מאמר שיטה

אוטם שריר הלב על ידי פריסת סליל אמבוליזציה מלעורית במודל חזירים

2.7K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/63172

⸱

4 בנובמבר 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1ICREC Research Program, Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP), 2Faculty of Medicine, University of Barcelona (UB), 3Heart Institute (iCOR), Germans Trias i Pujol University Hospital, 4CIBER Cardiovascular, Instituto de Salud Carlos III

* These authors contributed equally

במאמר זה

הודעת תיקון

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

סיכום

מודלים של בעלי חיים באוטם שריר הלב (MI) המחקים את התהליך הטבעי של המחלה בבני אדם הם חיוניים להבנת מנגנונים פתופיזיולוגיים ולבדיקת הבטיחות והיעילות של טיפולים חדשים. כאן, אנו מתארים מודל חזיר MI שנוצר על ידי פריסת סליל אמבוליזציה מלעורי.

תקציר

אוטם שריר הלב (MI) הוא הגורם המוביל לתמותה ברחבי העולם. למרות השימוש בטיפולים מבוססי ראיות, כולל רה-וסקולריזציה כלילית ותרופות קרדיווסקולריות, חלק ניכר מהחולים מפתחים שיפוץ פתולוגי של החדר השמאלי ואי ספיקת לב מתקדמת בעקבות MI. לכן, אפשרויות טיפוליות חדשות, כגון טיפולים תאיים וגנים, בין היתר, פותחו כדי לתקן וליצור מחדש שריר הלב פצוע. בהקשר זה, מודלים של בעלי חיים של MI הם חיוניים לחקר הבטיחות והיעילות של טיפולים ניסיוניים אלה לפני תרגום קליני. מודלים גדולים של בעלי חיים כגון חזירים מועדפים על פני קטנים יותר בשל הדמיון הגבוה של חזירים ולבבות אנושיים במונחים של אנטומיה של עורקים כליליים, קינטיקה של הלב ותהליך הריפוי שלאחר MI. כאן, התכוונו לתאר מודל MI בחזיר על ידי פריסת סליל קבועה. בקצרה, הוא כולל תותח עורקים כליליים סלקטיבי מלעוריים באמצעות גישה מדרדרת לירך הירך. בעקבות אנגיוגרפיה כלילית, הסליל נפרס בענף המטרה בהנחיה פלואורוסקופית. לבסוף, חסימה מלאה מאושרת על ידי אנגיוגרפיה כלילית חוזרת ונשנית. גישה זו היא אפשרית, ניתנת לשחזור גבוהה, ומחקה את הפתוגנזה של MI אנושי שאינו סובב, תוך הימנעות מניתוח החזה הפתוח המסורתי ומהדלקת שלאחר הניתוח. בהתאם לזמן המעקב, הטכניקה מתאימה למודלים חריפים, תת-חריפים או כרוניים של MI.

מבוא

אוטם שריר הלב (MI) הוא הגורם השכיח ביותר לתמותה, תחלואה ונכות ברחבי העולם1. למרות ההתקדמות הטיפולית הנוכחית, חלק ניכר מהחולים מפתחים שיפוץ חדרי שלילי ואי ספיקת לב מתקדמת בעקבות MI, וכתוצאה מכך פרוגנוזה לקויה עקב תפקוד לקוי של החדר ומוות פתאומי 2,3,4. אפשרויות טיפוליות חדשות לתיקון ו/או חידוש שריר הלב הפצוע נמצאות אפוא תחת בדיקה, ומודלים תרגומיים של בעלי חיים MI הם חיוניים לבדיקת בטיחותם ויעילותם. למרות שמספר מודלים שימשו למחקר קרדיווסקולרי, כולל חולדות 5,6, עכברים 7,8, כלבים9 וכבשים10, חזירים הם אחת הבחירות הטובות ביותר למידול מחקרי איסכמיה לבבית בגלל הדמיון הגבוה שלהם לבני אדם מבחינת גודל הלב, אנטומיה של עורקים כליליים, קינטיקה של הלב, פיזיולוגיה, חילוף חומרים ותהליך הריפוי שלאחר MI 11, 12,13,14,15.

בהקשר זה, גישות רבות ושונות של ניתוחים פתוחים ומלחמתיים זמינות לפיתוח מודלים של חזירי MI. גישת החזה הפתוח כוללת הליך של בית חזה לרוחב שמאלי והיא שימושית בביצוע קשירת עורקים כליליים כירורגיים16,17, פגיעה בקריו שריר הלב, צריבה12, ומיקום עורקים כליליים של חסימה הידראולית18 או מכווץ אמרואיד19, בין היתר. חסימה כלילית כירורגית שימשה באופן נרחב לבדיקת אפשרויות טיפוליות חדשות כגון הנדסת רקמות לב וטיפול בתאים, מכיוון שהיא מאפשרת גישה רחבה והערכה חזותית של הלב; עם זאת, בניגוד ל-MI אנושי, הוא עלול לגרום להידבקויות כירורגיות, הצטלקות סמוכה ודלקת לאחר הניתוח17. פציעת קריו שריר הלב וצריבה הן טכניקות הניתנות לשחזור בקלות, אך אינן משחזרות את התקדמות MI הפתופיזיולוגית שנצפתה בבני אדם12. מצד שני, מספר טכניקות מלעוריות פותחו כדי לייצר חסימה כלילית זמנית או קבועה. אלה כוללים אבלציה של אתנול טרנסקורונרי או תוך-קורונרי 20,21, חסימה על ידי אנגיופלסטיקה בלון22, או אספקה של חומרים טרומבוגניים כגון חרוזי ג'ל אגרוז23, תערובות פיברינוגן 9, או אמבוליזציה של סליל17,24. בעוד שאנגיופלסטיקה של בלון מתאימה יותר למחקרי איסכמיה/רפרפוזיה, פריסת סלילים כליליים היא אחת האפשרויות הטובות ביותר למידול MI שאינו רב-שכבתי. גישה מלעורית זו היא אפשרית, ניתנת לשחזור באופן עקבי, ונמנעת מניתוחים בחזה פתוח. היא מאפשרת שליטה מדויקת על מיקום האוטם ומביאה לפתופיזיולוגיה בדומה לזו של MI אנושי שאינו מרוסן. יתר על כן, אמבוליזציה של סליל מתאימה למידול MI חריף, תת-חריף או כרוני; אי ספיקת לב כרונית; או מחלה וולוולרית17.

הפרוטוקול הנוכחי נועד לתאר כיצד לפתח מודל חזירי MI על ידי פריסת סליל קבועה. בקצרה, הוא כולל תותח עורקים כליליים סלקטיבי מלעוריים באמצעות גישה מדרדרת לירך הירך. בעקבות אנגיוגרפיה כלילית, סליל נפרס בעורק ענף המטרה בהנחיה פלואורוסקופית. לבסוף, חסימה מלאה מאושרת על ידי אנגיוגרפיה כלילית חוזרת ונשנית.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

מחקר זה אושר על ידי הוועדה האתית של היחידה לניסויים בבעלי חיים של מכון המחקר לבריאות Trias i Pujol של הגרמנים (IGTP) ורשויות ממשלתיות (Generalitat de Catalunya; קוד: 10558 ו- 11208), ועומד בכל ההנחיות הנוגעות לשימוש בבעלי חיים במחקר ובהוראה כהגדרתן במדריך לטיפול בחיות מעבדה ושימוש בהן25.

1. הכנה קדם-פרופורציונלית של בעלי חיים

  1. השתמש ב- Landrace X חזירים לבנים גדולים (30-35 ק"ג) של שני המינים.
  2. שמור את בעלי החיים במצב צום במשך 12 שעות לפני ההליך.

2. הרגעה, הרדמה ומשככי כאבים

  1. יש להרגיע את החיה בזריקה תוך שרירית (IM) של קטמין (3 מ"ג/ק"ג), מידזולם (0.3 מ"ג/ק"ג) ודקסמדטומידין (0.03 מ"ג/ק"ג). המתן בערך 10-15 דקות.
  2. לאחר טשטוש החזיר, יש לאוורר אותו בתערובת חמצן (90-100%)-איזופלורן (1-2%) ומסכת פנים כדי להבטיח הרגעה אופטימלית.
  3. מניחים משחה וטרינרית על עיני החזיר כדי למנוע יובש.
    הערה: חזור על הפעולה כל 20 דקות.
  4. מניחים בווריד (IV) קטטר 20 גרם בווריד אוזן צידית. מתן פרופופול (1-2 מ"ג/ק"ג) כדי לגרום להרדמה.
  5. ברגע שלחזיר אין רפלקס בליעה, אינטובציה של החיה באמצעות צינור אנדוטרכאלי (גודל 6.5-7.0 עבור 30-35 ק"ג).
    הערה: התאם את גודל הצינור האנדו-טרכאלי בהתאם לגודל החזיר. אינטובציה צריכה להתבצע במהירות כדי למנוע מישור הרדמה עמוק יותר ודום נשימה ממושך.
  6. מתן BUPRENORPHINE IV (0.01 מ"ג/ק"ג) לשיכוך כאבים תוך ניתוחי. השתמש במדבקה טרנסדרמלית של פנטניל (100 מיקרוגרם/שעה) לשיכוך כאבים לאחר הניתוח.
    הערה: מדבקת הפנטניל מוחלת על העור המפשעה, והיא פעילה במשך 72 שעות כדי להגביל את הכאב לאחר הניתוח. ההשפעה הפרמקולוגית שלה אינה מתחילה מיד לאחר הלידה, ובכך ליישם אותה לפני תחילת ההליך.
  7. בצעו אוורור של שקית מסכת דרכי הנשימה (20 ניפוחים לדקה) במהלך הובלת החזיר לחדר הרדיולוגיה ההתערבותית של כלי הדם (VIR).
  8. חברו את הצינור האנדו-טרכאלי למכונת ההרדמה המצוידת בחיישן דרכי הנשימה ובהקלטת קפנוגרפיה.
  9. התחל אוורור לחץ חיובי מכני עם FiO2 0.50, באמצעות נפח גאות של 10 מ"ל / ק"ג ותדירות של 16-20 נשימות לדקה. לשמור על ההרדמה עם איזופלורן (1-3%).
    הערה: כדי לאשר את מישור ההרדמה הניתוחי הנכון, החיה לא צריכה להיות נושמת באופן ספונטני ולא יש לה רפלקסים של אור קרנית או אישונים.

3. ניטור והכנה המודינמיים של האזור הכירורגי

  1. מניחים את החיה על שולחן הניתוחים בתנוחת השכיבה ומקבעים את הגפיים לשולחן עם סרט הדבקה או תחבושת.
  2. מקם בדיקות אלקטרוקרדיוגרמה (א.ק.ג.) תת עורית בגפיים של החיה לצורך רישום שינויים בסגמנט ST, בגלי T ובקצב הלב במהלך ההליך הניסיוני.
  3. מניחים אוקסימטר דופק על הלשון או על פינה של שפת החיה ואת שרוול הלחץ הלא פולשני על המצח.
  4. מדוד את הטמפרטורה הרקטלית/הוושט באמצעות בדיקה.
  5. נקו את אזור הירך הימני עם סבון כירורגי ואחריו תמיסת פובידון-יוד אנטיספטית לסירוגין ואלכוהול 3 פעמים בתנאים סטריליים.
  6. יש לוודא כי המנתח מבצע שטיפת ידיים כירורגית ולובש שמלה סטרילית וכפפות סטריליות.
  7. מכסים את החיה בוילון כירורגי סטרילי.
  8. הכן ושטוף עם תמיסת מלח הפרינית את המחט, נדן כלי דם 6F, חוט J-tipped בגודל 0.035 אינץ', קטטר מנחה 6F JR4 בגודל 90 ס"מ, חוט מנחה בגודל 0.014 אינץ' בגודל 200 ס"מ, מיקרו-קטטר בקוטר פנימי בקוטר 150 ס"מ/ 0.017 אינץ', וערכת סעפת הזרקת הניגודיות הבינונית.

4. גישה לכלי דם

  1. לנקב את עורק הירך הימני באמצעות גישה מלעורית עם ניקור מונחה אולטרסאונד. אתר את הביפורקציה בין עורק הירך השטחי לבין עורק הירך העמוק.
  2. מקם את המתמר 2-3 ס"מ פרוקסימלי לביפורקציה, בעורק הירך המשותף, ויישר את מרכז המתמר עם עורק הירך המשותף.
  3. מקם את המחט במרכז המתמר ונקב את העורק בזווית של כ-45°. לאחר מכן, הכנס נדן כלי דם 6F באמצעות טכניקת סלדינגר המתוקנת26.
    הערה: במקרה של התכווצות משמעותית או המטומה, הצלבה לעורק הירך הקונטרה-צדדי.
  4. שטפו את הצנתרים בתמיסת מלח הפרינית. (5000 הפרין לא מופרך של IU/ 1000 מ"ל של 0.9% NaCL).
  5. יש לתת הפרין דרך הנדן (300 יחב"ל/ק"ג).

5. אנגיוגרפיה כלילית

  1. הכנס את חוט J-tip לתוך צנתר המדריך JR4 והקדם את החוט דרך הנדן לתוך אבי העורקים העולה, ולאחר מכן מקם את הצנתר למעלה מעל המשטח הערכי.
  2. הסר את החוט וחבר את הצנתר למערכת סעפת ההזרקה. לטהר את המערכת כולה.
  3. במסגרת פלואורוסקופיה, הפעילו את הצנתר לתוך העורק הכלילי הראשי השמאלי והזיקו 10 מ"ל של מדיום ניגודיות יודינדי כדי להמחיש את המערכת הכלילית השמאלית (איור 1A, C).
    הערה: חשוב לוודא שצורת הגל בלחץ העורקי אינה נשחקת לפני ההזרקה כדי למנוע את הסיכון של דיסקציה כלילית.
  4. בצע אנגיוגרמות בשתי תצוגות אורתוגונליות: הקרנות אלכסוניות קדמיות שמאליות 40° והקרנות אלכסוניות קדמיות ימניות של 30°.
  5. הקדמו את ה-guidewire בקוטר 0.014 אינץ' שהורכב מראש על המיקרו-קטטר לעורק הקדמי היורד השמאלי האמצעי (LAD) או לעורק הכלילי השמאלי הדיסטלי (LCX) בהנחיה פלואורוסקופית.

6. השתלת סליל

  1. תחת הדרכה פלואורוסקופית, קדמו את המיקרו-קטטר דרך החוט למיקום הרצוי שבו יש לפרוס את שתל הסליל. במקרה של חסימת LAD, מניחים את הדיסטלי של הסליל לענף האלכסוני הראשון, ועבור LCX, מניחים את הדיסטלי הסלילי לענף השולי הראשון.
    הערה: לגישות פרוקסימליות (לפני הענפים האלכסוניים או השוליים הראשונים) יש שיעורי הישרדות נמוכים מאוד.
  2. הסר את החוט ובחר את הסליל.
    הערה: חשוב לבחור את גודל ואורך הסליל האופטימליים. סליל קטן או קצר עשוי שלא להתמקם היטב בלומן הכלי ויש לו סיכון גבוה מאוד לנדידה דיסטלית עקב זריקות ניגודיות או ספונטניות, וכתוצאה מכך גודל אוטם קטן יותר. סליל גדול או ארוך עלול לצמוח פרוקסימלית לכלי ולייצר אוטם גדול יותר מהרצוי. הבחירה של הסליל הנכון חשובה במיוחד אם נעשה שימוש בסלילים שאינם ניתנים לזיהוי, מכיוון שלא ניתן להסיר אותם. הגודל האופטימלי הוא 1-2 מ"מ גדול יותר מאשר לומן של כלי להיות אמבוליזציה, ואת האורך בין 20-60 מ"מ הוא בדרך כלל מספיק עבור חזירים 30-40 ק"ג.
  3. מעבירים את הסליל באמצעות מיקרו-קטטר ומזריקים באיטיות 5 מ"ל של מדיום ניגודיות יודית תחת פלואורוסקופיה כדי לדמיין את המיקום הנכון של הסליל.
  4. הסר את המיקרו-קטטר בתוך קטטר המדריך והנח את המדריך בענף צדדי כדי לבצע זריקות בקרה ולהבטיח גישה לעורק במקרה שיש צורך בהשתלת סליל שני.
  5. המתן עד שהסליל יתקע ויסתום את העורק.
    הערה: כאשר העורק חסום, ניתן להבחין בשינויים באלקטרוקרדיוגרמה. דרך נוספת לבדוק חסימה מלאה של העורקים היא לבצע זריקות איטיות של ניגודיות יודית כל 10 דקות (איור 1B, D). אם העורק אינו חוסם תוך 20-30 דקות, ייתכן שיהיה צורך בשתל סליל נוסף.

7. סוף ההליך

  1. לאחר חסימת העורק, יש לבצע עירוי IV רציף של לידוקאין (50-100 מיקרוגרם/ק"ג/דקה) למשך שעה לפחות כדי למנוע אפיזודות קצביות.
  2. בצע אנגיוגרמה כדי להבטיח שאין זרימה דיסטלית לחסימה.
  3. הסר את החוט, המיקרו-קטטר והצנתר המנחה.
  4. הסר את הנדן ובצע דחיסה ידנית במשך 20 דקות.

8. הליך לאחר הניתוח והחלמת בעלי חיים

  1. עקוב אחר החיה עד שתתאושש לחלוטין, באמצעות א.ק.ג., טמפרטורה רקטלית, אוקסימטריה של דופק וקפנוגרפיה.
    הערה: במקרה של הפרעות קצב חדריות, תן בולוס של לידוקאין (1.5-3.5 מ"ג/ק"ג).
  2. מתן זריקת IM של טולתרומיצין (2.5 מ"ג/ק"ג) כטיפול אנטיביוטי מניעתי לאחר הניתוח. עבור משכך כאבים לאחר הניתוח, מדבקת פנטניל טרנסדרמלית ניתנת לפני ההליך הכירורגי (שלב 2.6).
  3. כבו את האיזופלורן ושמרו על אוורור מכני עד שהחיה מתחילה לנשום באופן ספונטני.
  4. כאשר החזיר משחזר את רפלקס הבליעה, להסיר את צינור endotracheal. הערה: בדוק אם לבעל החיים יש SpO2 טוב (יותר מ-95%) לפני ואחרי ההבלטה.
  5. העבירו את החיה לכלוב בודד. מקם את החיה מעל שמיכת מים חמים וכסה אותה בוילון תרמי כדי למנוע היפותרמיה לאחר הניתוח.
    הערה: אין להחזיר את החזיר לחברתם של בעלי חיים אחרים עד שהוא התאושש לחלוטין.
  6. עקוב אחר החיה עד שהיא תחזור להכרה מספקת כדי לשמור על שרידות חמורת החזה.

9. הערכה וניטור של כאב לאחר הניתוח

  1. במהלך המעקב לאחר הניתוח, לעקוב אחר מצבם הכללי של בעלי החיים, כולל קצב הנשימה, צריכת מזון ומים, פעילות ואינטראקציה עם האנשים האחרים, מראה וצבע העור, והתפתחות הפצע הכירורגי.
  2. החל פרוטוקול פיקוח יומי על פי קריטריוני הניקוד הבאים: - משקל:
    0: נורמלי
    1: <10% ירידה במשקל
    2: 10-20% ירידה במשקל
    3:> 20% ירידה במשקל

    - מצב הגוף:
    0: טוב: חוליות לא בולטות, עצמות אגן או עמוד שדרה
    2: קבוע: עדות לפילוח עמוד השדרה, עצמות אגן מוחשיות
    3: Emaciation: שלד מסומן במיוחד, מעט או ללא בשר לכיסוי

    - התנהגות:
    0: רגיל: פעיל ואינטראקטיבי בסביבה שלך
    1: ירידה קלה בפעילות ופחות אינטראקטיבית
    2: חריגה: ירידה בולטת בפעילות, מבודדת
    3: לא תקין: חוסר תנועה או היפראקטיביות, פגיעה עצמית אפשרית

    - מראה פיזי:
    0: רגיל: עור/שיער מבריק ועיניים בהירות
    1: נעלם תפיחה, עור/שיער ללא ברק
    2: הפרשות עור/אף לקויות
    3: עור לקוי, יציבה לא תקינה או מחובקת

    - הפרעות התנהגותיות:
    0: אין
    1: חוסר יכולת לנוע כרגיל
    2: לא ניתן להגיע למזון/שתייה, מבודדים מבעלי חיים אחרים
    3: כוונה להסתתר/לפנות, לא מגיב לגירויים (גוסס)

    - סימנים קליניים:
    0: אין
    1: היפותרמיה, חום, כשל נשימתי קל
    2: זיהום של הפצע הכירורגי, כשל נשימתי מתון עם הפרשות ריריות-דם
    3: אי ספיקת לב, אי ספיקת נשימה חמורה (ציאנוזה, פה פתוח)

    הציון:
    - 1-5: השגיחו על בעלי החיים פעם ביום.
    - 6-12: מתן טיפול תומך במידת הצורך.
    - כל בעל חיים עם ציון של 3 בכל אחד מהפרמטרים הנ"ל או עם ציון כולל >12 יומת.

    הערה: בעלי החיים צריכים להיות מנוטרים מדי יום על ידי צוות הטיפול בבעלי חיים ופעמיים בשבוע על ידי צוות המחקר והווטרינריה.
  3. למרות שלא צפויים כאבים ומצוקות מההליך, אם בעל חיים כלשהו מראה סימני כאב, תנו טיפול משכך כאבים (טרמדול, דרך הפה, 2-4 מ"ג/ק"ג, ביום). אם בעל חיים כלשהו אינו מגיב לתרופות משככות כאבים ומראה סימנים של כאב כרוני (סבירות נמוכה מאוד), הרדים את החיה עם מנת יתר של הרדמה (נתרן תיאופנטל, IV, 200 מ"ג/ק"ג).
  4. אם הפצע הכירורגי מראה סימני זיהום (סבירות נמוכה) למרות הטיפול האנטיביוטי הניתן, טפלו בפצע מדי יום ופתחו במשטר אנטיביוטי חדש (cefquinome sulphate, IM, 2 מ"ג/ק"ג, מדי יום).

10. שיטת המתת חסד

  1. תחת הרגעה והרדמה קודמות, כפי שתואר קודם לכן, מתן מנת יתר של נתרן תיאופנטלי IV (200 מ"ג/ק"ג).
  2. אשרו את המעצר והמוות של הלב-ריאה על ידי ניטור סימנים חיוניים (אלקטרוקרדיוגרמה, לחץ דם, קפנוגרפיה).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

שיעורי ההישרדות והמיקום של MI
חמישים ושבעה חזירים עברו השתלת סליל כלילי בענף השוליים של LCX (n = 25; 12 נקבות ו -13 זכרים) או ב- LAD בין הענפים האלכסוניים הראשון והשני (n = 32; 16 נקבות ו -16 זכרים) של העורק הכלילי והיו במעקב במשך 30 יום. שיעור ההישרדות של בעלי חיים שהוגשו ל-MI בענף השולי של LCX היה 80% (n = 20). שלושה חזירים מתו כתוצאה מסיבוכים קטלניים הקשורים לבלוק אטריו-חדרי (AV) ואסיסטוליה לפני פריסת סליל, ושני חזירים מתו לאחר פרפור חדרים (VF) הקשור ל- MI טרנסמורלי לאחר מיקום סליל. שיעור ההישרדות ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

סליל הפרוס בעורק כלילי מספק מודל MI פרה-קליני ועקבי שאינו משוחזר בחזירים, שניתן להשתמש בו כדי לפתח ולבחון אסטרטגיות טיפוליות קרדיווסקולריות חדשות.

בידינו, התמותה במעקב הייתה קשורה ב-19% לסיבוכים של MI, בעיקר בתוך 24 השעות הראשונות של ההליך. כל מקרי המוות הללו קשורים להיסטוריה הטבעית של ה-MI הלא-מרוסן והיו התוצאות העיקריות של המחקר. אחד השלבים הקריטיים ביותר בפרוטוקול זה מסתמך על כניסת המיקרו-קטטר לעורקים הכליליים. במקרים מסוימים, התקדמות המיקרו-קטטר גרמה לתגובה ואגלית שהובילה להיפוטנציה חמורה,...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין מה לחשוף

תודות

אנו מביעים את תודתנו למרכז לרפואה השוואתית ודימה ביולוגית של קטלוניה (CMCiB) ולצוות על תרומתם להוצאה להורג של מודל בעלי חיים. עבודה זו נתמכה על ידי מכון סאלוד קרלוס השלישי (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), סוסיאדד אספניולה דה קרדיולוגיה, והגנרליטאט דה קטלוניה [2017-SGR-483]. עבודה זו מומנה גם על ידי הפרויקטים Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] ו- CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403], כחלק מתוכנית Nacional de I+D+I, וממומנת במשותף על ידי ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). ד"ר פדווילה נתמך על ידי מענק מהחברה הספרדית לקרדיולוגיה (מדריד, ספרד).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
6-F JR4 0-71 אינץ' קטטר מנחהמדטרוניקLA6JR406F JR4 90 ס"מ קטטר מנחה
אדרנלין 1 מ"ג/מ"לB.Braunקוד לאומי (NC). 602486אדרנלין
אטרופין 1 מ"ג/מ"לB.BraunNC. 635649אטרופין
בטדיןמיילןNC. 694109-1תמיסת יוד פובידון
בופאק 0.3 מ"ג/מ"לריכטר פארמה AGNC. 578816.6בופרנורפין
דקסדומיטור 0.5 מ"ג/מ"לאוריון פארמהNC. 576303.3Dexmedetomidine
DraxxinZoetisNC. 576313.2Tulathromycin
EMERALD GuidewireCordis502-5850.035 אינץ' חוט J-tippped
דפיברילטור חיצוניDigiCareCS81XVETדפיברילטור
חיצוני ידניפנדיביה 100 ומיקרו; g/hTakedaNC. 658524.5פנטניל טרנסדרמלי
תיקון Guidewire מחט מבוא 18 גרם x 7 ס"מארגוןGWI1802מחט מבוא
הפרין 1%ROVINC. 641647.1Heparin
Hi-Torque VersaTurn FAbbott1013317J0.014 אינץ' 200 ס"מ Guidewire
IsoFloZoetis50019100Isoflurane
KetamidorRichter Pharma AG,NC. 580393.7קטמין
לידוקאין 50 מ"ג/מ"לB.BraunNC. 645572.2לידוקאין
MD8000vetציוד מדיטקMD8000vetמוניטור רב פרמטרים
MidazolamLaboratorios NormonNC. 624437.1Midazolam
Prelude.6F.11 ס"מ (4.3 אינץ').0.035 אינץ' (0.89 מ"מ).50 ס"מ (19.7 אינץ'). קצה כפול.נירוסטה.6F.16MeritPSI-6F-11-0356F נדן כלי דם
Propovet Multidosis 10 מ"ג/מ"לZoetisNC. 579742.7פרופופול
RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1ROבוסטון סיינטיפיקM001181370אורך 150 ס"מ בקוטר פנימי של 0.017 אינץ' מיקרוקטטר
RuschelitTeleflex112482צינור אנדוטרכאלי עם בלון (#6.5)
SPUR IIAmbu325 012 000יחידת אוורור תיק מסכת דרכי הנשימה (AMBU)
Vasofix 20 גרםB.Braun426909820 גרם צינורית
Visipaque 320 מ"ג/מ"ל USB 10 x 200 מ"לג'נרל אלקטריקס1177612מדיום ניגודיות יוד
VortX-18 יהלום 3 מ"מ/3.3 מ"מסליל M0013822030 בוסטון סיינטיפיק
WATO EX-35MindrayWATO מכונתהרדמה
EX-35Vet

מקורות

  1. Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349(2020).
  2. Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71(2017).
  3. Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
  4. Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
  5. Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30(2009).
  6. Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (48), e2464(2011).
  7. Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), Bethesda, MD. 2104-2111 (2007).
  8. Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
  9. Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
  10. Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417(2020).
  11. Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117(2019).
  12. Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction - Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms - Clinical Applications. , In Tech. Shanghai, China. 175-190 (2012).
  13. Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), Bethesda, MD. 1689-1701 (2003).
  14. Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113(2016).
  15. Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
  16. Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
  17. Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137(2014).
  18. Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984(2000).
  19. Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
  20. Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter - preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
  21. Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
  22. Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
  23. Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
  24. Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
  25. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
  26. Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R. Percutaneous cardiac catheterization of the neonate. Pediatrics. 55 (5), 662-665 (1975).
  27. Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269(2014).
  28. Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תיקון


Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 5/26/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.

Step 3.5 was updated from:

Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions

to:

Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.

Section 9 was updated from:

9. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

to:

9. Postoperative pain assessment and monitoring

  1. During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
  2. Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
    - Weight:
    0: Normal
    1: <10% weight loss
    2: 10-20% weight loss
    3:> 20% weight loss

    - Body condition:
    0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
    2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
    3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover

    - Behavior:
    0: Normal: Active and interactive in your environment
    1: Slight decline in activity and less interactive
    2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
    3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm

    - Physical appearance:
    0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
    1: Disappears embalming, skin/hair without shine
    2: Poor skin/nasal secretions
    3: Poor skin, abnormal or hunched posture

    - Behavioral disorders:
    0: None
    1: Inability to move normally
    2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
    3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)

    - Clinical signs:
    0: None
    1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
    2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
    3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)

    Score:
    - 1-5: Supervise the animals once a day.
    - 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
    - Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
    NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team.
  3. Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
  4. If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).

10. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

תגיות

MRI

מאמרים קשורים