הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

חלון קבוע לחקירת גרורות סרטן לריאה

5.2K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/62761

⸱

1 ביולי 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Structural Biology, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 2Gruss-Lipper Biophotonics Center, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 3Department of Surgery, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 4Integrated Imaging Program, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Cente, 5Department of Pathology, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

כאן, אנו מציגים פרוטוקול להשתלת חלון אופטי השוכנות לצמיתות עבור בית החזה מורין, המאפשר הדמיה תוך-ויאלית ברזולוציה גבוהה של הריאה. קביעות החלון הופכת אותו מתאים היטב לחקר תהליכים תאיים דינמיים בריאה, במיוחד אלה המתפתחים לאט, כגון התקדמות גרורתית של תאים סרטניים מופצים.

תקציר

גרורות, המהוות כ-90% מהתמותה הקשורה לסרטן, כוללת התפשטות מערכתית של תאים סרטניים מגידולים ראשוניים לאתרים משניים כגון העצם, המוח והריאה. למרות שנחקר בהרחבה, הפרטים המכניסטיים של תהליך זה נשארים מובנים היטב. בעוד שמודליות הדמיה נפוצות, כולל טומוגרפיה ממוחשבת (CT), טומוגרפיה של פליטת פוזיטרונים (PET) והדמיה תהודה מגנטית (MRI), מציעות דרגות שונות של הדמיה גסה, כל אחת מהן חסרה את הרזולוציה הזמנית והמרחבית הדרושה כדי לזהות את הדינמיקה של תאי גידול בודדים. כדי לטפל בכך, טכניקות רבות תוארו עבור הדמיה תוך-וינטלית של אתרים גרורתיים נפוצים. מתוך אתרים אלה, הריאה הוכיחה מאתגרת במיוחד לגישה להדמיה תוך-ויאלית בשל עדינותה ותפקידה הקריטי בשמירה על החיים. למרות מספר גישות תוארו בעבר עבור הדמיה תוך-וינטלית של תא יחיד של הריאה שלם, כל כרוך מאוד פולשני הליכים סופני, הגבלת משך ההדמיה המרבי האפשרי ל 6-12 שעות. מתואר כאן טכניקה משופרת להשתלה קבועה של חלון אופטי בית החזה זעיר פולשני להדמיה ברזולוציה גבוהה של הריאה (WHRIL). בשילוב עם גישה מותאמת למיקרוקרטוגרפיה, החלון האופטי החדשני מאפשר הדמיה תוך-וינטלית סדרתית של הריאה השלמה ברזולוציה של תא בודד על פני מפגשי הדמיה מרובים ומשתרע על פני מספר שבועות. בהתחשב במשך הזמן חסר התקדים שבו ניתן לאסוף נתוני הדמיה, WHRIL יכול להקל על גילוי מואץ של המנגנונים הדינמיים שבבסיס ההתקדמות גרורתית ותהליכים ביולוגיים רבים נוספים בתוך הריאה.

מבוא

אחראי ~ 90% ממקרי המוות, גרורות הוא הגורם העיקרי לתמותה הקשורה לסרטן1. בין האתרים העיקריים של גרורות שנצפו קלינית (עצם, כבד, ריאות, מוח)2, הריאה הוכיחה מאתגרת במיוחד עבור הדמיה in vivo באמצעות מיקרוסקופיה תוך ויאלית. הסיבה לכך היא שהריאה היא איבר עדין בתנועה מתמדת. התנועה המתמשכת של הריאות, המורכבת עוד יותר על ידי תנועת לב תוך-גזעית, מהווה מחסום משמעותי להדמיה מדויקת. לכן, בשל חוסר נגישותה היחסית לאופנה להדמיה אופטית תוך-וינטלית ברזולוציה גבוהה, צמיחת הסרטן בתוך הריאה נחשבה לעתים קרובות לתהליך נסתר3.

בסביבה הקלינית, טכנולוגיות הדמיה כגון טומוגרפיה ממוחשבת (CT), טומוגרפיה של פליטת פוזיטרונים (PET) והדמיה תהודה מגנטית (MRI) מאפשרות הדמיה עמוק בתוך איברים חיוניים שלמים כגון הריאה4. עם זאת, בעוד שיטות אלה מספקות תצוגות מצוינות של האיבר ברוטו (לעתים קרובות אפילו חושף פתולוגיה לפני הופעת הסימפטומים הקליניים), הם ברזולוציה לקויה כדי לזהות תאים סרטניים מופצים בודדים כפי שהם מתקדמים דרך השלבים המוקדמים של גרורות. כתוצאה מכך, עד שהמודל הנ"ל מספק כל אינדיקציה לגרורות לריאה, מוקדים גרורתיים כבר מבוססים ומתרבים היטב. מאז microenvironment הגידול ממלא תפקיד מרכזי בהתקדמות הסרטן היווצרות גרורות5,6, יש עניין רב לחקור את השלבים המוקדמים ביותר של זריעה גרורתית ב vivo. עניין זה מתודלק עוד יותר על ידי ההערכה המוגברת שתאים סרטניים מופצים עוד לפני שהגידול העיקרי מזוהה7,8 והראיות הגוברות לכך שהם שורדים כתאים בודדים ובמצב רדום במשך שנים עד עשרות שנים לפני שנשרים לתוך מאקרו-גרורות9.

בעבר, הדמיה של הריאה ברזולוציה של תא אחד כללה בהכרח תכשירים ex vivo או explant10,11,12,13, הגבלת ניתוחים לנקודות זמן בודדות. בעוד שתכשירים אלה מספקים מידע שימושי, הם אינם מספקים כל תובנה על הדינמיקה של תאים סרטניים בתוך האיבר המחובר למערכת מחזור שלמה.

ההתקדמות הטכנולוגית האחרונה בהדמיה אפשרה הדמיה תוך-וינטלית של הריאה השלמה ברזולוציה של תא בודד על פני תקופות של עד 12 שעות14,15,16. זה נעשה במודל מורין באמצעות פרוטוקול שכלל אוורור מכני, כריתה של בית החזה, ושתקת ריאות בסיוע ואקום. עם זאת, למרות המציע את התמונות הראשונות ברזולוציה של תא בודד של הריאה השלם מבחינה פיזיולוגית, הטכניקה היא פולשנית מאוד סופני, ובכך מונע מפגשי הדמיה נוספים מעבר להליך האינדקס. מגבלה זו, אם כן, מונעת את יישומה לחקר צעדים גרורתיים הנגזרים מ- 12 שעות, כגון רדומים וייזום מחדש של צמיחה14,15,16. יתר על כן, דפוסים של התנהגות תאית שנצפו באמצעות גישה הדמיה זו חייבים להתפרש בזהירות, בהתחשב בכך הפרשי לחץ הנגרמים על ידי ואקום עלולים לגרום הסחות בזרימת הדם.

כדי להתגבר על מגבלות אלה, פותח לאחרונה חלון זעיר פולשני להדמיה ברזולוציה גבוהה של הריאה (WHRIL), המקלה על הדמיה סדרתית על פני תקופה ממושכת של ימים עד שבועות, ללא צורך באוורור מכני17. הטכניקה כרוכה ביצירת 'בית החזה שקוף' עם חלל בית החזה אטום לשימור תפקוד תקין של הריאות. ההליך נסבל היטב, ומאפשר לעכבר להתאושש ללא שינוי משמעותי בפעילות הבסיסית ובתפקוד. כדי אמין לוקליזציה בדיוק באותו אזור ריאות בכל מפגש הדמיה בהתאמה, טכניקה המכונה microcartography הוחל על חלון זה18. דרך חלון זה, ניתן היה ללכוד תמונות של תאים כשהם מגיעים למיטת כלי הדם של הריאה, חוצים את האנדהותל, עוברים חלוקת תאים וגדלים למיקרו גרורות.

כאן, המחקר מציג תיאור מפורט של פרוטוקול כירורגי משופר להשתלה של WHRIL, אשר מפשט את הניתוח ובו זמנית להגדיל את יכולת הרבייה והאיכות שלה. בעוד פרוטוקול זה נועד לאפשר חקירה של התהליכים הדינמיים שבבסיס גרורות, הטכניקה עשויה להיות מיושמת לחילופין על חקירות של תהליכים רבים של ביולוגיה ריאות ופתולוגיה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל ההליכים המתוארים בפרוטוקול זה בוצעו בהתאם להנחיות ולתקנות לשימוש בבעלי חוליות, כולל אישור מראש של מכללת אלברט איינשטיין לרפואה מוסדית לטיפול בבעלי חיים והוועדה לשימוש בבעלי חיים.

1. פסיבציה של חלונות

  1. שטפו את מסגרות החלונות האופטיות (איור משלים 2) עם פתרון של 1% (w/v) של חומר ניקוי פעיל אנזימטית.
  2. בתוך צנצנת זכוכית, להטביע את מסגרות החלון האופטי 5% (w / v) פתרון נתרן הידרוקסיד במשך 30 דקות ב 70 °C (70 °F).
  3. הסר ושטוף את מסגרות החלון במים דה-יוניים.
  4. בתוך צנצנת זכוכית חדשה, להטביע את מסגרות החלון האופטי 7% (w / v) פתרון חומצת לימון במשך 10 דקות ב 55 °C (55 °F).
  5. שוב, להסיר ולשטוף את מסגרות החלון עם מים deionized.
  6. חזור על שלב 1.2; לאחר מכן, להסיר ולשטוף מסגרות חלון עם מים deionized.

2. הכנה לניתוח

  1. לבצע את הניתוח במכסה המנוע או בארון זרימה למינאר. כדי למנוע זיהום של השדה האופרטיבי, להבטיח אזורים נפרדים ומופרדים להכנה, ניתוח, והתאוששות, בהתאמה.
  2. לקראת הניתוח, לעקר את כל המכשירים הכירורגיים ב autoclave. אם ההליכים הבאים מתוכננים, לעקר מחדש מכשירים באמצעות מחטא חרוזים חם. עבור הליך כירורגי זה, טכניקה טיפים בלבד משמש.
  3. כוח על חרוז כירורגי מחומם וחיטוי חרוזים.
  4. להנשים את העכבר עם 5% איזופלוראן בתא ההרדמה.
  5. כדי להסיר את השיער, יש למרוח בנדיבות קרם דפילטורי על אתר ההסתה של החזה השמאלי העליון. לאחר לא יותר מ 20 s, לנגב בחוזקה את השיער ואת קרם depilatory באמצעות נייר טישו לח. יש לחזור על הפעולה לפי הצורך כדי להסיר את כל השיער מאתר הניתוח.
  6. בעזרת תפר משי 2-0, קשרו קשר בבסיס צנתר 22 גרם, והותירו זנבות באורך 2 אינץ' (ראו איור 1A).

3. ניתוח חלון ריאות

  1. יש לשטוף ידיים באמצעות סבון חיטוי.
  2. לפני כל ניתוח חדש, דון כפפות סטריליות חדשות.
  3. כדי למנוע ייבוש קרנית ונזק לעיני העכבר, יש למרוח משחה עיניים על שתי העיניים.
  4. לדלל 10 μL (0.1 מ"ג/ק"ג) של buprenorphine ב 90 μL של PBS סטרילי, ולאחר מכן להזריק תת עורית כדי להבטיח מנטל לפני הניתוח.
  5. צנררו את העכבר עם צנתר 22 גרם קשור לתבל משי15. באמצעות נורת אינפלציה, לאשר צנרור מוצלח על ידי ציין עליית חזה דו צדדית על לחיצת נורה.
  6. אבטחו את צנתר הצנרור על ידי קשירת תבר המשי 2-0 סביב חוטמו של העכבר (ראו איור 1B).
  7. מניחים את העכבר על הדוכן הכירורגי המחומם וממקמים אותו בדקוביטוס לרוחב ימין כדי לחשוף את בית החזה השמאלי.
  8. חבר את מכונת ההנשמה לקטטר הצנרור.
  9. ודא אוורור מבוקר ויציב על מכונת ההנשמה ולאחר מכן להוריד את isofluorane ל 3%. בתחילת ההליך ומדי פעם לאורך כל ההליך, להעריך את ההתאמה של הרדמה על ידי ביצוע בדיקת צביטת הבוהן.
  10. באמצעות סרט נייר, מאובטחים באופן קרני ובאופן גס את הגפיים הקדמיות והי האחוריות, בהתאמה, לשלב הניתוח המחומם. מקם פיסת סרט נוספת לאורך גב העכבר כדי למקסם את החשיפה לשדה הניתוחי (ראו איור 1C).
  11. פתח את כל המכשירים הכירורגיים מתחת למכסה המנוע לשימור סטריליות.
  12. לחטא את האתר הכירורגי על ידי יישום נדיב של חיטוי לעור של העכבר.
  13. באמצעות מלקחיים, הרימו את העור ובצעו חתך מעגלי ~ 10 מ"מ, ~ 7 מ"מ משמאל לחזה החזה ו ~ 7 מ"מ מעולה על השוליים התת-ציליים (איור 1D).
  14. זהה בזהירות כל כלי שיט עיקרי. אם חלוקת כלי הדם נחוצה, לצרוב בשני קצות עם עט electrocautery כדי לשמור על hemostasis.
  15. לחתוך את הרקמה הרכה מעל הצלעות.
  16. הגבה את הצלעהשישית אוהשביעית באמצעות מלקחיים. באמצעות להב יחיד של המספריים המיקרו-ניתוח קהים, הצד המעוגל לכיוון הריאה, חודר בזהירות את השריר הבין-צלעי ביןהצלעות 6 ו-7 כדי להיכנס לחלל התוך-אתורי(איור 1E).
  17. פריקה עדינה של מיכל אוויר דחוס בפגם כדי למוטט את הריאה ולהפריד אותה מקיר החזה. תדליקו את האוויר הדחוס בהתפרצויות קצרות כדי למנוע פגיעה ריאות יטרוגנית.
  18. הניחו את אגרוף הביופסיה מעל כלי החיתוך(איור 1 משלים)ותמרנו בזהירות את בסיס כלי החיתוך באמצעות החתך הבין-צלעי (איור 1F).
  19. כוון את הבסיס של כלי החיתוך כך שהוא מקביל לקיר החזה. נקבו חור עגול בקורס 5 מ"מ דרך כלוב הצלעות(איור 1G).
    הערה: ודא כי רקמת הריאה החשופה היא ורודה, ללא סימני נזק.
  20. בעזרת תפר משי 5-0, צור תפר חוט ארנק ~ 1 מ"מ מהחור, בהיקף, שזור עם הצלעות(איור 1H).
  21. מקם את מסגרת החלון כך שקצוות הפגם המעגלי יתיישרו בתוך החריץ של החלון (ראו איור 1I).
  22. נעלו היטב את החלון המושתל על ידי תיוץ הדוק של תיל המשי 5-0.
  23. טען 100 μL של דבק ג'ל ציאנואקרילט לתוך מזרק 1 מ"ל.
  24. יבש את הריאה על ידי החלת זרם עדין יציב של אוויר דחוס עבור ~ 10-20 s(איור 1J).
  25. באמצעות מלקחיים כדי לאחוז במסגרת החלון בקצה החיצוני שלה, הרם בעדינות כדי להבטיח הפרדה של הריאה מהפנים התחתיות של מסגרת החלון.
  26. יש לפזר שכבה דקה של דבק ציאנואקרילט לאורך הפנים התחתיות של מסגרת החלון האופטית(איור 1K).
  27. להגביר את הלחץ הסופי-תפוגה החיובי (PEEP) על מכונת ההנשמה כדי לנפח את הריאה.
  28. מחזיקים במשך 10-20 שניות, מפעילים לחץ עדין אך מוצק כדי לחבר את מסגרת החלון האופטית לרקמת הריאה(איור 1L).
  29. יש לפזר טיפה של 5 מ"מ של דבק ג'ל הציאנואקרילט הנותר על כיסוי מלבני.
  30. הרימו את כיסוי ה-5 מ"מ באמצעות טנדרים ואקום. טובלים את הפנים התחתונות של כיסוי הדבק לתוך הדבק, ולאחר מכן לגרד את דבק עודף שלוש פעמים על הצד של כיסוי מלבני, כך שרק שכבה דקה מאוד נשארה (איור 1M).
  31. מקם בזהירות את כיסוי כדי להתאים בתוך ההפסקה במרכז מסגרת החלון האופטי והוא מוחזק מעל רקמת הריאה בזווית. לחץ בקצרה על מכונת ההנשמה כדי ליצור לחץ חיובי, מנפח את הריאה. באמצעות תנועה מסתובבת, כוון את כיסוי מקביל לרקמת הריאה כדי ליצור פריסה ישירה בין פני הריאה לבין הפנים התחתיות של כיסוי. שמור על לחץ עדין, ומאפשר דבק cyanoacrylate להגדיר (~ 25 s).
  32. השתמשו במלקחיים כדי להפריד את הכיסויים מאיסוף הוואקום(איור 1N).
  33. באמצעות תפר משי 5-0, שוב ליצור תפר ארנק מחרוזת, הפעם <1 מ"מ בהיקף מן הקצה לחתוך של חתך העור. יש לתחוב עור עודף מתחת לשפה החיצונית של מסגרת החלון לפני קשירתו בחוזקה עם קשרים נעילה.
  34. כדי להבטיח אטם הדוק אוויר בין כיסוי למסגרת החלון, יש לחלק כמות קטנה של ציאנואקרילט נוזלי בממשק הזכוכית המתכתית (ראו איור 1O).
  35. חבר מחט סטרילית למזרק אינסולין 1 מ"ל. הכנס את המחט מתחת לתהליך xiphoid, מתקדם לכיוון הכתף השמאלית, נכנס לחלל בית החזה דרך הסרעפת. יש לסגת בעדינות מהמזרק כדי להסיר כל שאריות אוויר מחלל בית החזה (ראו איור 1P).
  36. הסר את הקלטת מהעכבר.
  37. כבה איזופלוראן.
  38. המשך אוורור עם 100% חמצן עד שהעכבר נראה מוכן להתעורר.
  39. חותכים בזהירות את תפר המשי 2-0 סביב חוטם העכבר ומסלקים את העכבר.
  40. העבר את העכבר לכלוב נקי ולפקח עד להתאוששות מלאה. המתת חסד את העכבר אם קיימים סימנים של קושי בנשימה.
  41. ספק שך מזיק לאחר הניתוח על ידי הזרקה תת עורית 10 μL (0.1 מ"ג/ קילוגרם) של buprenorphine מדולל ב 90 μL של פתרון חוצץ פוספט סטרילי (PBS).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

שלבי ההליך הכירורגי המתואר בפרוטוקול זה מסוכמים ומאוירים באיור 1. לזמן קצר, לפני הניתוח, עכברים הם מרדים ואת השיער מעל בית החזה השמאלי מוסר. עכברים מצנררים ומאווררים מכנית כדי לאפשר הישרדות עם פריצת חלל בית החזה. רקמות רכות מעל הצלעות נקטעות, ונוצר פגם מעגלי קטן, המשתרע על צלעותה-6 וה-7. מסגרת החלון האופטי מוכנסת לפגם והצד התחתון שלו (מחוץ לצמצם הצלול) דבק ברקמת הריאה. לאחר מכן, מסגרת החלון מאובטחת בשילוב של תפרים ודבק, חותם מחדש את חלל בית החזה ומאפשר חידוש נשימה רגילה...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

באתרים של גרורות רחוקות כגון הריאה, הדמיה אופטית ברזולוציה גבוהה מספקת תובנה על הדינמיקה המשוכללת של גרורות תאים סרטניים. על ידי הפעלת הדמיה של תאים סרטניים בודדים והאינטראקציות שלהם עם הרקמה המארחת, הדמיה תוך-וינטלית ברזולוציה גבוהה הוכיחה את עצמה כמכשיר להבנת המנגנונים הבסיסיים של גרורות.

המתואר כאן הוא פרוטוקול כירורגי משופר להשתלת בית החזה הקבועה של חלון אופטי שנועד לאפשר הדמיה סדרתית של הריאה המורינה באמצעות מיקרוסקופיה מולטיפוטונית ברזולוציה גבוהה. החלון שנוצר באמצעות פרוטוקול ז...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים אינם חושפים ניגודי עניינים.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי המענקים הבאים: CA216248, CA013330, רות ל. קירששטיין T32 של מונטיפיורי הכשרה Grant CA200561, פרס METAvivor תחילת הקריירה, המרכז לביופוטונייקה Gruss-Lipper ותוכנית ההדמיה המשולבת שלה, וג'יין א' ומיילס פ. דמפסי. ברצוננו להודות למתקן ההדמיה האנליטית (AIF) במכללת איינשטיין לרפואה על תמיכת ההדמיה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
תמיסה של 1% (w/v) של חומר ניקוי פעיל אנזימיםAlconox IncN/A  חומר ניקוי אניוני מרוכז עם אנזים פרוטאז לניקוי ידני ואולטראסוני
2 ומיקרו; m מיקרוספירות פלואורסצנטיותInvitrogenF8827
5 מ"מ כיסוימדעי מיקרוסקופיה אלקטרונית72296-05
5% (w/v) תמיסה של נתרן הידרוקסידSigma-AldrichS8045
5% איזופלורןהנרי שיין, בע"מ29405
5-0 משי קלוע עם מחט חיתוך RB-1Ethicon, Inc.תמיסה 774B
7% (w/v) של חומצת לימוןSigma-Aldrich251275
מסגרת חלון נירוסטה 8 מ"מN/AN/Aבהתאמה אישית, <חזקה>איור משלים 2
9 ס"מ 2-0 עניבת משיEthicon, Inc.LA55G
5 מ"מ אגרוף ביופסיה חד פעמיIntegra  33-35-SH
מספריים מיקרו-חיתוך קהיםRobozRS-5980
מחזיק כלי חלון פליזN/AN/Aבהתאמה אישית, איור משלים 3
בופרנורפיןהוספירה0409-2012-32
עט קוטריBraintree ScientificGEM 5917
כלורהקסידין גלוקונאט  Becton, Dickinson and Company260100ChloraPrep ספוגית יחידה 1.75 מ"ל
מיכל אוויר דחוסFalconDPSJB-12
דבק ציאנואקרילטדבקי הנקלLOC1363589
תאורת סיבים אופטייםO.C. White CompanyFL3000
מעקר חרוזיםCellPoint ScientificGER  5287-120Vנביטה 500
מלקחיים GraefeRobozRS-5135
מנורת חום אינפרא אדוםBraintree ScientificHL-1
מזרקי אינסוליןBecton Dickinson329424
Isoflurane וופורייזרSurgiVetVCT302
Jacobson מחזיק מחט עם מנעולKalson כירורגיT1-140
אפליקטורים עם קצה כותנה ארוךMedline IndustriesMDS202055
NairChurch & דווייט ושות', בע"מ
ניאומיצין/פולימיקסין B/בציטראציןג'ונסון & ג'ונסון501373005משחת אנטיביוטיקה
משחת עינייםDechra מוצרים וטרינריים17033-211-38
סרט ניירפישר סיינטיפיקS68702
מאוורר עכבריםקנט סיינטיפיקPS-02PhysioSuite
כיסוי מלבני זכוכיתקורנינג2980-225
מעמדאינטובציה למכרסמיםBraintree ScientificRIS 100
נורת ניפוח ריאות של בעלי חיים קטניםמכשיר הרווארד72-9083
כלי חיתוך נירוסטהN/AN/Aבהתאמה אישית, <חזק>איור משלים 1
סולפאמתוקסזול ואנטיביוטיקה אוראלית Trimethoprimהיי-טק פארמקל ושות'.50383-823-16
SurgiSuite פלטפורמה כירורגית רב תכליתית לעכברים, עם התחממותקנט סיינטיפיקSURGI-M02פלטפורמה כירורגית מחוממת
צנתר קנה הנשימהExelint International26746G קטטר
איסוף ואקום בדיקת מתכתTed Pella, Inc.528-112
40002957 22 מערכת

מקורות

  1. Mehlen, P., Puisieux, A. Metastasis: a question of life or death. Nature Reviews Cancer. 6 (6), 449-458 (2006).
  2. Lee, Y. T. Breast carcinoma: pattern of metastasis at autopsy. Journal of Surgical Oncology. 23 (3), 175-180 (1983).
  3. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews Cancer. 2 (8), 563-572 (2002).
  4. Coste, A., Oktay, M. H., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Intravital imaging techniques for biomedical and clinical research. Cytometry Part A. 95 (5), 448-457 (2019).
  5. DeClerck, Y. A., Pienta, K. J., Woodhouse, E. C., Singer, D. S., Mohla, S. The tumor microenvironment at a turning point knowledge gained over the last decade, and challenges and opportunities ahead: A white paper from the NCI TME network. Cancer Research. 77 (5), 1051-1059 (2017).
  6. Borriello, L., et al. The role of the tumor microenvironment in tumor cell intravasation and dissemination. European Journal of Cell Biology. 99 (6), 151098(2020).
  7. Hosseini, H., et al. Early dissemination seeds metastasis in breast cancer. Nature. 540 (7634), 552-558 (2016).
  8. Harper, K. L., et al. Mechanism of early dissemination and metastasis in Her2(+) mammary cancer. Nature. 540, 589-612 (2016).
  9. Risson, E., Nobre, A. R., Maguer-Satta, V., Aguirre-Ghiso, J. A. The current paradigm and challenges ahead for the dormancy of disseminated tumor cells. Nature Cancer. 1 (7), 672-680 (2020).
  10. Qian, B., et al. A distinct macrophage population mediates metastatic breast cancer cell extravasation, establishment and growth. PLoS One. 4 (8), 6562(2009).
  11. Qian, B. Z., et al. CCL2 recruits inflammatory monocytes to facilitate breast-tumour metastasis. Nature. 475 (7355), 222-225 (2011).
  12. Miyao, N., et al. Various adhesion molecules impair microvascular leukocyte kinetics in ventilator-induced lung injury. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 290 (6), 1059-1068 (2006).
  13. Bernal, P. J., et al. Nitric-oxide-mediated zinc release contributes to hypoxic regulation of pulmonary vascular tone. Circulation Research. 102 (12), 1575-1583 (2008).
  14. Entenberg, D., et al. In vivo subcellular resolution optical imaging in the lung reveals early metastatic proliferation and motility. IntraVital. 4 (3), 1-11 (2015).
  15. Rodriguez-Tirado, C., et al. Long-term High-Resolution Intravital Microscopy in the Lung with a Vacuum Stabilized Imaging Window. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54603(2016).
  16. Looney, M. R., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nature Methods. 8 (1), 91-96 (2011).
  17. Entenberg, D., et al. A permanent window for the murine lung enables high-resolution imaging of cancer metastasis. Nature Methods. 15 (1), 73-80 (2018).
  18. Dunphy, M. P., Entenberg, D., Toledo-Crow, R., Larson, S. M. In vivo microcartography and subcellular imaging of tumor angiogenesis: a novel platform for translational angiogenesis research. Microvascular Research. 78 (1), 51-56 (2009).
  19. Harney, A. S., Wang, Y., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Extended time-lapse intravital imaging of real-time multicellular dynamics in the tumor microenvironment. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54042(2016).
  20. Seynhaeve, A. L. B., Ten Hagen, T. L. M. Intravital microscopy of tumor-associated vasculature using advanced dorsal skinfold window chambers on transgenic fluorescent mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (131), e55115(2018).
  21. Entenbery, D., et al. Time-lapsed, large-volume, high-resolution intravital imaging for tissue-wide analysis of single cell dynamics. Methods. 128, 65-77 (2017).
  22. Ueki, H., Wang, I. H., Zhao, D., Gunzer, M., Kawaoka, Y. Multicolor two-photon imaging of in vivo cellular pathophysiology upon influenza virus infection using the two-photon IMPRESS. Nature Protocols. 15 (3), 1041-1065 (2020).
  23. Ritsma, L., Ponsioen, B., van Rheenen, J. Intravital imaging of cell signaling in mice. IntraVital. 1 (1), 2-10 (2012).
  24. Kedrin, D., et al. Intravital imaging of metastatic behavior through a mammary imaging window. Nature Methods. 5 (12), 1019-1021 (2008).
  25. Harney, A. S., et al. Real-time imaging reveals local, transient vascular permeability, and tumor cell intravasation stimulated by TIE2hi macrophage-derived VEGFA. Cancer Discovery. 5 (9), 932-943 (2015).
  26. Karagiannis, G. S., et al. Assessing tumor microenvironment of metastasis doorway-mediated vascular permeability associated with cancer cell dissemination using intravital imaging and fixed tissue analysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59633(2019).
  27. Karagiannis, G. S., et al. Neoadjuvant chemotherapy induces breast cancer metastasis through a TMEM-mediated mechanism. Science Translational Medicine. 9 (397), (2017).
  28. Dreher, M. R., et al. Tumor vascular permeability, accumulation, and penetration of macromolecular drug carriers. Journal of the National Cancer Institute. 98 (5), 335-344 (2006).
  29. Rizzo, V., Kim, D., Duran, W. N., DeFouw, D. O. Ontogeny of microvascular permeability to macromolecules in the chick chorioallantoic membrane during normal angiogenesis. Microvascular Research. 49 (1), 49-63 (1995).
  30. Hoshino, A., et al. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis. Nature. 527 (7578), 329-335 (2015).
  31. Ueki, H., et al. In vivo imaging of the pathophysiological changes and neutrophil dynamics in influenza virus-infected mouse lungs. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 6622-6629 (2018).
  32. Kornfield, T. E., Newman, E. A. Measurement of retinal blood flow using fluorescently labeled red blood cells. eNeuro. 2 (2), (2015).
  33. Dasari, S., Weber, P., Makhloufi, C., Lopez, E., Forestier, C. L. Intravital microscopy imaging of the liver following leishmania infection: An assessment of hepatic hemodynamics. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (101), e52303(2015).
  34. Chaigneau, E., Roche, M., Charpak, S. Unbiased analysis method for measurement of red blood cell size and velocity with laser scanning microscopy. Frontiers in Neuroscience. 13, 644(2019).
  35. Kim, T. N., et al. Line-scanning particle image velocimetry: an optical approach for quantifying a wide range of blood flow speeds in live animals. PLoS One. 7 (6), 38590(2012).
  36. Presson, R. G., et al. Two-photon imaging within the murine thorax without respiratory and cardiac motion artifact. American Journal of Pathology. 179 (1), 75-82 (2011).
  37. Tabuchi, A., Mertens, M., Kuppe, H., Pries, A. R., Kuebler, W. M. Intravital microscopy of the murine pulmonary microcirculation. Journal of Applied Physiology. 104 (2), 338-346 (2008).
  38. Travis, W. D. Classification of lung cancer. Seminars in Roentgenology. 46 (3), 178-186 (2011).
  39. Scholten, E. T., Kreel, L. Distribution of lung metastases in the axial plane. A combined radiological-pathological study. Radiologica Clinica (Basel). 46 (4), 248-265 (1977).
  40. Braman, S. S., Whitcomb, M. E. Endobronchial metastasis. Archives of Internal Medicine. 135 (4), 543-547 (1975).
  41. Herold, C. J., Bankier, A. A., Fleischmann, D. Lung metastases. European Radiology. 6 (5), 596-606 (1996).
  42. Kimura, H., et al. Real-time imaging of single cancer-cell dynamics of lung metastasis. Journal of Cellular Biochemistry. 109 (1), 58-64 (2010).
  43. Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. A pyramid approach to subpixel registration based on intensity. IEEE Transactions on Image Processing: A Publication of the IEEE Signal Processing Society. 7 (1), 27-41 (1998).
  44. Sharma, V. P. ImageJ plugin HyperStackReg V5.6. Zenodo. , (2018).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

גרורות ריאהדימות תוך-חי (Intravital Imaging)חלון אופטירדום של תאי גידולדימות סדרתיהשתלת חלון חזימיקרוסקופיית מולטיפוטוןיציאת תאי גידול לכלי דם (Extravasation)מיקרו-קרטוגרפיה
חלון קבוע לחקירת גרורות סרטן לריאה
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.