הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

ייצור יעיל של תאי קולטן אנטיגן כימרי (CAR)-T

5.3K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/65887

⸱

2 בפברואר 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Columbia University, 2Department of Microbiology & Immunology, Vagelos College of Physicians and Surgeons, Columbia University, 3Herbert Irving Comprehensive Cancer Center, Columbia University, 4Data Science Institute, Columbia University

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מייעל את הייצור הווקטורי הרטרו-ויראלי ואת התמרת תאי T מורין, ומאפשר ייצור יעיל של תאי CAR-T בעכבר.

תקציר

טיפולים תאיים מהונדסים המשתמשים בתאי קולטן אנטיגן כימרי (CAR)-T השיגו יעילות יוצאת דופן באנשים עם ממאירויות המטולוגיות ונמצאים כעת בפיתוח לטיפול בגידולים מוצקים מגוונים. עד כה, ההערכה הראשונית של תוצרי תאי CAR-T חדשים התרחשה בעיקר במודלים של גידולי קסנוגרפט באמצעות עכברים מדוכאי חיסון. גישה זו נבחרה כדי להקל על קליטה מוצלחת של תאי CAR-T אנושיים בסביבה הניסויית. עם זאת, מודלים סינגניים של עכברים, שבהם גידולים ותאי CAR-T נגזרים מאותו זן עכבר, מאפשרים הערכה של טכנולוגיות CAR חדשות בהקשר של מערכת חיסון מתפקדת ומיקרו-סביבה מקיפה של הגידול (TME). הפרוטוקול המתואר כאן נועד לייעל את תהליך ייצור תאי CAR-T בעכבר על ידי הצגת שיטות סטנדרטיות להתמרה רטרו-ויראלית ולתרבית תאי T ex vivo . השיטות המתוארות בפרוטוקול זה יכולות להיות מיושמות על מבני CAR אחרים מעבר לאלה המשמשים במחקר זה כדי לאפשר הערכה שגרתית של טכנולוגיות CAR חדשות במערכות הכשירות למערכת החיסון.

מבוא

טיפולים מאומצים בתאי T המבטאים קולטני אנטיגן כימריים (CARs) חוללו מהפכה בתחום האימונותרפיה לסרטן על ידי רתימת כוחה של מערכת החיסון הנרכשת כדי להתמקד ספציפית בתאי סרטן חיוביים לאנטיגןולחסל אותם 1. בעוד ההצלחה של טיפולים בתאי CAR-T המכוונים לממאירויות של תאי B אוששה קלינית, מחקרים פרה-קליניים שבוצעו במודלים של בעלי חיים נותרו חיוניים לפיתוח CARs חדשים המכוונים לגידולים מוצקים. עם זאת, יעילות קלינית מוגבלת הוכחה באינדיקציות גידול מוצקות עד כה, ומתברר יותר ויותר כי מודלים פרה-קליניים בודדים אינם מנבאים במדויק את הפרמקודינמיקה והיעילות הקלינית של תרופה חיה 2,3. לכן, החוקרים החלו להרחיב את המחקר הפרה-קליני של תוצרי תאי CAR-T כך שיכלול הערכות מקבילות בקסנוגרפט ובמודלים סינגניים של סרטן אנושי וסרטן מורין, בהתאמה.

בניגוד למודלים של קסנוגרפט, שבהם גידולים אנושיים ותאי T מושתלים בעכברים מדוכאי חיסון, מודלים סינגניים מאפשרים לבחון תגובות של תאי CAR-T בהקשר של מערכת חיסון מתפקדת. באופן ספציפי, עכברים בעלי כשירות חיסונית הנושאים גידולים סינגניים מספקים מערכת לחקר האינטראקציה בין תאי T שהועברו באופן מאומץ לבין מילייה ספציפי להקשר - כולל מקרופאגים הקשורים לגידול (TAMs) ותאי T רגולטוריים (Tregs) הידועים כמדכאים את תפקוד תאי T במיקרו-סביבה של הגידול (TME)4,5,6. יתר על כן, מודלים סינגניים מציעים פלטפורמה נוספת להערכת רעילות ממוקדת, מחוץ לגידול, ואינטראקציה של תאי CAR-T עם גורמים מארחים שעלולים להוביל לרעילות נוספת, כולל תסמונת שחרור ציטוקינים7.

למרות יתרונות אלה, מספר המחקרים הסינגניים בתאי CAR-T נותר מוגבל. יש לציין כי מודלים סינגניים דורשים הנדסה אוטולוגית של תאי CAR-T מאותו זן עכבר ולכן מהווים אתגר נוסף בשל היעדר מתודולוגיה להתמרה יעילה של תאי T מורין והרחבת ex vivo 2,8. פרוטוקול זה מתאר את השיטות להשגת ביטוי CAR יציב באמצעות ייצור וקטורים רטרו-ויראליים והתמרה אופטימלית של תאי T. סכמה של התהליך כולו מוצגת באיור 1. השימוש בגישה זו מדגים התמרה רטרו-ויראלית יעילה של תאי CAR-T מורין והשגת ביטוי CAR גבוה ללא צורך בריכוז נגיפי באמצעות אולטרה-צנטריפוגה. אסטרטגיות לשינוי ספציפיות האנטיגן של מבנה CAR נדונות בנוסף לביטוי משותף של טרנסגנים נוספים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל ההליכים בבעלי חיים בוצעו באישור הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (אוניברסיטת קולומביה, פרוטוקולים AC-AABQ5551 ו-AC-AAAZ4470) באמצעות עכברות BALB/c או CF57BL/6 בנות 6-8 שבועות במשקל של בין 20-25 גרם. בעלי החיים התקבלו ממקור מסחרי (ראו טבלת חומרים). פרוטוקול זה בנוי סביב "הימים שלאחר ההפעלה" של תאי T מורין, וייצור נגיפים מתחיל ביום -2. רטרו-וירוס יכול להיות מאוחסן ב -80 ° C לאחר הייצור הראשוני, ולשימוש עתידי של פרוטוקול זה, ניתן להתחיל עם שלב 2, בידוד תאי T והפעלה ביום 0.

1. ייצור וקטור רטרו-ויראלי

הערה: המוצרים הנגיפיים נעשו פגומים בשכפול על ידי הפרדת גני האריזה לשני פלסמידים נפרדים (ראה טבלת חומרים), מה שמקטין מאוד את הסבירות לאירועי רקומבינציה וייצור לא מכוון של וירוס כשיר שכפול.

  1. הכינו את תאי הפניקס אקו יום אחד לפני הטרנספקציה (הליך יום -2).
    1. צלחת בערך 1 x 107 תאים בצלחת 15 ס"מ מטופלת TC או צלוחיות תרבית T150, באמצעות 30 מ"ל של מדיום תרבית (מדיום תרבית הפניקס אקו, כמפורט בטבלה 1).
    2. לדגור לילה ב 37 °C (77 °F). לאחר 18-24 שעות, התאים צריכים להיות כ 70% confluent ומופץ באופן אחיד כדי להבטיח תשואה ויראלית גבוהה ללא צמיחת יתר.
      הערה: לקבלת תוצאות מיטביות, יש להשתמש בתאים עם מעבר נמוך ולעבור אותם יום לפני הציפוי לייצור נגיפי. אין לאפשר לתאי הפניקס אקו לגדול יתר על המידה במהלך תרבית שגרתית.
  2. הכינו את תערובת הטרנספקציה המכילה את ריאגנטים ליפופקציה ומשפרים, pCL-Eco (Gag/Pol) ופלסמיד ביטוי pMSCV (pMSCV_PGK_mGFP28z) במדיה מופחתת בסרום (ראו טבלת חומרים) (הליך יום -1).
    הערה: יש לבצע טרנספקציה משותפת ביחס של 1:1 של pMSCV ו-pCL-Eco.
    1. הכינו את צינור A: דללו 105 מיקרוליטר של מגיב הטרנספקציה ב-3.75 מ"ל של מדיום סרום מופחת לכל צלחת של 15 ס"מ וערבבו היטב על ידי ערבול או פיפטינג למעלה ולמטה.
    2. הכן צינור B: לדלל פלסמיד ביטוי pMSCV (21 מיקרוגרם) ו- pCL-Eco (21 מיקרוגרם) עם מגיב משפר 90 מיקרוליטר ל- 3.75 מ"ל של מדיום סרום מופחת לכל צלחת של 15 ס"מ. מערבבים היטב על ידי פיפטינג למעלה ולמטה.
      הערה: אם אתם מייצרים מוצרים נגיפיים מרובים, הגדירו תערובת אב המכילה pCL-Eco ואת מגיב המשפר.
    3. מוסיפים את צינור A לצינור B ומערבבים היטב על ידי פיפטינג. יש לדגור במשך 10-20 דקות בטמפרטורת החדר, והתוצאה היא נפח כולל של כ-7.5 מ"ל.
    4. הסר בזהירות 10 מ"ל של מדיה של תרבית תאים מלוח Phoenix Eco והוסף את כל נפח תערובת הטרנספקציה למדיה הנותרת על ידי הטיית הצלחת והפיפטינג כלפי מטה. החזרת תאים לאינקובטור של 37 מעלות צלזיוס.
  3. שנה את המדיה על תאי Phoenix Eco נגועים 16-20 שעות לאחר הטרנספקציה (הליך יום 0).
    1. סרום טרום חם ו-β-מרקפטואתנול (2-ME, ראו טבלת חומרים) ללא תאי מורין T בינוניים (קציר נגיפי mTCM, כמפורט בטבלה 1) עד 37°C באמצעות אמבט מים או חרוזים.
    2. הסר בזהירות את מדיום התרבות Phoenix Eco על ידי הטיית הצלחת והנחת קצה פיפטה בפינה התחתונה, באמצעות ואקום במידת האפשר. הימנעו מייבוש יתר של התאים.
    3. הוסיפו בעדינות את מדיום הקציר הנגיפי mTCM המחומם לצד הצלחת המוטה על ידי פיפטציה של 30 מ"ל במצב האיטי ביותר. החזרת תאים לאינקובטור של 37 מעלות צלזיוס.
      הערה: שלב זה יכול לגרום לתאי Phoenix Eco להתנתק מהצלחת ולהפחית את הטיטרים הנגיפיים. מדיה מחוממת מראש ופיפטינג עדין ימזערו את ההפרעה.
  4. קצור את supernatant ויראלי 48 שעות לאחר transfection (הליך יום 1).
    1. קצרו את הסופרנאטנט הנגיפי וסננו אותו דרך מסנני PVDF של 0.45 מיקרומטר (ראו טבלת חומרים) כדי להסיר תאים ופסולת. Aliquot ולהקפיא את הנגיף ב -80 ° C או להמשיך ישירות ליום 1 של שלב 3 אם באמצעות וירוס טרי.
    2. לקבוע את titer ויראלי (יחידות מתמר/mL) על ידי ציטומטריית זרימה,כפי שתואר קודם 9. שלב זה הוא אופציונלי.
      1. קבע את הטיטר הנגיפי על ידי התמרה בקנה מידה קטן של 1 x 105 תאי T מורין פעילים בלוחות 96 בארות שאינם מטופלים בתרבית רקמה (TC), מצופים מראש ברטרונקטין (ראה טבלת חומרים) ועמוסים בדילול סדרתי משולש של סופרנאטנט רטרו-ויראלי בנפח סופי של 100 μL של מדיום קציר נגיפי mTCM.
        הערה: ראה שלבים 2 ו- 3 להלן לקבלת הוראות מפורטות על בידוד, הפעלה והעברה של תאי T.
      2. קביעת ביטוי פני השטח של CAR 4-5 ימים לאחר הטרנסדוקציה על ידי ציטומטריית זרימה.
      3. חשב את הטיטר הנגיפי על פי הנוסחה10: (N x F x D)/V, כאשר N הוא מספר התאים המותמרים, F הוא התדירות של תאים חיוביים ל- CAR, D הוא גורם הדילול, ו- V הוא נפח ההמרה ב- mL לקבלת יחידות מתמרים (TU)/mL.
        הערה: טיטר נגיפי עשוי לרדת בעת הקפאה/הפשרה; לכן, titer ויראלי נקבע באופן אידיאלי על וירוס קפוא ולאחר מכן מופשר.

2. בידוד תאי T מורין

  1. בודד והפעל תאי T מורין (הליך יום 0).
    הערה: שלבים אלה יכולים להתבצע בטמפרטורת החדר (RT) או 4 °C ויש לבצע אותם בסביבה סטרילית.
    1. קצרו את הטחול מזן העכבר המעניין (למשל, Balb/c, C57BL/6) כפי שתואר קודם לכן11 וקבלו תרחיף חד-תאי באמצעות דיסוציאציה מכנית.
    2. בעזרת גב מזרק סטרילי, מרסקים את הטחול דרך מסננת תאים של 70-100 מיקרומטר לתוך צינור חרוטי של 50 מ"ל.
    3. לאחר הנחת המזרק בצד, שטפו את המסננת עם 5 מ"ל של מאגר בידוד תאי T (מלח חוצץ פוספט, PBS, בתוספת סרום בקר עוברי 2%, FBS).
    4. חזור על שלב המעיכה ושטוף את המסננת פעם נוספת עם 5 מ"ל של מאגר בידוד תאי T. הבא את הנפח הסופי ל- 50 מ"ל עם מאגר בידוד תאי T.
    5. ספור תאים חיים באמצעות המוציטומטר ידני או מונה תאים אוטומטי על-ידי דילול ביחס של 1:20 ולאחר מכן ערבוב ביחס של 1:1 עם כחול טריפאן.
    6. גלול את התאים על ידי צנטריפוגה במשך 10 דקות ב 450 x גרם, ב 4 ° C (או RT), ו resuspend spleenocytes ב 1 x 108/mL אם באמצעות ערכת בידוד תאי T המומלצת (ראה טבלה של חומרים).
      הערה: ניתן למתוח מחדש טחול באמצעות מסננת של 40-70 מיקרומטר בשלב זה כדי להסיר גושים.
  2. בודד תאי CD3+ T על-ידי בחירה שלילית בהתאם להוראות היצרן (ראה טבלת חומרים). לאחר ההפרדה המגנטית, העבירו את המבודד לצינור חרוטי של 15 מ"ל ובצעו ספירת תאים חיים סופית.
  3. שחררו את תאי ה-T המבודדים באמצעות צנטריפוגה למשך 10 דקות ב-450 x גרם, ב-4°C (או RT), והשהו אותם מחדש ב-1 x 106/mL בתווך הפעלת mTCM (טבלה 1).
  4. הפעל תאי T על ידי הוספת חרוזים מגנטיים מצופים נוגדנים חד-שבטיים נגד CD3/anti-CD28 (ראה טבלת חומרים) ביחס של 25 μL/1 x 10,6 תאי T ו-100 U/mL IL-2.
  5. הניחו את התאים באינקובטור בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס והשאירו אותם למשך הלילה.
    הערה: בשל גודלם הקטן של תאי T, ניתן להשיג ספירה מדויקת יותר של תאי T חיים על ידי דילול ביחס של 1:10-1:20 וערבוב של 1:1 עם כחול טריפאן לספירה ידנית באמצעות המוציטומטר. טוהר עשוי להיקבע על ידי ציטומטריית זרימה על ידי צביעת תאים עם נוגדן αCD3 מצומד פלואורסצנטית. כל טחול יניב בין 7-10 x 10 6תאי T בהתאם לגיל ולזן של העכבר.

3. התמרת תאי T מורין

  1. הכינו צלחות להתמרה (הליך יום 0).
    1. ציפוי מראש צלחות סטריליות 24 בארות לא מטופלות עם 0.5 מ"ל של מגיב משפר התמרה פיברונקטין אנושי (ראה טבלת חומרים) בריכוז סופי של 20-40 מיקרוגרם / מ"ל על ידי דילול אותו PBS סטרילי ולאחסן ב 4 ° C למשך הלילה.
      הערה: שלב זה יכול להתבצע גם ביום הראשון על ידי ציפוי צלחות 24 בארות שאינן מטופלות עם מגיב הטרנסדוקציה ודגירתן בטמפרטורת החדר למשך שעתיים.
  2. בצע התמרה של תאי T (הליך יום 1).
    1. מכינים את הצלחת המצופה מראש להתמרה. הסר את מגיב ההעברה מכל באר של צלחת 24 בארות מצופה מראש ובלוק עם נפח שווה ערך של PBS מסונן סטרילי + אלבומין בסרום בקר 2% (BSA) (0.5 מ"ל) למשך 30 דקות ב- RT.
    2. לשטוף פעם אחת עם 0.5-1 מ"ל של PBS.
  3. הוסף 0.5-1 מ"ל של רטרו-וירוס מסודר משלב 1 או מדולל על בסיס טיטר נגיפי לכל באר מצופה מראש וצנטריפוגה למשך 90 דקות ב 2,000 x גרם ו 32 ° C.
  4. הוסף 1 מ"ל של תאי T פעילים לכל באר טעונה נגיפית וצנטריפוגה למשך 10 דקות ב 450 x גרם ו 32 ° C. להחזיר תאים לאינקובטור של 37 מעלות צלזיוס בן לילה.
  5. 24 שעות לאחר הטרנסדוקציה, הסר 1-1.5 מ"ל של מדיה של תרבית תאים והחלף אותה ב- 1-1.5 מ"ל של mTCM-שלם ו- 10 ננוגרם/מ"ל של IL-7 ו- IL-15 אנושיים רקומביננטיים (ראה טבלת חומרים). החזרת תאים לאינקובטור של 37 מעלות צלזיוס (הליך יום 2).
    הערה: במהלך תרבית ex vivo , יש להוסיף 10 ng/mL של ציטוקינים לתרבית כל 48 שעות, ואין לדלל תאי T מעבר ל-1 x 106/mL.
  6. 48 שעות לאחר הטרנסדוקציה, מעבירים תאים מצלחת הטרנסדוקציה לצלחת טרייה של 24 בארות או 6 בארות ומחזירים תאים לאינקובטור של 37 מעלות צלזיוס (הליך יום 3).
    הערה: יכולת הקיום של תאי T עשויה להשתפר על-ידי העברת תאים ב-24 שעות עד יומיים לאחר הטרנסדוקציה, בהתאם ליכולת הקיום של תאי T מתחילים ולטיטר נגיפי.
  7. בטל את חרוז תאי T ואשר ביטוי CAR (הליך יום 5-6).
    1. השהה מחדש ביסודיות תאים כדי לנתק תאי T פעילים מהחרוזים המצופים αCD3 / CD28 (ראה טבלת חומרים) והנח את תרחיף התא על מגנט למשך 30 שניות. מעבירים את תרחיף התא לכלי התרבית הרצוי ex vivo ומחזירים אותו לאינקובטור של 37 מעלות צלזיוס.
      הערה: תאי T עשויים להיות מתורבתים בצלוחיות תרבית או בצלחות תרבית עמוקות. מומלץ לצלוח לפחות 5 x 106 תאי T ב 30 מ"ל של מדיום mTCM-שלם לכל באר בבאר עמוקה של צלחת בפורמט 6 בארות (ראה טבלת חומרים).
    2. קביעת ביטוי CAR לפי ציטומטריית זרימה8.
      הערה: ביטוי GFP-CAR נקבע על ידי דגירה עם 100 ננוגרם/מ"ל של GFP מטוהר. שילוב של תג אפיטופ N-terminal יקל על איתור מבני CAR חלופיים.
  8. בצע תרבית ex vivo של תאי CAR-T (הליך יום 7-10).
    1. במהלך תרבית ex vivo , שמור על התאים על ידי הסרת 50% ממדיום התרבית והחלפתו ב- mTCM-Complete טרי + 2x 10 ng/mL של IL-7 ו- IL-15 כל 48 שעות.
      הערה: תאי CAR-T של Murine מוכנים לשימוש ביישומים במורד הזרם 7 ימים לאחר ההפעלה ואין לשמור אותם בהקפאה עקב כדאיות ירודה לאחר ההפשרה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

הפרוטוקול המתואר כאן נועד לתקנן את תהליך התמרה של תאי T מורין ליצירת תאי CAR-T עכבריים. איור 1 מספק תיאור מפורט של השלבים המעורבים. התהליך מתחיל בייצור וקטורים רטרו-ויראליים באמצעות טרנספקציה משותפת של רכיבים נגיפיים לתאי Phoenix Eco. איור 2 מספק תמונה של הצפיפות האופטימלית של תאי Phoenix Eco ביום הטרנספקציה. תאי T מבודדים מופעלים 24 שעות לאחר הטרנספקציה, או "יום 0" של פרוטוקול זה, כהכנה להתמרה ביום 1. לאחר הטרנסדוקציה, תאי CAR-T מתורבתים בנוכחות IL-7 ו...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

פרוטוקול זה מתאר את השלבים והריאגנטים הדרושים להתמרה רטרו-ויראלית של תאי T מורין כדי ליצור תאי CAR-T עבור מחקרי in vivo . אופטימיזציה של תנאי התמרה רטרו-ויראלית משיגה ביטוי CAR חזק ללא צורך בריכוז נגיפי באמצעות אולטרה-צנטריפוגה או ריאגנטים נוספים. עם זאת, ישנם שינויים מרובים שניתן ליישם על מתודולוגיה זו.

בעוד פרוטוקול זה מתאר את הדור לדוגמה של CAR ספציפי GFP, שיטות אלה יכולות להיות מותאמות כדי ליצור תאי CAR-T עכבר המכוונים לכל אנטיגן חוץ-תאי של עניין. הווקטור הרטרו-ויראלי pMSCV_PGK המ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

לא הוכרז על ניגוד עניינים.

תודות

אנו מודים לל. ברוקמן על הביקורת על כתב היד. עבודה זו נתמכה על ידי NIH 1R01EB030352 ו- UL1 TR001873.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
0.45 μ מסנניm MilliporeSigma SLHVR33RS
מזרק 1 מ"ל פישר סיינטיפיק 14-955-450
צינורות מיקרוצנטריפוגה 1.5 מ"ל פישר סיינטיפיק 05-408-135
מזרק 10 מ"ל BD14-823-16E
100 μ m מסננתקורנינג07-201-432
15 ס"מ TC כלי תרבית תאים מטופליםThermoFisher Scientific 
צינורות חרוטיים 15 מ"ל פלקון14-959-70C
40 μ מסננת M קורנינג07-201-430
צינורות חרוטיים 50 מ"ל פלקון14-959-49A
70 μ מסננת mקורנינג07-201-431
Attune NxT זרימה ציטומטר תרמו-פישר סיינטיפיק 
BALB/C, בן 6-8 שבועות מעבדת ג'קסון651
B-מרקפטואתנול ג'יבקו21985023
סרום בקר אלבומין GOLDBIOA-420-500
DMEMג'יבקו11965092
תמיסת מלח פוספט (PBS) של Dulbecco, ללא סידן ומגנזיום גיבקו14-190-250
מגנט DynaMag-2 Invitrogen12-321-D
מגנט EasySep Stemcell Technologies18000
ערכת בידוד תאי T של עכבר EasySepStemcell Technologies19851
מאגר FACS BDBDB554657
סרום בקר עוברי (FBS) קורנינגMT35011CV
GlutaMAXGibco35-050-061
G-REX6Wilson Wolf80240M 
תמיסת חיץ HEPES ג'יבקו15-630-080
IL-15 רקומביננטי אנושי Miltenyi Biotec130-095-765
רקומביננטי אנושי IL-2Miltenyi Biotec130-097-748
recombinant IL-7Miltenyi Biotec130-095-363
Lipofectamine 3000InvitrogenL3000008
MEM תמיסת חומצות אמינו לא חיוניות Gibco11140-050
עכבר Anti-CD3 BV421Biolegend100228
עכבר Anti-CD3 / CD28 DynabeadsGibco11-453-D
עכבר נגד CD4 BV605BD563151
עכבר נגד CD44 APC Biolegend103011
עכבר אנטי-CD62L PE-Cy7Tonbo60-0621-U025
עכבר נגד CD8 APC-CY7Tonbo25-0081-U025
Nikon Ti2 עם מצלמת Prime 95B ניקון
לא מטופל 24 צלחות באר CytoOneCC7672-7524
Opti-MEMGibco31-985-062
pCL-EcoAddgene#12371
תמיסת פניצילין/סטרפטומיציןGibco15-070-063
תאי פניקס אקוATCCCRL-3214
pMDG.2Addgene#12259
pMSCV_PGK_GFP28zלא ישיםהופק על ידי R.LV.
sfGFP מטוהרN/Aמיוצר על ידי R.LV.
RetroNectin ('מגיב התמרה')Takara BioT100B
RPMI 1640Gibco21875
פיפטה סרולוגית 10 מ"לפישר סיינטיפיק 13-678-11E
פיפטה סרולוגית 25 מ"לפישר סיינטיפיק 13-678-11
פיפטה סרולוגית 5 מ"לפישר סיינטיפיק 13-678-11D
נתרן פירובטGibco11-360-070
TC מטופל 24 צלחות באר קורנינג08-772-1
טריפאן כחול ג'יבקו15-250-061
130183 בינוני Human מק"ט מק"ט

מקורות

  1. June, C. H., Sadelain, M. Chimeric antigen receptor therapy. N Engl J Med. 379 (1), 64-73 (2018).
  2. Duncan, B. B., Dunbar, C. E., Ishii, K. Applying a clinical lens to animal models of car-t cell therapies. Mol Ther Methods Clin Dev. 27, 17-31 (2022).
  3. Hou, A. J., Chen, L. C., Chen, Y. Y. Navigating CAR-T cells through the solid-tumour microenvironment. Nat Rev Drug Discov. 20 (7), 531-550 (2021).
  4. Campesato, L. F., et al. Blockade of the ahr restricts a treg-macrophage suppressive axis induced by l-kynurenine. Nat Commun. 11 (1), 4011(2020).
  5. Kaneda, M. M., et al. Pi3kgamma is a molecular switch that controls immune suppression. Nature. 539 (7629), 437-442 (2016).
  6. Hyrenius-Wittsten, A., Roybal, K. T. Paving new roads for cars. Trends Cancer. 5 (10), 583-592 (2019).
  7. Giavridis, T., et al. CAR T cell-induced cytokine release syndrome is mediated by macrophages and abated by il-1 blockade. Nat Med. 24 (6), 731-738 (2018).
  8. Lanitis, E., et al. Optimized gene engineering of murine CAR-T cells reveals the beneficial effects of il-15 coexpression. J Exp Med. 218 (2), e20192203(2021).
  9. Lambeth, C. R., White, L. J., Johnston, R. E., De Silva, A. M. Flow cytometry-based assay for titrating dengue virus. J Clin Microbiol. 43 (7), 3267-3272 (2005).
  10. Agarwal, S., Wellhausen, N., Levine, B. L., June, C. H. Production of human crispr-engineered CAR-T cells. J Vis Exp. 169, e62299(2021).
  11. JoVE Science Education Database. Lab Animal Research. Sterile Tissue Harvest. , JoVE, Cambridge, MA. (2023).
  12. Giordano-Attianese, G., et al. A computationally designed chimeric antigen receptor provides a small-molecule safety switch for t-cell therapy. Nat Biotechnol. 38 (4), 426-432 (2020).
  13. Kuhn, N. F., et al. Cd40 ligand-modified chimeric antigen receptor T cells enhance antitumor function by eliciting an endogenous antitumor response. Cancer Cell. 35 (3), 473-488.e6 (2019).
  14. Jin, C., Ma, J., Ramachandran, M., Yu, D., Essand, M. CAR T cells expressing a bacterial virulence factor trigger potent bystander antitumour responses in solid cancers. Nat Biomed Eng. 6 (7), 830-841 (2022).
  15. Kurachi, M., et al. Optimized retroviral transduction of mouse T cells for in vivo assessment of gene function. Nat Protoc. 12 (9), 1980-1998 (2017).
  16. Jafarzadeh, L., Masoumi, E., Fallah-Mehrjardi, K., Mirzaei, H. R., Hadjati, J. Prolonged persistence of chimeric antigen receptor (CAR) T cell in adoptive cancer immunotherapy: Challenges and ways forward. Front Immunol. 11, 702(2020).
  17. Elkassar, N., Gress, R. E. An overview of IL-7 biology and its use in immunotherapy. J Immunotoxicol. 7 (1), 1-7 (2010).
  18. Osinalde, N., et al. Simultaneous dissection and comparison of IL-2 and IL-15 signaling pathways by global quantitative phosphoproteomics. Proteomics. 15 (2-3), 520-531 (2015).
  19. Eremenko, E., et al. An optimized protocol for the retroviral transduction of mouse CD4 T cells. STAR Protoc. 2 (3), 100719(2021).
  20. Lewis, M. D., et al. A reproducible method for the expansion of mouse CD8+ T lymphocytes. J Immunol Methods. 417, 134-138 (2015).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

תאי CAR-T עכברייםטרנסדוקציה רטרו-ויראליתתרבית תאי T ex vivoמודלים של עכברים סינגנאייםבידוד תאי Tציטומטריה של זרימהמודלים של גידולים מוצקיםתאי T חיוביים ל-CD3זיכרון של תאי גזע
ייצור יעיל של תאי קולטן אנטיגן כימרי (CAR)-T
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.