הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

שימוש בצנתר היקמן לגישה ארוכת טווח לכלי דם במודל חזירי פרה-קליני

6K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/65221

⸱

31 במרץ 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Laboratory, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Molecular and Comparative Pathobiology, Research Animal Resources, Johns Hopkins University School of Medicine

במאמר זה

סיכום

מתוארת גישה אמינה וניתנת לשחזור להחדרה ותחזוקה של קטטר היקמן מנהור לגישה ארוכת טווח של כלי דם בחזירים. הצבת צנתר ורידי מרכזי מאפשרת דגימה יומית נוחה של דם שלם מבעלי חיים ערים ומתן תוך ורידי של תרופות ונוזלים.

תקציר

צנתרים ורידיים מרכזיים (CVC) הם מכשירים יקרי ערך במחקר בבעלי חיים גדולים מכיוון שהם מאפשרים מגוון רחב של יישומים רפואיים, כולל ניטור דם ומתן אמין של נוזלים תוך ורידיים ותרופות. באופן ספציפי, צנתר היקמן רב-לומן מנהור (HC) משמש בדרך כלל במודלים של חזירים בשל שיעורי החילוץ והסיבוכים הנמוכים יותר שלו. למרות פחות סיבוכים ביחס למחלות לב וכלי דם אחרות, תחלואה הקשורה ל-HC מהווה אתגר משמעותי, שכן היא יכולה לעכב באופן משמעותי או להשפיע לרעה באופן אחר על מחקרים מתמשכים. החדרה ותחזוקה נאותות של HCs הן בעלות חשיבות עליונה במניעת סיבוכים אלה, אך אין הסכמה על שיטות עבודה מומלצות. מטרת פרוטוקול זה היא לתאר באופן מקיף גישה להחדרה ותחזוקה של HC מנהור בחזירים המקל על סיבוכים ותחלואה הקשורים ל-HC. השימוש בטכניקות אלה ב->100 חזירים הביא לקווי פטנטים נטולי סיבוכים עד 8 חודשים וללא תמותה או זיהום הקשורים לצנתר באתר הניתוח הגחוני. פרוטוקול זה מציע שיטה למיטוב תוחלת החיים של HC והדרכה לטיפול בבעיות במהלך השימוש.

מבוא

התפקיד החיוני של צנתרים ורידיים מרכזיים (CVC) בטיפול בחולה נובע מהנוחות שלהם, פרופיל בטיחות חיובי ורבגוניות1. הפונקציות של CVC כוללות גישה אמינה לתזונה פרנטרלית כוללת, השתלת תאי גזע המטופויטיים, פלסמפרזיס / אפרזיס, וניהול יעיל של נוזלים, דם או תרופות משותפות2. ברפואה וטרינרית, CVC גם מפחיתים אי נוחות בבעלי חיים באמצעות דילול מהיר של תרופות מגרות ודגימת דם ללא ניקור חוזרונשנה 3. למרות היישומים הרחבים שלהם, השימוש ב-CVC במחקר בבעלי חיים גדולים עדיין מציב מספר אתגרים משמעותיים4.

מיקום CVC מלעורי באמצעות חוט מנחה או קטטר החדרה יכול להיות קשה עבור חוקרים שאינם וטרינריים, במיוחד בבעלי חיים עם מבנים ורידיים עמוקים5. טכניקת התקנה לא נכונה של CVC עלולה לגרום למיקום בשוגג במבנים סמוכים, מה שיחייב מיקום מונחה אולטרסאונד או רדיוגרפיה לאחר ההליך של המיקום6. עם זאת, בהשוואה לחדרי ניתוח אנושיים, אולטרסאונד אינו זמין במעבדות מחקר גדולות רבות בבעלי חיים. יתר על כן, שימוש ארוך טווח בצנתרים שוכנים עלול לגרום לקישוט קו, ניקוב, זיהום או חילוץ על ידי בעלי חיים, עם שיבוש אפשרי של טיפול בזמן, ניטור קליני ותוצאות מחקר 4,7. החלפת CVC דורשת משאבים נוספים, כולל רכישת חומרים, תזמון ניתוחים, זמן צום וגישה רדיוגרפית. סיבוכים הקשורים ל- CVC יכולים לפיכך ליצור חסמים טכניים ופיננסיים משמעותיים או הפרעה למחקר תרגומי פרודוקטיבי, במיוחד בחזירים. זיהום על ידי מזון או צואה, גירוד על קירות הכלוב ובעיטות באתרי גירוי עלולים לסכן CVC, והסיכון לסיבוכים הקשורים ל- CVC מוגבר על ידי שימוש ארוך טווח. לפיכך, תחזוקה בטוחה ולא מסובכת של CVC בחזירים דורשת שיקול דעת זהיר של בחירת CVC, מיקום, אבטחה, הגנה, תברואה ומעקב.

צנתר היקמן (HC) המשמש בפרוטוקול זה הוא CVC מנהור עם שרוול פוליאסטר ואחד עד שלושה לומן, המשמש בדרך כלל לגישה תוך ורידית ארוכת טווח בבני אדם ובבעלי חיים 1,4,8,9. גישת הצנתר המנהור נקשרה לשיעורי סיבוכים נמוכים יותר ועלויות תחזוקה נמוכות יותר ביחס לווריאציות שאינן מנהור10,11,12. השרוול מפחית את חילוץ HC על ידי שילוב ברקמות התת עוריות המקיפות את אתר היציאה של העור. העיצוב הרב-לומן מאפשר גם הפרדה בין מתן התרופות לבין שאיבת הדם, ובכך ממזער את הזיהום וחוסר הדיוק בדגימות הדם. למרות זאת, השימוש ב- HC אינו נטול אתגרים, הנפוצים שבהם כוללים שבר, נדידה, חסימה וזיהום13,14,15,16. התקנה ותחזוקה נאותות של HC הן אפוא מיומנויות חיוניות כאשר משתמשים בהן במחקר תרגומי. עם זאת, הספרות הנוכחית מציעה מעט הנחיות לגבי שיטות עבודה מומלצות לשימוש ב-HC בחזירים במהלך ניסויים ארוכי טווח 5,6,17.

מטרת מחקר זה היא להתוות גישה אופטימלית להחדרת HC לווריד הצוואר הפנימי (IJV), אבטחת העור והגנה עמידה הממזערת סיבוכים ואי נוחות ארוכי טווח הקשורים לצנתר בחזירים. נכלל דיון בשיקולים החשובים לשימוש ב-HC, אתגרים פוטנציאליים שעלולים להיתקל בהם ושינויים שעשויים לשפר את איכות הגישה הזו.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל ההליכים בבעלי חיים נערכו בהתאם לפרוטוקול בעלי חיים שאושר על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים באוניברסיטת ג'ונס הופקינס (IACUC). זנים של חזירים זכרים ונקבות שעוברים השמה HC כוללים חזירים מיניאטוריים ממושבת החזירים של בית החולים הכללי של מסצ'וסטס (MGH), חזירי יוקטן וחזירים מוצלבים מיורקשייר מרוכל חקלאי (20-40 ק"ג). גיל החזירים נע בין 3-10 חודשים כאשר הונח HC. HC עשוי להיות ממוקם בכל עת ביחס להליך הניסוי של החיה. עם זאת, מומלץ להניח אותו מראש כדי לאפשר איסוף של ערכי דם בסיסיים. כמו כן, מומלץ לתת לחזיר תקופת התאקלמות של שבוע לפחות לפני שיעבור מניפולציה ניסיונית כלשהי.

1. תכנון טרום אופרטיבי

  1. לפני הניתוח, בקשו מוטרינר לבצע הערכה קלינית יסודית של כל בעלי החיים.
  2. צום את בעלי החיים (ללא מזון מוצק) לפחות 12 שעות לפני ההליך. ספקו מים בכל עת. לשקול את החיות למתן תרופות מבוקר.
  3. ביום הניתוח, יש להרדים את בעלי החיים עם קטמין (20-30 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (2-3 מ"ג/ק"ג תוך שרירית [IM]) מעורבבים במזרק יחיד. במידת הצורך, יש לתת תרופות הרגעה (קטמין וקסילזין) באיטיות תוך ורידי [IV]. השתמש משחה אופתלמית סטרילית על העיניים כדי למנוע התייבשות בזמן הרדמה.
  4. יש להניח צנתר תוך ורידי בווריד האוזן השולי ולתת נוזל תחזוקה במינון של 5-10 מ"ל/(ק"ג∙h) של 0.9% תמיסת מלח או רינגרים מניקים (LRS) לאורך כל ההליך.
  5. כאשר בעל החיים נמצא בשכיבה גבית, הניחו צינור אנדוטרכאלי בגודל מתאים, חברו אותו למכונת ההרדמה, והניחו על אוורור ידני (נשמר על איזופלורן ב 0.5-3% עם 1-2 L O2/min).
  6. לנהל שיכוך כאבים מונע (0.02 מ"ג / ק"ג buprenorphine IV); מתן מנות נוספות של buprenorphine תוך ניתוחית לפי הצורך. מתן אנטיביוטיקה מניעתית (20-22 מ"ג/ק"ג צפזולין IV) 10 דקות לפני תחילת הניתוח ושוב כל 90 דקות תוך ניתוחית. יש לתת פרוטוניקס (0.5-1.0 מ"ג/ק"ג IV) ומרופיטנט ציטראט (1 מ"ג/ק"ג IV) פעם אחת לפני תחילת הניתוח.
  7. לגלח את הצוואר הגחוני והגבי, אשר ישמש כאתר למיקום הצנתר הוורידי המרכזי. בצע הכנה ראשונית של אזור הניתוח באמצעות קרצוף chlorhexidine.
  8. ודא כי החזיר נמצא בתוך מישור מתאים של הרדמה כירורגית. להעריך את עומק ההרדמה על ידי בדיקת טונוס palpebral ו הלסת. במידת הצורך, להגביר את חומר ההרדמה הממסים נדיפים או לתת חומרי הרגעה נוספים (כגון קטמין) IV לאט כדי להשפיע.
  9. מעבירים את החזיר לשולחן הניתוחים.

2. ניטור תוך ניתוחי

  1. בזמן הרדמה תחזוקתית, עקוב ברציפות אחר קצב הלב והאלקטרוקרדיוגרפיה, לחץ הדם הלא פולשני, אוקסימטריית הדופק, הקפנוגרפיה וטמפרטורת הוושט או פי הטבעת, ורשם לפחות כל 15 דקות.
    1. ניטור לא פולשני של לחץ הדם באמצעות שרוול לחץ דם בגפיים או בזנב.
    2. השתמש במכונת הנשמה כדי לווסת בצורה מדויקת יותר את מתן הנשימה וההרדמה בממסים נדיפים. עבור פרמטרים של מכונות הנשמה, ודא כי נפח הגאות הוא בטווח של 5-10 מ"ל / ק"ג. להתאים את קצב הנשימה לאורך כל ההליך בתגובה לעומק ההרדמה של החיה; הגדר את מגבלת הלחץ המרבית ל- 20 מ"מ כספית.
  2. השתמש בשמיכה או כרית אוויר חם מווסתת טמפרטורה לאורך כל הניתוח כדי למנוע היפותרמיה.

3. הכנה כירורגית

  1. להגדיר לפחות שני אנשים להיות סטריליים (מנתח ועוזר) ולפחות שני אנשים להיות לא סטריליים (מחזור הדם והמרדים).
  2. בהרדמה כללית, מקמו את החזיר בשכיבה גחונית על שולחן הניתוחים כשרגליו מאובטחות לייצוב (איור 1).
  3. הכן את שדה הניתוח עם שלושה פילינג לסירוגין של כלורהקסידין ואתנול 70%, ואחריו יונופור על פני העור למשך זמן מגע מינימלי של 10 דקות. בצע הכנה סטרילית של שני התחומים הבאים:
    1. בצד הגחון, להאריך מן הזווית של הלסת לאמצע עצם החזה ולהרחיב דו צדדית לגבול לרוחב של sternocleidomastoid. הניחו מגבות סטריליות לאורך גבולות האזור הסטרילי.
    2. בצד הגבי, להכין את הצוואר הדורסולטרלי ipsilateral כדי IJV המטרה. הניחו מגבות סטריליות מתחת לצוואר הגבי ומעל השדה הגבי כדי לשמור על סטריליות בזמן העבודה בשדה הגחון.
  4. מניחים וילון סטרילי מעל החזיר. חותכים אזור מלבני בווילונות כדי לחשוף את שדה הגחון.
  5. על שולחן סטרילי נפרד, חברו את הלומן הכפול HC לחתיכת היכרות ארוכה.
    1. הברגים מובלעים למתאמי נעילת פיתוי בסוף כל קו לומן (רחב: אדום; צר: לבן). לשטוף את הקווים האדומים והלבנים עם 10 מ"ל של 0.9% מלוחים. לאחר מכן, הדקו את שני הקווים.

4. זיהוי והכנה פנימיים של ורידים ג'וגולריים

  1. בשדה הגחון, בצעו חתך של 4 ס"מ בין קנה הנשימה לבין הגבול המדיאלי של הסטרנוקלידומסטואיד (איור 2). מחלקים את הפלטיזמה ומנתחים את רקמת החיבור כדי לחשוף את ה- IJV על הגבול הלטרלי של שריר הסטרנוקלידומסטואיד.
  2. בודדו 3-4 ס"מ מה-IJV על ידי חלוקת ענפיו עם 4-0 קשרי תפרים מצופים וקלועים שאינם נספגים. יש לנתח באופן היקפי הרחק מרקמת החיבור שמסביב. צרו שני תפרים מצופים וקלועים שאינם נספגים כדי להשהות ולייצב את ה-IJV במהלך החדרת הצנתר (איור 3).
    1. בקצה הגולגולת של ה-IJV, מעבירים פעמיים מתחת לכלי כדי ליצור סביבו לולאה מצופה וקלועה שאינה נספגת.
    2. בקצה הקאודלי של ה- IJV, העבירו קשירת תפר מצופה וקלועה שאינה נספגת פעם אחת מתחת לכלי כדי ליצור קלע.
  3. שחררו את המתיחה מקשרי התפרים. מניחים גזה סטרילית ספוגה במי מלח באתר הניתוח כדי להגן על כלי הדם ולשמור על מיקום הקשירה.

5. הכנת אתר יציאת הצנתר

  1. מקם מחדש את החזיר באמצעות הטיה צידית לכיוון הצד הלא ניתוחי כדי לחשוף את שדה הניתוח הגבי האיפסילטרלי. אבטחו מחדש את הגפיים (איור 4).
  2. בעזרת אזמל להב #10, בצע ניקוב של 0.5 ס"מ בעור באתר יציאת הצנתר הרצוי - 3 ס"מ לרוחב עמוד השדרה ו-5 ס"מ קאודלי לראש (איור 5).

6. החדרה ומנהור של הצנתר

  1. בשדה הגחון, להסיר את הגזה הרטובה ולזהות מחדש את קטע IJV מבודד. בחר אתר הזנת מטרה כדי להכניס את הצנתר תת עורית. ודאו שזה באותו עומק כמו ה-IJV, עמוק יותר מהסטרנוקליידומסטואיד, ובין שני קשרי התפרים המצופים והקלועים שאינם נספגים (איור 6).
    הערה: תבניות תת עוריות צריכות להיות קשרי תפרים קבורים מתחת לעור. מכיוון שהתפרים העוריים העמוקים קשורים מספר פעמים כדי להבטיח יציבות ותחזוקה, הם תופסים לעיתים מקום גדול יותר מהרצוי ועלולים להיחשף דרך העור. שטח קטן זה של חשיפה אינו מדאיג באופן משמעותי, והעור צריך להחלים כראוי למרות שטח קטן זה של חשיפה.
  2. מקם את היד הדומיננטית בשדה הניתוחי הגבי ואת היד הלא דומיננטית בשדה הכירורגי הגחוני. החזק את מבוא HC בתחום הכירורגי הגבי. יש להשהות את יתרת אורכו של הצנתר באוויר מעל השדה הסטרילי.
  3. הכנס את המבוא לאתר ניקוב היציאה עם היד הדומיננטית, והפנה את קצה המכשיר לעבר היד הלא דומיננטית בשדה הגחון.
  4. לדחוף את קצה המבוא באופן שטחי ומדיאלי כדי לנתב את הצנתר דרך רקמת השומן, מרגיש את הופעתו של קצה עם היד הלא דומיננטית. ברגע שהקצה מגיח באתר הכניסה למטרה, משוך את המחדיר והצנתר דרך התעלה התת עורית עד שהשרוול של הקו הראשי נמצא ממש מתחת לפני השטח של העור בשדה הגבי.
  5. חותכים את המבוא מהקו. החלף את הגזה הרטובה באתר כירורגי הגחון.

7. החדרת הצנתר

  1. מקם מחדש את החזיר במצב שכיבה. לאבטח מחדש את הגפיים, להחליף כפפות סטריליות, ולהסיר את הגזה מאתר כירורגי הגחון.
  2. מהדקים את קצות קשרי התפרים המצופים הגולגולתיים והקאודליים וקלועים שאינם נספגים. הניחו את המלחציים על הווילונות, כך שקטע ה- IJV מוגבה מעט.
  3. חתכו את קצה הצנתר בערך לאורך שבו הוא יגיע עד 1/3 מאורך עצם החזה של החזיר.
    הערה: מזער את המניפולציה של קצה הצנתר על ידי מעבר הקצה עם חתך יחיד בניצב לקו כדי למנוע פיצול או סתימה של הקו. לאחר החדרתו, ה-HC אמור להימצא בתוך הווריד הנבוב העליון, מיד גולגולתי לאטריום הימני (איור 7).
  4. בעזרת מלקחיים אדסון-בראון, תפסו את אמצע קטע ה-IJV המבודד. באותה נקודה, בצע חיתוך באמצע הכלי עם מספריים מעוקלים של מצנבאום.
  5. תוך כדי החזקת מקטע ה-IJV עם מלקחיים אדסון-בראון, הכניסו את בוריד הווריד למקטע הקאודלי של כלי הדם (איור 6). תוך שמירה על מתח על קשר התפר הגולגולתי, הכנס והשחיל את קצה הצנתר לתוך כלי הדם באופן קאודלי. לאחר החדרת הצנתר במלואו, קשרו את קשר התפר הקאודלי פעם אחת כדי לאבטח זמנית את ה-HC.
  6. בדוק את הפטנט של שני הקווים מחוץ לשדה הסטרילי באמצעות שאיבת דם ושטיפה באמצעות 3-5 מ"ל של 0.9% מלוחים רגילים ואחריו 5 מ"ל של 100 יחידות USP / מ"ל מלח הפריני.
  7. לאחר אישור הפטנט, קשרו את התפר הקאודלי פי אחד או שניים יותר כדי לאבטח את מקטע ה-IJV הדיסטלי סביב הצנתר התוך-ורידי. קשרו את תפר הגולגולת פעם אחת כדי לחסום את זרימת הדם במקטע IJV.
  8. סגור את אתר הניתוח הגחוני בשכבות: תפרים קטועים פשוטים עם תפר נספג 3-0, ותפרי ריצה תת עוריים עם תפר נספג מונופילמנט 3-0.

8. אבטחת הצנתר

  1. לנטרל את החזיר ולמקם מחדש בשכיבה הגבית. אבטחו מחדש את הגפיים.
  2. הצמידו את ההיפוקמפוס לעור החיה ביותר משלוש נקודות כדי למנוע היפרדות צנתר (איור 8).
    1. לכוון את HC כך שהוא יוצר צורה "U".
    2. זהה את הנקודות: ודא שהנקודה הראשונה נמצאת בטווח של 2 ס"מ מאתר היציאה, הנקודה השנייה נמצאת מעל החלק המפוצל של הצנתר, היכן שהקווים האדומים והלבנים מתפצלים, והנקודה השלישית נמצאת בראש ה- "U" בין שתי הנקודות הראשונות.
    3. בכל נקודה, הניחו חתיכה של ~3 ס"מ של סרט רפואי בגודל 1 אינץ' מעל הצנתר כדי ליצור כנף בכל צד. עם תפר פוליפרופילן סינתטי 0, מונופילמנט, שאינו נספג, מהדק כל כנף לעור באמצעות תפר קטוע פשוט אחד. בנקודה השנייה מעל החלק המפוצל, מוסיפים תפר קטוע יחיד דרך הרווח בין שני הקווים ומוודאים שהקשר מונח על גבי הסרט כדי למנוע גירוי.
      הערה: בהתאם לגודל אתר ניקוב הצוואר הגבי, ניתן להציב תפר פשוט קטוע כדי להקטין את הגודל ולמזער את הסיכון לתזוזת קטטר בשוגג מהעור. יש לוודא שהשרוול סביב הצנתר נשאר תת עורי.
    4. בדוק את הפטנט של הקו הלבן והקו האדום מחוץ לשדה הסטרילי באמצעות שאיבת דם ושטיפה באמצעות 10 מ"ל של 0.9% מלח רגיל ו -10 מ"ל של מי מלח הפריניזציה.
  3. צרו צווארון מגן.
    1. יש לעטוף 4 בריפוד כותנה סביב הצוואר שלוש עד ארבע פעמים באופן הבא:
      1. מתחילים בצוואר הגבי בפינה השמאלית-גולגולתית, עוטפים באלכסון לכיוון הפינה הימנית-קאודלית, מעל או מתחת לקווים האדומים והלבנים. עוטפים מתחת לצוואר לכיוון הפינה השמאלית-קאודלית. גלשו באלכסון לכיוון פינת הגולגולת הימנית, מעל או מתחת לקווים האדומים והלבנים, ולאחר מכן גלשו לנקודת ההתחלה בפינה השמאלית של הגולגולת. מעבר לסירוגין מעל ומתחת לקווים האדומים והלבנים עם כל עטיפה עוקבת.
        הערה: הקולר צריך לכסות לחלוטין את אתרי חיבור העור ואת הקו הראשי של HC. יש להשאיר רק את הקווים האדומים והלבנים בחוץ ולהנגיש.
    2. עטפו 3 או 4 בסרט הדבקה אלסטי סביב הצוואר שלוש או ארבע פעמים באותו אופן כמו ריפוד הכותנה (שלב 8.4.1). אם התחבושת מכסה את הקווים, צרו חריץ בתחבושת כדי להכיל אותם.
      הערה: יש להקפיד לא לעטוף שכבה זו חזק מדי - אצבע אמורה להיות מסוגלת להחליק בקלות מתחת לצווארון המגן באופן היקפי.
    3. עם תפר פוליפרופילן סינתטי 0, מונופילמנט, שאינו נספג, תופרים כל פינה בקצה התחבושת לשכבות שמתחתיה כדי לשמור על מיקומה.
    4. עם תפר פוליפרופילן סינתטי 0, מונופילמנט, שאינו נספג, מהדק את הצווארון לעור על ידי קשירת תפר מזרן אופקי לרוחב עמוד השדרה הן בקצה הגולגולתי והן בקצה הקאודלי. ודא כי הקשרים מונחים על גבי התחבושת.
    5. צרו שקית צנתר כדי להגן ולאחסן את הקווים האדומים והלבנים (איור 9).
      1. חותכים חתיכת סרט דבק אלסטי באורך ~100 ס"מ וברוחב ~7.5 ס"מ.
      2. מדוד קטע ~ 16 ס"מ של קלטת. קפלו את סרט הדבק על עצמו כך שדפנות הדבק פונות זו לזו ליצירת דש בקוטר 16 ס"מ עם שתי שכבות נייר דבק. עם הקלטת הנותרת, חזרו על התהליך הזה פעמיים נוספות כדי ליצור שלושה דשים באורך שווה בצורת "W" (איור 10).
      3. קפלו את זנב הסרט הנותר על קצה שלושת הדשים. כאשר הזנב מכוון למעלה, מספר את הדשים 1-3 מלמעלה למטה. מספר את הצדדים 1-4, החל מקצה הזנב ונע בכיוון השעון.
      4. בצד 4, הסירו רסיס באורך מדש 2, למעט 1 ס"מ משני קצותיו. ודא שרוחב הרסיס הוא ~ 1 ס"מ.
      5. שימוש בתפר 0 מצופה וקלוע שאינו נספג לביצוע תפרי ריצה: תפירת דשים 1 ו-3 יחד בצד 4, דשים 1, 2 ו-3 יחד בצד 3, ודשים 1 ו-2 יחד בצד 2. חותכים חור של 2 ס"מ דרך מרכז דש 1.
    6. כאשר דש 1 פונה כלפי מטה, יישרו את החור עם הנקודה שבה הקווים יוצאים מהצווארון, וכוונו את השקית כך שהפתח יהיה קאודלי. ודאו שהפאוץ' נמצא בקו האמצע או מעט לרוחב לצוואר הגבי.
    7. משוך את הקווים האדומים והלבנים דרך החור בדש 1. ודאו שהקווים שטוחים בין דש 1 ל-2, כאשר דש 3 פונה כלפי מעלה (איור 8).
    8. באמצעות תפר פוליפרופילן סינתטי 0, מונופילמנט, שאינו נספג, מהדק את השקית לצווארון עם תפר פשוט קטוע בכל פינה ובאמצע לאורך כל קצה. אין לתפור דרך העור.

9. טיפול לאחר הניתוח

  1. לאחר התאוששות מההרדמה, יש להחזיר את החזיר לכלוב הביתי שלו. בשל אופי הלעיסה של החזיר, יש לוודא שהחזיר שוכן ביחידות כדי למנוע הוצאת קטטר על ידי חזיר ספציפי. אם אתם נמצאים ליד חזירים אחרים, הניחו מחסום למניעת לעיסת הצנתר בין הכלובים.
  2. במהלך התקופה המיידית שלאחר הניתוח, לפקח על החיה לפחות מדי יום עבור סימנים של כאב, זיהום, וריפוי. קצב הנשימה, קצב הלב, הטמפרטורה, האנרגיה, התיאבון וצריכת המים הם אינדיקטורים בריאותיים טובים בתקופה זו. יש לתת מינונים נוספים של משכך כאבים (למשל, 0.12 מ"ג/ק"ג שחרור מתמשך של בופרנורפין [SR] LAB כל 48 שעות) אם מתפתחים סימני כאב. ביצוע תחזוקת קטטר (שלב 10) ובדיקה חזותית של אתר הניתוח מדי יום, החל מהיום שלאחר הניתוח (POD) 1.
    הערה: חוקרים הבוחרים לאמץ טכניקת החדרת צנתר היקמן זו יכולים לשנות הליך זה עם שיכוך כאבים רב-מודאלי; עם זאת, NSAIDs עשויים לשנות את ממצאי המחקר בהתאם לאלמנטים אחרים של תכנון הניסוי. זה צריך להיחשב לפני תכנון משטר שיכוך כאבים.
  3. לאחר החלמת מקום הניתוח של הצנתר, יש לבצע בדיקות ניטור תחזוקה של בעל החיים: לבצע מדידות משקל גוף שבועיות ולבצע בדיקות חזותיות במהלך תחזוקת הצנתר היומי. יש להתייעץ עם וטרינר אם מתפתחים סימנים של זיהום, כגון ירידה בתיאבון או ירידה באנרגיה. אם יש צורך בספירת דם מלאה, יש לאסוף דם מהקו האדום.
    הערה: לויקוציטוזיס המאופיין בנויטרופיליה נצפה לעתים קרובות בבעלי חיים עם זיהום.

10. תחזוקת צנתרים

  1. ייעד את הקו האדום הרחב יותר אך ורק לשאיבת דם ואת הקו הלבן הצר יותר אך ורק למתן תרופות. תמיד לטפל בצנתר עם כפפות ידיים.
    הערה: תפקידים אלה עשויים להיות שונים בהתאם לעיצוב המחקר.
  2. יש לשטוף את הקו האדום (שאיבת הדם הייעודית) מדי יום כדי להעריך את הפטנט ולמנוע קרישה, באופן הבא:
    1. השתמשו בטכניקה אספטית: נגבו את הקלאווה ואת קצה המזרק עם פד אלכוהול בין כל שלב. אם הקלאווה או המזרק הופכים לא סטריליים, החליפו את החומר המזוהם לפני שתמשיכו.
    2. לשטוף 1 מ"ל של 0.9% מלוחים לתוך הקו. ודא שהנוזל מסוגל לשטוף ללא כוח מוגזם על מנת למנוע דחיפת קרישי דם מהקו לתוך החיה.
    3. משוך לאחור 2 מ"ל של נוזל. אשר את פטנטיות הקו על ידי התבוננות בנוזל שנסוג לאחור הוא דם אדום כהה.
    4. אם יש צורך בשאיבת דם, חברו מזרק ריק כדי למשוך בחזרה את כמות הדם המתאימה.
      הערה: אם נלקח דם עודף, ניתן להחזיר דם לחיה על ידי דחיפתו חזרה דרך הקו כדי להפחית את איבוד הדם. זה צריך להיעשות רק אם מזרק המכיל דם המשיך להיות מטופל באמצעות טכניקה אספטית. אין להחזיר דם מזוהם לקו המרכזי.
    5. יש לשטוף את הקו ב-5 מ"ל של 100 USP/מ"ל מי מלח שעברו הפריניזציה, או כמות הדרושה לשטיפת הקו כולו. מהדקים את הקו. מחזירים את הקו לנרתיק המגן, נזהרים לא לקשקש או לקשור את הקו.
  3. יש לשטוף את הקו הלבן (טיפול תרופתי מיועד) מדי יום כדי להעריך את הפטנט ולמנוע קרישיות באופן הבא:
    1. השתמשו בטכניקה אספטית: נגבו את הקלאווה ואת קצה המזרק עם פד אלכוהול בין כל צעד. אם הקלאווה או המזרק הופכים לא סטריליים, החליפו את החומר המזוהם לפני שתמשיכו.
    2. לשטוף 1 מ"ל של 0.9% מלוחים לתוך הקו. ודא שהנוזל מסוגל לשטוף ללא כוח מוגזם על מנת למנוע דחיפת קרישי דם מהקו לתוך החיה.
    3. מתן תרופות באמצעות קו זה במהירות ודילול ספציפיים לתרופות. לשטוף את הקו עם 1-3 מ"ל של 0.9% מלוחים בין תרופות.
    4. יש לשטוף את הקו ב-5 מ"ל של 100 USP/מ"ל מי מלח שעברו הפריניזציה, או כמות הדרושה לשטיפת הקו כולו. מהדקים את הקו. מחזירים את הקו לנרתיק המגן, נזהרים לא לקשקש או לקשור את הקו.
  4. בדוק את המובלעות מדי יום עבור סימנים של תפקוד לקוי, שבירה, או זיהום גלוי עם דם, מזון, או צואה. אם כן, החלף את המובלעת באופן מיידי. בדוק חזותית את נרתיק היקמן ואת צווארון המגן מדי יום כדי לוודא שהתפרים שהונחו בשלבים 8.2 ו-8.3 נותרו שלמים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

מעל 100 חזירים עברו החדרה מוצלחת של HC במעבדה שלנו. ניתן למקם ולאבטח את ההיפוקמפוס בצורה בטוחה ונכונה תוך פחות משעה אחת עם מנתח, עוזר, מחזור דם ומרדים. הכנת שקית הצנתר אורכת בערך 15-20 דקות. הטכניקה פשוטה וקלה ללימוד ובוצעה על ידי וטרינרים, מתמחים כירורגיים וסטודנטים לרפואה בעקבות הוראות מפוקחות.

HCs נותרו במקומם ללא סיבוכים או תיקון במשך עד 8 חודשים. בקבוצה מייצגת שנערכה לאחרונה של 32 חזירים עם נקודות קצה שנעו בין 8 ל-132 ימים, 78.13% מהחזירים נשארו פטנט עד לנקודת הסיום של הניסוי (

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

בעוד CVC משרתים מגוון רחב של פונקציות במחקר גדול בבעלי חיים, הספרות הנוכחית חסרה גישה מוסכמת לשימוש בטוח ובר קיימא בניסויים ארוכי טווח במשך 30 יום. ההליך ההדרגתי של פרוטוקול זה להחדרת HC, אבטחת העור ואחסון בשקיק בעבודת יד עבר התאמות משמעותיות לשיפור האיכות. ככזה, פרוטוקול זה מציג טכניקה לשימוש ב-HC המאפשרת גישה יעילה ויעילה לעירוי תוך ורידי תוך הבטחת רווחת בעלי החיים ומזעור סיבוכים.

יישומים קליניים ומחקריים של פרוטוקול זה
חזירים משמשים בתחומים רבים של מחקר ביו-רפואי, והשימו...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

לאף אחד מהמחברים אין אינטרס כלכלי באף אחד מהמוצרים, המכשירים או התרופות המוזכרים בכתב יד זה.

תודות

ברצוננו להכיר בתמיכת הצבא, הצי NIH, חיל האוויר, VA וענייני בריאות בנוגע למאמץ AFIRM II תחת הפרס CTA05: W81XWH-13-2-0052 ו- CTA06: W81XWH-13-2-0053. פעילות רכש המחקר הרפואי של צבא ארה"ב, רחוב צ'נדלר 820, פורט דטריק MD 21702-5014, היא משרד הרכש המעניק ומנהל. דעות, פרשנויות, מסקנות והמלצות הן של המחבר ואינן בהכרח מאושרות על ידי משרד ההגנה. בנוסף, ברצוננו להודות על תמיכת תוכניות המחקר הרפואי המכוונות על ידי הקונגרס של משרד ההגנה (CDMRP), תוכנית המחקר להשתלות משחזרות (RTRP), באמצעות פרסים W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 ו- W81XWH18-1-0795. ברצוננו גם להכיר במחלקה לכירורגיה פלסטית ומשחזרת ובבית הספר לרפואה של אוניברסיטת ג'ונס הופקינס. בנוסף, ברצוננו להודות לכל הצוות הווטרינרי, כולל מלאני אדמס, קארן גוס, היילי סמוט, קיילה שונביסקי וויקטוריה מנהן.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
#10להב MedlineMDS15110
0.9% נתרן כלורי סטריליבקסטר 2F7123
0-0 מצופה וקלוע תפר לא נספגCovidienS-196
0-0 סינטטי, מונופילמנט, תפר פוליפרופילן בלתי נספגEthicon8690H
1 אינץ' סרט רפואי3M1548S-1
10 יחידות USP / מ"ל הפרין סומקבקטון, דיקינסון וחברה306424
3-0 תפר נספג קלועCovidienSL-636 (מחט חיתוך), GL-122 (מחט מתחדדת)
3-0 תפר נספג מונופילמנטCovidienSM-922 (מחט חיתוך), CM-882 (מחט מתחדדת)
4-0 מצופה וקלוע קשרי תפרים שאינם נספגיםEthiconA303H
70% אתנולVedcoVINV-IPA7
מלקחיים לרקמות אדסוןMPM אספקה רפואית132-508
מלקחיים אדסון-בראוןMPM אספקה רפואית106-2572
שמיכה וכרית חימום אוויר3M Bair HuggerUPC 00608223595770
Backhaus מהדק מגבתMPM אספקה רפואית117-5508
מחזיק מחט חוםMPM אספקה רפואית110-1513
בופרנורפיןPAR פרמצבטיקה3003408B
CefazolinHikma Farmacuetica (פורטוגל)PLB 133-WES/1
ChlorhexidineVet One501027
ClaveBaxter7N8399
ריפוד כותנהMedlineNON6027
Debakey מלקחייםMPM אספקה רפואית106-5015
סרט תחבושת דבק אלסטי3M
מלקחיים יתושים הלסטדMPM אספקה רפואית115-4612
מערכות גישה לקטטר היקמן603710
ערכת תיקון קטטר היקמן, 7Fr, מחברים אדומים ולבניםמערכות גישה לבארד0601690 (אדום), 0601680 (לבן), 502017
מלקחיים המוסטטיים של קליMPM אספקה רפואית115-7014
קטמיןוטרינר אחד383010-03
טבעות חלבבקסטר2B2324X
ציטראט מרופיטנטZoetis106
מספריים מאיוMPM אספקה רפואית103-5014
מספריים מצנבאוםMPM אספקה רפואית132-711
PantoprazoleJH PharmacyNDC 0143-9284-10
ידית להב אזמלMedlineMDS10801
Vein PickSAI טכנולוגיות עירויVP-10
משחת עיניים וטרינריתDechraIS4398
XylazineVet One510004
XH002016489

מקורות

  1. Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
  2. Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M. Central Venous Catheter. StatPearls. , StatPearls Publishing. (2022).
  3. Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
  4. Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
  5. Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
  6. Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
  7. Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224(2020).
  8. Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
  9. Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
  10. Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
  11. Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
  12. Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
  13. da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385(2021).
  14. Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
  15. Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
  16. Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
  17. Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886(2021).
  18. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR Journal. 47 (4), 358-363 (2006).
  19. Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  20. Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
  21. Svendsen, O. The minipig in toxicology. Experimental and Toxicologic Pathology. 57 (5-6), 335-339 (2006).
  22. Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
  23. Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
  24. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475(2013).
  25. Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
  26. Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
  27. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  28. Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238(2017).
  29. Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

קתטר ורידי מרכזיהשחלת קתטרתחזוקת קתטרגישה לווריד הג'וגולרסיבוכי קתטרמחקר בבעלי חיים גדוליםפתיחות הקתטר
שימוש בצנתר היקמן לגישה ארוכת טווח לכלי דם במודל חזירי פרה-קליני
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.