מאמר שיטה

שימור פוריות בחולים עם תפקוד לקוי של השחלות חמורות

DOI:

10.3791/62098

⸱

25 במרץ 2021

 , 
1Advanced Reproduction Medicine Research Center, Department of Obstetrics and Gynecology, International University of Health and Welfare School of Medicine

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנו מציגים פרטים של נהלי מעבדה להפעלה במבחנה ללא סמים (IVA) של זקיקי השחלות לחולים עם תפקוד לקוי של השחלות חמורות. שיטה זו יכולה להגדיל את מספר ביציות לאחזור לכל hyperstimulation השחלות לטובת שימור פוריות עבור חולים אלה.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

תפקוד השחלות יורד בהדרגה במהלך ההזדקנות ובתנאים פתופיזיולוגיים מסוימים כולל חריגות קריוטיפיות, מחלות אוטואימוניות, טיפולי כימותרפיה והקרנות, כמו גם ניתוחי שחלות. אצל נשים לא נשואות עם תפקוד לקוי של השחלות חמורות, שימור פוריות חשוב עבור הריונות עתידיים. למרות ההקפאה ביצית היא שיטה הוקמה לשימור פוריות, חולים אלה יכולים רק לשמר מספר מוגבל של ביציות גם לאחר גירוי יתר השחלות, המוביל גירויים חוזרים ונשנים כדי להבטיח מספיק ביציות כדי להבטיח הריון בעתיד. כדי לפתור בעיה זו, פיתחנו לאחרונה הליך הפעלה במבחנה ללא סמים (IVA), המאפשרים לנו לעורר שלבים מוקדמים של זקיקי השחלות להתפתח לשלב הזקיק preantral. זקיקים טרום-אנליטיים אלה יכולים להגיב לפרוטוקול הייחודי של גירוי גונדוטרופין, וכתוצאה מכך מספר מוגבר של ביציות מאוחזרות לכל גירוי השחלות עבור cryopreservation. IVA ללא סמים מורכב הגישה הכירורגית וגירוי השחלות. הסרנו חלק מקליפת המוח מהשחלה אחת או משתיהן מחולים שעברו ניתוח לפרוסקופי. רקמות קליפת המוח השחלות נחתכו לקוביות קטנות כדי לשבש את מסלול איתות היפו ולעורר את התפתחות זקיקים בשלב מוקדם. קוביות אלה הושתלו אורתוטרופית לתוך השחלות הנותרות, כמו גם מתחת לסרוסה של שתי החצוצרות. כבר פרסמנו את ההליך הכירורגי של IVA ללא סמים ואת הפרוטוקול של גירוי השחלות הבאים, אבל בזאת אנו מציגים את הפרטים של שיטות מעבדה הנדרשות עבור IVA ללא סמים.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

תפקוד השחלות יורד בהדרגה במהלך ההזדקנות וכמה מצבים פתופיזיולוגיים כולל חריגות קריוטיפיות, מחלות אוטואימוניות, טיפולי כימותרפיה והקרנות וניתוחי שחלות. שימור פוריות היא אחת האפשרויות הטובות ביותר עבור נשים לא נשואות עם תפקוד לקוי של השחלות חמורות כדי לשמר את הפוטנציאל שלהם להריון בעתיד. לשימור פוריות, כיום שתי שיטות זמינות בעיקר בתחום אונקו-פוריות. Oocyte cryopreservation הוא הליך מבוסס היטב לשימור פוריות ומקרים מוצלחים רבים דווחו1,2. מצד שני, cryopreservation רקמת השחלות הוקמה גם לשימור פוריות בחולי סרטן אבל זה עדיין אסטרטגיה ניסיונית3,4. בשתי השיטות, מספר רב של ביציות בוגרות נדרשים כדי שההריון יתרחש. בדרך כלל, חולים עם אי ספיקת שחלות מוקדמת (POI), אשר הופכים אמנוריאה לפני גיל 40, ונשים בגיל העמידה עם רזרבה השחלות נמוכה הראו תגובה השחלות עניים (POR) כדי גירוי השחלות להניב ביציות בוגרות5,6,7. יתר על כן, חולים צעירים עם מספר נמוך של זקיקים antral הראו גם POR לגירוי השחלות7. חולים אלה יש מספר מוגבל מאוד של ביציות לאחזור גם לאחר hyperstimulation השחלות הנכון, ובכך דורש הליכים יקרים מרובים כדי להבטיח מספר מספיק של ביציות להריון.

תרומת ביצית ואחריה הפריה חוץ גופית (הפריה חוץ גופית) עם הזרע של הבעל והעברת עוברים (ET) היא האפשרות היחידה עבור חולי POI ו- POR אלה המתקשים להשיג ביציות משלהם8,9,10. עם זאת, תרומת ביצית מסובכת על ידי בעיות אתיות, כמו גם סיבוכים אוטואימוניים והריון11,12,13,14. כדי לפתור בעיות אלה, הקמת טיפול פוריות באמצעות ביציות של המטופלים עצמו רצוי. עבור חולי POI, פיתחנו את הגישה להפעלה במבחנה (IVA) כדי לאפשר צמיחה מוצלחת של זקיקים ויצירת ביציות בוגרות, המוביל מספר הריונות ומשלוחים15. ב- IVA, פיצלנו את קליפות השחלות לאחר הסרת השחלות בניתוח לפרוסקופי ותרביתנו אותן במשך יומיים כדי להפעיל זקיקים על ידי תרופות מגרה אקט ולאחר מכן לבצע השתלה הטרוטופית בחזרה לתוך שקיות מלאכותיות שנעשו מתחת לסרוסה של חצוצרות תחת ניתוח לפרוסקופי שני15. הליך זה קידם צמיחה של זקיקים ראשוניים, ראשוניים ומשניים לאחר פיצול קליפת המוח השחלתית כדי לקדם את שיבוש איתות היפו16, ואחריו יומיים תרבות עם Akt איתות גירויים17.

בניגוד למקרי POI חמורים, חולי POR עם ירידה בשחלות מילואים יש זקיקים משניים מרובים. מכיוון שהפרעה באיתות היפו לבדה יעילה בקידום צמיחת זקיקמשנית 16, הדגמנו לאחרונה הריונות ומשלוחים מוצלחים לחולי POR באמצעות הליך IVA ללא סמים הכולל פיצול קליפת המוח והשתלה אורתוטופית ללא טיפול בתרופות מגרה Akt. IVA ללא סמים מגרה שלב מוקדם של זקיקי השחלות להתפתח לשלב הזקיק preantral לאחר ניתוח אחד בלבד והגדיל את מספר הביציות שאוחזרו עבור העברת הפריה חוץ גופית-עובר15,18. הגישה IVA ללא סמים יש מספר יתרונות לעומת IVA המקורי שלנו על ידי 1) הימנעות אובדן זקיק פוטנציאלי במהלך התרבות, 2) מזעור פולשנות ועלויות של הניתוח השני, 3) מעורבים רק לטווח קצר לאחר הניתוח מנוחה במיטה ו 4) פוטנציאל של הריון ספונטני עקב השתלה אורתוטופית. לאחרונה פרסמנו מאמר וידאו המציג את ההליכים הכירורגיים של IVA ללא סמים19 ופרוטוקולים מפורטים של גירוי השחלות לאחר הניתוח20. כאן, אנו מציגים פרטים של שיטות מעבדה הנדרשות עבור IVA ללא סמים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הסכמה מדעת בכתב התקבלה מכל חולה POR עם רזרבת שחלות פוחתת שנרשם לטיפול IVA ללא סמים. מחקר זה אושר על ידי הוועדה האתית של האוניברסיטה הבינלאומית לבריאות ורווחה (מס ' 17-S-21). הניסוי הקליני נרשם תחת מספר UMIN000034464 ובוצע בהתאם לקוד האתיקה של ההסתדרות הרפואית העולמית (הצהרת הלסינקי).

1. מיצוי קליפת המוח השחלתית

  1. הסר חלק מקליפת המוח השחלתית (10 x 10 מ"מ, עובי 2-3 מ"מ) מהשחלה אחת או משתיהן בהרדמה כללית באמצעות ניתוח לפרוסקופי כפי שתואר קודם19,20.
  2. מניחים את קליפות השחלות שנאספו במיכל סטרילי המכיל 10 מ"ל של HTF שונה (mHTF) ב 37 מעלות צלזיוס.

2. פיצול קליפת המוח השחלות

הערה: לפני הניתוח של קליפת השחלות, לחמם mHTF כדי 37 °C (69 °F). לשמור על תנאים סטריליים לאורך כל ההליך. כל הכלים עבור הליך זה מפורטים בטבלת החומרים.

  1. מניחים את קליפות השחלות שנאספו בצלחת פלסטיק המכילה 5-10 מ"ל של mHTF ב 37 מעלות צלזיוס ומניחים אותם על צלחת החום כדי לשמור על הרקמה ב 37 °C(איור 2A).
  2. צלם תמונה של כל קליפת המוח באמצעות מצלמה דיגיטלית עם שם המטופל לפני שתתחיל בהליך הבא כדי לקשר בין נתוני הרקע של המטופל.
  3. הניחו קליפת המוח הבודדת על גזה סטרילית לחה עם mHTF (איור 2B).
    הערה: החל mHTF נוסף עם פיפטה חד פעמית על הגזה כדי למנוע את פני השטח של קליפת המוח להיות מיובש במהלך הליך זה.
  4. הסר רקמת מדולה שיורית שבה נראה ורוד באמצעות מיקרו-מספריים כך שעובי הרקמה יגיע ל-1.2 מ"מ(איור 2C ו-D).
    הערה: כדי למנוע אובדן זקיקים בשלב מוקדם, לא להכין את רצועות קליפת המוח פחות מ 1 מ"מ עובי, כי זקיקים בשלב מוקדם ממוקמים בתוך 1-2 מ"מ מפני השטח של קליפת המוח השחלות21.
  5. לנתח 1 מ"מ x 1 מ"מ x 5 מ"מ של חתיכת רקמה מכל רצועת קליפת המוח השחלתית באמצעות אזמל דק ולהכפיף אותו לניתוח היסטולוגי כדי לקבוע את נוכחותם של זקיקים שיורית כפי שתואר קודם18 (איור 2E).
    הערה: הרקמות המנותחות להיסטולוגיה שקועות ב-mHTF ושומרות על 4 מעלות צלזיוס עד לתיקון(איור 2F,ראו שלב 4).
  6. חותכים את קליפת המוח לרצועות 1 מ"מ x 1 מ"מ x 10 מ"מ באמצעות אזמל דק(איור 2G).
    הערה: קל יותר לחתוך על ידי לחיצה על האזמל מאשר על ידי משיכתו.
  7. חותכים רצועות רקמות אלה לקוביות קטנות של 1 מ"מ x 1 מ"מ x 1 מ"מ (איור 2H).
    הערה: כדי למנוע שינויים של לחץ אוסמוטי במדיום, להוסיף mHTF במתינות לפני autografting רקמה.

3. השתלה אוטומטית של שברי קליפת המוח השחלות

  1. פתח את החבילה של הצינורית IVA ולשים אותו על וילון סטרילי.
  2. יש לשטוף בתוך הצינורית IVA עם mHTF על ידי שאיפה ופריצה של mHTF מספר פעמים.
  3. שאפו 100-200 μL של mHTF כדי למלא את קצה הצינורית של IVA כדי למנוע מהקוביות הקורטיקליות להתייבש במהלך הטעינה (איור 3A).
  4. טען את קוביות קליפת המוח לקצה הצינורית של IVA באמצעות פינצטהעדינה (איור 3B-E).
    הערה: מספר הקוביות הקורטיקליות לטעינה תלוי באתר ההשתלה. בדרך כלל, 20-30 קוביות ניתן להשתיל לתוך השחלה הנותרת אורתוטרופית, ואילו 10-15 קוביות ניתן להשתיל לתוך שקית מתחת לסרוסה של החצוצרה.
  5. לאחר טעינת קוביות קליפת המוח, להחזיק את קצה הצינורית המכילה את קוביות קליפת המוח על ידי האצבעות עד העברת הצינורית IVA למנתח. זה ימנע את טמפרטורת הקוביה כדי ירידות.
    הערה: הפרטים של הליך autografting תחת ניתוח לפרוסקופי דווחו בעבר19. עבור השתלת קוביות קליפת המוח השחלות, מכשיר בצורת קנולה (קנולה IVA) פותחה על ידי המשתף פעולה שלנו, תאגיד Kitazato.

4. ניתוח היסטולוגי של קליפת המוח השחלות

הערה: כדי לספור את מספר זקיקים שיורית, לבצע ניתוח היסטולוגי כמו שתואר קודם15.

  1. סמן את משטח הרצועה הקליפתית עם צבע סימון רקמה לפני קיבוע מדגם. זה יציין את הצד של קליפת המוח ברצועה להיסטולוגיה.
  2. לתקן את רצועות הרקמה לילה ב 4 מעלות צלזיוס באמצעות הפתרון של Bouin.
    הערה: כדי לזהות זקיקים אטרטיים, אנחנו לא ממליצים להשתמש paraformaldehyde לתיקון כדי למנוע התכווצות של ציטופלסמה ביצית.
  3. להתייבש ולהטמיע את רצועות הרקמה בפרפין.
  4. באופן סדרתי קטע בלוק פרפין המכיל את דגימת הרקמה.
  5. כתם כל קטע באמצעות המטוקסילין ואאוסין כדי לדמיין את הזקיקים.
  6. לספור את הזקיקים כפי שתואר קודםלכן 17.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בפרסום הראשון של גישהIVA 15, השתלנו את קוביות קליפת המוח השחלות בזה אחר זה לתוך אתרי השתלה תחת ניתוח לפרוסקופי (איור 1A). בגלל 100-150 קוביות השחלות שימשו, זה לקח 3-4 שעות להשתיל רקמה תחת ניתוח לפרוסקופי. כמו כן, כמה קוביות השחלות אבדו לפני השתלה. מכיוון שהקנולה של IVA יכולה להעביר 20-30 קוביות לאתר השתלה בבת אחת(איור 1B),נוכל לקצר את זמן הפעולה לשעה-שעתיים. יתר על כן, הצינורית IVA יכול לחסל את אובדן קוביות קליפת המוח השחלות במהלך הניתוח....

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בכתב יד זה, הראינו פרוטוקול מעבדה מפורט עבור IVA ללא סמים. IVA ללא סמים היא גישה חדשה של טיפול פוריות עבור חולה POR עם ירידה בשחלות מילואים כדי לקדם צמיחה זקיקים משניים, וכתוצאה מכך מניב ביציות בוגרות יותר לאחר גירוי השחלות וגדל בהריון מוצלח20. ב 15 חולי POR עם רזרבת השחלות פוחתת, גישה זו השיגה הריון ספונטני אחד, הפריה חוץ גופית- העברת העובר מותר ארבע לידות חיות, יחד עם הריון מתמשך אחד19.

להכנת קליפת השחלות השתלת, רקמת medulla הוסר באמצעות מיקרו ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים מאשרים כי אין להם ניגוד עניינים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנו מודים לטאטסוג'י איהאנה, סאצ'יו קורימוטו, קזוקו טקהאסיה, יוקי יושיזאווה, מאהו אראשי, קנטארו פוג'יטה, ארינה קודו, יוקה קורימוטו ומאיוקו וואקאצוקי על תמיכתם בהליך IVA ללא סמים ופרופ' אהרון ג'יי.וו הסוה (בית הספר לרפואה של אוניברסיטת סטנפורד, סטנפורד, קליפורניה) על קריאה ועריכה ביקורתית של כתב היד. אנו מודים גם לרבקה טרומן וגרגורי טרומן על שהכניסו קריינות אנגלית. מחקר זה נתמך על ידי האגודה היפנית לקידום המדע (JSPS), מחקר מדעי B (19H03801) ומחקר גישוש מאתגר (18K19624).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מיכל דגימה 4.5 onzFALCON354013מוצרים אחרים עשויים להתאים גם
צלחת 60 מ"מFALCON351007מוצרים אחרים עשויים להתאים גם
וילון סטרילי 50X50 ס"מHOGY MedicalSR-823כל סוג של אבק סטרילי עשוי להתאים גם
פיפטה חד פעמיתFALCON357575מוצרים אחרים עשויים להתאים
מספריים עדינים, מעוקליםWPI#14224-Gלמרות שגם מוצרים אחרים עשויים להתאים, אנו ממליצים בחום להשתמש במוצרים אלה
פלטה חמהTOKAI HITTPiE-SPהשתמש בחדר הניתוח כדי לשמור על טמפרטורת הכלים המכילים רקמת שחלה לפני ההשתלה
תמיסת אלבומין סרום אנושיIrvine Scientific9988מדיום לטיפול ברקמת
שחלה צינוריתIVAKITAZATO446030 IVA-6030Eצינורית ספציפית להשתלה אוטומטית של רקמות
KAI רפואי אזמל חד פעמי WPI#5 10-Aלמרות שגם מוצרים אחרים עשויים להתאים, אנו ממליצים בחום להשתמש במוצרים אלה
מספריים מיקרו, מעוקליםWPI#503364למרות שגם מוצרים אחרים עשויים להתאים, אנו ממליצים בחום להשתמש במוצרים אלה
שונה HTF Medium-HEPESIrvine Scientific90126מדיום לטיפול ברקמות שחלות
גזה סטריליתOsaki Medical15004כל סוג של אבק סטרילי עשוי להתאים גם
פינצטה שוויצרית, טיפים מעוקליםKAI#504505למרות שגם מוצרים אחרים עשויים להתאים, אנו ממליצים בחום להשתמש במוצרים אלה
גם

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Liang, T., Motan, T. Mature Oocyte Cryopreservation for Fertility Preservation. Advances in Experimental Medicine and Biology. 951, 155-161 (2016).
  2. Yoon, T. K., et al. Live births after vitrification of oocytes in a stimulated in vitro fertilization-embryo transfer program. Fertility and Sterility. 79 (6), 1323-1326 (2003).
  3. Donnez, J., et al. Livebirth after orthotopic transplantation of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 364 (9443), 1405-1410 (2004).
  4. Meirow, D., et al. Pregnancy after transplantation of cryopreserved ovarian tissue in a patient with ovarian failure after chemotherapy. New England Journal of Medicine. 353 (3), 318-321 (2005).
  5. De Vos, M., Devroey, P., Fauser, B. C. Primary ovarian insufficiency. Lancet. 376 (9744), 911-921 (2010).
  6. Scott, R. T., et al. Follicle-stimulating hormone levels on cycle day 3 are predictive of in vitro fertilization outcome. Fertility and Sterility. 51 (4), 651-654 (1989).
  7. Ferraretti, A. P., et al. ESHRE consensus on the definition of 'poor response' to ovarian stimulation for in vitro fertilization: the Bologna criteria. Human Reproduction. 26 (7), 1616-1624 (2011).
  8. Huhtaniemi, I., et al. Advances in the Molecular Pathophysiology, Genetics, and Treatment of Primary Ovarian Insufficiency. Trends in Endocrinology and Metabolism. 29 (6), 400-419 (2018).
  9. Męczekalski, B., Maciejewska-Jeske, M., Podfigurna, A. Reproduction in premature ovarian insufficiency patients - from latest studies to therapeutic approach. Prz Menopauzalny. 17 (3), 117-119 (2018).
  10. Baker, V. Life plans and family-building options for women with primary ovarian insufficiency. Seminars in Reproductive Medicine. 29 (4), 362-372 (2011).
  11. Englert, Y., Govaerts, I. Oocyte donation: particular technical and ethical aspects. Human Reproduction. 13, Suppl 2 90-97 (1998).
  12. Englert, Y., Rodesch, C., Laruelle, C., Govoerts, I. Oocyte donation: ethical aspects related to the donor. Contraception, Fertilite, Sexualite. 25 (3), 251-257 (1997).
  13. Storgaard, M., et al. Obstetric and neonatal complications in pregnancies conceived after oocyte donation: a systematic review and meta-analysis. BJOG: An International Journal of Obstetrics and Gynaecology. 124 (4), 561-572 (2017).
  14. Storgaard, M., Malchau, S., Loft, A., Larsen, E., Pinborg, A. Oocyte donation is associated with an increased risk of complications in the pregnant woman and the fetus. Ugeskrift for Laeger. 179 (11), (2017).
  15. Kawamura, K., et al. Hippo signaling disruption and Akt stimulation of ovarian follicles for infertility treatment. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (43), 17474-17479 (2013).
  16. Hsueh, A. J., Kawamura, K., Cheng, Y., Fauser, B. C. Intraovarian control of early folliculogenesis. Endocrine Reviews. 36 (1), 1-24 (2015).
  17. Li, J., et al. Activation of dormant ovarian follicles to generate mature eggs. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (22), 10280-10284 (2010).
  18. Suzuki, N., et al. Successful fertility preservation following ovarian tissue vitrification in patients with primary ovarian insufficiency. Human Reproduction. 30 (3), 608-615 (2015).
  19. Tanaka, Y., Hsueh, A. J., Kawamura, K. Surgical approaches of drug-free in activation and laparoscopic ovarian incision to treat patients with ovarian infertility. Fertility and Sterility. , (2020).
  20. Kawamura, K., Ishizuka, B., Hsueh, A. J. W. Drug-free in-vitro activation of follicles for infertility treatment in poor ovarian response patients with decreased ovarian reserve. Reproductive Biomedicine Online. 40 (2), 245-253 (2020).
  21. Haino, T., et al. Determination of Follicular Localization in Human Ovarian Cortex for Vitrification. Journal of Adolescent and Young Adult Oncology. 7 (1), 46-53 (2018).
  22. Baird, D. T., Webb, R., Campbell, B. K., Harkness, L. M., Gosden, R. G. Long-term ovarian function in sheep after ovariectomy and transplantation of autografts stored at -196 C. Endocrinology. 140 (1), 462-471 (1999).
  23. Qin, Y., Jiao, X., Simpson, J. L., Chen, Z. J. Genetics of primary ovarian insufficiency: new developments and opportunities. Human Reproduction Update. 21 (6), 787-808 (2015).
  24. Domniz, N., Meirow, D. Premature ovarian insufficiency and autoimmune diseases. Best Practice & Research: Clinical Obstetrics & Gynaecology. 60, 42-55 (2019).
  25. Laven, J. S. Primary Ovarian Insufficiency. Seminars in Reproductive Medicine. 34 (4), 230-234 (2016).
  26. Grynberg, M., et al. Fertility preservation in Turner syndrome. Fertility and Sterility. 105 (1), 13-19 (2016).
  27. Tomao, F., Spinelli, G. P., Panici, P. B., Frati, L., Tomao, S. Ovarian function, reproduction and strategies for fertility preservation after breast cancer. Critical Reviews in Oncology/Hematology. 76 (1), 1-12 (2010).
  28. Kim, S., Lee, Y., Lee, S., Kim, T. Ovarian tissue cryopreservation and transplantation in patients with cancer. Obstetrics & Gynecology Science. 61 (4), 431-442 (2018).
  29. Donnez, J., Dolmans, M. M. Ovarian tissue freezing: current status. Current Opinion in Obstetrics and Gynecology. 27 (3), 222-230 (2015).
  30. Wu, R. C., Kuo, P. L., Lin, S. J., Liu, C. H., Tzeng, C. C. X chromosome mosaicism in patients with recurrent abortion or premature ovarian failure. Journal of the Formosan Medical Association. 92 (11), 953-956 (1993).
  31. De Munck, N., Vajta, G. Safety and efficiency of oocyte vitrification. Cryobiology. 78, 119-127 (2017).
  32. Argyle, C. E., Harper, J. C., Davies, M. C. Oocyte cryopreservation: where are we now. Human Reproduction Update. 22 (4), 440-449 (2016).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים