מאמר שיטה

שילוב של מיקרוסקופ קונפוקלי רפלקטנטי עם טומוגרפיה קוהרנטית אופטית לאבחון לא פולשני של סרטן העור באמצעות רכישת תמונה

DOI:

10.3791/63789

⸱

18 באוגוסט 2022

 ,  , 
1Dermatology Service, Department of Medicine, Memorial Sloan Kettering Cancer Center

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

במאמר זה אנו מתארים פרוטוקולים לרכישת תמונות באיכות טובה באמצעות מכשירי הדמיה חדשניים ולא פולשניים של מיקרוסקופ קונפוקלי מחזיר אור (RCM) וטומוגרפיה משולבת של RCM וקוהרנטיות אופטית (OCT). אנו גם מכירים לקלינאים את היישומים הקליניים שלהם כדי שיוכלו לשלב את הטכניקות בזרימות עבודה קליניות רגילות כדי לשפר את הטיפול בחולים.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

סרטן העור הוא אחד מסוגי הסרטן הנפוצים ביותר בעולם. האבחון מסתמך על בדיקה חזותית ודרמוסקופיה ואחריה ביופסיה לאישור היסטופתולוגי. בעוד שהרגישות בדרמוסקופיה גבוהה, הספציפיות הנמוכה גורמת לכך ש-70%-80% מהביופסיות מאובחנות כנגעים שפירים בהיסטופתולוגיה (תוצאות חיוביות שגויות בדרמוסקופיה).

הדמיית מיקרוסקופ קונפוקלי מחזיר (RCM) וטומוגרפיה קוהרנטית אופטית (OCT) יכולה להנחות באופן לא פולשני את האבחנה של סרטן העור. RCM ממחיש מורפולוגיה תאית בשכבות en-face . הוא הכפיל את הספציפיות האבחנתית של מלנומה וסרטן עור קרטינוציטי פיגמנטי על פני דרמוסקופיה, והפחית בחצי את מספר הביופסיות של נגעים שפירים. RCM רכשה קודי חיוב בארה"ב וכעת היא משולבת במרפאות.

עם זאת, מגבלות כגון עומק רדוד (~ 200 מיקרומטר) של הדמיה, ניגודיות ירודה עבור נגעי עור שאינם פיגמנטים, והדמיה בשכבות en-face לגרום לספציפיות נמוכה יחסית לזיהוי של קרצינומה של תאי בסיס ללא פיגמנטציה (BCC) - BCCs שטחיים רציפים עם שכבת תאי הבסיס ו- BCC חדירה עמוקה יותר. לעומת זאת, OCT חסר רזולוציה תאית אך מצלם רקמות במישורים אנכיים עד לעומק של ~1 מ"מ, מה שמאפשר זיהוי של תת-סוגים שטחיים ועמוקים יותר של BCC. לפיכך, שתי הטכניקות משלימות במהותן.

התקן RCM-OCT משולב "רב-מודאלי" מצלם בו-זמנית נגעים בעור הן במצב הפנים והן במצב אנכי. זה שימושי לאבחון וניהול של BCCs (טיפול לא ניתוחי עבור BCCs שטחי לעומת טיפול כירורגי עבור נגעים עמוקים יותר). שיפור ניכר בספציפיות מתקבל עבור זיהוי BCC קטנים ולא פיגמנטיים על פני RCM בלבד. מכשירי RCM ו-RCM-OCT מביאים לשינוי פרדיגמה משמעותי באבחון וניהול של סרטן העור; עם זאת, השימוש בהם מוגבל כיום למרכזים אקדמיים שלישוניים וכמה מרפאות פרטיות. מאמר זה מכיר לקלינאים את המכשירים הללו ואת היישומים שלהם, ומתייחס למחסומים תרגומיים בתהליך העבודה הקליני השגרתי.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

באופן מסורתי, האבחנה של סרטן העור מסתמכת על בדיקה חזותית של הנגע ואחריה מבט מקרוב על נגעים חשודים באמצעות עדשה מגדלת הנקראת דרמטוסקופ. דרמטוסקופ מספק מידע תת קרקעי המגביר את הרגישות והספציפיות על פני זו של בדיקה חזותית לאבחון סרטן העור 1,2. עם זאת, דרמוסקופיה חסרה פרטים תאיים, מה שמוביל לעתים קרובות לביופסיה לאישור היסטופתולוגי. הספציפיות הנמוכה והמשתנה (67% עד 97%) של דרמוסקופיה3 גורמת לתוצאות חיוביות שגויות וביופסיות שמתבררות כמראות נגעים שפירים בפתולוגיה. ביופסיה היא לא רק הליך פולשני הגורם לדימום וכאב4 אלא גם מאוד לא רצויה באזורים רגישים מבחינה קוסמטית כמו הפנים עקב הצטלקות.

כדי לשפר את הטיפול בחולים על ידי התגברות על מגבלות קיימות, נבדקים מכשירי הדמיה רבים שאינם פולשניים in vivo 5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18 . מכשירי RCM ו-OCT הם שני המכשירים האופטיים הלא פולשניים העיקריים המשמשים לאבחון נגעי עור, במיוחד סרטן העור. RCM רכשה קודי חיוב של טרמינולוגיה פרוצדורלית נוכחית (CPT) בארה"ב והיא נמצאת בשימוש הולך וגובר במרכזי טיפול שלישוני אקדמיים ובכמה מרפאות פרטיות 7,8,19. RCM מצלם נגעים ברזולוציה כמעט היסטולוגית (סלולרית). עם זאת, התמונות נמצאות במישור הפנים (הדמיה של שכבת עור אחת בכל פעם), ועומק ההדמיה מוגבל ל~200 מיקרומטר, מספיק כדי להגיע לדרמיס השטחי (פפילרי) בלבד. הדמיית RCM מסתמכת על ניגודיות ההחזרה ממבנים שונים בעור. מלנין מקנה את הניגודיות הגבוהה ביותר, מה שהופך נגעים פיגמנטיים בהירים וקלים יותר לאבחון. לפיכך, RCM בשילוב עם דרמוסקופיה שיפר משמעותית את האבחנה (רגישות של 90% וספציפיות של 82%) על פני דרמוסקופיה של נגעים פיגמנטיים, כולל מלנומה20. עם זאת, בשל היעדר ניגודיות מלנין בנגעים ורודים, במיוחד עבור BCC, RCM יש ספציפיות נמוכה יותר (37.5%-75.5%)21. מכשיר OCT קונבנציונלי, מכשיר לא פולשני נפוץ נוסף, מצלם נגעים בעומק של עד 1 מ"מ בתוך העור וממחיש אותם במישור אנכי (בדומה להיסטופתולוגיה)9. עם זאת, OCT חסר רזולוציה סלולרית. OCT משמש בעיקר לאבחון נגעים קרטינוציטים, במיוחד BCC, אך עדיין יש לו ספציפיות נמוכה יותר9.

לפיכך, כדי להתגבר על המגבלות הקיימות של התקנים אלה, נבנה התקן RCM-OCT רב-מודאלי22. התקן זה משלב RCM ו-OCT בתוך גשושית הדמיה ידנית אחת, ומאפשר רכישה סימולטנית של תמונות RCM עם רישום משותף ותמונות OCT אנכיות של הנגע. OCT מספק פירוט אדריכלי של הנגעים ויכול לצלם תמונה עמוקה יותר (עד עומק של ~1 מ"מ) בתוך העור. יש לו גם שדה ראייה גדול יותר (FOV) של ~ 2 מ"מ22 בהשוואה למכשיר RCM כף יד (~ 0.75 מ"מ x 0.75 מ"מ). תמונות RCM משמשות כדי לספק פרטים סלולריים של הנגע שזוהה ב- OCT. אב טיפוס זה עדיין אינו מסחרי והוא משמש כמכשיר ניסיוני במרפאות23,24,25.

למרות הצלחתם בשיפור האבחון והניהול של סרטן העור (כפי שנתמך בספרות), מכשירים אלה עדיין אינם נמצאים בשימוש נרחב במרפאות. זה נובע בעיקר ממיעוט המומחים שיכולים לקרוא את התמונות הללו, אך גם ממחסור בטכנאים מיומנים שיכולים לרכוש תמונות באיכות אבחון ביעילות (במסגרת זמן קלינית) ליד המיטה8. בכתב יד זה, המטרה היא להקל על המודעות ובסופו של דבר על האימוץ של מכשירים אלה במרפאות. כדי להשיג מטרה זו, אנו מכירים רופאי עור, רופאי עור ומנתחי מוס עם תמונות של סרטן עור ועור רגיל שנרכש באמצעות מכשירי RCM ו- RCM-OCT. כמו כן נפרט את התועלת של כל מכשיר לאבחון סרטן העור. והכי חשוב, המוקד של כתב יד זה הוא לספק הדרכה שלב אחר שלב לרכישת תמונות באמצעות מכשירים אלה, אשר יבטיחו תמונות באיכות טובה לשימוש קליני.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל הפרוטוקולים המתוארים להלן עוקבים אחר הנחיות ועדת האתיקה המוסדית למחקר אנושי.

1. התקן RCM ופרוטוקול הדמיה

הערה: קיימים שני התקני RCM זמינים באופן מסחרי in vivo : RCM (WP-RCM) בבדיקה רחבה ו-RCM (HH-RCM) בבדיקה ידנית. WP-RCM מגיע משולב עם דרמטוסקופ דיגיטלי. שני מכשירים אלה זמינים בנפרד או כיחידה משולבת. להלן פרוטוקולי רכישת התמונה המשתמשים בדור האחרון (דור 4) של התקני WP-RCM ו-HH-RCM יחד עם האינדיקציות הקליניות שלהם.

  1. בחירת נגעים והתוויות קליניות
    1. חפש את סוגי הנגעים הבאים: ורוד דו משמעי דרמוסקופית (BCC, קרצינומה של תאי קשקש [SCC], קרטוזיס אקטיני [AK], נגעים שפירים אחרים) או נגע פיגמנטי (נבי ומלנומה, נגעים קרטינוציטיים פיגמנטיים); נבוס שהשתנה לאחרונה בבדיקה קלינית או דרמוסקופיה; נגעים דלקתיים כדי לקבוע דפוסי דלקת.
    2. ביצוע מיפוי עבור שולי lentigo maligna (LM) כדי לקבוע את היקף הנגע ומיפוי ובחירה של אתרי ביופסיה למחלה עם הרחבה תת-קלינית כגון מחלת פאג'ט חוץ-יונקית (EMPD) ו- LM.
    3. לבצע ניטור לא פולשני של טיפול לא ניתוחי כגון תרופות אקטואליות (imiquimod), הקרנות, טיפול פוטודינמי ואבלציה בלייזר.
  2. לבחירת התקן, השתמש במכשיר WP-RCM עבור נגעים הממוקמים על משטחים שטוחים יחסית של העור (תא המטען והגפיים) ובהתקן HH-RCM עבור נגעים על משטחים מעוקלים (האף, תנוכי האוזניים, העפעפיים ואיברי המין).
    הערה: בחירת מכשיר ההדמיה תהיה תלויה בעיקר במיקום הנגע.
  3. להדמיה, מקם את המטופל על כיסא שכיבה מלא או שולחן בדיקה שטוח עם כריות או משענת יד לתמיכה ולהשגת משטח הדמיה שטוח.
    הערה: התקני WP-RCM מהדור הישן יותר (דור 3) ארכו ~30 דקות לכל נגע. הדמיה של נגע בודד עשויה לדרוש ~15 דקות עם הדור החדש יותר (דור 4) של מכשיר WP-RCM הנמצא כעת בשימוש במרפאות. למרות זמן הרכישה המשופר, מיקום המטופל בנוחות יבטיח מינימום תנועה ויסייע ברכישת תמונות באיכות מעולה. השלבים הבאים עשויים לסייע במיקום נכון של המטופל:
  4. כדי להתכונן להדמיה, נקו את הנגע ואת העור שמסביב עם מגבון אלכוהול כדי להסיר לכלוך, קרם או איפור. יש לגלח משטחי עור שעירים לפני חיבור חלון הרקמה כדי למנוע בועות אוויר שעלולות לעכב את ההדמיה של מיקרו-מבנים ברקמות.
    הערה: להסרת מוצרי קוסמטיקה כבדים או מסנני קרינה, נקו את האתר עם מים וסבון עדינים לפני הניקוי עם אלכוהול.
  5. רכישת תמונות באמצעות התקן WP-RCM (תרשים 1, תרשים 2, איור משלים S1, איור משלים S2ו איור משלים S3)
    הערה: התקני WP-RCM מסוגלים לצלם ערימות, פסיפס, סרטונים חיים בעלי מסגרת אחת ותמונות עם מסגרת אחת.
    1. כדי לחבר מכסה חלון חד-פעמי מפלסטיק לנגע (איור 1), מקמו את הגשושית בניצב לנגע לקבלת התמונות הטובות ביותר. עיינו באיור 1A-F כדוגמה להיקשרות. הוסיפו טיפת שמן מינרלי על מרכז חלון הפלסטיק, פזרו אותו בזהירות לרוחב החלון (איור 1A). הסירו את גב הנייר מהצד המודבק של חלון הפלסטיק. מתחו את העור בעדינות כדי למנוע קמטים והצמידו את החלון.
      הערה: השתמשו בשמן מינרלי באיכות מזון, בטוח לשימוש ובעל צמיגות גבוהה. ודא כי הנגע ממורכז ומכוסה בשלמותו. עבור נגעים גדולים מ 8 מ"מ x 8 מ"מ, או לצלם אזורים של דאגה מבוסס על דרמוסקופיה או לבצע פגישות הדמיה נפרדות כדי לכסות את הנגע כולו.
    2. קבלת תמונות דרמוסקופיה (איור 1C,D)
      הערה: תמונת דרמוסקופיה נרכשת כדי לשמש כמדריך לניווט בתוך הנגע. יש להשתמש בשלבים הבאים כדי להבטיח התאמה מושלמת בין תמונת הדרמוסקופיה לבין התמונה הקונפוקלית.
      1. רחפו עם הגשושית WP-RCM מעל מכסה חלון הפלסטיק וערכו בקירוב את זווית ההחדרה הטובה ביותר עבור הגשושית (איור 1C). אתרו את החץ הקטן והלבן שנמצא בצד הגשושית (איור 1C) ויישרו אותו עם החץ בצד מצלמת הדרמוסקופיה (איור 1C).
      2. הכניסו את מצלמת הדרמוסקופיה למכסה חלון הפלסטיק (איור 1D). לחץ על ההדק במצלמה כדי לקבל תמונה. הסר את הדרמטוסקופ. לפני תחילת ההדמיה, ודא שתמונת הדרמטוסקופ מכסה את כל משטח הנגע.
    3. כדי לחבר את בדיקת RCM למכסה הפלסטיק החד-פעמי (איור 1E,F), הניחו כמות בגודל אפונה של ג'ל אולטרסאונד בתוך מכסה החלון החד-פעמי מפלסטיק (איור 1E). הכניסו את הגשושית לתוך המכסה עד שתישמע קליק חד (איור 1F).
      הערה: לקבלת התמונות הטובות ביותר, הכנס את הבדיקה בניצב (בזווית של 90°) לחלון הפלסטיק. ניתן להגביה את גובה כיסא הבדיקה כדי להשיג משטח שטוח יותר, להפחית את תנועתם, לסלק בועות אוויר (איור 3 ואיור 4) ולהבטיח חיבור בטוח לעור.
    4. קבלת תמונות RCM (איור 2, איור משלים S1 ואיור משלים S2)
      1. השתמש בתמונת הדרמוסקופיה (שלב 5.2.) להנחיית רכישת תמונת RCM (איור משלים S1). בחרו את מרכז הנגע וזהו את השכבה העליונה (הבהירה ביותר) של העור – שכבת האנוקלאט של שכבת הקרנית (איור משלים S1).
      2. הגדר את עומק ההדמיה לאפס ברמה זו (איור משלים S1).
        הערה: עומק זה משמש כנקודת התייחסות לקביעת עומק z בפועל של השכבות הבאות בתוך הנגע.
      3. רכשו ערימה במרכז הנגע (איור 2 ואיור משלים S1) על ידי לחיצה על סמל הערימה . בחר אתר אנטומי מהתפריט הנפתח: פנים או גוף. הגדר גודל צעד של 4.5 מיקרומטר ועומק של 250 מיקרומטר.
        הערה: מתחילים את הערימות משכבת הקרנית ומסיימים בשכבות העמוקות ביותר הנראות בדרמיס. איור משלים S1 מציג דוגמה כיצד לרכוש ערימה, בעוד איור 2 נותן דוגמה לערימה.
      4. רכשו פסיפס: קחו את הפסיפס הראשון בצומת העור-אפידרמיס (DEJ) (איור משלים S2). זהה את שכבת DEJ בערימה שנרכשה ולאחר מכן השתמש בעכבר כדי לבחור ריבוע בגודל 8 מ"מ x 8 מ"מ שיכסה את הנגע כולו. לחץ על סמל הפסיפס כדי להשלים את הפעולה (איור משלים S2). לרכוש לפחות 5 פסיפסים בעומקים שונים: שכבת הקרנית, שכבה spinosum, שכבה suprabasal, DEJ, ו ppillary dermis שטחי.
      5. פתח את פסיפס DEJ כדי להנחות את רכישת הפסיפסים הבאים. לחץ על מבנה כלשהו בפסיפס DEJ כדי להעלות אזור זה בהדמיית התצוגה החיה. גלול מטה כדי לרכוש פסיפסים בדרמיס ולאחר מכן למעלה (מה- DEJ) כדי לקחת פסיפסים באפידרמיס.
      6. קבל את הפסיפסים שנרכשו מוערכים על ידי קורא RCM מומחה נוכח ליד המיטה כדי לזהות את האזור של עניין לקחת ערימות. בהיעדר מומחה ליד המיטה, יש ללכוד 5 ערימות: אחת בכל רביע ואחת במרכז הנגע עם תבנית הומוגנית בדרמוסקופיה (שלבים 1.5.2). עבור נגעים הטרוגניים, לרכוש ערימות נוספות כדי לכסות את כל תכונות דרמוסקופיה.
        הערה: "מחסנית" (איור 2) היא אוסף רציף של תמונות ברזולוציה גבוהה, מסגרת אחת, שדה ראייה קטן (FOV) (0.5 מ"מ x 0.5 מ"מ) שנרכשו בעומק החל מהשכבה העליונה ביותר של האפידרמיס ועד הדרמיס השטחי (~200 מיקרומטר). "פסיפס" (איור משלים S2) הוא FOV גדול של תמונות המתקבלות על ידי תפירת תמונות בודדות בגודל 500 מיקרומטר x 500 מיקרומטר יחד ב- "X-Y" (מישור אופקי על הפנים ).
    5. השלמת סשן הדמיה
      1. לחץ על Done Imaging.
      2. נתקו את המיקרוסקופ מחלון הפלסטיק. הסר את חלון הפלסטיק על ידי החזקת עור המטופל מתוח בעדינות והשלך אותו. נגבו את השמן על העור עם מקלון אלכוהול.
      3. נתקו את חרוט המגן המקיף את עדשת המיקרוסקופ. נקה את קצה עדשת האובייקט עם ספוגית אלכוהול כדי להסיר את ג'ל האולטרסאונד. יבשו את עדשת האובייקטיבי במגבת נייר. חברו מחדש את חרוט הפלסטיק לגשושית המיקרוסקופ.
        הערה: ניתן לקרוא תמונות, וניתן להפיק ולחתום על דוח ליד המיטה על ידי רופא מיומן. בהיעדר קורא מומחה, ניתן להתייעץ עם מומחה מרחוק על ידי העברת התמונות דרך הענן או באמצעות מפגש טלקונפוקלי חי26.
    6. הפקת דוח הערכת אבחון קונפוקלי (איור משלים S3)
      1. לחץ על הערכה חדשה. הזן את האבחון מהאפשרויות שנבחרו מראש בתפריט הנפתח.
      2. אם נדרשת הפעלת הדמיה נוספת, בחר תמונות שאינן מספיקות ויש לכוד אותן מחדש. אם יש צורך באבחון תיאורי, בחר אחר ותאר בתיבת הטקסט החופשי בסוף הטופס. הזן את קוד CPT לחיוב7 (איור משלים S3A). בחר את התכונות הרלוונטיות המוצגות במהלך ההדמיה מרשימת הפעולות לביצוע בדוח (איור משלים S3B). בחר את הניהול המתאים מרשימת הפעולות לביצוע.
        הערה: אין קוד חיוב ישים עבור הדמיית HH-RCM.
      3. לחץ על סיום וחתימה. צור את הדוח כקובץ PDF והדפס. קבל את הדוח חתום על ידי רופא והוסף אותו לטבלת החיוב של המטופל.
  6. רכישת תמונה באמצעות התקן HH-RCM (איור 5)
    הערה: התקני HH-RCM מסוגלים לצלם ערימות, סרטונים חיים בעלי מסגרת אחת ותמונות עם מסגרת אחת.
    1. הקיפו את הנגע שזוהה על ידי הרופא בטבעת נייר. השתמש בשלבים המפורטים בסעיף 3. למיקום המטופל וניקוי אתר הנגע.
      הערה: בחר את גודל טבעת הנייר (5-15 מ"מ) בהתבסס על גודל הנגע כדי להגדיר את גבול הנגע ולוודא שההדמיה נעשית בתוך הנגע. אם טבעת נייר אינה זמינה, השתמש בנייר דבק כדי להגדיר את הנגע.
    2. הסירו את מכסה הפלסטיק המכסה את עדשת המיקרוסקופ. יש למרוח כמות בגודל אפונה של ג'ל אולטרסאונד על עדשת האובייקט של HH-RCM ולכסות אותה במכסה הפלסטיק (איור משלים S3A). הוסיפו טיפה נדיבה של שמן מינרלי לצד מכסה הפלסטיק שתיגע בעור.
      הערה: יש להגדיל את כמות השמן לעור יבש מאוד, במידת הצורך.
    3. לחץ על הבדיקה לאתר הנגע על העור בלחץ יציב. השתמש בפקדי עומק z במכשיר HH-RCM כדי לנוע למעלה ולמטה בעומקים שונים בתוך הנגע (איור משלים S3B). רכשו תמונות וערימות מרובות במסגרת אחת באזורי העניין. קח ערימות כמתואר בשלב 1.5.4.3.
    4. עבור נגעים גדולים שבהם לא ניתן לחבר את התקן WP-RCM, צלם סרטונים רציפים בשכבות שונות על ידי הזזת בדיקת HH-RCM על פני כל משטח הנגע. לחץ על סמל לכידת הווידאו כדי לעשות זאת. רשום את תנועת תאי הדם בתוך כלי הדם, במידת הצורך.
      הערה: ניתן לתפור סרטונים אלה מאוחר יותר באמצעות תוכנה כדי לספק תמונות FOV גדולות הדומות לפסיפסים.
    5. לחץ על Done Imaging לאחר השלמת הפעלת ההדמיה. נקו את הנגע עם ספוגית אלכוהול כדי להסיר את השמן. הסר את ג'ל האולטרסאונד מהעדשה האובייקטיבית של הבדיקה על ידי ניקויו עם מגבון אלכוהול וחיבור מחדש של מכסה הפלסטיק.
      הערה: בניגוד למכשיר WP-RCM, שניתן להפעלה על ידי טכנאי, HH-RCM צריך להיות מופעל על ידי קורא RCM שיכול לפרש תמונות בזמן אמת כדי לנווט בתוך הנגע ולהגיע לאבחנה נכונה.

2. התקן RCM-OCT משולב ופרוטוקול הדמיה

הערה: יש רק אב טיפוס אחד של התקן RCM-OCT. למכשיר זה יש בדיקה ידנית וניתן להשתמש בו על כל משטחי הגוף, בדומה למכשיר HH-RCM. הוא רוכש ערימות RCM (בדומה להתקן RCM) ורסטרים OCT (וידאו של תמונות רציפות, חתך22). תמונות RCM ו- OCT הן בקנה מידה אפור. לתמונות RCM יש FOV של ~200 מיקרומטר x 200 מיקרומטר, בעוד שלתמונת OCT יש FOV של 2 מ"מ (רוחב) x 1 מ"מ (עומק). להלן פרוטוקול רכישת התמונה באמצעות מכשיר RCM-OCT, יחד עם האינדיקציות הקליניות שלהם. איור 6 מציג תמונה של התקן RCM-OCT, ואילו איור 7 מראה את מערכת התוכנה של התקן RCM-OCT.

  1. בחירת הנגע
    1. חפשו נגע ורוד או פיגמנטי דו כיווני דרמוסקופית כדי לשלול BCC.
    2. להעריך את עומק BCC לניהול, ולהעריך את שאריות BCC לאחר הטיפול.
  2. מיקום המטופל להדמיה: הדמיה של נגע בודד עשויה לדרוש עד 20 דקות עם מכשיר RCM-OCT. המכשיר הוא גם בדיקה כף יד דומה למכשיר HH-RCM, ולכן ניתן להעביר אותו בחופשיות מעל הנגע. לפרטים על מיקום המטופל, עיין בסעיף 1.4. מעל.
  3. הכנת האתר להדמיה: בעת שימוש בבדיקה זו, יש לוודא כי גבול הנגע נקי משיער מוגזם וזיהומים מקומיים ומוגדר בבירור. עיין בשלב 1.4.1. לעיל לפרטים נוספים.
  4. רכישת תמונה באמצעות התקן RCM-OCT (איור 6 ואיור 7)
    1. הכן את הבדיקה באופן דומה לזה המשמש עבור HH-RCM (שלבים 1.6.1-1.6.2.)
    2. קבל תמונות במצב הדמיה קווית ובמצב רסטר .
      1. לחץ על הגדרות הדמיה (איור 7A). בחרו במצב הדמיה קווית כדי לקבל תמונת RCM (רזולוציה סלולרית) (איור 7B). הגדר את גודל המדרגה ל- 5 מיקרומטר ואת מספר הצעדים ל- 40 (איור 7A).
      2. לחץ על Grab. רכוש ערימות לאחר שלב 1.5.4.3. לאחר שתסיים, לחץ על כפתור ההקפאה .
      3. לחץ על הגדרות ההדמיה. בחר מצב רסטר כדי לקבל סרטון OCT מתאם עבור ארכיטקטורת הנגעים (איור 7B). עבור לכרטיסיית טכנאי (איור 7C). לאחר שתסיים, לחץ על לחצן תפוס (איור 7A) ולחץ מיד על כפתור השמירה .
      4. רכוש ערימות וסרטונים מרובים בהתבסס על העניין של הרופא.
      5. נקו את הנגע ואת המכונה כמתואר בשלב 1.6.5.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מיקרוסקופ קונפוקלי רפלקטנטי (RCM)
פירוש תמונה ב-RCM:
תמונות RCM מפורשות באופן המחקה הערכה של שקופיות היסטופתולוגיות. פסיפסים מוערכים תחילה כדי לקבל את הפרט האדריכלי הכולל ולזהות אזורים מדאיגים, בדומה להערכת קטעי היסטולוגיה על הגדלה סורקת (2x). לאחר מכן מתבצעת התקרבות לפסיפס לצורך הערכת הפרטים הסלולריים, בדומה להערכת שקופיות בהגדלה גבוהה (פי 20). איור 8 מראה סכימה כזו של ניתוח התמונות.

איכות תמונה:
תמונות ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

במאמר זה, תיארנו פרוטוקולים לרכישת תמונות באמצעות התקני in vivo RCM ו- RCM-OCT. נכון לעכשיו, קיימים שני התקני RCM הזמינים באופן מסחרי: התקן RCM (WP-RCM) רחב בדיקה או מותקן על זרוע והתקן RCM (HH-RCM) כף יד. חשוב להבין מתי להשתמש במכשירים אלה במסגרות קליניות. סוג ומיקום הסרטן הם הגורמים העיקריים הקובעים את בחירת המכשיר.

מכשיר WP-RCM מתאים היטב לנגעים על משטחי גוף שטוחים וגליים בעדינות, כגון תא המטען והגפיים, מכיוון שהוא דורש מגע עם העור. מכיוון שראש הגשושית רחב, לא ניתן לחבר אותו לאזורי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

לאוקלין האריס אין אינטרס כלכלי מתחרה. ד"ר ג'יין הוא יועץ בחברת Enspectra Health Inc. ד"ר מילינד רג'אדיקשה הוא עובד לשעבר של והבעלים של מניות ב-Caliber ID (לשעבר, Lucid Inc.), החברה המייצרת ומוכרת את המיקרוסקופ הקונפוקלי VivaScope. VivaScope הוא הגרסה המסחרית של אב טיפוס מעבדה מקורי שפותח על ידי ד"ר Rajadhyaksha כאשר הוא היה בבית החולים הכללי של מסצ'וסטס, בית הספר לרפואה של הרווארד.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

תודה מיוחדת ניתנת לקוואמי קטוסוגבו ואמילי קוואן על היותם מתנדבים להדמיה. מחקר זה ממומן על ידי מענק מהמכון הלאומי לסרטן / המכונים הלאומיים לבריאות (P30-CA008748) שניתן למרכז הסרטן ממוריאל סלואן קטרינג.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
שמן מינרלי קריסטל פלוס 500FGSTE Oil Company, Inc.שמן מינרלי בעל צמיגות גבוהה באיכות מזון המשמש עם המכשירים השונים שלנו במהלך הדמיה in vivo im.
RCM-OCTמדעי הפיזיקה בע"מ-א " מולטי-מודאלי" מכשיר RCM-OCT משולב מצלם בו זמנית נגעי עור במצב אופקי ואנכי כאחד.
Vivascope 1500קליבר תעודת זהות-מכשיר RCM (WP-RCM) בעל בדיקה רחבה המתחבר לעור למכשירי קמפטור in vivo.
Vivascope 3000קליבר תעודת זהות-מכשיר RCM (HH-RCM) כף יד המועבר על פני העור כדי ללכוד תמונות in vivo.

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Argenziano, G., et al. Accuracy in melanoma detection: A 10-year multicenter survey. Journal of the American Academy of Dermatology. 67 (1), 54-59 (2012).
  2. Vestergaard, M. E., Macaskill, P., Holt, P. E., Menzies, S. W. Dermoscopy compared with naked eye examination for the diagnosis of primary melanoma: A meta-analysis of studies performed in a clinical setting. British Journal of Dermatology. 159 (3), 669-676 (2008).
  3. Reiter, O., et al. The diagnostic accuracy of dermoscopy for basal cell carcinoma: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American Academy of Dermatology. 80 (5), 1380-1388 (2019).
  4. Abhishek, K., Khunger, N. Complications of skin biopsy. Journal of Cutaneous and Aesthetic Surgery. 8 (4), 239-241 (2015).
  5. Navarrete-Dechent, C., Fischer, C., Tkaczyk, E., Jain, M. Chapter 5: Principles of non-invasive diagnostic techniques in dermatology. Moschella and Hurley's Dermatology. Rao, B. K. 1, Jaypee Brothers Medical Publishers. New Delhi, India. (2019).
  6. Wassef, C., Rao, B. K. Uses of non-invasive imaging in the diagnosis of skin cancer: An overview of the currently available modalities. International Journal of Dermatology. 52 (12), 1481-1489 (2013).
  7. Rajadhyaksha, M., Marghoob, A., Rossi, A., Halpern, A. C., Nehal, K. S. Reflectance confocal microscopy of skin in vivo: From bench to bedside. Lasers in Surgery and Medicine. 49 (1), 7-19 (2017).
  8. Jain, M., Pulijal, S. V., Rajadhyaksha, M., Halpern, A. C., Gonzalez, S. Evaluation of bedside diagnostic accuracy, learning curve, and challenges for a novice reflectance confocal microscopy reader for skin cancer detection in vivo. JAMA Dermatology. 154 (8), 962-965 (2018).
  9. Sattler, E., Kästle, R., Welzel, J. Optical coherence tomography in dermatology. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 061224(2013).
  10. Wang, Y. -J., Huang, Y. -K., Wang, J. -Y., Wu, Y. -H. In vivo characterization of large cell acanthoma by cellular resolution optical coherent tomography. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 26, 199-202 (2019).
  11. Balu, M., et al. Distinguishing between benign and malignant melanocytic nevi by in vivo multiphoton microscopy. Cancer Research. 74 (10), 2688-2697 (2014).
  12. Balu, M., et al. In vivo multiphoton microscopy of basal cell carcinoma. JAMA Dermatology. 151 (10), 1068-1074 (2015).
  13. Lentsch, G., et al. Non-invasive optical biopsy by multiphoton microscopy identifies the live morphology of common melanocytic nevi. Pigment Cell and Melanoma Research. 33 (6), 869-877 (2020).
  14. Dimitrow, E., et al. Sensitivity and specificity of multiphoton laser tomography for in vivo and ex vivo diagnosis of malignant melanoma. Journal of Investigative Dermatology. 129 (7), 1752-1758 (2009).
  15. Ruini, C., et al. Line-field optical coherence tomography: In vivo diagnosis of basal cell carcinoma subtypes compared with histopathology. Clinical and Experimental Dermatology. 46 (8), 1471-1481 (2021).
  16. Suppa, M., et al. Line-field confocal optical coherence tomography of basal cell carcinoma: A descriptive study. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 35 (5), 1099-1110 (2021).
  17. Wang, Y. J., Wang, J. Y., Wu, Y. H. Application of cellular resolution full-field optical coherence tomography in vivo for the diagnosis of skin tumours and inflammatory skin diseases: A pilot study. Dermatology. 238 (1), 121-131 (2022).
  18. Jain, M., et al. Rapid evaluation of fresh ex vivo kidney tissue with full-field optical coherence tomography. Journal of Pathology Informatics. 6, 53(2015).
  19. Mehta, P. P., et al. Patterns of use of reflectance confocal microscopy at a tertiary referral dermatology clinic. Journal of the American Academy of Dermatology. , (2021).
  20. Dinnes, J., et al. Reflectance confocal microscopy for diagnosing cutaneous melanoma in adults. Cochrane Database of Systematic Reviews. 12 (12), (2018).
  21. Dinnes, J., et al. Reflectance confocal microscopy for diagnosing keratinocyte skin cancers in adults. Cochrane Database of Systematic Reviews. 12 (12), (2018).
  22. Iftimia, N., et al. Handheld optical coherence tomography-reflectance confocal microscopy probe for detection of basal cell carcinoma and delineation of margins. Journal of Biomedical Optics. 22 (7), 76006(2017).
  23. Monnier, J., et al. Combined reflectance confocal microscopy and optical coherence tomography to improve the diagnosis of equivocal lesions for basal cell carcinoma. Journal of the American Academy of Dermatology. 86 (4), 934-936 (2021).
  24. Navarrete-Dechent, C., et al. Management of complex head-and-neck basal cell carcinomas using a combined reflectance confocal microscopy/optical coherence tomography: a descriptive study. Archives of Dermatological Research. 313 (3), 193-200 (2021).
  25. Sahu, A., et al. Evaluation of a combined reflectance confocal microscopy-optical coherence tomography device for detection and depth assessment of basal cell carcinoma. JAMA Dermatology. 154 (10), 1175-1183 (2018).
  26. Rubinstein, G., Garfinkel, J., Jain, M. Live, remote control of an in vivo reflectance confocal microscope for diagnosis of basal cell carcinoma at the bedside of a patient 2500 miles away: A novel tele-reflectance confocal microscope approach. Journal of the American Academy of Dermatology. 81 (2), 41-42 (2019).
  27. Scope, A., et al. In vivo reflectance confocal microscopy imaging of melanocytic skin lesions: Consensus terminology glossary and illustrative images. Journal of the American Academy of Dermatology. 57 (4), 644-658 (2007).
  28. Calzavara-Pinton, P., Longo, C., Venturini, M., Sala, R., Pellacani, G. Reflectance confocal microscopy for in vivo skin imaging. Photochemistry and Photobiology. 84 (6), 1421-1430 (2008).
  29. Rajadhyaksha, M., Grossman, M., Esterowitz, D., Webb, R. H., Anderson, R. R. In vivo confocal scanning laser microscopy of human skin: Melanin provides strong contrast. Journal of Investigative Dermatology. 104 (6), 946-952 (1995).
  30. Gonzalez, S., Gonzalez, E., White, W. M., Rajadhyaksha, M., Anderson, R. R. Allergic contact dermatitis: Correlation of in vivo confocal imaging to routine histology. Journal of the American Academy of Dermatology. 40 (5), 708-713 (1999).
  31. Sahu, A., et al. Combined PARP1-targeted nuclear contrast and reflectance contrast enhances confocal microscopic detection of basal cell carcinoma. Journal of Nuclear Medicine. 63 (6), 912-918 (2021).
  32. González, S., Sackstein, R., Anderson, R. R., Rajadhyaksha, M. Real-time evidence of in vivo leukocyte trafficking in human skin by reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 117 (2), 384-386 (2001).
  33. Navarrete-Dechent, C., et al. Reflectance confocal microscopy terminology glossary for nonmelanocytic skin lesions: A systematic review. Journal of the American Academy of Dermatology. 80 (5), 1414-1427 (2019).
  34. Navarrete-Dechent, C., et al. Reflectance confocal microscopy terminology glossary for melanocytic skin lesions: A systematic review. Journal of the American Academy of Dermatology. 84 (1), 102-119 (2021).
  35. Sattler, E., Kastle, R., Welzel, J. Optical coherence tomography in dermatology. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 061224(2013).
  36. Park, E. S. Skin-layer analysis using optical coherence tomography. Medical Lasers. 3 (1), 1-4 (2014).
  37. Marra, D. E., Torres, A., Schanbacher, C. F., Gonzalez, S. Detection of residual basal cell carcinoma by in vivo confocal microscopy. Dermatologic Surgery. 31 (5), 538-541 (2005).
  38. Alarcon, I., et al. In vivo reflectance confocal microscopy to monitor the response of lentigo maligna to imiquimod. Journal of the American Academy of Dermatology. 71 (1), 49-55 (2014).
  39. Guitera, P., et al. Surveillance for treatment failure of lentigo maligna with dermoscopy and in vivo confocal microscopy: new descriptors. British Journal of Dermatology. 170 (6), 1305-1312 (2014).
  40. Menge, T. D., Hibler, B. P., Cordova, M. A., Nehal, K. S., Rossi, A. M. Concordance of handheld reflectance confocal microscopy (RCM) with histopathology in the diagnosis of lentigo maligna (LM): A prospective study. Journal of the American Academy of Dermatology. 74 (6), 1114-1120 (2016).
  41. Chen, C. S., Elias, M., Busam, K., Rajadhyaksha, M., Marghoob, A. A. Multimodal in vivo optical imaging, including confocal microscopy, facilitates presurgical margin mapping for clinically complex lentigo maligna melanoma. British Journal of Dermatology. 153 (5), 1031-1036 (2005).
  42. Yelamos, O., et al. Handheld reflectance confocal microscopy for the detection of recurrent extramammary Paget disease. JAMA Dermatology. 153 (7), 689-693 (2017).
  43. Ardigo, M., Longo, C., Gonzalez, S. Multicentre study on inflammatory skin diseases from The International Confocal Working Group: Specific confocal microscopy features and an algorithmic method of diagnosis. British Journal of Dermatology. 175 (2), 364-374 (2016).
  44. Moscarella, E., Argenziano, G., Lallas, A., Pellacani, G., Longo, C. Confocal microscopy: A new era in understanding the pathophysiologic background of inflammatory skin diseases. Experimental Dermatology. 23 (5), 320-321 (2014).
  45. Bertrand, C., Corcuff, P. In vivo spatio-temporal visualization of the human skin by real-time confocal microscopy. Scanning. 16 (3), 150-154 (1994).
  46. Saknite, I., et al. Features of cutaneous acute graft-versus-host disease by reflectance confocal microscopy. British Journal of Dermatology. 181 (4), 829-831 (2019).
  47. Aleissa, S., et al. Presurgical evaluation of basal cell carcinoma using combined reflectance confocal microscopy-optical coherence tomography: A prospective study. Journal of the American Academy of Dermatology. 82 (4), 962-968 (2020).
  48. Bang, A. S., et al. Noninvasive, in vivo, characterization of cutaneous metastases using a novel multimodal RCM-OCT imaging device: A case-series. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. , (2022).
  49. Dickensheets, D. L., Kreitinger, S., Peterson, G., Heger, M., Rajadhyaksha, M. Wide-field imaging combined with confocal microscopy using a miniature f/5 camera integrated within a high NA objective lens. Optics Letters. 42 (7), 1241-1244 (2017).
  50. Kose, K., et al. Automated video-mosaicking approach for confocal microscopic imaging in vivo: an approach to address challenges in imaging living tissue and extend field of view. Scientific Reports. 7 (1), 10759(2017).
  51. Zhao, J., et al. Deep learning-based denoising in high-speed portable reflectance confocal microscopy. Lasers in Surgery and Medicine. 53 (6), 880-891 (2021).
  52. Curiel-Lewandrowski, C., Stratton, D. B., Gong, C., Kang, D. Preliminary imaging of skin lesions with near-infrared, portable, confocal microscopy. Journal of the American Academy of Dermatology. 85 (6), 1624-1625 (2021).
  53. Freeman, E. E., et al. Feasibility and implementation of portable confocal microscopy for point-of-care diagnosis of cutaneous lesions in a low-resource setting. Journal of the American Academy of Dermatology. 84 (2), 499-502 (2021).
  54. Peterson, G., et al. Feasibility of a video-mosaicking approach to extend the field-of-view for reflectance confocal microscopy in the oral cavity in vivo. Lasers in Surgery and Medicine. 51 (5), 439-451 (2019).
  55. Kurugol, S., et al. Automated delineation of dermal-epidermal junction in reflectance confocal microscopy image stacks of human skin. Journal of Investigative Dermatology. 135 (3), 710-717 (2015).
  56. Kose, K., et al. Utilizing machine learning for image quality assessment for reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 140 (6), 1214-1222 (2020).
  57. Campanella, G., et al. Deep learning for basal cell carcinoma detection for reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 142 (1), 97-103 (2022).
  58. Wodzinski, M., Skalski, A., Witkowski, A., Pellacani, G., Ludzik, J. Convolutional neural network approach to classify skin lesions using reflectance confocal microscopy. 41st Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society EMBC 2019. , Berlin, Germany. (2019).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Skin Cancer DiagnosisNoninvasive ImagingBasal Cell CarcinomaConfocal MosaicsDermoscopy ImagingHistopathological ResolutionMelanoma Detection

מאמרים קשורים