הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

אינטובציה, צנתר ורידי מרכזי ומיקום קו עורקי בחזירים למחקר תרגומי בניתוחי השתלת בטן

2.3K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/64780

⸱

3 בפברואר 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Ajmera Transplant Program, University Health Network, Toronto General Hospital

במאמר זה

סיכום

כדי להשיג את התוצאות הטובות ביותר האפשריות, מנתחים המבצעים ניסויי מחקר תרגומי צריכים להיות בקיאים באינטובציה ובמיקום קו כלי הדם. מאמר זה מתאר את הטכניקות המשמשות את המעבדה לשימור איברים בטורונטו לביצוע הליכים אלה.

תקציר

מודלים של מחקר כירורגי תרגומי בחזירים הם חיוניים לפיתוח פרוטוקולים פרה-קליניים בטוחים. עם זאת, הצלחת הניתוחים הניסיוניים אינה מסתמכת אך ורק על כישורי הניתוח של צוות המחקר; הליכי טיפול וניהול פרי-ניתוחיים, כמו אינטובציה, קו ורידי מרכזי ומיקום קו עורקי, נחוצים ובעלי חשיבות עליונה לתוצאות ניסוי חיוביות. מכיוון שזה נדיר שלצוותי מחקר יש רופאים מרדימים או כל צוות אחר מלבד הצוות הכירורגי, הצוות הכירורגי המעורב במחקר תרגומי חייב לרכוש ו/או לפתח את הכישורים לביצוע הטיפול הפרי-ניתוחי. מטרת מאמר זה היא להראות את הטכניקות של אינטובציה, צנתר ורידי מרכזי ומיקום קו העורקים ששימשו ושוכללו במעבדה לשימור איברים בטורונטו במהלך 10 השנים האחרונות, כדי לשמש כאסמכתא לחוקרים עתידיים המצטרפים לצוות זה או לכל מעבדה אחרת המבצעת פרוטוקולי מחקר תרגומי בהשתלות חזירים ו/או בטן.

מבוא

מודלים ניסויים של חזירים משמשים לעתים קרובות בחקר מחלות אנושיות בגלל תכונותיהם האנטומיות והפיזיולוגיות הדומות. מודלים אלה חיוניים בפיתוח פרוטוקולים פרה-קליניים בטוחים, אך הם כפופים גם למגבלות משפטיות ואתיות1. השימוש בחזירים למחקר חייב להיעשות בתנאים הטובים ביותר האפשריים כדי למנוע אובדן מיותר של בעלי חיים וסבל עקב סיבוכי הרדמה שאינם קשורים לפרויקט המחקר.

טכניקות ומיומנויות טרום ניתוחיות כגון אינטובציה, מיקום קו ורידי מרכזי ומיקום קו עורקי חיוניים להשגת תוצאות מוצלחות וניתנות לשחזור.

כל בעל חיים העובר הרדמה כללית להליך כירורגי חייב לעבור אינטובציה כדי לשמור על נתיב אוויר פתוח, המאפשר הנשמה מסייעת והימנעות משאיבת סימפונות2. התנוחות הנפוצות ביותר לאינטובציה בחזירים הן שכיבה גבית, רוחבית וחזה 3,4. שכיבה על עצם החזה נוטה להיות קלה יותר עבור אנשי צוות שהוכשרו באינטובציה אנושית3, וזה המקרה במתקן מחקר זה.

גישה טובה לכלי הדם חיונית למתן נוזלים, תרופות ודגימה במהלך הניתוח ואחריו. השימוש במדכאי כלי דם נפוץ במהלך ניתוחי השתלת בטן בשל חוסר היציבות ההמודינמית הנובעת מפגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה. החדרת מדכאי כלי דם דרך קו היקפי עלולה לגרום לפגיעה ברקמות מקומיות עקב ההשפעות המכווצות כלי הדם5. מיקום קו ורידי מרכזי מאפשר החדרת כמויות גדולות של נוזלים וכלי דם. אנו מעדיפים טכניקה מלעורית בסיוע חוט מנחה למיקום קו מרכזי מכיוון שהיא ממזערת את הנזק לרקמות הרכות ולכליהדם 6.

נדרשת יציבות המודינמית של בעל החיים במהלך הניתוח, ולחץ הדם הוא הפרמטר הנבדק בדרך כלל למטרה זו7. קו עורקי מאפשר מדידת לחץ דם רציפה, שהיא מדויקת יותר ממדידה לא פולשנית מסורתית8 מכיוון שטכניקות לא פולשניות ממעיטות בהערכת ערכים במהלך יתר לחץ דם ומעריכות אותם יתר על המידה במהלך יתר לחץ דם 7,8. קריאה מדויקת של לחץ הדם במהלך ניסויים אלה היא בסיסית כדי להיות מסוגל לשלוט בכמות הנוזלים וכלי הדם שיש לתת לחזיר.

המעבדה לשימור איברים בטורונטו משתמשת במודלים של חזירים כבר יותר מ-10 שנים ותקננה את הנהלים הללו לאורך השנים עם תוצאות מצוינות. למרות שניתן למצוא גישות אחרות בספרות לאותם הליכים, מטרת מאמר זה היא להציג את הטכניקות שפותחו ושוכללו במהלך השנים במתקן שלנו.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל בעלי החיים ששימשו למחקר זה קיבלו טיפול הומני בהתאם ל"עקרונות הטיפול בחיות מעבדה" שנוסחו על ידי האגודה הלאומית למחקר רפואי ו"המדריך לטיפול בחיות מעבדה" שפורסם על ידי המכונים הלאומיים לבריאות, אונטריו, קנדה. כל המחקרים אושרו על ידי הוועדה לטיפול בבעלי חיים של מכון המחקר הכללי של טורונטו. במחקר זה נעשה שימוש בחזירי יורקשייר זכרים בני 11-12 שבועות במשקל 30-40 ק"ג.

1. אינטובציה

  1. שכן את החזירים לפחות 5 ימים לפני ההליך כדי לאפשר להם להסתגל לסביבה ולהפחית את רמות הלחץ הכוללות
  2. צום את החזיר במשך 6 שעות לפני ההרדמה.
  3. יש להרדים את החזיר באמצעות זריקה תוך שרירית (IM) של קטמין (20 מ"ג/ק"ג) כחומר הרדמה דיסוציאטיבי, מידזולם (0.15 מ"ג/ק"ג) להרגעה, ואטרופין (0.04 מ"ג/ק"ג) להפחתת הפרשת רוק והפרשות סימפונות, במתקן הדיור.
  4. תן O2 ואיזופלורן ב -5% בעזרת מסכה לאחר שהחזיר נרדם לפחות 5 דקות.
  5. העבירו את החזיר לעגלת הובלה והעבירו לחדר הניתוח (OR).
  6. הניחו את החזיר במצב שכיבה על שולחן הניתוח.
  7. הנח את מסכת האוורור עם 2 ליטר לדקה O2 ו-5% איזופלורן.
    הערה: ודא שלחזיר יש מאמץ השראה.
  8. מקם את בדיקת ריווי החמצן על אוזן החזירים.
    הערה: ניתן להניח את הגשושית גם על הלשון, הזנב, טופרהטל 3, השפתיים או קפל המפשעה.
  9. בקש מהעוזר למקם את האלקטרודות של האלקטרוקרדיוגרמה ואת שרוול לחץ הדם.
    הערה: אלקטרודות ממוקמות בקפל בית השחי הימני, בקפל בית השחי השמאלי ובקפל המפשעתי השמאלי. ניתן למקם את שרוול לחץ הדם ברגל הקדמית או ברגל האחורית.
  10. בדוק אם יש הרפיה של הלסת לאחר 4-5 דקות של אוורור עם איזופלורן ב -5%.
    הערה: אם נצפתה התנגדות, המשך באוורור עם איזופלורן למשך 3 דקות נוספות או עד שהלסת רגועה.
  11. בקש מהעוזר להחזיק את הלסת התחתונה למעלה, את הלסת העליונה כלפי מטה ולהרחיק את הלשון מהדרך.
  12. הכנס לרינגוסקופ עם להב מילר ישר לאורך קו האמצע והרם את האפיגלוטיס.
    הערה: השתמש בצינור אנדוטרכיאלי כדי לדחוף כלפי מטה את החך הרך ולאפשר לאפיגלוטיס לצוץ (איור 1).
  13. דמיינו את מיתרי הקול ורססו אותם פעמיים בתרסיס לידוקאין ללא תרסיס (10 מ"ג/מינון מדוד) כדי למנוע עוויתות במהלך אינטובציה.
  14. הסר את הגרון והחלף את מסכת החמצן למשך 30 שניות.
  15. הסר את מסכת החמצן, הכנס את הלהב הישר של מילר במורד קו האמצע והרם את האפיגלוטיס. הכנס צינור אנדוטרכיאלי בקוטר 7.0 מ"מ מעבר למיתרי הקול.
    הערה: אם יש התנגדות או עווית של מיתרי הקול, חזור על שלבים 1.13 ו-1.14.
  16. החזק את הצינור האנדוטרכיאלי במקומו והחלק החוצה את הגרון והסטילט.
  17. נפח את שרוול הצינור האנדוטרכיאלי ב-5-8 סמ"ק אוויר וחבר אותו לחיישן קפנומטריה כדי להבטיח את המיקום הנכון של הצינור.
    הערה: שיטות אחרות להבטחת מיקום נכון כוללות חיפוש אחר כונני חזה, עיבוי בצינור האנדוטרכיאלי והאזנה לקולות נשימה דו-צדדיים.
  18. הפעל את מכונת ההנשמה והתאם ל-15-20 נשימות בדקה, איזופלורן ל-2%-2.5%, נפח גאות ל-10-15 מ"ל/ק"ג משקל גוף, ולחץ שאיבה שיא בין 18-20 סמ"ק2O 9,10,11.
  19. תקן את הצינור האנדוטרכיאלי בעזרת סרט.
  20. מרחו חומר סיכה לעיניים כדי למנוע יובש וכיב במהלך ההליך.
  21. הקפידו על הרדמה נכונה על ידי הערכת טונוס הלסת והתאמת איזופלורן בהתאם. שרירי לסת תחתונה נוקשים מצביעים על רמת הרדמה קלה3.

2. מיקום קטטר ורידי מרכזי

הערה: בחירת הצנתר תלויה בסוג הדגם בו נעשה שימוש. עבור מודלים של הישרדות, נעשה שימוש בצנתר שניתן לחפור בתום ההליך. עבור דגמי טרמינל, נעשה שימוש במודל פשוט יותר (עיין בטבלת החומרים).

  1. לאחר האינטובציה, כשהחזיר במצב שכיבה, יש לחטא את שני צידי הצוואר בתמיסת יוד או כלורהקסידין.
  2. הכן את הקטטר על ידי שטיפתו ב-5 עד 10 מ"ל מי מלח וודא שאין בו אוויר. הנח את המרחיב דרך הצנתר.
  3. בדוק ובדוק את חוט ההנחיה כדי לאשר היבטים ותפקוד נאותים.
    הערה: חוט ההנחיה חייב לנוע בחופשיות בתוך הנדן ואסור שיהיו בו פגמים או קיפולים. אם צוין שינוי כלשהו, החלף את חוט המנחה.
  4. זהו את שלושת ציוני הדרך הבאים על צוואר החזיר: (1) ראמוס הזנב של הלסת התחתונה, (2) מנובריום הגולגולת, ו-(3) נקודת הגולגולת של הכתף הימנית שנוצרת על ידי הפקעת הגדולה יותר של עצם הזרוע6 (איור 2).
  5. הכנס את מחט המוצא המחוברת למזרק של 5 מ"ל במרכז המשולש שנוצר על ידי שלושת ציוני הדרך בזווית של 45 מעלות מהעור ומכוון לכיוון הצד הזנבי, תוך משיכה קלה לאחור של תסחיף המזרק.
  6. לאחר מציאת וריד הצוואר, הסר את המזרק ממחט המוצא וייצב את המחט תוך הנחת האגודל על רכזת המחט. ודא שמחט המוצא מאובטחת במקומה.
    הערה: אם יש חשד לדם המגיע מהמחט כעורקי, הסר את המחט מיד והפעל לחץ למשך 5 דקות.
  7. הזינו את חוט ההנחיה לתוך מחט המוצא והתקדמו לווריד הצוואר החיצוני (טכניקת סלדינגר12). יש לעמוד בהתנגדות מינימלית עד אפסית. הסר את מחט המוצא ושמור את חוט ההנחיה במקומו.
    הערה: השתמש בעקבות א.ק.ג כדי לוודא שחוט ההנחיה לא נכנס עמוק מדי. אם מבחינים בשינויים בקצב הלב, הסר מעט את חוט המנחה.
  8. הכנס את קצה הלהב בעל 11 לתוך אתר הניקוב וצור חתך (בסביבות 0.5 ס"מ) למרחיב ולקטטר.
  9. הזינו את המרחיב והצנתר מעל חוט ההנחיה כדי להרחיב את העור ואת הרקמה התת עורית. לאחר שנמצא במקום, הסר את המרחיב מהצנתר.
  10. שאפו מלומן הצנתר כדי להבטיח זרימה תקינה ושטפו עם 5-10 מ"ל מי מלח.
  11. תפרו את הקטטר לתוך העור עם תפר משי 0 וודאו שהקטטר מאובטח13.

3. מיקום קו עורקי

הערה: מיקום הצוואר של קו העורקים מועדף מכיוון שהוא מספק נתיב ישיר יותר ללב, וכלי הצוואר גדולים יותר מכלי הירך11. רצוי למקם את קו העורקים בצד הנגדי של הצנתר הוורידי המרכזי ובראייה ישירה; אם זה לא אפשרי, ניתן למקם אותו באותו צד של הצנתר הוורידי.

  1. בצע חתך אנכי של 5-7 ס"מ מדיאלי לקנה הנשימה באמצעות עט צריבה (איור 3).
  2. נתח את הרקמה התת עורית ואת המישור בין שרירי הפנים העוריים לשרירי קולי11.
  3. נתחו את מישור הפנים בין קנה הנשימה לשריר הסטרנומסטואידאוס כדי למקם ולפתוח את מעטפת הצוואר11 (איור 4).
  4. השתמש בדיסקציה קהה כדי לבודד את עורק הצוואר המשותף (איור 5).
  5. הניחו שני קשרי משי 2-0 סביב עורק הצוואר לשליטה בכלי הדם וקשרו את הדיסטלי (איור 6).
  6. הנח את המלקחיים בזווית הנכונה מתחת לעורק.
  7. בקש מהעוזר להחזיק את העניבה הפרוקסימלית ולהכניס את קצה מחט האנגיוקט לעורק הצוואר בזווית של 45 מעלות. ברגע שרואים הבזק של דם, יש לקדם מעט את המחט בזווית רדודה ולאחר מכן לקדם את הקטטר רק לתוך העורק.
  8. הסר את המחט תוך שמירה על הקטטר במקומו.
  9. חבר את הקטטר לקו העורקים, שאב ושטוף עם 5-10 מ"ל מי מלח כדי להבטיח שאין התנגדות.
  10. הנח עניבה סביב הצנתר והעורק כדי לאבטח את הצנתר.

4. טיפול לאחר ניתוח (מודל הישרדות)

  1. מנהרה את צנתר הקו הוורידי וקבע אותו לצוואר החזיר.
  2. לאחר שהחיה יציבה מבחינה המודינמית וניתן לגמול אותה מכלי דם, הסר את צנתר קו העורקים, קשר את הצד הדיסטלי של עורק הצוואר וודא המוסטזיס. סגור את הפצע בתפר ללא הפרעה.
  3. העבירו את החזיר לעגלת ההובלה ומקמו אותו במצב ירכתיים.
  4. כבה את האיזופלורן ופקח על החזיר עד שיופיעו סימני התאוששות הרדמה (תנועות ונשימה כנגד מכונת ההנשמה).
  5. כבה את מכונת ההנשמה לאחר שמציינים נשימות ספונטניות יעילות, אך שמור על אספקת ה-O2 ב-2 ליטר לדקה.
  6. כבה את אספקת ה-O2 לאחר 10-15 דקות. החזיר אמור להיות מסוגל לשמור על רוויה של לפחות 94% בכוחות עצמו. אם זה לא המקרה, הפעל שוב את ה-O2 והעריך מחדש בעוד 5-10 דקות.
  7. החזר את החזיר לדיר שלו ברגע שהוא שומר על רוויה O2 .
    הערה: יש להחזיר את החזיר לדיר שלו כשהצינור האנדוטרכיאלי במקומו.
  8. יש להסיר את הצינור האנדוטרכיאלי לאחר שניכרים סימני בליעה ו/או לעיסה (בין 2-4 שעות לאחר סיום הניתוח).
  9. עקוב אחר החזיר בדיר שלו ולעולם אל תשאיר אותו לבד. לאחר שהחזיר מוציא את הצינור ויכול לשמור על תנוחת החזה, ניתן להשאיר אותו ללא השגחה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

ניטור חזירים במהלך הניתוח הוא הכרחי, והפרמטרים הנורמליים הצפויים במהלך הניתוח מוצגים בטבלה 1 3,14. משך הזמן המשוער הדרוש לביצוע כל הליך מוצג בטבלה 2.

כפי שהוזכר קודם לכן, מעבדה זו מבצעת הליכים אלה במשך 10 השנים האחרונות. במהלך תקופה זו בוצעו 595 ניסויי כבד, 277 ניסויי כליות ו-100 ניסויי לבלב (טבלה 3).

100 ניסויי הלבלב (עבור 151 חזירים) בוצעו במהלך השנתיים הא...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

כל מרכז מחקר חייב ליצור פרוטוקולים וקווים מנחים משלו למודלים של מחקר תרגומי; עם זאת, יש להקפיד על כמה כללים בסיסיים כדי להבטיח תוצאות מוצלחות.

ראשית, יש להגיש את החזיר לבדיקה גופנית מיד עם הגעתו למתקן הדיור. בסך הכל יש צורך ב-5-7 ימים של התניה לפני ההליך כדי להפחית את רמות הלחץ ולאפשר לחזיר לשחזר את המשקל שאבד במהלך ההובלה3. חשוב לציין שאנו משתמשים בחזירים המגיעים מחוות גידול ואינם גדלים אך ורק למטרות מחקר, וכצפוי עלולות להתעורר בעיות ב...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין מה לחשוף.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
0.9% השקיית נתרן כלורי, USPבקסטרJF7124אנגיוקט מי מלח
16 GA 1.88 , 1.7 x 48 מ"מBD381157
אטרופין סולפט (8 מ"ג/20 מ"ל - 0.4 מ"ג/מ"לWest-Ward17733בקבוקון 20 מ"ל
טבח TPN סט קטתר לומן יחידבישול רפואי G08132עם סט היכרות 10 Fr מתקלף
היקמן 9.6 F קתטר CV חד לומןבארד600560
לרינגוסקופ Heine
Midazolam (5 מ"ג/מ"ל)Sandoz46237968בקבוקון 10 מ"ל
להב Miller 4Heine185 מ"מ אורך להב
Narketan (קטמין - 100 מ"ג/מ"ל) Vetoquinal8-00223בקבוקון 50 מ"ל 
צינור קנה הנשימה באף  7.0 מ"מ תעודת זהות Covidien86450
Optixcare סיכה לעיניים לכלבים וחתוליםAventix591430420 גרם
סט מבוא נדן מלעורי עם שסתום המוסטזיס אינטגרלי/יציאת צד לשימוש -7.5 Fr. צנתריםחץSI-098808.5 Fr, 10 ס"מ, 0.035 אינץ' קוטר. מדריך חוט קפיץ
כרית אלקטרוכירורגית אוניברסלית: מפוצל עם כבל3M9165
Valleylab עיפרון מתג נדנדה נרתיקCovidienE2515H
קסילוקאין 10% ספריי AstraZeneca73050036לידוקאין (10 מ"ג/מינון לפי שימוש)
)

מקורות

  1. Dehoux, J. P., Gianello, P. The importance of large animal models in transplantation. Frontiers in Bioscience: A Journal and Virtual Library. 12, 4864-4880 (2007).
  2. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), e2652(2011).
  3. Swindle, M. M. Swine in the Laboratory Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques. , Taylor & Francis Group, .CRC Press. (2015).
  4. Chum, H., Pacharinsak, C. Endotracheal intubation in swine. Lab Animal. 41 (11), 309-311 (2012).
  5. Prasanna, N., et al. Safety and efficacy of vasopressor administration through midline catheters. Journal of Critical Care. 61, 1-4 (2021).
  6. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  7. Kuck, K., Baker, P. D. Perioperative noninvasive blood pressure monitoring. Anesthesia and Analgesia. 127 (2), 408-411 (2017).
  8. Pour-Ghaz, I., et al. Accuracy of non-invasive and minimally invasive hemodynamic monitoring: where do we stand. Annals of Translational Medicine. 7 (17), 421(2019).
  9. Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation. Journal of Visualized Experiments. (101), e52909(2015).
  10. Parmentier, C., et al. Normothermic ex vivo pancreas perfusion for the preservation of pancreas allografts before transplantation. Journal of Visualized Experiments. (185), e63905(2022).
  11. McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocols. 7 (8), 1479-1496 (2012).
  12. Graham, A. S., Ozment, C., Tegtmeyer, K., Lai, S., Braner, D. A. V. Central venous catheterization. The New England Journal of Medicine. 356 (21), 21(2009).
  13. Taylor, R. W., Palagiri, A. V. Central venous catheterization. Critical Care Medicine. 35 (5), 1390-1396 (2007).
  14. Reed, R., et al. Accuracy of an oscillometric blood pressure monitor in anesthetized pigs. Laboratory Animals. 52 (5), 490-496 (2018).
  15. Musk, G. C., Costa, R. S., Tuke, J. Body temperature measurements in pigs during general anaesthesia. Laboratory Animals. 50 (2), 119-124 (2016).
  16. Aggarwal, S., Kang, Y., Freeman, J. A., Fortunato, F. L., Pinsky, M. R. Postreperfusion syndrome: Hypotension after reperfusion of the transplanted liver. Journal of Critical Care. 8 (3), 154-160 (1993).
  17. Manning, M. W., Kumar, P. A., Maheshwari, K., Arora, H. Post-reperfusion syndrome in liver transplantation-An overview. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (2), 501-511 (2020).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

כירורגיה של חזיריםטכניקת אינטובציהטיפול פרי-אופרטיבימודלים כירורגייםפרוטוקולים פרה-קלינייםשימור איברים

מאמר זה פורסם

הסרטון יגיע בקרוב

צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.