הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

ניתוח של תפקוד לקוי של התכווצות הלב ו- Ca2 + טרנזיינטים במיוציטים של מכרסמים

1.9K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/64055

⸱

25 במאי 2022

 , 
1Department of Cardiac Surgery, Michigan Medicine, University of Michigan, Ann Arbor

במאמר זה

סיכום

מוצגת סדרה של פרוטוקולים המתארים את מדידת פונקציית ההתכווצות באמצעות זיהוי אורך סרקומר יחד עם מדידת סידן (Ca2+) במיוציטים של חולדות מבודדות. היישום של גישה זו למחקרים במודלים של בעלי חיים של אי ספיקת לב נכלל גם הוא.

תקציר

תפקוד לקוי של התכווצויות ו-Ca2+ מנותחים לעתים קרובות ברמה התאית כחלק מהערכה מקיפה של פגיעה הנגרמת על ידי הלב ו / או שיפוץ. גישה אחת להערכת שינויים תפקודיים אלה משתמשת בקיצור פרוק ובניתוחים חולפים של Ca2+ במיוציטים לבביים בוגרים ראשוניים. לצורך גישה זו, מיוציטים בוגרים מבודדים על ידי עיכול קולגן, הופכים את Ca2+ לסובלני, ולאחר מכן נדבקים לכיסויים מצופים למינין, ולאחר מכן לקצב חשמלי במדיה נטולת סרום. הפרוטוקול הכללי משתמש במיוציטים לבביים של חולדות בוגרות, אך ניתן להתאים אותו בקלות למיוציטים ראשוניים ממינים אחרים. ניתן להשוות שינויים תפקודיים במיוציטים מלבבות פגועים למיוציטים ו/או לטיפולים במבחנה . המתודולוגיה כוללת את המרכיבים החיוניים הדרושים לקצב מיוציטים, יחד עם מרכיבי תא התא והפלטפורמה. הפרוטוקול המפורט לגישה זו משלב את השלבים למדידת התקצרות נפרקת על ידי זיהוי אורך סרקומר וטרנזיינטים סלולריים Ca2+ שנמדדו באמצעות מחוון היחס Fura-2 AM, כמו גם לניתוח נתונים גולמיים.

מבוא

ניתוח תפקוד משאבת הלב דורש לעתים קרובות מגוון גישות כדי לקבל תובנה מספקת, במיוחד עבור מודלים של בעלי חיים של אי ספיקת לב (HF). אקוקרדיוגרפיה או מדידות המודינמיות מספקות תובנה לגבי תפקוד לב in vivo 1, בעוד שגישות in vitro משמשות לעתים קרובות כדי לזהות אם תפקוד לקוי נובע משינויים במיופילמנט ו/או ב-Ca2+ חולף האחראי על עירור צימוד, או פוטנציאל הפעולה, עם פונקציית התכווצות (למשל, צימוד עירור-כיווץ [E-C]). גישות במבחנה מספקות גם הזדמנות לסנן את התגובה התפקודית לנוירוהורמונים, שינויים גנטיים הנגרמים על ידי וקטורים, כמו גם סוכנים טיפוליים פוטנציאליים2 לפני נקיטת אסטרטגיות טיפול in vivo יקרות ו / או מייגעות.

מספר גישות זמינות כדי לחקור את תפקוד ההתכווצות במבחנה, כולל מדידות כוח בטרבקולה3 שלמה או מיוציטים מחלחלים4, כמו גם קיצור לא טעון ו- Ca2+ טרנזיינטים במיוציטים שלמים בנוכחות והיעדר HF 5,6. כל אחת מהגישות הללו מתמקדת בתפקוד התכווצות המיוציטים הלבביים, האחראי ישירות על תפקוד משאבת הלב 2,7. עם זאת, הניתוח של התכווצות וצימוד E-C יחד מבוצע לרוב על ידי מדידת קיצור אורך השריר ו- Ca 2+ חולפים במיוציטים בוגרים מבודדים, Ca2+ סובלניים. המעבדה משתמשת בפרוטוקול מפורט שפורסם כדי לבודד מיוציטים מלבבות חולדות עבור שלב8 זה.

גם Ca2+ חולף וגם מיופילמנטים תורמים לקיצור והארכה מחדש של מיוציטים שלמים ויכולים לתרום לתפקוד לקוי של התכווצות 2,7. לפיכך, גישה זו מומלצת כאשר ניתוח פונקציונלי במבחנה דורש מיוציט שלם המכיל את מכונות המחזור Ca2+ בתוספת המיופילמנטים. לדוגמה, מיוציטים מבודדים שלמים רצויים לחקר תפקוד התכווצות לאחר שינוי תפקוד המיופילמנט או Ca2+ מחזורי באמצעות העברת גנים9. בנוסף, גישת מיוציטים שלמים מוצעת לניתוח ההשפעה התפקודית של נוירוהורמונים כאשר חוקרים את ההשפעה של מסלולי איתות שליח שני במורד הזרם ו / או תגובה לסוכנים טיפוליים2. מדידה חלופית של כוח תלוי עומס במיוציטים בודדים מבוצעת לרוב לאחר חדירת ממברנה (או עור) בטמפרטורות נמוכות (≤15 מעלות צלזיוס) כדי להסיר את התרומה החולפת Ca2+ ולהתמקד בפונקציית מיופילמנט10. מדידת כוח תלוי עומס בתוספת Ca2+ חולפים במיוציטים שלמים היא נדירה בעיקר בשל האתגר המורכב והטכני של גישה11, במיוחד כאשר יש צורך בתפוקה גבוהה יותר, כגון למדידת תגובות לאיתות נוירוהורמונים או כמסך לסוכנים טיפוליים. הניתוח של טרבקולה לבבית מתגבר על אתגרים טכניים אלה, אך עשוי להיות מושפע גם משינויים שאינם מיוציטים, פיברוזיס ו/או מטריצה חוץ-תאית2. כל אחת מהגישות שתוארו לעיל דורשת תכשיר המכיל מיוציטים בוגרים מכיוון שמיוציטים ילודים ומיוציטים שמקורם בתאי גזע פלוריפוטנטיים בלתי ניתנים להשראה (iPSCs) עדיין אינם מבטאים את ההשלמה המלאה של חלבוני מיופילמנט בוגרים ובדרך כלל חסרים את רמת ארגון המיופילמנט הקיימת במיוציטים בצורת מוט בוגר2. נכון להיום, עדויות ב- iPSCs מצביעות על כך שהמעבר המלא לאיזופורמים בוגרים עולה על יותר מ -134 ימים בתרבית12.

בהתחשב בהתמקדות של אוסף זה ב- HF, הפרוטוקולים כוללים גישות וניתוח כדי להבדיל בין תפקוד התכווצות במיוציטים שלמים כושלים לעומת מיוציטים שלמים שאינם נכשלים. דוגמאות מייצגות מסופקות ממיוציטים של חולדות שנחקרו 18-20 שבועות לאחר כריתה על-כלייתית, שתוארה קודםלכן 5,13. לאחר מכן נעשות השוואות למיוציטים מחולדות שטופלו בבושה.

הפרוטוקול ופלטפורמת ההדמיה המתוארים כאן משמשים לניתוח וניטור שינויים בקיצור ו- Ca2+ חולפים במיוציטים לבביים בצורת מוט במהלך התפתחות HF. לצורך ניתוח זה, 2 x 104 Ca 2+-סובלניים, מיוציטים בצורת מוט מצופים על22 מ"מ 2 מ"מ 2 כיסויי זכוכית מצופים למינין (CSs) ומתורבתים לילה, כפי שתואר קודםלכן 8. הרכיבים שהורכבו עבור פלטפורמת הדמיה זו, יחד עם המדיה והמאגרים המשמשים להדמיה אופטימלית, מסופקים בטבלת החומרים. מדריך לניתוח נתונים באמצעות תוכנה והתוצאות המייצגות מסופקים גם כאן. הפרוטוקול הכולל מחולק לתתי-סעיפים נפרדים, כאשר שלושת החלקים הראשונים מתמקדים במיוציטים של חולדות מבודדות ובניתוח נתונים, ולאחר מכן ניסויים ארעיים של Ca2+ וניתוח נתונים במיוציטים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

מחקרים שבוצעו על מכרסמים עקבו אחר מדיניות שירות בריאות הציבור בנושא טיפול הומני ושימוש בחיות מעבדה ואושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת מישיגן. לצורך מחקר זה, מיוציטים בודדו מחולדות ספראג-דאולי ו-F344BN בנות 3-34 חודשים במשקל ≥-200 גרם5. נעשה שימוש בשיעורי זכר ונקבה כאחד.

1. קצב מיוציטים למחקרי תפקוד התכווצות

  1. הכינו מדיה טרייה מבוססת M199 עבור כל קבוצה של מיוציטים מבודדים (טבלת חומרים). יום אחד לפני הקצב, צלחת 2 x 104 Ca 2+-סובלני, בצורת מוט מיוציטים על22 מ"מ 2 מ"מ2 כיסויי זכוכית מצופים למינין (CSs), כפי שתואר קודםלכן 8.
  2. כדי להכין את התאים, משרים כל תא ב-10% אקונומיקה למשך שעה אחת. לאחר מכן, יש לשטוף את התאים במי ברז זורמים למשך 30-45 דקות, ולאחר מכן מים מזוקקים שהוחלפו כל 5 דקות למשך 30 דקות, ולאחר מכן מים שעברו דה-יוניזציה הוחלפו כל 5 דקות למשך 30 דקות, ושטיפה אחרונה במים שעברו דה-יוניזציה.
  3. יבשו את התאים על משטח נקי במשך 20-30 דקות (איור משלים 1A-C). לאחר מכן, UV לטפל בתאים בארון biosafety במשך 5 דקות לכל כיוון (סה"כ = 20 דקות). שלב זה אינו נחוץ עבור תאים מעוקרים מראש.
    אזהרה: יש לעזוב את האזור כדי למזער את החשיפה לקרינת UV.
  4. הסר את המכסה מהתא, הוסף 3 מ"ל של מדיה מבוססת M199 (ראו טבלת חומרים) לכל באר (איור משלים 1B), החלף את הכיסוי וחמם את התא באינקובטור של 37 מעלות צלזיוס עם 5% CO 2 ו- 20% O2.
  5. יש לחטא מלקחיים במעקר חרוזים חמים בטמפרטורה של 250 מעלות צלזיוס למשך 20-25 שניות. העבירו את תא הגירוי שחומם מראש מהאינקובטור לארון בטיחות ביולוגית.
  6. העבירו כל כיסוי (CS) המכיל מיוציטים לבביים לבארות בודדות בתא הגירוי באמצעות מלקחיים סטריליים. העבר CSs ארבעה בכל פעם, ולאחר מכן חימום במשך 10 דקות לפני ההעברה של ארבעת CSs הנותרים כדי לשמור על טמפרטורת המדיה.
  7. הצמידו שקעי בננה לתא הגירוי בקצה אחד (איור משלים 1C) ולממריץ בקצה השני (איור משלים 1D).
  8. הגדר את תדר הגירוי ל-0.2 הרץ והגדר את המתח (~12 V) כדי להשיג התכווצות ב~10%-20% מכל המיוציטים הלבביים בצורת מוט בתוך באר. כדי לקבוע את מספר המיוציטים המתכווצים, מקם את התא מתחת למיקרוסקופ הפוך עם הגדלה של 4x עד 10x.
  9. מקמו את תא הגירוי באינקובטור בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס ב-5% CO2 (איור משלים 1E). שנה את המדיה כל 12 שעות באמצעות מדיה שחוממה מראש בחממה של 37 מעלות צלזיוס, 5% CO2 למשך 20-25 דקות. המשך בגירוי חשמלי למשך עד 3 ימים כאשר המדיה מוחלפת כל 12 שעות.

2. ניתוח תפקוד התכווצות של מיוציטים לבביים של חולדות בוגרות

  1. מחממים מראש חבילת ג'ל ומדיה באינקובטור של 37 מעלות צלזיוס למשך 30 דקות לפני הניסוי.
  2. הפעל את רכיבי פלטפורמת הפונקציה המכווצת המפורטים בטבלת החומרים ומוצגים באיור משלים 2, עם תשומת לב מיוחדת לרכיבי המפתח, הכוללים טבלה נגד רטט (איור משלים 2A-1) עם מיקרוסקופ הפוך עם מסנן אדום עמוק (590 ננומטר) (איור משלים 2A-2,3) ומצלמת CCD (איור משלים 2A-4) המחוברים לבקר CCD (איור משלים 2A-5 ו- איור משלים 2C-5) ומשולב עם מחשב PC (איור משלים 2B-14).
  3. הרכבת צינורות לתוך המשאבה הפריסטלטית (איור משלים 2A-8; איור משלים 2A-8), העבירו את אריזת הג'ל שחוממה מראש למחזיק הצינור (איור משלים 2A-9), והפעילו את הוואקום (איור משלים 2A-11) ואת הכוח לממריץ התא (איור משלים 2B-13).
  4. הנח צינור של 50 מ"ל עם מדיה במחזיק הצינור המבודד (איור משלים 2A-9) והתחל זלוף במהירות של ~0.5 מ"ל/דקה דרך צינורות המשאבה הפריסטלטיים (איור משלים 2E-8).
  5. הוסף כמות קטנה של מדיה שחוממה מראש לסירת משקל קטנה (~ 2 מ"ל). מעבירים CS אחד המכיל מיוציטים מתא הגירוי לסירת השקילה. החזירו את תא הגירוי ל-37 מעלות צלזיוס באינקובטור 5% CO2 .
  6. הסר את ה- CS מסירת השקילה ונגב בעדינות את החלק התחתון. העבירו את ה-CS לתא CS משומן טרי (איור משלים 2A,F-10; חץ שחור) והוסיפו בעדינות טיפת מדיה (~200 μL) על ה-CS.
  7. הניחו תושבת אלקטרודת פלטינה מעל ה-CS (איור משלים 2F; חץ אפור) והניחו CS חדש מעל החלק העליון באמצעות מלקחיים. הניחו תושבת עליונה (איור משלים 2F; חץ לבן) מעל כריך CS ולאחר מכן התקינו שניים או ארבעה ברגים עם ראש מחבת #0 כדי לסיים את הרכבת התא.
  8. לאחר שהמדיה נוכחת לאורך צינורות המשאבה, חברו את הצינורות למחמם המקדים, ולאחר מכן חברו את החימום המקדים לתא CS שהורכב בשלב 2.7. יש להתחיל בזלוף במהירות של 0.5 מ"ל/דקה ולהניח מגבון רקמות מתחת לתא כדי לוודא שאין דליפות.
  9. מקם את תא CS במתאם הבמה. המדיה המנומרת נאספת בקצה הנגדי של התא עם צינורות המחוברים למערכת ואקום. הפעל את מערכת החימום (איור משלים 2A,D-7) ושזור את התא, המטרה והחימום המקדים למשך ~5-10 דקות כדי להשיג טמפרטורת מדיה קבועה של 37 מעלות צלזיוס. דמיינו את המיוציטים עם מטרת טבילת המים פי 40 במיקרוסקופ במהלך זמן שיווי משקל זה.
  10. הפעל את מגרה הקצב (איור משלים 2B-13) על ידי הגדרת המתח לפי 1.5 מההגדרה הדרושה ל-80% מהתאים בצורת מוט כדי להתכווץ, שהוא בדרך כלל 35-40 V. הגדר את תדר הגירוי ל-0.2 הרץ כדי למטב את תפקוד ההתכווצות ואת הישרדות המיוציטים.
  11. לאסוף עקבות קיצור התכווצות והארכה מחדש ממיוציטים מחלחלים וקצביים באופן רציף. כדי לאסוף מדידות מקוצרות, השתמש במצלמת CCD (איור משלים 2A-4) המחוברת לבקר CCD (איור משלים 2B-5,C) ולמחשב ייעודי עם לוח בקר קלט/פלט (איור משלים 2B-14; ראו טבלת חומרים). הפלטפורמה מודדת התקצרות סרקומר במיוציטים של חולדות, אם כי תוצאות דומות מתקבלות ממדידות מיוציטים שנאספו מהקצוות האורכיים של מיוציטים (ראו Ecklerle et al.14).
  12. כדי לאסוף עקבות קיצור sarcomere, פתח את התוכנה במחשב, בחר אישור ולאחר מכן קובץ > חדש. הכן תבנית מסך על-ידי בחירה באפשרות מעקבים > עריכת מגבלות משתמש > אורך Sarcomere ולאחר מכן הגדרת ערכי מקסימום ומינימום, שהם בדרך כלל בין 2.0 מיקרומטר ל- 1.5 מיקרומטר. כייל את מצלמת ה-CCD עם גרטיקולה של 0.01 מ"מ לפני ביצוע מדידות במיוציטים (איור 1D).
  13. כדי להקליט מעקבים באורך סרקומר, בחר קובץ > חדש. זהה מיוציט מתכווץ ומקם את המיוציט לאורך ציר האורך של המצלמה כך שתבנית הסטריאציה תהיה אנכית (איור 1B).
  14. השתמש בעכבר המחשב כדי למקם את תיבת אזור העניין (ROI) (תיבה ורודה) מעל המיוציטים (איור 1C). בחר אסוף והתחל כדי להקליט פונקציית חוזה. קיצור שיא של 60 שניות מכל מיוציט בתדרי גירוי נמוכים (≤0.5 הרץ).
  15. רשום קיצור סרקומר מ-5-10 תאים לכל CS. בצע מדידות בתא אחד/CS אם המחקרים כוללים טיפול באגוניסטים/אנטגוניסטים. הכינו מדיה נפרדת שחוממה מראש ופיסת צינורות פרפוזיה ייעודית אחרת הטעונה במשאבה פריסטלטית רב-ערוצית ובצעו את השלבים 2.9.-2.14. כדי למדוד את ההשפעה של אספקת תרופות או נוירוהורמונים על תפקוד התכווצות מיוציטים.
  16. כדי למדוד את הקיצור על פני טווח תדרים, קצב מיוציטים בכל תדר כדי לקבל קיצור מצב יציב לפני הקלטה5. עבור מחקרים אלה, הכפילו את קצב הזליפה והתחילו להקליט 15-20 שניות לאחר גירוי בתדר חדש כדי לקבל תגובות התכווצות עקביות במצב יציב עבור תדרים בטווח של 0.2 הרץ ו-2 הרץ. בדרך כלל, רשמו לא יותר מ-2 מיוציטים/CS לקיצור בטווח הנתון של תדרי הגירוי.
  17. הקלט לפחות 7 צירים לתא כדי לקבל נתונים אמינים בממוצע אותות בעת ניתוח ההקלטות (ראה שלב 3.).

3. ניתוח נתונים של תפקוד התכווצות במיוציטים מבודדים

  1. כדי להתחיל, בחר קובץ, בחר מעקב מוקלט ולאחר מכן בחר פתח. בחר Tab 1 (צד שמאל) של מעקב הבסיס ולאחר מכן הגדר את החלונית הצהובה בחלק העליון של העקיבה ל- Sarc-Length. בחר מעקבים ותבנית המסך שהוכנה בשלב 2.12.
  2. כדי להכין תבנית ניתוח, בחר פעולות, אפשרויות ניתוח חולף מונוטוני, סימן אירוע TTL בתיבה הגדרת t0, וכן את האפשרויות הבאות מהתפריט: קו בסיס (אורך סרקומר במנוחה), מהירות יציאה ביחס ל- t0 (dep v), שיא (גובה שיא ו- %גובה שיא/קו בסיס או bl%peak h), מהירות החזרה יחסית ל- tPeak (ret v), זמן לשיא 50% (TTP 50%) באמצעות t0, וזמן לבסיס 50% (TTR50%) באמצעות tPeak. שמור אפשרויות ניתוח אלה על-ידי בחירה באפשרות תבניות > שמור תבנית ניתוח עם מזהה. טען תבנית ניתוח זו לפני ניתוח כל מעקב.
  3. כדי להתחיל בניתוח נתונים, בחר סימנים > שער > הוסף המרה > ארעית מטווח ניתוח של סימן אירוע >. כעת הגדר את טווח הזמן מ-0.01 שניות ל-1.20 שניות עבור מיוציטים בקצב של 0.2 הרץ (איור 2A, סימנים אדומים בחלק התחתון של העקבה הגולמית). בחר טווח זמן קצר יותר עבור מיוציטים מגורה בתדרים גבוהים יותר.
  4. הפק מעקב ממוצע אותות על-ידי בחירת פעולות > אירועים ממוצעים. הקלטה ממוצעת של אות מופיעה מתחת לעקבות הבסיס המקוריות.
  5. בחר Tab 1 של המעקב הממוצע של האות (הצד השמאלי של המסך) ולאחר מכן בחר סימנים בתפריט העליון, ולאחר מכן הוסף ארעי. בחר פעולות מהתפריט העליון ו- Monotonic Transient Analysis כדי להציג את הערכים הממוצעים של האות עבור אורך סרקומר בסיסי, גובה שיא, bl%peak h, dep v, ret v, TTP 50% ו- TTR50% בלוח התצוגה הממוצע של האות.
  6. העבר כל ניתוח ארעי של sarcomere לגיליון אלקטרוני לצורך ניתוח מרוכב של מיוציטים מרובים על-ידי בחירה באפשרות ייצוא > ניתוח חולף מונוטוני > זרם לוח. הדבק נתונים אלה בגיליון האלקטרוני עבור כל מעקב.
  7. להעתקת המעקב הממוצע של האות, בחרו 'ייצוא > 'מעקב נוכחי' > 'אפשרויות > אפשרויות' והגדירו את המקומות העשרוניים ל- 5, לאחר מכן בחרו 'מפריד טאבים' ולחצו על 'אישור' ו'אישור'. הדבק את העקבות הממוצעים של האותות עבור כל הקלטת מיוציטים בגיליון אלקטרוני שני.

4. רישום Ca2+ חולפים במיוציטים לבביים בוגרים של חולדות

  1. לפני מדידת טרנזיינטים Ca 2+, הפעל את רכיבי הפלטפורמה המתוארים בשלב 2.2., יחד עם רכיבי הדמיה פלואורסצנטיים נוספים (ראה רכיבים נוספים לניתוח הדמיה של Ca2+ בטבלת החומרים; איור משלים 2א-5,6; 2ב-12).
  2. הכן תמיסת מלאי Fura-2AM המכילה 1 mM Fura-2AM בתוספת 0.5 M probenecid ב dimethylsulfoxide (DMSO). Probenecid ממזער דליפת Fura-2AM15.
  3. יש לדלל את תמיסת המלאי ל-5 μM Fura-2AM ו-2.5 mM probenecid ב-2.5 מ"ל של מדיה (ראו טבלת חומרים) בבאר אחת של צלחת בעלת 6 בארות. הוסיפו מדיה של 2.5 מ"ל בלבד (ללא Fura-2AM) לשלוש בארות נוספות בצלחת, כסו את הצלחת ברדיד אלומיניום וחממו את המדיה ל-37 מעלות צלזיוס.
  4. מעבירים CS המכיל מיוציטים מתא הקצב לבאר המכילה Fura-2AM, מכסים ומחזירים את הצלחת לחממה של 37 מעלות צלזיוס עם 5% CO2 למשך 4 דקות. הרכב צינורות במשאבת הזלוף ושקע עם מדיה במהלך תקופת הטעינה של Fura-2AM, כמתואר בשלב 2.4.
  5. כבו או צמצמו את אורות החדר כדי להפחית את הפוטו-הלבנה הפלואורסצנטית ולמטב את האות הפלואורסצנטי. הסר את צלחת 6 בארות מן האינקובטור, ולאחר מכן לשטוף את CS במשך 10 שניות בכל אחת משלוש בארות המכילות מדיה בלבד. מעבירים את ה-CS לסירת שקילה קטנה המכילה מדיה שחוממה מראש (ללא תוספת פורה-2:00).
  6. הרכב את ה- CS לתא CS משומן טרי לאחר ניגוב עדין של החלק התחתון של ה- CS. הוסף בעדינות טיפת מדיה ל- CS, ולאחר מכן הרכיב את תושבת האלקטרודה מעל ה- CS, ולאחר מכן CS שני ואת התושבת העליונה. השתמש בברגים עם ראש פאן #0 כדי לסיים את הרכבת תא התא, כמתואר בשלבים 2.6.-2.7.
  7. חבר את צינורות המשאבה המלאים במדיה למחמם הקדם, חבר את החימום המקדים לתא CS והנח מתאם שלב, כמתואר בשלב 2.8. אספו את המדיה באמצעות מערכת צינורות הוואקום והפעילו את מערכת החימום (איור משלים 2A,D-7) כדי לאזן את התא ל-37 מעלות צלזיוס, כמתואר בשלבים 2.8.-2.9.
  8. הפעל את מגרה הקצב (איור משלים 2B-13) המוגדר ל-35-40 וולט ו-0.2 הרץ, כמתואר בשלב 2.10.
  9. לפני הקלטת ארעי Ca2+ , הפעל פנס קטן או פנס ספרים המותקן ליד מקלדת המחשב כדי לסייע בהצגת המקלדת. בנוסף, להקליט את הרקע פלואורסצנטי באזור ללא מיוציטים לב. כדי להתחיל, בחר קובץ > התחל > חדש, כמתואר בשלב 2.12.
  10. בחר ROI והגדר טאב אחד (או סרגל מעקב, בצד שמאל) עבור נומרטור גולמי וכרטיסייה שנייה עבור מכנה גולמי, המוגדר במרכז העליון של כל טאב. הקלט את הרקע במשך 10-20 שניות. לחצו לחיצה ימנית על העכבר וגררו מעל חלונית אחת של סרגל מעקב כדי לקבל את ערכי הנומרטור והמכנה הגולמיים הממוצעים של האות. הזן ערכים אלה על-ידי בחירה ב - Operations > Constants והזן את ערכי הגולמי.
  11. הכן תבנית מסך חדשה כדי לאסוף גם את הקיצור וגם את ארעי Ca2+ . עבור אורך סרקומר, בחר Tab 1 והשתמש באותו תהליך כמתואר בשלב 2.13. להדמיית Ca2+ , בחר באפשרות Tab 2 > Ratio (מרכז עליון של הטאב) > מעקבים > ערוך מגבלות משתמש כדי להגדיר את הרמות המינימליות והמקסימליות עבור היחס, המוגדרות בדרך כלל בין 1 ל- 5. השתמש באותו תהליך כדי להגדיר את טווחי הנומרטור והמכנה עבור הכרטיסיות 3 ו- 4 (צד שמאל).
  12. מקם תיבת החזר על ההשקעה מעל תמונת מיוציטים, כמתואר בשלב 2.14. בחר קובץ > > חדש לאסוף. כעת בחר התחל כדי לאסוף נתוני קיצור ויחס Ca2+ . שיא ≥7 התכווצויות/תא לניתוח ממוצע אותות.
  13. חזור על הקלטת המעקב ברקע המתוארת בשלב 4.10. לאחר הקלטת 2-4 מיוציטים. בדרך כלל, הקלט 4-5 מיוציטים / CS או פחות מיוציטים אם יש שינויים משמעותיים בקריאת הרקע.

5. ניתוח נתונים של Ca2+ ארעיים במיוציטים מבודדים.

  1. פתח את הקובץ הרצוי לניתוח ובחר תבניות > תבנית מסך לקיצור בתוספת ארעי Ca2+ . לאחר מכן, בחר את הכרטיסיות 1 ו- 2 (משמאל) כדי להציג אורך סרקומר ויחס Ca2+ , בהתאמה. בחר פעולות > קבועים והזן את ערכי הנומרטור והמכנה ממעקב הרקע Ca2+ .
  2. הכן תבניות ניתוח לקיצור בתוספת Ca2+ נתונים ארעיים. בחר באפשרות Tab 1 (צד ימין) והשתמש באותו תהליך כמתואר בשלב 3.2. כדי להגדיר את תבנית ניתוח אורך Sarcomere.
  3. בחר בכרטיסייה 2 (צד שמאל) ובחר פעולות, אפשרויות ניתוח ארעי מונוטוני, סימן אירוע TTL בתיבה הגדרת t0 והאפשרויות הבאות מהתפריט: קו בסיס (יחס בסיסי), מהירות יציאה יחסית ל- t0 (dep v), שיא (גובה שיא ו- %גובה שיא/קו בסיס או bl%peak h), מהירות דעיכה יחסית ל- tPeak (ret v), זמן לשיא 50% (TTP 50%) באמצעות t0, וזמן לבסיס 50% (TTR50%) באמצעות tPeak. שמור אפשרויות ניתוח אלה על-ידי בחירה באפשרות תבניות ושמירת תבנית ניתוח באמצעות שם מזהה חדש. טען תבנית ניתוח זו לפני ניתוח כל מעקב.
  4. השתמש באותו תהליך כמתואר בשלבים 3.3.-3.6. כדי לממוצע את האות ולאחר מכן לנתח את אורך הסרקומרה, ולאחר מכן את אותם השלבים עבור Ca2+ ארעי. קבעו סימנים נפרדים לאורך סרקומר ולמעקב אחר יחס חולף Ca2+ .

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

מחקרי תפקוד התכווצות מבוצעים על מיוציטים של חולדות החל מהיום שלאחר הבידוד (יום 2) ועד 4 ימים לאחר הבידוד. למרות שניתן לרשום מיוציטים יום לאחר הבידוד (כלומר, יום 2), לעתים קרובות נדרשים זמני תרבית ארוכים יותר לאחר העברת גנים או טיפולים כדי לשנות את תפקוד ההתכווצות8. עבור מיוציטים שגודלו בתרבית במשך יותר מ-18 שעות לאחר הבידוד, פרוטוקול הקצב המתואר בסעיף 1 מסייע בשמירה על t-tubules ועל תוצאות קיצור והארכה מחדש עקביות.

חלק מייצג של CS המכיל מיוציטים למחקרי קיצור מוצג

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

פרוטוקול הקצב הכרוני המתואר בשלב 1 מאריך את הזמן השימושי לחקר מיוציטים מבודדים ולהערכת ההשפעה של טיפולים ארוכים יותר. במעבדה שלנו, תוצאות עקביות התקבלו עד 4 ימים לאחר הבידוד בעת מדידת תפקוד התכווצות באמצעות אורך סרקומר על מיוציטים בקצב כרוני. עם זאת, תפקוד התכווצות המיוציטים מתדרדר במהירות בעת שימוש במדיה מעל שבוע אחד לקצב מיוציטים.

עבור מחקרי תפקוד התכווצות, הנתונים נאספים ב 37 מעלות צלזיוס, אשר קרוב לטמפרטורת הגוף עבור חולדות. כדי למטב את הכדאיות של מיוציטים ולקבל עקבות עקביים עבור כל מיוציט...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין אינטרסים כספיים מתחרים או ניגודי עניינים אחרים.

תודות

עבודה זו נתמכת על ידי המכונים הלאומיים לבריאות (NIH) מענק R01 HL144777 (MVW).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
<חזק>מדיה
אלבומין בסרום בקרסיגמא (רוש)3117057001ריכוז סופי = 0.2% (w/v)
גלוטתיוןסיגמאG-6529ריכוז סופי = 10 מ"מ
HEPESSigmaH-7006ריכוז סופי = 15 מ"מ
M199סיגמאM-2520בקבוק אחד מייצר 1 ליטר; pH 7.45
NaHCO3SigmaS-8875ריכוז סופי = 4 מ"מ
פניצילין/סטרפטומיציןפישר15140122ריכוז סופי = 100 U/mL פניצילין, 100 μ גרם/מ"ל סטרפטומיצין
<ריאגנטים חזקים>ריאגנטים במיוחד עבור Ca2+ הדמיה
דימתילסולפוקסיד (DMSO)סיגמא D2650
Fura-2AMInvitrogen (בדיקות מולקולריות)F122150 μ גרם/בקבוקון;   הכן תמיסת מלאי של 1 מ"מ Fura-2AM + 0.5 M probenicid ב-DMSO;   ריכוז סופי של Fura2-AM במדיה הוא  5 μ M
ProbenicidInvitrogen (Fisher)P36400הוסף 7.2 מ"ג probenicid (0.5 מ') ל-1 מ"מ מלאי Fura-2AM; הריכוז הסופי במדיה הוא 2.5 מ
<מחזק>חומרים עבור קוצב מיוציטים של חולדות
#1 22  mm2 כיסויי זכוכיתCorning2845-22
3 x 36 אינץ' כבלים עם שקעי בננהPomona ElectronicsB-36-2איור משלים 1, פאנל C
37oC אינקובטור  עם 95% O2:5% CO2 Forma3110איור משלים 1, פאנל E.  דגמים מרובים מתאימים
Class II A/B3 ארון בטיחות ביולוגית עם מנורת UVForma1286דגמים מרובים מתאימים
מלקחיים - Dumont #5 5/45Fine ScienceTools 11251-35
מעקר חרוזים חמיםFine Science Tools1800-45
מיקרוסקופ הפוך בהגדלה נמוכהLeicaDM-IL מקם את המיקרוסקופ הזה בסמוך לאינקובטור כדי לנטר מיוציטים בקצב להתכווצות בתחילת הקוצב ולאחר שינויי מדיה;   יעדי 4X ו-10X מומלצים
תא קצבמשלים מותאם אישיתאיור 1, פאנל A. מערכת Ionoptix C-pace היא אלטרנטיבה זמינה מסחרית או ראה 22
StimulatorIonoptixMyopacerSupplemental איור 1, פאנל D.
<חומרים חזקים> לתפקוד התכווצות ו/או Ca2+ ניתוח הדמיהמזהה באיור משלים 2 & חלופות/אפשרויות מומלצות
רכיבים נוספים לניתוח הדמיה Ca2+רכיבימערכת Ionoptix Essential: -- מערכת ספירת פוטונים                      --  ספק כוח קסנון עם מקור אור עירור כפול                      --  ממשק פלואורסצנטי- מערכת ספירת הפוטונים מכילה שפופרת פוטו-מכפיל (PMT) ומראה דיכרואית ומותקנת בצמוד למצלמת CCD. (פאנל A #4).                                                                                                                                          - ספק הכוח למקור האור של נורת הקסנון (ראה פאנל A #5 ופאנל C, משמאל) משולב עם ממשק עירור כפול (עירור 340/380 ננומטר ופליטה של 510 ננומטר) המוצג בפאנל A #6.                                                                                                                                                                                                                                                                - ממשק הקרינה בין המחשב ל-  מקור האור מוצג בפאנל B, #12.
מצלמת CCD עם רכישת תמונה  חומרה ותוכנה (240 פריימים לשנייה)Ionoptix Myocam עם בקר CCD בקר Myocam ו-CCD מוצגים באיור משלים 2, פאנל A #4  ו-  פאנל A #5 ופאנל C #5 (מימין), בהתאמה.  הבקר משולב במערכת מחשב PC (פאנל B #14).                                                                                                                                                                                           
  ממריץ קאמריIonoptix פאנל MyopacerB, #13; אלטרנטיבה:  דשא דגם S48
תא זלוף רכוב על כיסויתא מותאם אישית לכיסוי 22 מ"מ2 עם מתאם סיליקון ו-2-4 ברגים פיליפס פאן-ראש #0  (חץ, לוח F)פאנל A #10 ופאנל F;     טמפרטורת החדר מכוילת ל-37oC באמצעות בדיקה TH-10Km ובקר הטמפרטורה TC2BIP (ראה בקר טמפרטורה).  חלופות מסחריות:  תא Ionoptix FHD או C-stim  צ'יימברס; מערכת גירוי תרבית Cell MicroControls
מחשב ותוכנה ייעודיים לאיסוף נתונים וניתוח של פונקציות/מעברי Ca2+מחשב Ionoptixעם לוח מחשב Ionwizard ותוכנהלוח B, #14; פונקציית ההתכווצות נמדדת באמצעות מודולי רכישה SarcLen (אורך סרקומר) או SoftEdge (אורך מיוציטים) של תוכנת IonWizard. תוכנת Ionwizard כוללת גם תוכנת רכישת PMT עבור ratiometric  הדמיית Ca2+ ב-myoyctes טעונים ב-Fura-2AM.
- ארון ומדפים להרכבה על מתלה אלקטרוני עם 4 עמודים מומלצים לשיכון ה-somputer ו-Cell Stimulator.  ממשק הקרינה להדמיית Ca2+ שוכן גם הוא בארון זה (ראה להלן).
מלקחיים - Dumont #5 TIFine Science Tools11252-40Panel F
מחזיק צינור מבודד למדיה פאנלמותאם אישיתA #9; מחזיק זה מורכב בקלות באמצעות קלקר & חבילת ג'ל מחוממת מראש לשמירה על חום המדיה
מיקרוסקופ שדה בהיר הפוךNikonTE-2000Sהתקן צריח מסתובב לאפי-פלואורסצנציה (פאנל A #2) להדמיית Ca2+.    מומלץ גם מסנן מעבה אדום עמוק (590 ננומטר) כדי למזער את הלבנת הקרינה במהלך הדמיית Ca2+.
שולחן מבודדTMC בקרת רטט30 x 36 אינץ'לוח A, #1; רצוי:  מדפים מוגבהים, מיגון פאראדיי   
עיניות מיקרוסקופ ואובייקטיביותNikon10X CFI עיניות 40X מים CFI תוכנית פלואור אובייקטיביפאנל A #3; 40X מטרה:  n.a. 0.08; משקל 2 מ"מ.  מחמם אובייקטיבי Cell MicroControls HLS-1 מותקן סביב המטרה (ראה בקר טמפרטורה למטה).                  הערה:  מתקני טבילה במים זמינים כעת גם למטרות מבוססות מים.   
משאבה פריסטלטיתגילסוןמיניפולס 3פאנל A #8 ופאנל E
סירת משקל קטנהפישר 08-732-112
בקר טמפרטורהתא MicroControlsTC2BIPפאנל A #7; לוח ד'. בקר טמפרטורה זה מחמם את תא הכיסוי ל-37oC.      מחמם מראש ומחמם אובייקטיבי מומלצים לפלטפורמה זו.  מחמם מקדים של Cell MicroControls HPRE2 ו  מחמם אובייקטיבי HLS-1 נשלטים  על ידי בקר הטמפרטורה TC2BIP עבור המחקרים שלנו.
נורת לד מתחת לארון עם חיישן תנועה Sylvania#72423 נורת LEDמומלצת לאיסוף נתונים במהלך הדמיה חולפת Ca2+ בתאורה מינימלית בחדר.   אלטרנטיבה:  קליפס על פנס/פנס ספר עם צוואר גמיש - מספר ספקים זמינים.
קו ואקום עם בקבוק ארלנמאייר ומסנן מגןפישרטיגון - E363;   בקבוק פוליפרופילן ארלנמאייר - 10-182-50B; מסנן ואקום - 09-703-90פאנל A #11
, צינורות

מקורות

  1. Reihle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  2. Peter, A. K., Bjerke, M. A., Leinwand, L. A. Biology of the cardiac myocyte in heart disease. Molecular Biology of the Cell. 27 (14), 2149-2160 (2016).
  3. Rossman, E. I., et al. Abnormal frequency-dependent responses represent the pathophysiologic signature of contractile failure in human myocardium. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 36 (1), 33-42 (2004).
  4. McDonald, K. S., Hanft, L. M., Robinett, J. C., Guglin, M., Campbell, K. S. Regulation of myofilament contractile function in human donor and failing hearts. Frontiers in Physiology. 11, 468(2020).
  5. Ravichandran, V. S., Patel, H. J., Pagani, F. D., Westfall, M. V. Cardiac contractile dysfunction and protein kinase C-mediated myofilament phosphorylation in disease and aging. The Journal of General Physiology. 151 (9), 1070-1080 (2019).
  6. Chaudhary, K. W., et al. Altered myocardial Ca2+ cycling after left ventricular assist device support in failing human heart. Journal of the American College of Cardiology. 44 (4), 837-845 (2004).
  7. Walker, C. A., Spinale, F. G. The structure and function of the cardiac myocyte: A review of fundamental concepts. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 118 (2), 375-382 (1999).
  8. Lang, S. E., Westfall, M. V. Gene transfer into cardiac myocytes. Methods in Molecular Biology. 1299, 177-190 (2015).
  9. Davis, J., et al. Designing heart performance by gene transfer. Physiological Reviews. 88 (4), 1567-1651 (2008).
  10. Sweitzer, N. K., Moss, R. L. Determinants of loaded shortening velocity in single cardiac myocytes permeabilized with a-hemolysin. Circulation Research. 73 (6), 1150-1162 (1993).
  11. Yasuda, S., et al. Unloaded shortening increases peak of Ca2+ transients but accelerates their decay in rat single cardiac myocytes. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 285 (2), 470-475 (2003).
  12. Racca, A. W., et al. Contractile properties of developing human fetal cardiac muscle. The Journal of Physiology. 594 (2), 437-452 (2016).
  13. Kim, E. H., et al. Differential protein expression and basal lamina remodeling in human heart failure. Proteomics Clinical Applications. 10 (5), 585-596 (2016).
  14. Eckerle, L. G., Felix, S. B., Herda, L. R. Measurement of antibody effects on cellular function of isolated cardiomyocytes. Journal of Visualized Experiments. (73), e4237(2013).
  15. Robbins, H., Koch, S. E., Tranter, M., Rubinstein, J. The history and future of probenecid. Cardiovascular Toxicology. 12 (1), 1-9 (2012).
  16. Sakthivel, S., et al. In vivo and in vitro analysis of cardiac troponin I phosphorylation. Journal of Biological Chemistry. 280 (1), 703-714 (2005).
  17. Qi, M., et al. Downregulation of sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase during progression of left ventricular hypertrophy. The American Journal of Physiology. 272 (5), 2416-2424 (1997).
  18. Sonnenblick, E. H., Spiro, D., Spotnitz, H. M. The ultrastructure basis of Starling's law of the heart: the role of the sarcomere is determining ventricular size and stroke volume. American Heart Journal. 68 (3), 336-346 (1964).
  19. Kabaeva, Z., Zhao, M., Michele, D. E. Blebbistatin extends culture life of adult mouse cardiac myocytes and allows efficient and stable transgene expression. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 294 (4), 1667-1674 (2008).
  20. Zak, R. Metabolism of myofibrillar proteins in the normal and hypertrophic heart. Basic Research in Cardiology. 72 (2-3), 235-240 (1977).
  21. Palmer, B. M., Thayer, A. M., Snyder, S. M., Moore, R. L. Shortening and [Ca2+] dynamics of left ventricular myocytes isolated from exercise-trained rats. Journal of Applied Physiology. 85 (6), 2159-2168 (1998).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

טרנסיאנטים של סידןקיצור סרקומריםבידוד מיוציטיםעיכול בקולגנאזקוצבי חשמלFura-2 AMזיהוי אורך סרקומריםמודל של אי-ספיקת לב
ניתוח של תפקוד לקוי של התכווצות הלב ו- Ca2 + טרנזיינטים במיוציטים של מכרסמים
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.