מאמר שיטה

השראת פלסטיות לטווח ארוך של ריגוש עצבי פנימי בתאי עצב של גרעין הגניקולט הצדדי הגבי

951 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/65950

⸱

20 בספטמבר 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Unité de Neurobiologie des canaux Ioniques et de la Synapse (UNIS), UMR1072, INSERM, Aix-Marseille University

במאמר זה

סיכום

כאן, אנו מתארים פרוטוקול להשראת פלסטיות ארוכת טווח של ריגוש פנימי עצבי בנוירוני ממסר מגרעין הגניקולט הצדדי הגבי הנשמר בפרוסות מוח ex vivo.

תקציר

גרעין הגניקולט הגבי הצדדי (dLGN) נחשב זה מכבר כממסר בסיסי למידע חזותי העובר מהרשתית לאזורים בקליפת המוח, אך ממצאים אחרונים מצביעים על הערכת חסר של הפלסטיות התפקודית של התאים העיקריים של dLGN. עם זאת, המנגנונים התאיים התומכים בשינויים אלה לא נחקרו במלואם. כאן, אנו מדווחים על פרוטוקול לגרימת חיזוק ארוך טווח של ריגוש עצבי פנימי (LTP-IE) בתאי ממסר dLGN גביים מפרוסות מוח חריפות של חולדות צעירות. פלסטיות פנימית מושרית בדרך כלל במקביל לפלסטיות סינפטית. עם זאת, בתאי עצב dLGN, LTP-IE מושרה באופן אמין על ידי פעילות זינוק בתדר של 40 הרץ למשך 10 דקות. LTP-IE בנוירוני ממסר dLGN הוא ארוך טווח מכיוון שניתן לעקוב אחריו עד 40 דקות לאחר פרוטוקול האינדוקציה. לסיכום, תוצאות מחקר זה מספקות את הראיות הראשונות לאינדוקציה של פלסטיות פנימית בתאי ממסר dLGN, ובכך מצביעות עוד יותר על תפקידם של נוירונים תלמיים בפלסטיות חזותית תלוית פעילות.

מבוא

המטרה הכוללת של מאמר שיטה זה היא לספק דרך פשוטה לגרום לפלסטיות ארוכת טווח של ריגוש עצבי בנוירונים תלמיים חזותיים של החולדה במבחנה, תוך שימוש במצב הזרם-מהדק הסטנדרטי של טכניקת מהדק התיקון1,2. הרציונל מאחורי פיתוח טכניקה זו הוא הפשטות והשחזור שלה. היתרון על פני טכניקות חלופיות, כגון גירוי של קלטים סינפטיים בשילוב או לא עם פוטנציאל פעולה פוסט-סינפטי המועבר בתזמון נתון, הוא האמינות שלו.

פלסטיות במערכת הראייה נחשבת באופן מסורתי כמתבטאת אך ורק ברמת קליפת המוח, בעוד שגרעין הגניקולט הגבי הצדדי (dLGN), מבנה נמען ראשוני של קלט רשתית ברמה התלמית, נחשב באופן מסורתי רק לממסר של מידע חזותי3. עם זאת, מסקנה ראשונית זו אותגרה על ידי עבודות אחרונות המצביעות על כך שההשקפה הפשטנית הזו אינה מחזיקה יותר4,5,6. לדוגמה, ליקויים תפקודיים בתגובה החזותית כבר נצפים בחולים אמבליופיים בשלב של LGN7. בנוסף, חלק גדול מנוירוני ממסר dLGN בטריטוריה חד-עינית נתונה מקבלים קלט מכל עין, מה שמצביע על משקפת פוטנציאלית עבור חלק גדול מנוירוני dLGN8,9,10. יתר על כן, חסך חד-עיני מייצר שינוי משמעותי בדומיננטיות העין בתאי עצב dLGN5,11,12.

בין מנגנוני הפלסטיות התפקודית שעשויים להתרחש בשינוי דומיננטיות עינית, פלסטיות של ריגוש עצבי פנימי היא מועמדת פוטנציאלית. ואכן, אזורים רבים במוח, כולל אזורי הראייה, מבטאים פלסטיות פנימית בעקבות משימות התנהגותיות שונות13,14. פלסטיות פנימית לטווח ארוך דווחה בתאי עצב מרכזיים בעקבות גירוי של קלטי גלוטמט אפרנטיים15,16,17,18, sup activity19,20, גירוי חושי21 או בעקבות פעילות או חסך חושי20,22,23. כאן, אנו מתארים פרוטוקול המאפשר אינדוקציה של חיזוק ארוך טווח של ריגוש פנימי (LTP-IE) בנוירוני ממסר dLGN בעקבות פעילות זינוק בתדר של 40 הרץ. תדר הירי של 40 הרץ תואם לתדר שנצפה ברוב נוירוני ה-dLGN in vivo בעת גירוי חזותי24,25.

פרוטוקול

כל הניסויים נערכו על פי ההנחיות האירופיות והמוסדיות (הנחיית המועצה 86/609/EEC ומועצת המחקר הלאומית הצרפתית ואושרה על ידי רשות הבריאות המקומית (השירותים הווטרינריים, Préfecture des Bouches-du-Rhône, Marseille)).

1. בעלי חיים

  1. ערכו ניסויים באמצעות חולדות לונג אוונס בנות 19-25 יום משני המינים (במשקל של בין 50-90 גרם).
  2. שיכנו את בעלי החיים בכלובי פלסטיק קונבנציונליים, יחד עם אמם וחברתם לשגר. שמור על טמפרטורה קבועה עם מחזור אור/חושך של 12 שעות וגישה אד ליביטום למים ומזון.

2. פרוסות חריפות של dLGN של חולדה

  1. הכן פתרונות חיתוך/שחזור והקלטה חוץ-תאית.
    1. להכנת תמיסת החיתוך/התאוששות, מערבבים 92 מ"מ n-מתיל-D-גלוטמין, 30 מ"מ NaHCO3, 25 מ"מ D-גלוקוז, 10 מ"מ MgCl2, 2.5 מ"מ KCl, 0.5 מ"מ CaCl2, 1.2 מ"מ NaH2PO4, 20 מ"מ Hepes, 5 מ"מ נתרן אסקורבט ו-3 מ"מ נתרן פירובט ומבעבעים עם 95% O2-5% CO2 (pH 7.4). שמור על תמיסת החיתוך קרה במהלך הליך החיתוך.
    2. הכן את תמיסת ההקלטה (נוזל מוחי מלאכותי, ACSF) על ידי ערבוב של 125 מ"מ NaCl, 26 מ"מ NaHCO3, 2 מ"מ CaCl2, 2.5 מ"מ KCl, 2 מ"מ MgCl2, 0.8 מ"מ NaH2PO4 ו-10 מ"מ D-גלוקוז ואזן אותו לצמיתות עם 95% O2-5% CO2.
  2. הכינו את כלי החיתוך ושתי פלטפורמות קרח (<מחלקה חזקה="xfig">איור 1A).
  3. הכניסו קרח למיכל החיצוני ומלאו את תא החיתוך של הוויברטום בתמיסת חיתוך קרה כקרח (<מחלקה חזקה = "xfig">איור 1B).
  4. הרדמה עמוקה של חולדת לונג אוונס צעירה (גיל: P19-P25) עם איזופלורן (5%). לאחר שווידאתם שהחיה מורדמת עמוק (על ידי צביטה חזקה של כף הרגל ללא תגובה), המתת את החיה על ידי עריפת ראש במספריים או בגיליוטינה (תלוי בגיל/גודל החיה) ברמת המדולה. הניחו את הראש על משטח הקרח הראשון והשקו את הרקמה המבודדת כל 10 שניות בתמיסת החיתוך המחומצנת כקרח.
    הערה: יש לבצע הליכי הרדמה והמתת חסד בחדר נפרד במתקן בעלי החיים.
  5. חותכים את הקרקפת בכיוון זנב, ובעזרת מספריים קטנים חותכים את הגולגולת דו צדדית. בעזרת מלקחיים קהים, פתחו את הגולגולת וחלצו במהירות את המוח מהגולגולת בעזרת מרית והניחו אותו על משטח הקרח השני.
    הערה: הזמן לא יעלה על 2 דקות מעריפת הראש ועד חילוץ המוח.
  6. בצע שני חתכים במישור הקדמי של המוח מעל כל המוח; הראשון כדי להסיר את החלק הקדמי של קליפת המוח ואת פקעות הריח (ראו <מחלקה חזקה="xfig">איור 1C), והשני ברמת הקוליקולוס התחתון כדי להסיר את החלק האחורי של קליפת המוח והמוח הקטן.
  7. הדביקו את גוש המוח על צלחת הוויברטום כשהצד הרוסטרלי כלפי מעלה (ראו איור 1D,E). להשקות את המוח באופן קבוע (כל 10 שניות) במהלך כל ההליך עד שהוא שקוע בתא החיתוך של הוויברטום.
  8. צרו פרוסות דקות של 350 מיקרומטר שמכילות את ה-dLGN עם הוויברטום (איור 1G). הסר את קליפת המוח וההיפוקמפוס מהמוח התיכון בעזרת עיפרון על ידי משיכה עדינה של מבנים אלה.
  9. שאפו את הפרוסות עם פיפטת פסטר שבורה שמחוברת למוצץ גומי גמיש (איור 1H).
  10. תנו לפרוסות להתאושש במשך 20-30 דקות בתמיסת השחזור (<מחלקה חזקה = "xfig">איור 1I).

3. אלקטרופיזיולוגיה של מהדק טלאי תא שלם

הערה: עבור הקלטות מהדק תיקון של תא שלם מנוירוני ממסר dLGN, השתמש במגבר מהדק תיקון ספציפי.

  1. הפעל את משאבות המתקן כדי להפוך את מי ההקלטה החוץ-תאיים (ראה קומפוזיציה בשלב 2.1) למחזור בתא ההקלטה.
  2. הכן את התמיסה התוך-תאית על ידי ערבוב של 120 מ"מ K-גלוקונט, 20 מ"מ KCl, 10 מ"מ Hepes, 0.5 מ"מ EGTA, 2 מ"מ MgCl2, 2 מ"מ Na2ATP ו- 0.3 מ"מ NaGTP (pH 7.4).
    הערה: ניתן להכין תמיסה תוך תאית מראש ולשמור קפואה בטמפרטורה של -80 מעלות צלזיוס. כשהוא לא קפוא, התמיסה נשמרת בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס.
  3. הוסף את חוסם התעלות GABAA, פיקרוטוקסין (ריכוז סופי של 100 מיקרומטר), ואת אנטגוניסט קולטן הגלוטמט היונוטרופי, קינורנט (2 מ"מ, ריכוז סופי), למי המלח החוץ-תאי.
  4. העבירו את הפרוסה לתא שקוע המותקן על מיקרוסקופ זקוף. החדר מבוקר טמפרטורה ב-30 מעלות צלזיוס ומשולב ברציפות ב-aCSF מאוזן.
  5. הניחו את חוט הפלטינה בצורת U על הפרוסה ומקמו את הפרוסה כדי לדמיין את ה-dLGN (איור 2A).
  6. הכן פיפטות תיקון מצינורות זכוכית בורוסיליקט שנמשכו בעזרת מושך. ודא שלפיפטות התיקון יש התנגדות של 5-10 MΩ כאשר הן מלאות בתמיסה התוך-תאית.
  7. דמיינו את ה-dLGN בהגדלה גבוהה (40x או 60x) ובחרו נוירון להקלטת מהדק טלאי באמצעות מיקרוסקופ וידאו אינפרה-אדום עם ניגודיות הפרעות דיפרנציאליות (<מחלקה חזקה="xfig">איור 2B). בחר את הנוירונים על סמך המראה הבריא שלהם (כלומר, מעט נפוח עם קווי מתאר חדים של הממברנה).
  8. מקם את פיפטת התיקון על הנוירון שנבחר בלחץ חיובי קבוע באמצעות המיקרומניפולטור.
    1. הגדר את המגבר על מצב VC והזריק צעד מתח של 5 mV. הגדר את המתח ל -65 mV. לאחר מכן, שחרר את הלחץ החיובי כדי להשיג חותם בעל התנגדות גבוהה (המתאים להפחתת הזרם בתגובה לשלבי המתח). שאפו מעט דרך הפיפטה כדי להשיג ארעיות ברורות.
    2. הגדר את המגבר למצב CC, איזון את הגשר כדי לפצות על התנגדות הגישה, והחזק את הנוירון על -65 mV.

4. רכישת נתונים

  1. רכוש אותות ב-20 קילו-הרץ כדי לזהות טוב יותר את פוטנציאל הפעולה המהירה. הגדר את מסנן המעבר הנמוך ל- 10 kHz עבור אותות מתח וזרם.
  2. עקוב אחר ריגוש עצבי במהלך תקופת בקרה של כ-10 דקות על ידי הזרקת פולס זרם חיובי (בדרך כלל ~80-250 pA במהלך 500 אלפיות השנייה) מספיק כדי לעורר 3-5 פוטנציאל פעולה בתנאי בקרה בתדר של 0.1 הרץ.
  3. עקוב אחר התנגדות הקלט של הנוירון לאורך כל הניסוי עם דופק זרם שלילי קצר (בדרך כלל -20 pA במהלך 100 אלפיות השנייה). שמור על משרעת הדופק הנוכחי קבועה לפני ואחרי האינדוקציה של LTP-IE.

5. אינדוקציה של LTP-IE

  1. לאחר תקופת הבקרה, השרה LTP-IE על ידי הפקת רכבות של 15 קוצים המעוררים על ידי 15 צעדים קצרים (2-5 אלפיות השנייה) של זרם דה-פולריזציה המועבר ב-40 הרץ למשך 10 דקות.
  2. בחר את המשרעת של הדופק הנוכחי כדי לעורר פוטנציאל פעולה יחיד בכל פעם (כלומר, 15 פוטנציאל פעולה לכל רכבת).
    הערה: כל רכבת של 15 דוקרנים מופקת בתדר של 0.1 הרץ (כלומר, 60 רכבות ו-900 דוקרנים).

6. ניתוח נתונים

הערה: הליך הניתוח זהה לפני (תנאי בקרה) ואחרי אינדוקציה של LTP-IE.

  1. עבור כל עקבה מוקלטת, חשב את התנגדות הכניסה (Rin) מתגובת המתח לדופק הזרם השלילי הקטן המוזרק לפני שלב הבדיקה של הזרם (Rin = Vstep/Istep). אם יש ריצה או ירידה של התנגדות הקלט (יותר מ-10%) במהלך תקופת הבקרה, השליכו את הניסוי.
  2. בחר עקבות רשומים על סמך פוטנציאל הממברנה לפני כל הזרקת זרם. שמור רק את העקבות עם פוטנציאל קרום מנוחה מ -67 ל -63 mV.
  3. כמת LTP-IE על פני תקופה של 10 דקות, 20 דקות לאחר תחילת התקופה שלאחר האינדוקציה על ידי מדידת מספר ה-AP המעורר על ידי כל דופק זרם וממוצע כל דקה על ידי שימוש בשגרה ביתית בתוכנת ניתוח נתונים (עיין בקובץ משלים 1 לשגרת Igor Pro). זיהוי קוצים כאשר אות המתח חוצה 0 mV.
    הערה: LTP-IE מתבטא כמספר פוטנציאל הפעולה המעורר על ידי הזרקת הדופק הנוכחית לאחר פרוטוקול האינדוקציה בהשוואה ללפני (%). הניתוח נעשה על -10-0 דקות עבור קו הבסיס ו-+20/+30 דקות עבור המבחן.

תוצאות

נוירונים ב-dLGN נמדדו בתצורה של תא שלם (whole-cell), ו-LTP-IE הושרה על ידי פריקת פוטנציאל פעולה בתדר של 40 Hz למשך 10 דקות בנוכחות של אנטגוניסטים לקולטני גלוטמט ו-GABA יונוטרופיים (איור 3A). עלייה של פי שלושה במספר פוטנציאלי הפעולה נצפתה 20-30 דקות לאחר ההשראה (איור 3B) ללא כל שינוי בהתנגדות הקלט, Rin (איור 3C). פרוטוקול זה הושרה באופן עקבי LTP-IE בנוירונים של dLGN (איור 3D)26. תוצאות אלו מדגימות כי הפרוטוקול המתואר כאן יעיל להשראת פלסטיות ארוכת טווח של עירור נוירונלי בנוירונים של dLGN in vitro.

הכנת רקמה וחיתוך למיקרוסקופיה; הגדרת מיקרוטום וחיתוך בתהליך; שלבי הניסוי.
איור 1: שיטה להשגת פרוסות מוח המכילות את ה-dLGN. (A) כלים הדרושים להוצאת המוח. (B) סכין חיתוך. (C) חיתוך המוח במישoros פרונטליים. (D) דבק על הפלטה. (E) מיקום המוח על הפלטה. (F) מוח מודבק לפלטה. (G) חיתוך. (H) הוצאת הפרוסה. (J) פרוסות בתמיסת התאוששות. אנא לחצו כאן כדי להציג גרסה מוגדלת של איור זה.

תמונת מיקרוסקופ של dLGN ו-vLGN של עכבר, פירוט תאי. סרגי קנה מידה: 150 µm, 10 µm.
איור 2: מבט על הפרוסה המכילה את ה-dLGN וויזואליזציה של נוירונים תחת המיקרוסקופ. (A) מבט כללי עם עדשה של 4x על הפרוסה המכילה את ה-dLGN ואת ה-vLGN, המקובעת בתא ההקלטה באמצעות חוט ניילון. (B) מבט עם עדשה של 40x של נוירוני dLGN באזור הקונטרלטרלי של ה-dLGN, המסומן על ידי המלבן המקווקו בלוח A. אנא לחצו כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של איור זה.

תוצאות אלקטרופיזיולוגיות ב-dLGN המראות שינויים ב-AP; גרף וניתוח נתונים של תגובה נוירונלית.
איור 3השראה של LTP-IE בנוירון dLGN. (A( תצורת הקלטה וגירוי השראה. הגירוי ששימש להשראת LTP-IE היה מורכב מ-15 פולסים של כ-1 nA כדי לעורר פוטנציאל פעולה על ידי כל פולס זרם דפולריזציה. (B) מהלך הזמן של LTP-IE. למעלה, עקומות מייצגות לפני (שחור) ואחרי (אדום) השראת LTP-IE. למטה, מהלך הזמן של מספר פוטנציאלי הפעולה הנורמליים לכל פולס דפולריזציה כפונקציה של זמן. שימו לב למספר הספייקים המוגבר שאינו מראה ירידה לאורך >40 דקות (C) יציבות התנגדות הקלט. סטייה של פוטנציאל המושרה על ידי מדרגת זרם שלילית לפני (שחור) ואחרי (אדום) השראה של LTP-IE. התנגדות הקלט נמדדת בהשהיה קבועה (מסומנת על ידי *). (D) משמאל, נתוני קבוצה של 8 נוירוני dLGN המראים את השחזוריות של LTP-IE. מימין, נתוני קבוצה של 8 נוירוני dLGN המראים את היעדרה של Rב- שינוי. פאנל B נעשה בו שימוש חוזר באישור מ-Duménieu et al.26. אנא לחצו כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

קובץ משלים 1: ניתוח Igor LTP-IE. יש ללחוץ כאן להורדת קובץ זה.

דיון

אנו מדווחים כאן על השראת LTP-IE בתאי עצב dLGN שנשמרו בחיים בפרוסות מוח חריפות על ידי גירוי של הנוירון המוקלט כדי לעורר פוטנציאל פעולה בתדר של 40 הרץ למשך 10 דקות. פרוטוקול זה פשוט ליישום בכל מעבדה נוירופיזיולוגיה מכיוון שהוא דורש מספר מינימלי של ציוד (פורס, מיקרוסקופ, מגבר אחד, לוח רכישה אחד ומחשב). עם זאת, יש לכבד כמה שלבים קריטיים על מנת לאסוף נתונים יקרי ערך. השלב הקריטי הראשון בפרוטוקול הוא איכות רקמת המוח. פרוסת תלמוס בריאה מכילה הרבה תאי עצב מפני השטח ועד לאמצע הפרוסה (~150 מיקרומטר). נוירונים בריאים נראים מעט נפוחים בעוד שתאי עצב גוססים בדרך כלל מצומקים. השלב הקריטי השני הוא יציבות ההקלטה במהלך קו הבסיס. מספר פוטנציאל הפעולה צריך להיות יציב ללא כל ריצה או ירידה. בנוסף, התנגדות הכניסה שנבדקה עם דופק קצר של זרם היפרפולריזציה לא אמורה להציג שינוי גדול מ-10%. לבסוף, זרם ההחזקה חייב להיות יציב בטווח של +/- 10 pA. פרוטוקול אינדוקציה כזה שימש לראשונה כדי לגרום ל-LTP-IE בתאי עצב בקליפת המוח החזותית19,20. אנו מראים כאן שפרוטוקול זה יכול גם לגרום לחיזוק פנימי בנוירוני ממסר תלמוס של מערכת הראייה26. השראת קוצים עם הזרקת זרם ישר אמורה לחקות את גירוי קלט הרשתית שבדרך כלל מניע נוירונים של dLGN שכן גירוי של סיב רשתית בודד בדרך כלל מעורר פוטנציאל פוסט-סינפטי מעורר (EPSP) המסוגל לעורר פוטנציאל פעולה בנוירון dLGN27,28. מנגנוני הביטוי של LTP-IE בתאי עצב dLGN נחקרו בפרסום המקורי26 וגילו כי ערוצי Kv1 מווסתים כלפי מטה לאחר אינדוקציה של LTP-IE. לפיכך, הוויסות למטה של ערוצי Kv1 אחראי הן ל-LTP-IE באינטרנוירונים קליפת המוח16 ו-dLGN26 והן לפלסטיות הומאוסטטית באזור CA3 29,30. עם זאת, מסלול האיתות שונה מכיוון שחלבון קינאז A (PKA) מעורב בתאי עצב dLGN, בעוד שתפקיד מרכזי ל-mTOR הוצע באינטרנוירונים מהירים.

הפרוטוקול הנוכחי מספק תוצאות הניתנות לשחזור בתנאי הניסוי המשמשים כאן: 3 מ"מ Ca2+, 2 מ"מ מ"ג2+, פיקרוטוקסין וקינורנט, גירוי של 10 דקות ב-40 הרץ בחולדות בגילאי 19-25 ימים26. ואכן, בממוצע, פרוטוקול זה מאפשר עלייה של פי 2 בהתרגשות. גודל הריגוש המוגבר פוחת עם משך הגירוי, תדירות הגירוי או גיל החיה26. לפני פקיחת העיניים, לא ניתן לצפות ב-LTP-IE. התדר המשמש להשראת פלסטיות לאורך זמן של ריגוש עצבי פנימי תואם את רצועת הגמא של תנודות המוח הידועות כתדר המקשר לתפיסה חושית31 ולקידום פלסטיות במערכת הראייה32.

עם זאת, אם נעשה שימוש בריכוז סידן נמוך יותר (כלומר, 1.5 מ"מ Ca2+) כנראה שצריך לשנות את הפרוטוקול כפי שהוכח בעבר עבור פלסטיות סינפטית33. במקרה זה, ככל הנראה יהיה צורך להעלות את תדירות הגירוי ל-60-80 הרץ. השכיחות של חוסמי קולטני GABA (פיקרוטוקסין של גבאזין) המשמשים בפרוטוקול הנוכחי על השראת LTP-IE נחשבת מוגבלת מכיוון שספייקים מתעוררים על ידי הזרקת זרם ישר. עם זאת, במצב in vivo שבו פוטנציאל פעולה מתעורר בתאי עצב dLGN על ידי גירוי רשתית, קלט GABAergicמגויס 34 כנראה יעלה את סף הספייק. לפיכך, כנראה שיהיה צורך בכניסות רשתית חזקות יותר כדי להפעיל LTP-IE בתאי עצב dLGN. עם זאת, מערכות נוירומודולטורים הפעילות במהלך עוררות, כגון אורקסין, עשויות להפחית את הסף35.

אינדוקציה של פלסטיות פנימית ארוכת טווח בנוירוני ממסר dLGN יכולה להיות מושגת באמצעות חסך ראייה, גירוי של כניסות רשתית כדי לעורר פוטנציאל פעולה, או ישירות על ידי הזרקת פוטנציאל פעולה באמצעות הזרקת זרם בנוירונים המוקלטים26. פרוטוקול אחרון זה הוא ללא ספק השיטה הפשוטה ביותר מכיוון שהוא מהיר ליישום והוא מספק תוצאות שוות ערך להליך הסימולציה הסינפטית26.

פרוטוקול זה הוכח כגורם ל-LTP-IE הן בנוירונים פירמידליים בקליפת המוח החזותית19 והן בנוירוני ממסר תלמוס26. זה כנראה יכול לשמש גם להשראת פלסטיות ארוכת טווח של ריגוש עצבי בגרעיני ראייה תת-קורטיקליים אחרים, כולל LGN הגחוני (vLGN) או הקוליקולוס העליון (SC).

גילויים

המחברים מצהירים שאין ניגוד עניינים.

תודות

נתמך על ידי INSERM, CNRS (ל-DD), AMU (ל-MR), FRM (DVS20131228768 ל-DD ו-DEQ20180839583 ל-DD), NeuroSchool (תוכנית "France 2030" באמצעות A*Midex (Initiative d'Excellence d'Aix-Marseille Université, AMX-19-IET-004) ומימון ANR (ANR-17-EURE-0029 ל-AW), ו-ANR (LoGiK, ANR-17-CE16-0022 ל-DD, Plastinex, ANR-21-CE16-013 ל-DD). אנו מודים ל-A Venture & K Milton על טיפול מעולה בבעלי חיים.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מיקרוטום להב רוטט אוטומטיLeicaVT-1200Sויברטום/פורס
צינור זכוכית בורוסיליקטPhymepB-15086-10
בקר Typ VLuigs& בקר טמפרטורהTyp V
תוכנת איגורתוכנת ניתוחגלים
וידאומיקרוסקופיה אינפרא אדוםאולימפוסXM-10 Kynurenate
Merk/SigmaK3375חוסם קולטנים AMPA/NMDA
מערכת רכישת נתונים ברעש נמוךAxon - התקנים מולקולרייםDigidata 1440A
מיקרומניפולטוריםLuigs & NeumannLN Mini25
Multiclamp 200BAxon - התקנים מולקולרייםN/Aמגבר מהדק
תיקון Multiclamp 700BAxon - התקנים מולקולרייםמגבר מהדק תיקוןN/A
חולץ PC-100NarishigePC-100חולץ מיקרופיפטה
PClamp10Axon - התקנים מולקולרייםN/Aתוכנת
PicrotoxinAbCamab120315חוסם קולטני GABAA
פרוסה מיני תא לואיגס & NeumannLN Chambre Slice mini I-IIתא שקוע
מיקרוסקופ זקוףאולימפוסBX51 WI
Neumann מצלמת ממשק אנלוגי/דיגיטלי הקלטה מהדק תיקון

מקורות

  1. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391 (2), 85-100 (1981).
  2. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annu Rev Physiol. 46, 455-472 (1984).
  3. Wiesel, T. N., Hubel, D. H. Effect of visual deprivation on morphology and physiology of cells in the cat's lateral geniculate body. J Neurophysiol. 26, 978-993 (1963).
  4. Sherman, S. M. The thalamus is more than just a relay. Curr Opin Neurobiol. 17 (4), 417-422 (2007).
  5. Rose, T., Bonhoeffer, T. Experience-dependent plasticity in the lateral geniculate nucleus. Curr Opin Neurobiol. 53, 22-28 (2018).
  6. Duménieu, M., Marquèze-Pouey, B., Russier, M., Debanne, D. Mechanisms of plasticity in subcortical visual areas. Cells. 10 (11), 3162(2021).
  7. Hess, R. F., Thompson, B., Gole, G., Mullen, K. T. Deficient responses from the lateral geniculate nucleus in humans with amblyopia. Eur J Neurosci. 29 (5), 1064-1070 (2009).
  8. Hammer, S., Monavarfeshani, A., Lemon, T., Su, J., Fox, M. A. Multiple retinal axons converge onto relay cells in the adult mouse thalamus. Cell Rep. 12 (10), 1575-1583 (2015).
  9. Morgan, J. L., Berger, D. R., Wetzel, A. W., Lichtman, J. W. The fuzzy logic of network connectivity in mouse visual thalamus. Cell. 165 (1), 192-206 (2016).
  10. Rompani, S. B., et al. Different modes of visual integration in the lateral geniculate nucleus revealed by single-cell-initiated transsynaptic tracing. Neuron. 93 (4), 767-776 (2017).
  11. Sommeijer, J. -P., et al. Thalamic inhibition regulates critical-period plasticity in visual cortex and thalamus. Nat Neurosci. 20 (12), 1715-1721 (2017).
  12. Jaepel, J., Hübener, M., Bonhoeffer, T., Rose, T. Lateral geniculate neurons projecting to primary visual cortex show ocular dominance plasticity in adult mice. Nat Neurosci. 20 (12), 1708-1714 (2017).
  13. Mozzachiodi, R., Byrne, J. H. More than synaptic plasticity: role of nonsynaptic plasticity in learning and memory. Trends Neurosci. 33 (1), 17-26 (2010).
  14. Debanne, D., Inglebert, Y., Russier, M. Plasticity of intrinsic neuronal excitability. Curr Opin Neurobiol. 54, 73-82 (2019).
  15. Sourdet, V., Russier, M., Daoudal, G., Ankri, N., Debanne, D. Long-term enhancement of neuronal excitability and temporal fidelity mediated by metabotropic glutamate receptor subtype 5. J Neurosci. 23 (32), 10238-10248 (2003).
  16. Campanac, E., Gasselin, C., Baude, A., Rama, S., Ankri, N., Debanne, D. Enhanced intrinsic excitability in basket cells maintains excitatory-inhibitory balance in hippocampal circuits. Neuron. 77 (4), 712-722 (2013).
  17. Incontro, S., et al. Endocannabinoids tune intrinsic excitability in O-LM interneurons by direct modulation of postsynaptic Kv7 channels. J Neurosci. 41 (46), 9521-9538 (2021).
  18. Sammari, M., Inglebert, Y., Ankri, N., Russier, M., Incontro, S., Debanne, D. Theta patterns of stimulation induce synaptic and intrinsic potentiation in O-LM interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (44), e2205264119(2022).
  19. Cudmore, R. H., Turrigiano, G. G. Long-term potentiation of intrinsic excitability in LV visual cortical neurons. J Neurophysiol. 92 (1), 341-348 (2004).
  20. Nataraj, K., Le Roux, N., Nahmani, M., Lefort, S., Turrigiano, G. Visual deprivation suppresses L5 pyramidal neuron excitability by preventing the induction of intrinsic plasticity. Neuron. 68 (4), 750-762 (2010).
  21. Aizenman, C. D., Akerman, C. J., Jensen, K. R., Cline, H. T. Visually driven regulation of intrinsic neuronal excitability improves stimulus detection in vivo. Neuron. 39 (5), 831-842 (2003).
  22. Desai, N. S., Rutherford, L. C., Turrigiano, G. G. Plasticity in the intrinsic excitability of cortical pyramidal neurons. Nat Neurosci. 2 (6), 515-520 (1999).
  23. Brown, A. P. Y., Cossell, L., Margrie, T. W. Visual experience regulates the intrinsic excitability of visual cortical neurons to maintain sensory function. Cell Rep. 27 (3), 685-689 (2019).
  24. Denman, D. J., Contreras, D. On parallel streams through the mouse dorsal lateral geniculate nucleus. Front Neural Circuits. 10, 20(2016).
  25. Sriram, B., Meier, P. M., Reinagel, P. Temporal and spatial tuning of dorsal lateral geniculate nucleus neurons in unanesthetized rats. J Neurophysiol. 115 (5), 2658-2671 (2016).
  26. Duménieu, M., et al. Visual activity enhances neuronal excitability in thalamic relay neurons. bioRxiv. , (2023).
  27. Chen, C., Regehr, W. G. Developmental remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 28 (3), 955-966 (2000).
  28. Sherman, S. M. Thalamus plays a central role in ongoing cortical functioning. Nat Neurosci. 19 (4), 533-541 (2016).
  29. Cudmore, R. H., Fronzaroli-Molinieres, L., Giraud, P., Debanne, D. Spike-time precision and network synchrony are controlled by the homeostatic regulation of the D-type potassium current. J Neurosci. 30 (38), 12885-12895 (2010).
  30. Zbili, M., et al. Homeostatic regulation of axonal Kv1.1 channels accounts for both synaptic and intrinsic modifications in the hippocampal CA3 circuit. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (47), e2110601118(2021).
  31. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  32. Galuske, R. A. W., Munk, M. H. J., Singer, W. Relation between gamma oscillations and neuronal plasticity in the visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 116 (46), 23317-23325 (2019).
  33. Inglebert, Y., Aljadeff, J., Brunel, N., Debanne, D. Synaptic plasticity rules with physiological calcium levels. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (52), 33639-33648 (2020).
  34. Blitz, D. M., Regehr, W. G. Timing and specificity of feed-forward inhibition within the LGN. Neuron. 45 (6), 917-928 (2005).
  35. Chrobok, L., Palus-Chramiec, K., Chrzanowska, A., Kepczynski, M., Lewandowski, M. H. Multiple excitatory actions of orexins upon thalamo-cortical neurons in dorsal lateral geniculate nucleus - implications for vision modulation by arousal. Sci Rep. 7 (1), 7713(2017).

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

Patch Clamp
השראת פלסטיות לטווח ארוך של ריגוש עצבי פנימי בתאי עצב של גרעין הגניקולט הצדדי הגבי
צור קשר
המלצה לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

2026 © זכויות יוצרים MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.