
  26. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  27. Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson's disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
  28. Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
  29. Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354(2015).
  30. Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19(2019).
  31. Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
  32. Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
  33. Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
  34. Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Science Publishing Co Inc. San Diego. (2012).
  35. Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
  36. Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
  37. Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
  38. Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
  39. Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
  40. Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
  41. Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Dura Mater

מאמרים קשורים