מאמר שיטה

הדמיה תלת מימדית של אורגנואידים לחקר ריסים ראשוניים במהלך אורגנוגנזה ex vivo

DOI:

10.3791/62365

⸱

14 במאי 2021

 ,  ,  , 
1Univ Rennes, CNRS, IGDR (Institut de Génétique et Développement de Rennes), 2CRBM, CNRS, University Montpellier, 3CRCINA, INSERM, CNRS, Université d’Angers, Université de Nantes

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אורגנואידים שמקורם בתאי גזע מקלים על ניתוח תהליכים מולקולריים ותאיים המווסתים את החידוש העצמי והתמיינות של תאי גזע במהלך אורגנוגנזה ברקמות יונקים. כאן אנו מציגים פרוטוקול לניתוח הביולוגיה של הסיליום הראשוני באורגנואידים של עכברים.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אורגנואידים הם מבנים תלת מימדיים שמקורם בתאי גזע המשחזרים מחוץ לגוף את הארכיטקטורה והפיזיולוגיה המורכבת של איברים. לפיכך, אורגנואידים מייצגים מודלים שימושיים לחקר המנגנונים השולטים בחידוש עצמי והתמיינות של תאי גזע ביונקים, כולל ריסים ראשוניים ואיתות ריסני. סיליאוגנזה ראשונית היא התהליך הדינמי של הרכבת הסיליום הראשוני, מרכז איתות תאים מרכזי השולט בחידוש עצמי ו/או התמיינות של תאי גזע ברקמות שונות. כאן אנו מציגים פרוטוקול מקיף לצביעה אימונופלואורסצנטית של שושלת תאים וסמני ריסים ראשוניים, באורגנואידים של חלב עכבר שלם, למיקרוסקופ גיליון אור. אנו מתארים את שיטת ההדמיה המיקרוסקופית וטכניקת עיבוד תמונה לניתוח כמותי של הרכבת ואורך ראשוני של סיליום באורגנואידים. פרוטוקול זה מאפשר ניתוח מדויק של ריסים ראשוניים במבנים תלת מימדיים מורכבים ברמת התא הבודד. שיטה זו ישימה לצביעה אימונופלואורסצנטית והדמיה של איתות ריסים ראשוניים וריסים באורגנואידים של חלביים שמקורם בתאי גזע רגילים ומהונדסים גנטית, מרקמות בריאות ופתולוגיות, כדי לחקור את הביולוגיה של הריסים הראשוניים בבריאות וחולי.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

התפתחות אורגניזמים רב-תאיים ושמירה על הומאוסטזיס ברקמות הבוגרות שלהם שוכנים בוויסות מכוון עדין בין חידוש עצמי להתמיינות של תאי גזע, המתזמרים בזמן ובמרחב התפתחות והתחדשות תקינה של רקמות1. חתרנות של ויסות זה גורמת לחריגות התפתחותיות ולסרטן2. לפיכך, הבנת המנגנונים המולקולריים והתאיים המתזמרים את ההתחדשות העצמית וההתמיינות של תאי גזע היא בעלת עניין מרכזי בביולוגיה התפתחותית וסרטנית.

התפתחות אחרונה של שיטות אורגנוגנזה ex vivo, בהן תאי גזע של רקמות מייצרים אורגנואידים תלת מימדיים שינו את היכולות שלנו לחקור את הדינמיקה של תאי גזע במהלך אורגנוגנזה של יונקים ושמירה על הומאוסטזיס רקמות בצלחת3. אורגנואידים מייצגים אלטרנטיבה טובה למודלים מסורבלים של בעלי חיים מהונדסים גנטית לחקר תהליכים אלה. כעת פותחו פרוטוקולים לפיתוח אורגנואידים מתאי גזע רקמתיים של איברים רבים3, כולל המעי הדק והמעי הגס, הקיבה, הכבד, הלבלב, הערמונית ובלוטת החלב3. בנוסף, הפיתוח של טכניקות עריכת גנום סומטיות בתאי גזע יוצרי אורגנואידים מאפשר כעת לחקור במהירות את המנגנונים המולקולריים והתאים השולטים בביולוגיה שלהם 4,5.

הסיליום הראשוני הוא מבנה מבוסס מיקרו-צינוריות המורכב על פני השטח של תאים גזעיים ו/או מובחנים של רקמות שונות6. הוא בדרך כלל אינו נע ומורכב כמבנה יחיד לכל תא7. סיליאוגנזה ראשונית היא התהליך הדינמי של הרכבת הריסים הראשוניים7. על פני התא, הסיליום משמש כפלטפורמת איתות תא8. לפיכך, הסיליום הראשוני נחשב כמווסת מרכזי של חידוש עצמי ו/או התמיינות של תאי גזע ברקמות רבות, כולל המוח 9,10, בלוטת החלב 4,11, רקמת השומן12 ואפיתל הריח13, בין היתר. ריסים ראשוניים ו/או איתות ריסני מווסתים באופן דינמי בשושלות תאים נפרדות ובשלבי התפתחות שונים 4,13,14, אך המנגנונים הבסיסיים עדיין לא נקבעו במידה רבה.

אורגנוגנזה ex vivo מראה הבטחה לפיתוח ידע בסיסי על המנגנונים המולקולריים והתאים השולטים בביולוגיה של תאי גזע, כולל ריסים ראשוניים ואיתות ריסני. עם זאת, הוא מסתמך על היכולת לדמות כראוי אורגנואידים שלמים ברמת התא הבודד ובקנה מידה תת-תאי. לאחרונה השתמשנו במודל אורגנואיד שמקורו בתאי גזע של עכבר כדי להראות שריסים ראשוניים שולטים באופן חיובי ביכולת יצירת אורגנואידים של תאי גזע של עכבר4. כאן אנו מציגים פרוטוקול מקיף לצביעה אימונופלואורסצנטית של אורגנואידים של עכבר שלם (איור 1A,B), המאפשר ניתוח של ריסים ראשוניים באמצעות מיקרוסקופ יריעות אור במהלך אורגנוגנזה ex vivo בתלת מימד. לאחרונה פורסמו שיטות חלופיות לצביעה אימונופלואורסצנטית והדמיה של אורגנואידים באמצעות מיקרוסקופיה קונפוקלית15,16. פרוטוקול זה מתמקד במקום זאת בהכנה והדמיה של אורגנואידים באמצעות מיקרוסקופ יריעות אור.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הערה: הפרוטוקול שלהלן מומלץ לצביעה של אורגנואידים שגודלו ב-5 בארות של צלחת של 96 בארות ונאספו יחד (>-100 אורגנואידים). אורגנואידים הופקו מתאי גזע של עכברים. עכברים תורמים שוכנו וטופלו בהתאם לפרוטוקולים שאושרו על ידי הוועדה לטיפול בבעלי חיים של אוניברסיטת רן (צרפת).

1. ריאגנטים

  1. כדי להכין את התמיסה המקבעת, יש לדלל 125 מיקרוליטר של תמיסה מסחרית מימית של 16% פרפורמלדהיד (PFA) ב-375 מיקרוליטר של מי מלח חוצצים פוספט (PBS) כדי ליצור תמיסת PFA של 4%.
    זהירות: יש לתפעל PFA שהוא חומר רעיל מתחת למכסה מנוע כימי.
  2. כדי להכין את מאגר החדירה, יש לדלל 1.5 מיקרוליטר של Triton X100 ב-500 מיקרוליטר של PBS, כדי לייצר תמיסת Triton X100 של 0.3%.
  3. כדי להכין את המאגר החוסם, יש לדלל 1.5 מיקרוליטר של Tween-20 ו-75 מיקרוליטר של סרום עיזים רגיל ב-PBS, כדי ליצור תמיסת סרום עיזים 5%-0.1% Tween 20.
  4. כדי להכין את מדיום ההרכבה של גיליון האור, ממיסים 1 גרם של נקודת התכה נמוכה טהורה במיוחד ב-100 מ"ל של dH20 או PBS ב-65 מעלות צלזיוס. הכינו 1 מ"ל מנות ואחסנו בטמפרטורת החדר.

2. התאוששות אורגנואידים

  1. העבירו אורגנואידים מבארות התרבות לצינור פולימרי קושר נמוך של 1.7 מ"ל, לאחר פיפטינג למעלה ולמטה 3 פעמים בבארות, עם קצה מצופה FBS שעבורו נחתך הקצה (קוטר מינימלי של הגפה 1.5 מ"מ).
    הערה: הציפוי מונע מהאורגנואידים להידבק לקצה. החומר הפולימרי בעל הקישור הנמוך מאפשר להפחית את הצמדת האורגנואידים לצד הצינור במהלך כל הליך הצביעה.
  2. מלאו את הצינור ב-PBS, וסובבו כלפי מטה ב-350 x גרם למשך 3 דקות. הסר את ה-supernatant.

3. קיבוע, חדירות וחסימה

  1. השעו מחדש את האורגנואידים ב-500 מיקרוליטר של 4% PFA. דגירה למשך 30 דקות בטמפרטורת החדר. סובב ב-350 x גרם למשך 30 שניות. הסר את ה-supernatant.
    הערה: משלב זה ואילך, השעו מחדש את האורגנואידים במאגרים השונים על ידי הוספת המאגרים על כדור האורגנואידים מבלי לגעת בהם. בצע את כל שלבי הכביסה בטמפרטורת החדר.
  2. שוטפים את האורגנואידים עם 1 מ"ל PBS למשך 3 דקות. סובב ב-350 x גרם למשך 30 שניות. הסר את ה-supernatant.
    הפסקה: ניתן לשמור אורגנואידים קבועים ב-PBS בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס למשך שבוע לפחות.
  3. לחדור את האורגנואידים על ידי השעייתם מחדש ב-500 מיקרוליטר של PBS-Triton X100 0.3% ולדגור למשך 30 דקות בטמפרטורת החדר. סובב את האורגנואידים ב -350 גרם למשך 30 שניות.
  4. שוטפים את האורגנואידים על ידי השעיית אותם עם 1 מ"ל PBS ודוגרים למשך 3 דקות. סובב ב-350 x גרם למשך 30 שניות. הסר את ה-supernatant. חזור על הפעולה פעם אחת.
  5. אופציונלי: השעו מחדש את האורגנואידים ב-500 מיקרוליטר של מתנול קר כקרח. דגירה בטמפרטורה של - 20 מעלות צלזיוס למשך 10 דקות. שלב זה עשוי להידרש לצביעה של סמנים צנטרוזומיים ספציפיים.
  6. אופציונלי (אם בוצע שלב 5): שטפו את האורגנואידים עם 1 מ"ל PBS למשך 3 דקות. סובב ב-350 x גרם למשך 30 שניות. הסר את ה-supernatant. חזור על הפעולה פעם אחת.
  7. חסום אתרי קשירת נוגדנים לא ספציפיים באורגנואידים על ידי השעייתם מחדש עם 500 מיקרוליטר של מאגר חוסם (PBS, 5% סרום עזים, 0.1% טווין 20). יש לדגור שעה ו -30 דקות בטמפרטורת החדר. סובב ב -350 גרם למשך 30 שניות. הסר את ה-supernatant.
  8. שוטפים את האורגנואידים על ידי השעיית אותם עם 1 מ"ל PBS ודוגרים למשך 3 דקות. סובב ב-350 x גרם למשך 30 שניות. הסר את ה-supernatant.

4. תיוג

  1. השעו מחדש את האורגנואידים עם 200 מיקרוליטר של חיץ חוסם עם נוגדנים ראשוניים מדוללים ודגרו למשך הלילה ב-4 מעלות צלזיוס עם טלטול קל (60 סל"ד בשייקר אופקי). הנח את הצינורות בזווית של 45 מעלות עם התוכנית האופקית של השייקר. זה ישמור על האורגנואידים בתחתית הצינורות במאגר הצביעה.
  2. שוטפים את האורגנואידים על ידי השעיית אותם עם 1 מ"ל PBS ודוגרים למשך 5 דקות. סובב ב-350 x גרם למשך 30 שניות. הסר את ה-supernatant. חזור על הפעולה פעמיים.
    הערה: חלק מהאורגנואידים בשלב האחרון עשויים להידבק לצד הצינור, וכתוצאה מכך אובדן אורגנואידים במהלך שאיבת הסופרנטנט לאחר צנטריפוגה, הוספת 0.2% (w/v) אלבומין בסרום בקר (BSA) ל-PBS בשלבי הכביסה עשויה להפחית את אובדן האורגנואידים.
  3. השעו מחדש את האורגנואידים עם 200 מיקרוליטר של חיץ חוסם עם נוגדנים משניים ודגרו למשך שעה ו-30 דקות עם טלטול קל (60 סל"ד על שייקר אופקי). הנח את הצינורות בזווית של 45 מעלות עם התוכנית האופקית של השייקר. זה ישמור על האורגנואידים בתחתית הצינורות במאגר הצביעה.
    הערה: ניתן להוסיף Hoechst (או צבעים גרעיניים אחרים, כגון DAPI או DRAQ5) למאגר עם נוגדנים משניים.
  4. שוטפים את האורגנואידים על ידי השעיית אותם עם 1 מ"ל PBS ודוגרים למשך 5 דקות. סובב ב-350 x גרם למשך 30 שניות. הסר את ה-supernatant. חזור על הפעולה פעמיים.
    הערה: חלק מהאורגנואידים בשלב האחרון עשויים להידבק לצד הצינור, וכתוצאה מכך אובדן אורגנואידים במהלך שאיבת הסופרנטנט לאחר צנטריפוגה, הוספת 0.2% (w/v) BSA ל-PBS בשלבי הכביסה עשויה להפחית את אובדן האורגנואידים.

5. הכנת דגימת האגרוז להדמיה

  1. ממיסים מדיום הרכבה של יריעות קלות על ידי דגירה בטמפרטורה של 65 מעלות צלזיוס. לאחר שהמדיום נמס, דגרו אותו בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס למשך 5 דקות.
  2. השעו מחדש את האורגנואידים ב-100 מיקרוליטר של מדיום הרכבה באמצעות קצה של 200 מיקרוליטר, כאשר קצה הקצה נחתך (גודל מינימלי של הגפה: 1.5 מ"מ), על ידי פיפטינג למעלה ולמטה פעמיים.
  3. מוצצים את אמצעי ההרכבה עם האורגנואידים בנימי זכוכית (נימי ירוק, קוטר פנימי: 1.5 מ"מ) בעזרת בוכנה. דגרו את הנימים בטמפרטורת החדר למשך 5 דקות כדי שמדיום ההרכבה יתמצק.
    הפסקה: ניתן לאחסן נימים ב-PBS בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס למשך שבוע לפני ההדמיה.

6. הדמיה

  1. באמצעות מיקרוסקופ יריעת אור (למשל, ZEISS Lightsheet Z.1), דמיין את האורגנואידים עם מטרות טבילה במים פי 20 או פי 40.
    1. הנח את נימי הזכוכית בתא התצפית. אתר את הנימים עם המצלמה הקדמית והנח את קצה נימי הזכוכית בגבול העליון של מטרת הזיהוי.
    2. בחר את הדגימה והגדר את המיקוד האופטימלי באמצעות קצה נימי הזכוכית בתאורת שדה בהיר. דחוף החוצה את דגימת האגרוז לאט מהנימים ואתר אורגנואידים בתוך האגרוז המוצק.
    3. שמור את האורגנואידים להדמיה קרוב לקצה הנימים, כדי להפחית את תנועות דגימת האגרוז ב-PBS. סובב את הנימים כדי להגדיר את כיוון הדגימה האופטימלי ולהגדיר את הזום הרצוי.
    4. בחר מצב רכישה. הגדר את הערוצים לתמונה, הגדר כיוונים נכונים של גיליון האור, הגדר את עוצמת הלייזר עבור כל ערוץ (כדי להפחית את ההלבנה, השתמש בעוצמת לייזר נמוכה), הגדר את גודל התמונה ואת צדי התאורה הרצויים. דוגמה לפרמטרי הדמיה: גודל תמונה 1920 x 1920, תאורה: צד כפול.
    5. הגדר את מחסנית ה-Z לתמונה על ידי הגדרת קצוות ה-Z של הערימה באמצעות מודול Z-stack והגדר את גודל שלב ה-Z לאופטימלי.
  2. עבד את קובץ הפלט באמצעות מודול עיבוד התמונה של תוכנת המיקרוסקופ כדי לנווט בדגימה, לקבל הקרנת Z וייצוג תלת מימד.
  3. הפוך את הדגימה ורכוש תמונה חדשה מזווית אחרת או דמיין אורגנואידים אחרים.
  4. נתח תמונות באמצעות תוכנת ניתוח תמונות מיקרוסקופיה אינטראקטיבית (למשל, Imaris) המאפשרת (i) הדמיה של הדגימה בתלת מימד (ii) פילוח אובייקטים (iii) זיהוי וניתוח כמותי של אובייקטים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

שיטות אורגנוגנזה ex vivo משנות את היכולות שלנו לחקור התפתחות רקמות יונקים ותחזוקה של הומאוסטזיס רקמות בצלחת. ניתוח המנגנונים המולקולריים והתאיים המווסתים תהליכים אלה, כולל ריסים ראשוניים ואיתות ריסני, מסתמך על היכולת לדמות אורגנואידים בתלת מימד.

הפרוטוקול המתואר לעיל מאפשר צביעה של אורגנואידים של חלב שלם. הם נובעים מתאי בסיס מועשרים בתאי גזע של חלב שמטוהרים ב-FACS מעכברים נקבות בוגרות (איור 1A)4. הליך הצביעה מאפשר הדמיה של שושלת תא...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הפרוטוקול המפורט המוצג כאן מאפשר צביעה והדמיה של אורגנואידים של עכברים הגדלים בתווך מוצק למחצה. פרוטוקול זה ישים ככל הנראה לצביעה של אורגנואידים המחקים את הארכיטקטורה של רקמות שונות הגדלות במדיה מוצקה למחצה ומוצקה. עבור אורגנואידים הגדלים ב-100% מטריג'ל עם מדיום למעלה, שלבי ההתאוששות והקיבוע שונים במקצת. יש להסיר היטב את המדיום התרבותי מהתרבות. לאחר שטיפה מהירה של PBS, ניתן להוסיף את התמיסה המקובעת (4% PFA) ישירות לתרבית היטב על האורגנואידים המכילים מטריג'ל. ניתן לדגור אורגנואידים במטריג...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים מצהירים שאין ניגוד עניינים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנו מודים ל-Xavier Pinson על עזרתו בפיתוח מיקרוסקופיה של גיליון אור; מרכז הביוטכנולוגיה של Biosit, כולל MRic, Arche, מתקני הליבה של Flow Cytometry ו-SFR Santé F. Bonamy, כולל מתקן הליבה MicroPICell, לתמיכה טכנית. עבודה זו נתמכה על ידי Fondation ARC, Cancéropôle Grand Ouest, Université de Rennes 1, Fondation de France. M.D. נתמך על ידי מלגת תואר שני מאוניברסיטת רן. V.J.G. נתמך על ידי מלגת פוסט-דוקטורט מ-Fondation ARC.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
נגד עכבר IgG1 647Thermo-FisherA21240
נגד עכבר IgG2A 488Thermo-FisherA21131
נגד ארנב 546Thermo-FisherA11035
Arl13bNeuroMab73-287
EMS 16% תמיסה מימית פרפורמלדהיד,מדעי מיקרוסקופיה אלקטרונית15710
FBSThermo-Fisher10270106
gtubulinSigma-AldrichT5326
Hoechst 33342Thermo-Fisher62249
Integrin a6Biolegend313616
גיליון אור נימיZeiss701908
בוכנה של גיליון אורZeiss701998
כריכה נמוכה צינורות מיקרוצנטריפוגהBioScience27210
מעבדות וקטורתמיסת חסימת סרום עיזים רגילותS-1000
PBSSigma-Aldrichp3587
טכנולוגיית איתות תאישבלול9585
Triton-X100Sigma-AldrichT9284
Tween-20Euromedex9005-64-5
UltraPure נקודת התכה נמוכה אגרוזתרמו-פישר16520050
בדרגת EM

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Visvader, J. E., Clevers, H. Tissue-specific designs of stem cell hierarchies. Nature Cell Biology. 18 (4), 349-355 (2016).
  2. Batlle, E., Clevers, H. Cancer stem cells revisited. Nature Medicine. 23 (10), 1124-1134 (2017).
  3. Clevers, H. Modeling Development and Disease with Organoids. Cell. 165 (7), 1586-1597 (2016).
  4. Guen, V. J., et al. EMT programs promote basal mammary stem cell and tumor-initiating cell stemness by inducing primary ciliogenesis and Hedgehog signaling. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2017).
  5. Hendriks, D., Clevers, H., Artegiani, B. CRISPR-Cas Tools and Their Application in Genetic Engineering of Human Stem Cells and Organoids. Cell Stem Cell. 27 (5), 705-731 (2020).
  6. Satir, P., Pedersen, L. B., Christensen, S. T. The primary cilium at a glance. Journal of Cell Science. 123, Pt 4 499-503 (2010).
  7. Guen, V. J., Prigent, C. Targeting Primary Ciliogenesis with Small-Molecule Inhibitors. Cell Chemical Biology. 27 (10), 1224-1228 (2020).
  8. Goetz, S. C., Anderson, K. V. The primary cilium: a signalling centre during vertebrate development. Nature Reviews Genetics. 11 (5), 331-344 (2010).
  9. Han, Y. G., et al. Hedgehog signaling and primary cilia are required for the formation of adult neural stem cells. Nature Neuroscience. 11 (3), 277-284 (2008).
  10. Tong, C. K., et al. Primary cilia are required in a unique subpopulation of neural progenitors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (34), 12438-12443 (2014).
  11. Wilson, M. M., Weinberg, R. A., Lees, J. A., Guen, V. J. Emerging Mechanisms by which EMT Programs Control Stemness. Trends in Cancer. 6 (9), 775-780 (2020).
  12. Hilgendorf, K. I., et al. Omega-3 Fatty Acids Activate Ciliary FFAR4 to Control Adipogenesis. Cell. 179 (6), 1289-1305 (2019).
  13. Joiner, A. M., et al. Primary Cilia on Horizontal Basal Cells Regulate Regeneration of the Olfactory Epithelium. Journal of Neuroscience. 35 (40), 13761-13772 (2015).
  14. Bangs, F. K., Schrode, N., Hadjantonakis, A. K., Anderson, K. V. Lineage specificity of primary cilia in the mouse embryo. Nature Cell Biology. 17 (2), 113-122 (2015).
  15. van Ineveld, R. L., Ariese, H. C. R., Wehrens, E. J., Dekkers, J. F., Rios, A. C. Single-Cell Resolution Three-Dimensional Imaging of Intact Organoids. Journal of Visualized Experiments. (160), e60709(2020).
  16. Pleguezuelos-Manzano, C., et al. Establishment and Culture of Human Intestinal Organoids Derived from Adult Stem Cells. Current Protocols in Immunology. 130 (1), 106(2020).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Light Sheet Microscopy
הסרטון יגיע בקרוב

מאמרים קשורים