מאמר שיטה

השראת שבץ איסכמי חריף בעכברים באמצעות טכניקת חסימת העורק האמצעי הדיסטלי

DOI:

10.3791/66134

⸱

15 בדצמבר 2023

 ,  ,  , 
1Wuhan Institute of Biomedical Sciences, School of Medicine, Jianghan University

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כאן, אנו מציגים פרוטוקול לביסוס מודל חסימת עורק מוחי אמצעי דיסטלי (dMCAO) באמצעות אלקטרוקואגולציה טרנס-גולגולתית בעכברי C57BL/6J ומעריכים את ההתנהגות הנוירולוגית והתכונות ההיסטופתולוגיות שלאחר מכן.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

שבץ איסכמי נותר הגורם העיקרי לתמותה ולפגיעה תפקודית בקרב האוכלוסיות הבוגרות בעולם. רק מיעוט מחולי שבץ איסכמי זכאים לקבל טרומבוליזה תוך וסקולרית או טיפול תרומבקטומיה מכנית בחלון הזמן האופטימלי. בקרב אותם מחלימים משבץ מוחי, כשני שלישים סובלים מהפרעות נוירולוגיות לאורך תקופה ממושכת. ביסוס מודל שבץ איסכמי ניסיוני יציב וניתן לחזרה הוא משמעותי ביותר להמשך חקירת המנגנונים הפתופיזיולוגיים ופיתוח אסטרטגיות טיפוליות יעילות לשבץ איסכמי. עורק המוח האמצעי (MCA) מייצג את המיקום הדומיננטי של שבץ איסכמי בבני אדם, כאשר חסימת MCA משמשת כמודל הנפוץ של איסכמיה מוחית מוקדית. בפרוטוקול זה, אנו מתארים את המתודולוגיה של הקמת מודל חסימת MCA דיסטלי (dMCAO) באמצעות אלקטרוקואגולציה טרנס-גולגולתית בעכברי C57BL/6. מכיוון שאתר החסימה ממוקם בענף קליפת המוח של MCA, מודל זה מייצר נגע אוטם בינוני המוגבל לקליפת המוח. אפיון נוירולוגי התנהגותי והיסטופתולוגי הדגים תפקוד מוטורי נראה לעין, ניוון נוירונים והפעלה בולטת של מיקרוגליה ואסטרוציטים במודל זה. לפיכך, מודל עכבר dMCAO זה מספק כלי רב ערך לחקר איסכמיה וערך של פופולריזציה.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

שבץ מוחי הוא מחלה מוחית חריפה נפוצה המאופיינת בשכיחות גבוהה של נכות ותמותה1. מתוך כלל מקרי השבץ, כמעט 80% שייכים לשבץ איסכמי2. עד כה, פקקת תוך ורידית נותרה אחת ממספר מצומצם של גישות פרודוקטיביות לטיפול בשבץ איסכמי חריף. עם זאת, האפקטיביות של טיפול thrombolytic מוגבל על ידי חלון הזמן האפקטיבי הצר ואת התרחשות של טרנספורמציה hemorrhagic3. בשלב השיקום ארוך הטווח לאחר שבץ איסכמי, מספר לא מבוטל של חולים צפויים לחוות הפרעות נוירולוגיות עמידות4. חקירה נוספת נדרשת בדחיפות כדי לפענח את המנגנונים הפתופיזיולוגיים הבסיסיים של שבץ איסכמי, כמו גם להקל על פיתוח אסטרטגיות טיפוליות חדשות הממוקדות שבץ איסכמי. הקמתו של מודל מהימן וניתן לשכפול של שבץ איסכמי היא חיונית למחקר בסיסי, כמו גם למחקר תרגומי מאוחר יותר בתחום השבץ האיסכמי.

בשנת 1981, Tamura et al. פיתחו מודל איסכמיה מוחית מוקדית על ידי שימוש באלקטרוקואגולציה טרנס-גולגולתית באתר הפרוקסימלי של עורק המוח האמצעי (MCA)5. מאז, חוקרים רבים השתמשו במתודולוגיות שונות כגון קשירה, דחיסה או חיתוך כדי לגרום לחסימת MCA דיסטלית (dMCAO) לקביעת מודלים חולפים או קבועים של שבץ איסכמי 6,7,8. בהשוואה למודל חוט הלהט, מודל dMCAO מציג יתרונות בולטים כגון גודל אוטם קטן יותר ושיעור הישרדות גבוה יותר, מה שהופך אותו מתאים יותר לחקר התאוששות תפקודית ארוכת טווח לאחר שבץ איסכמי9. בנוסף, מודל dMCAO מדגים שיעור הישרדות גבוה יותר במכרסמים מזדקנים בהשוואה למודל חוט הלהט, מה שהופך אותו לכלי יתרון לחקר שבץ איסכמי במודלים של קשישים ובעלי חיים נלווים10. מודל שבץ פוטוטרומבוטי (PT) הוכח כבעל מאפיינים של פחות פולשניות כירורגית ושיעור תמותה נמוך משמעותית. עם זאת, מודל PT מציג רמה גבוהה יותר של נמק תאי ובצקת רקמות בהשוואה למודל dMCAO, מה שמוביל להיעדר מחזור בטחונות11. יתר על כן, ראוי לציין כי הנגעים האיסכמיים שנצפו במודל PT נובעים בעיקר מחסימת כלי דם, השונה באופן מהותי מהאיסכמיה המוחית הנגרמת על ידי תסחיף כלי דם גדולים במודל dMCAO12.

במאמר זה, אנו מציגים את המתודולוגיה להשראת מודל dMCAO מורין על ידי קרישת MCA דיסטלי באמצעות קרניוטומיה של חלון עצם קטן. בנוסף, ערכנו בדיקות היסטולוגיות והערכות התנהגותיות כדי לאפיין באופן מקיף את תוצאות העלבונות והשבץ האיסכמי במודל ניסויי זה. אנו שואפים להכיר לחוקרים מודל זה ולהקל על חקירות נוספות של המנגנונים הפתולוגיים של שבץ איסכמי.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול הניסוי אושר על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים באוניברסיטת ג'יאנגהאן ונערך בהתאם להנחיות אתיות של חיות ניסוי שהונפקו על ידי המרכז לבקרת מחלות של סין. עכברי C57BL/6J זכרים בוגרים, בני 10 שבועות, משוקללים 24-26 גרם, שימשו בפרוטוקול זה. כל העכברים שוכנו בסביבה מבוקרת של 12 שעות במחזור אור/חושך עם מזון ומים עד ליביטום.

1. הכנה טרום ניתוחית

הערה: המכשירים והציוד העיקריים הדרושים לפרוטוקול זה מוצגים באיור 1.

  1. לפני ההליך, לעקר את כלי הניתוח על ידי autoclaving.
  2. מתן meloxicam תת עורית במינון של 5 מ"ג / ק"ג עבור שיכוך כאבים 60 דקות לפני הניתוח.
  3. מרדימים את העכבר עם 5% isoflurane בתא אינדוקציה.
  4. נגבו את לוח ניתוח החימום באתנול 75% והפעילו את מתג החימום כשהטמפרטורה מוגדרת ל-37°C. לאחר מכן, מקם את העכבר במצב צדדי שמאלי על הלוח, כאשר הראש ממוקם הרחק מהמנתח והזנב פונה לכיוון המנתח.
  5. חבר מסכה לפני העכבר המספקת אספקה קבועה של 2% איזופלורן ו-0.3 ליטר/דקה חמצן להרדמה תחזוקתית. החל את משחת העין על הקרנית כדי להגן עליהם מפני ייבוש במהלך ההליך.
  6. לגלח את הפרווה מהמסלול השמאלי לתעלת האוזן השמאלית עם מכונת גילוח. השתמש קרמים depilatory כדי להסיר את הפרווה שנותרה לעיקור.
  7. הכינו את אזור הניתוח על ידי מריחת חומר חיטוי פובידון-יוד ואתנול 75% שלוש פעמים.

2. דגם MCAO דיסטלי

  1. בדוק אם העכבר מורדם עמוקות על ידי הערכת הרפלקסים של צביטת הבוהן.
  2. בצע חתך אנכי בין המסלול השמאלי לתעלת האוזן השמאלית באמצעות להב אזמל סטרילי.
  3. משכו את הרקמה הרכה של העור עם retractors וחשפו את השריר הרקתי.
  4. השתמש microforceps ישר כדי להפריד את המקטעים apical ו dorsal של השריר הרקתי מן הגולגולת.
  5. זהו את הביפורקציה של ה-MCA, אשר לובשת צורה "Y" מתחת לעצם הרקתית עם הטיה לכיוון בסיס הגולגולת (איור 2A).
    הערה: אם הביפורקציה של MCA אינה נראית לעין (עקב וריאציה אנטומית נורמלית), ודא את כלי השיט הרוסטרלי ביותר.
  6. השתמש מקדח גולגולת חשמלי כדי לדלל את הגולגולת כדי ליצור חלון עצם (4 מ"מ קוטר) עד דורה מאטר, עם מרקם שקוף, הופך גלוי.
    הערה: יש להוסיף לסירוגין טיפות של מי מלח רגילים לגולגולת כדי למנוע התחממות יתר במהלך תהליך זה.
  7. הסר את הדורה מאטר מעל העורק עם מלקחיים מיקרו מעוקלים כדי לחשוף את ענף MCA.
  8. כוונו את העורק ל-7W. קרשו את העורק באמצעות מלקחיים חשמליים בקרישה באתרים של פרוקסימלי ודיסטלי לביפורקציה של MCA (איור 2A). כאשר הביפורקציה אינה נראית לעין עקב שונות אנטומית, יש לבצע את הקרישה על ענף MCA שזוהה במדויק (כאמור לעיל) בשני מקומות נפרדים במרחק של כ-1 מ"מ זה מזה13.
  9. עקוב אחר זרימת הדם של ענף קליפת המוח השמאלי MCA באמצעות מד זרימת דם בלייזר.
    הערה: עכברים המציגים ירידה בזרימת הדם של פחות מ -40% מהערך הבסיסי לאחר אלקטרוקואגולציה לא נכללו במחקר.
  10. תפרו את השריר והעור בנפרד באמצעות 5-0 תפרים של חומצה פוליגליקולית. החל דיקלופנק נתרן ג'ל משחה mupirocin על חתך העור באמצעות צמר גפן סטרילי.
  11. הנח את העכבר בתא שחזור. עקוב אחר כל העכברים עד שהם ערים לחלוטין. לספק meloxicam (5 מ"ג / ק"ג, SC) עבור שיכוך כאבים כל 24 שעות עד 72 שעות.

3. מבצע דאם

  1. לשחזר את אותו הליך כמו אלה שהוזכרו לעיל, למעט תהליך של קרישת עורק.

4. מבחנים התנהגותיים

הערה: לפני dMCAO, העכברים עברו אימון התנהגותי פעמיים ביום במשך 3 ימים. ביוםהשלישי לאחר dMCAO, העבירו את העכברים לחדר הבדיקות ההתנהגותיות להסתגלות סביבתית של שעתיים לפני הבדיקה.

  1. מבחן חוזק אחיזה14
    הערה: מד חוזק האחיזה כולל מד מאמץ דחיפה-משיכה ומוט אופקי ממתכת.
    1. אחזו בבסיס זנב העכבר. הורידו בהדרגה את העכבר לכיוון מוט האחיזה המתכתי עד שהוא אוחז במוט האופקי עם שתי הכפות הקדמיות (איור 2B).
    2. משוך את העכבר לאחור במהירות קבועה של כ-2 ס"מ לשנייה ושמור על גופו אופקי.
    3. רשום את כוח השיא בגרמים (g) כאשר העכבר משחרר את כפותיו הקדמיות מהמוט.
  2. מבחן קוטב15
    1. הניחו את העכבר על ראש מוט עץ אנכי (50 ס"מ גובה, 1 ס"מ קוטר) כשראשו פונה כלפי מעלה, ואפשרו לו לטפס במורד המוט (איור 2B).
    2. רשום את הזמן שלוקח לעכבר להסתובב (סיבוב T) ואת הזמן הכולל לטפס במורד המוט (T-total) עם זמן חיתוך של 60 שניות.
  3. בדיקת הסרת סרט הדבקה16
    1. החזיקו את העכבר וחברו טלאי של סרט הדבקה (2 × 2 מ"מ) לכפה הקדמית הימנית של העכבר (איור 2B).
    2. החזירו את העכבר לכלוב הגידול ואפשרו לו לנוע בחופשיות.
    3. רשום את הזמן שלקח לעכבר להסיר דבק עם מגבלה של 60 שניות.
  4. בדיקת צילינדר17
    1. הניחו את העכבר בתוך גליל זכוכית פתוח ושקוף (קוטר: 14 ס"מ; גובה: 20 ס"מ) ותיעדו את התנהגות הגישוש הספונטנית שלו בעמידה במשך 3 דקות באמצעות מצלמה (איור 2B).
      הערה: במהלך הליך הניסוי, שתי מראות הוצבו לצד הצילינדר כדי להבטיח רישום אופטימלי של תנועות הגפיים הקדמיות.
    2. נגב את הגליל עם אתנול 75% כדי למנוע שאריות של רמזי ריח לפני בדיקת העכבר הבא.
    3. הפחת את מהירות ההפעלה של הווידאו ל -1/5 מהמהירות בפועל, וספור את מספר נגיעות הקיר עם הכף הקדמית השמאלית (L) או הימנית (R) או שימוש בו זמנית בשתי הכפות הקדמיות (B). חשב את שיעור השימוש של הכף הקדמית הימנית כ- (L-R)/(L + R + B) × 100%.

5. זילוח והכנת מדגם

  1. המתת חסד העכבר על ידי מנת יתר של הזרקת הצפק של pentobarbital (300 מ"ג / ק"ג). מקם את העכבר בשכיבה ולשתק את הגפיים.
  2. בצע חתך קו אמצע על העור, החל מחלל אמצע הבטן ונמשך לכיוון אזור החזה העליון.
  3. פתח את החזה באמצעות מספריים כירורגיים וקפל את הקסיפואיד כלפי מעלה באמצעות המוסטט. בזהירות להסיר את הריאה ואת הסרעפת כדי לחשוף את הלב.
  4. הכנס את קצה מחט הזלוף לחדר השמאלי ונקב את אטריום ימין עם מספריים. לערבב את הלב עם 20 מ"ל של מלוחים נורמליים דרך החדר השמאלי.
  5. ערפו את ראשו של העכבר וחתכו את הקרקפת לאורך קו האמצע שבין העיניים. חותכים את העצם לאורך שני הצדדים, החל מבסיס הגולגולת ונפתחים לארובת העין.
  6. הרימו את הקלבריום ונתקו בעדינות את המוח מבסיס הגולגולת באמצעות מלקחיים.
    הערה: מוחות של מחצית מהעכברים היו נתונים לצביעה של 2,3,5-triphenyl tetrazolium chloride (TTC), בעוד שמוחות מהחצי השני עברו בדיקה היסטולוגית.
  7. השרו את המוח בתמיסת פרפורמלדהיד 4% למשך הלילה לצורך ניתוח היסטולוגי המשך.

6. זיהוי נפח אוטם

  1. הכניסו את המוח לתא הקפאה בטמפרטורה של -20°C במקרר למשך 20 דקות.
  2. מקמו את המוח לתוך מטריצת המוח בקוטר 1 מ"מ וחתכו את המוח למקטעים כליליים בעובי של 2 מ"מ באמצעות להבי מיקרוטום.
  3. העבירו את חלקי המוח לצלחת תרבית של 24 בארות והוסיפו 2% TTC כדי לכסות את רקמת המוח. שים את צלחת תרבית 24 בארות בתנור טמפרטורה קבועה במשך 30 דקות עם הטמפרטורה להגדיר על 37 ° C.
  4. הרימו בזהירות את חלקי המוח וקיבעו אותם בתמיסת פרפורמלדהיד 4% למשך 15 דקות.
  5. בצע סריקה אופטית של חלקי מוח אלה ברזולוציה של 1200 x 1200 dpi על ידי סורק.
  6. מדוד את נפח אוטם המוח על ידי סיכום אזור האוטם של כל קטע (שטח של ההמיספרה הימנית פחות אזור לא נפגע של ההמיספרה השמאלית) באמצעות תוכנת תמונה J (https://imagej.net/software/imagej/index)18. חשב את אחוז נפח האוטם כנפח/נפח אוטם של ההמיספרה הימנית × 100%.

7. ניתוח צביעה היסטופתולוגי ואימונופלואורסצנטי

  1. קח את דגימות המוח מתמיסת paraformaldehyde ולשטוף אותם עם מים זורמים במשך 1 שעות.
  2. העבירו את דגימות המוח למכונת אוטומציה-רקמות-מייבשות. הפעל את התוכנית המוגדרת מראש להתייבשות, ויטריפיקציה וטבילת שעווה. הטמיעו את דגימות המוח המיובשות בפרפין וחתכו אותן למקטעים בעובי 5 מיקרומטר על ידי מיקרוטום.
  3. צביעת המטוקסילין ואאוזין (H&E)
    1. מחלקים את החלקים עם קסילן 3 פעמים למשך 8 דקות כל אחד.
    2. הרטיבו את החלקים על ידי טבילה רצופה באתנול הדרגתי (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) ומים מזוקקים למשך 5 דקות בכל פעם.
    3. מכתימים את החלקים בתמיסת המטוקסילין למשך 5 דקות.
    4. שטפו את החלקים במים מזוקקים כדי לשטוף את שאריות המטוקסילין, ולאחר מכן טבלו אותם באלכוהול חומצה הידרוכלורית 5% להבחנה של 5 שניות. שטפו את החלקים במים מזוקקים במשך 2 דקות.
    5. הכתימו את המקטעים בתמיסת אאוזין למשך 30 שניות ושטפו את עודפי נוזל הכתמים במים מזוקקים.
    6. לטבול את החלקים ב-90% אתנול, 95% אתנול, 100% אתנול וקסילן (2 פעמים) ברציפות במשך 5 דקות בכל פעם. הר את החלקים עם אמצעי הרכבה בלסם ניטרלי.
  4. צביעה אימונופלואורסצנטית
    1. טווקס את החלקים עם קסילן 3 פעמים במשך 8 דקות בכל פעם.
    2. יש לייבש מחדש את המקטעים על ידי טבילה רצופה באתנול הדרגתי (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) ומים מזוקקים למשך 5 דקות בכל פעם.
    3. מחממים את תמיסת שליפת האנטיגן ציטראט לרתיחה במיקרוגל. לטבול את החלקים בתמיסת אחזור האנטיגן. חממו מחדש את מאגר אחזור האנטיגן בהספק נמוך (20 ואט) למשך 20 דקות.
    4. כבו את המיקרוגל ותנו למאגר שליפת האנטיגן להתקרר לטמפרטורת החדר (RT).
    5. שטפו את המקטעים שלוש פעמים במי מלח חוצצים פוספט 0.1 מ"מ (PBS) במשך 5 דקות בכל פעם.
    6. דגרו על החלקים עם תמיסה חוסמת (אלבומין בסרום בקר 5%) ב- RT למשך שעה אחת כדי לחסום את הקישור הלא ספציפי של אימונוגלובולין.
    7. לדגור על החלקים עם נוגדן ארנב נגד NeuN (1: 300), נוגדן ארנב נגד Iba-1 (1: 500) ונוגדן עכבר נגד GFAP (1: 500) ב 4 מעלות צלזיוס במשך הלילה.
    8. שטפו את המקטעים שלוש פעמים עם PBS של 0.1 mM במשך 5 דקות בכל פעם.
    9. דגרו על המקטעים עם IgG מצומד נגד ארנב עז Alexa 594 (1:500) או IgG מצומד נגד עכבר Alexa 488 (1:500) למשך שעה אחת ב-RT.
    10. שטפו את החלקים עם PBS של 0.1 mM והרכיבו אותם עם אמצעי הרכבה נגד דהייה המכיל 4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI).
    11. צלם תמונות של שלושה שדות מיקרוסקופיים (300 מיקרומטר × 300 מיקרומטר) בתוך הפנומברה האיסכמית באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי ב 594 ננומטר ו 488 ננומטר, בהתאמה.
    12. באמצעות תוכנת ImageJ (https://imagej.net/software/imagej/index), להעריך את צפיפות התאים המוכתמים באופן חיובי על ידי ממוצע ספירות בפנומברה איסכמית19.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המכשירים העיקריים שמשמשים לביצוע dMCAO הם סט המכשירים המיקרו-כירורגיים, מכשיר האידוי איזופלורן ומחולל הקרישה המיקרו-כירורגי המונופולרי שמוצג באיור 1. ההליך הניסויי של המחקר הזה מומחש באיור 2. בקצרה, נעשה שימוש בקרניוטומיה קטנה של חלון עצם כדי לחשוף את ה- MCA הדיסטלי, אשר לאחר מכן נקרש כדי לגרום לאיסכמיה מוחית מוקדית קבועה בעכברי C57BL/6. יתר על כן, העלבונות האיסכמיים ותוצאות השבץ הוערכו באמצעות צביעת TTC, בדיקות היסטולוגיות והערכות התנהגותיות לאחר 3 ימים לאחר dM...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בפרוטוקול הנוכחי של מודל dMCAO electrocoagulation craniotomy, ההליכים הכירורגיים מבוצעים עם פולשניות מינימלית, שבה רק חלק מהשריר הטמפורליס מופרד כדי למתן את ההשפעות השליליות על תפקוד המסטיקציה. כל העכברים התאוששו היטב לאחר ההליך, ללא מקרים נצפים של קשיי האכלה. ניתן להבחין בקלות ב-MCA בעצם הרקתית של העכבר, ובכך לאפשר זיהוי מדויק של מיקומי קרניוטומיה מתאימים. נגעים איסכמיים אלה הנגרמים על ידי מודל dMCAO היו ממוקמים בחלק הצדדי של קליפת המוח, בהתאם לדיווחים קודמים שתוארו על ידי Llovera G et al.13. יתר...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין אינטרסים מנוגדים לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה נתמך על ידי מענקים מהקרן למדעי הטבע של מחוז חוביי (2022CFC057).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
2,3,5-Triphenyltetrazolium
כלוריד (TTC)		Sigma-Aldrich108380צבע לצביעה TTC
צלחת תרבית 24 בארותקורנינג (ארה"ב)CLS3527כלי לצביעה TTC
4% פרפורמלדהידווהאן Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1101קיבוע רקמות
5% אלבומין סרום בקרווהאן BOSTER Bio Co., Ltd.AR004חסימת אנטיגן לא ספציפית
5-0 תפר חומצה פוליגליקוליתJinhuan Medical Co., LtdKCR531חומר לניתוח
מכונת הרדמהMidmark CorporationVMRבעלי חיים מורדמים
Antifade הרכבה בינוניBeyotime BiotechP0131חותם לצביעה IF
אוטומציה-ייבוש רקמות  מכונת
Leica Biosystems (גרמניה)TP1020רקמות ייבוש
Veet (צרפת)20220328חומר לניתוח
Diclofenac  נתרן  ג'לווהאן מא יינגלונג פרמצבטיקה
 Co., Ltd.		H10950214משככי כאבים לבעלי חיים
קצה מקדחה (0.8 מ"מ)Rwd Life Science Co., Ltd.ציוד לניתוח
תמיסת צביעה EosinWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1001צבע ל-H& E מכתים
משחת עינייםגואנגג'ואו פרמצבטיקה ושות', בע"מH44023098חומר לניתוח
מיקרוסקופ פלואורסצנטיאולימפוס (יפן)BX51רכישת תמונה
GFAP עכבר נוגדן חד שבטיCell Signaling Technology Inc.
(דנברס, מסצ'וסטס, ארה"ב)		3670נוגדן ראשוני ל-IF מכתים
עז אנטי עכבר Alexa
488-מצומד IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(דנברס, מסצ'וסטס, ארה"ב)		4408נוגדן שני ל-IF מכתים
עיזים נגד ארנב Alexa
594-מצומד IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(דנברס, MA, ארה"ב)		8889נוגדן שני לצביעת IF
מד חוזק אחיזהשנחאי Xinruan Information Technology Co., Ltd.XR501ציוד לבדיקה התנהגותית
Hematoxylin תמיסת צביעהWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1004צבע ל-H& E מכתים
Iba1 ארנב נוגדן חד שבטיAbcamab178846נוגדן ראשוני לצביעת IF
IsofluraneRwd Life Science Co., Ltd.R510-22-10בעלי חיים מורדמים
מד זרימת דם דופלר לייזרMoor Instruments (בריטניה)moorVMSניטור זרימת דם
מלוקסיקםBoehringer-IngelheimJ20160020משככי כאבים לבעלי חיים
MicrodrillRwd Life Science Co., Ltd.78001ציוד לניתוח
סט מכשירים מיקרוכירורגייםRwd Life Science Co., Ltd.SP0009-Rציוד לניתוח
מיקרוטוםתרמו פישר סיינטיפיק (ארה"ב)HM325ייצור חתך רקמות
להב מיקרוטוםLeica Biosystems (גרמניה)819ייצור חתך רקמות
מחולל אלקטרו-קואגולציה מונופולריSpring Scenery Medical Instrument
Co., Ltd.		CZ0001ציוד לניתוח
משחת Mupirocinטיאנג'ין סמית קליין & מעבדות צרפתיות
בע"מ		H10930064נוגדן חד שבטי לבעלי חיים
NeuN Rabbit נוגדן חד שבטיCell Signaling Technology Inc.
(דנברס, מסצ'וסטס, ארה"ב)		24307נוגדן ראשוני לצביעה IF
בלסם ניטרליאבסין Bioscienceabs9177חותם ל-H& E מכתים
מרכז הטמעת פרפיןThermo Fisher Scientific (ארה"ב)EC 350לייצר בלוקים של פרפין
Pentobarbital נתרןSigma-AldrichP3761בעלי חיים מורדמים
פוספט חוצץ מלחשנחאי Beyotime Biotech Co., LtdC0221Aשטיפה למדור רקמות
מכונת גילוחשנזן Codos מכשירי חשמל
ושות', בע"מ		CP-9200ציוד לניתוח
פתרון נתרן ציטראטשנחאי Beyotime Biotech Co., Ltd.P0083אחזור אנטיגן לצביעה של IF
קרם הסרת

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Patel, P., Yavagal, D., Khandelwal, P. Hyperacute management of ischemic strokes: JACC Focus Seminar. J Am Coll Cardiol. 75 (15), 1844-1856 (2020).
  2. GBD 2016 Stroke Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease study 2016. Lancet Neurol. 18 (5), 439-458 (2019).
  3. Joo, H., Wang, G., George, M. G. A literature review of cost-effectiveness of intravenous recombinant tissue plasminogen activator for treating acute ischemic stroke. Stroke Vasc Neurol. 2 (2), 73-83 (2017).
  4. Jones, A. T., O'Connell, N. K., David, A. S. Epidemiology of functional stroke mimic patients: a systematic review and meta-analysis. Eur J Neurol. 27 (1), 18-26 (2020).
  5. Tamura, A., et al. Focal cerebral ischaemia in the rat: Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).
  6. Kuraoka, M., et al. Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice. Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).
  7. Orset, C., et al. Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion. Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).
  8. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  9. Candelario-Jalil, E., Paul, S. Impact of aging and comorbidities on ischemic stroke outcomes in preclinical animal models: A translational perspective. J Exp Neurol. 335, 113494(2021).
  10. Zuo, X., et al. Attenuation of secondary damage and Aβ deposits in the ipsilateral thalamus of dMCAO rats through reduction of cathepsin B by bis(propyl)-cognitin, a multifunctional dimer. Neuropharmacology. 162, 107786(2020).
  11. Shabani, Z., Farhoudi, M., Rahbarghazi, R., Karimipour, M., Mehrad, H. Cellular, histological, and behavioral pathological alterations associated with the mouse model of photothrombotic ischemic stroke. J Chem Neuroanat. 130, 102261(2023).
  12. Caleo, M. Rehabilitation and plasticity following stroke: Insights from rodent models. Neuroscience. 311, 180-194 (2015).
  13. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. J Vis Exp. (89), e51729(2014).
  14. Lavayen, B. P., et al. Neuroprotection by the cannabidiol aminoquinone VCE-004.8 in experimental ischemic stroke in mice. Neurochem Int. 165, 105508(2023).
  15. Hu, K., et al. Cathepsin B knockout confers significant brain protection in the mouse model of stroke. J Exp Neurol. 368, 114499(2023).
  16. Yu, S. P., et al. Optochemogenetic stimulation of transplanted iPS-NPCs enhances neuronal repair and functional recovery after ischemic stroke. J Neurosci. 39 (33), 6571-6594 (2019).
  17. Lin, Y. H., et al. Opening a new time window for treatment of stroke by targeting HDAC2. J Neurosci. 37 (28), 6712-6728 (2017).
  18. Shi, X. F., Ai, H., Lu, W., Cai, F. SAT: Free software for the semi-automated analysis of rodent brain sections with 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride staining. Front Neurosci. 13, 102(2019).
  19. Jensen, E. C., et al. Quantitative analysis of histological staining and fluorescence using ImageJ. Anat Rec. 296 (3), 378-381 (2013).
  20. Donahue, J., Wintermark, M. Perfusion CT and acute stroke imaging: foundations, applications, and literature review. J Neuroradiol. 42 (1), 21-29 (2015).
  21. Sun, M., et al. Long-term L-3-n-butylphthalide pretreatment attenuates ischemic brain injury in mice with permanent distal middle cerebral artery occlusion through the Nrf2 pathway. Heliyon. 8 (7), e09909(2022).
  22. Balkaya, M. G., Trueman, R. C., Boltze, J., Corbett, D., Jolkkonen, J. Behavioral outcome measures to improve experimental stroke research. Behav Brain Res. 352, 161-171 (2018).
  23. Hao, T., et al. Inflammatory mechanism of cerebral ischemia-reperfusion injury with treatment of stepharine in rats. Phytomedicine. 79, 153353(2020).
  24. Pietrogrande, G., et al. Low oxygen post conditioning prevents thalamic secondary neuronal loss caused by excitotoxicity after cortical stroke. Sci Rep. 9 (1), 4841(2019).
  25. Shi, X., et al. Stroke subtype-dependent synapse elimination by reactive gliosis in mice. Nat Commun. 12 (1), 6943(2021).
  26. Chen, W. C., et al. Aryl hydrocarbon receptor modulates stroke-induced astrogliosis and neurogenesis in the adult mouse brain. JNeuroinflammation. 16 (1), 187(2019).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

TTC

מאמרים קשורים