מאמר זה מציג טכניקה ייחודית של חזה סגור לגרימת פגיעה באיסכמיה של שריר הלב (IRI) בעכברים. השיטה המוצגת מאפשרת לעכברים לנשום באופן ספונטני תוך גרימת איסכמיה מרחוק של שריר הלב. זה מספק גישה לבעל החיים לחקר התהליכים הדינמיים של איסכמיה ורפרפוזיה באתרם ובזמן אמת באמצעות הדמיה לא פולשנית.
הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.
מאמר שיטה
חסימת LAD מופעלת מרחוק באמצעות קטטר בלון בעכברים נושמים באופן ספונטני
* These authors contributed equally
במאמר זה
סיכום
תקציר
אוטם שריר הלב החריף (AMI) הוא מצב קרדיווסקולרי שכיח ותמותה גבוהה. למרות ההתקדמות באסטרטגיות רה-וסקולריזציה עבור AMI, היא מובילה לעתים קרובות לפגיעה באיסכמיה של שריר הלב (IRI), מה שמגביר את הנזק הלבבי. מודלים של מורין משמשים ככלים חיוניים לחקירת פציעות אקוטיות ותכנון מחדש כרוני של שריר הלב in vivo. מחקר זה מציג טכניקה ייחודית של חזה סגור להשראת IRI מרחוק של שריר הלב בעכברים, המאפשרת לחקור את השלב המוקדם מאוד של חסימה ורפרפוזיה באמצעות הדמיה in-vivo כגון MRI או PET. הפרוטוקול משתמש בשיטת חסימה מרחוק, המאפשרת שליטה מדויקת על התחלת איסכמיה לאחר סגירת החזה. הוא מפחית טראומה כירורגית, מאפשר נשימה ספונטנית ומשפר את עקביות הניסוי. מה שמייחד טכניקה זו הוא הפוטנציאל שלה לדימות לא פולשני בו זמנית, כולל אולטרסאונד והדמיית תהודה מגנטית (MRI), במהלך אירועי חסימה ורפרפוזיה. הוא מציע הזדמנות ייחודית לנתח תגובות רקמות כמעט בזמן אמת, ומספק תובנות קריטיות על תהליכים במהלך איסכמיה ורפרפוזיה. נערכו בדיקות שיטתיות מקיפות של גישה חדשנית זו, מדידת סמני נמק לבבי לאוטם, הערכת האזור בסיכון באמצעות MRI משופר בניגוד, והכתמת אוטם בשלב הבשלת הצלקת. באמצעות חקירות אלה הושם דגש על ערכו של הכלי המוצע בקידום גישות מחקריות לפגיעה באיסכמיה של שריר הלב ובהאצת הפיתוח של התערבויות ממוקדות. מוצגים כאן ממצאים ראשוניים המדגימים את ההיתכנות של שילוב פרוטוקול הניסוי החדשני המוצע עם טכניקות הדמיה לא פולשניות. תוצאות ראשוניות אלה מדגישות את היתרון של ניצול עריסת בעלי החיים הייעודית לגרימת איסכמיה מרחוק של שריר הלב תוך ביצוע סריקות MRI בו זמנית.
מבוא
אוטם חריף של שריר הלב (AMI), מצב קרדיווסקולרי עולמי נפוץ, קשור לשיעורי תמותה ותחלואה גבוהים1. למרות ההתקדמות הטכנולוגית שאפשרה אסטרטגיות רה-וסקולריזציה מוקדמות ויעילות עבור חולי AMI, חולים עדיין חווים פגיעה באיסכמיה של שריר הלב (IRI) בעקבות התערבויות אלה2. לכן, הבנת המנגנונים הבסיסיים וגיבוש גישות להפחתת IRI היא חיונית. IRI מייצג מצב פתופיזיולוגי מורכב המערב מספר רב של תהליכים ביולוגיים מורכבים. אלה כוללים מוות תאי מוסדר, תגובות עקה חמצונית, דלקת, ריפוי פצעים, פיברוזיס ועיצוב מחדש של החדרים. מודלים של בעלי חיים, כגון עכברים, היו בעלי חשיבות רבה למחקר IRI והם נמצאים בשימוש נרחב בשל עלות-תועלתם, הרבייה המהירה שלהם, ושפע המידע המכניסטי ממודלים טרנסגניים3.
פרוטוקול זה מציג טכניקה חדשנית להשראת IRI מרחוק בעכברים נושמים באופן ספונטני עם חזה סגור, המחקה באופן הדוק יותר את הפתולוגיה האנושית. חסימה מרחוק הושגה על ידי שימוש בצנתר בלון הממוקם במרחק משריר הלב כדי לחסום את העורק היורד הקדמי השמאלי (LAD). גישה זו מציעה גישה מתמשכת ללב הפועם ברגעים המדויקים של חסימה ורפרפוזיה, ומקלה על שיטות הדמיה סימולטניות, כולל אולטרסאונד או דימות תהודה מגנטית (MRI). שיטות לא פולשניות אלה יכולות לספק תובנות חיוניות לגבי תגובות רקמות לפני, במהלך ואחרי אירועי חסימה ורפרפוזיה.
קיימות טכניקות כירורגיות שונות להשראת IRI במודלים מורינים. טראומה כירורגית הנובעת מבית החזה במודלים של קשירה כלילית בחזה פתוח מעוררת תגובה חיסונית המשפיעה על מנגנונים מגוונים הקשורים לאיסכמיה ורפרפוזיה. הפעלת מערכת החיסון המולדת טומנת בחובה פוטנציאל להשפיע על מידת אוטם שריר הלב4. הטכניקה המותאמת המוצעת מספקת גישה פוטנציאלית לחקר שריר הלב לפני ואחרי ההתניה ואולי להפחית את ההשפעה של התגובה החיסונית המולדת לטראומה כירורגית במחקרי IRI על ידי מזעור מסגרת הזמן של בית החזה הפתוח למקסימום של 5 דקות. יתר על כן, הטכניקה החדשה שפותחה עשויה גם לתרום להפחתת sequelae פרו דלקתי הנגרם על ידי פגיעה ריאות הנגרמת על ידי הנשמה5. עם זאת, ההשפעות המשולבות של שיטת החזה הסגור החדשה תדרוש חקירה מעמיקה נוספת.
תיקוף יסודי של הטכניקה המוצעת בוצע על ידי השוואתה לשיטה המסורתית, הכוללת חשיפת LAD באמצעות דיסקציה כירורגית של החזה וחסימה הנגרמת על ידי ליגטורה למשך 30 דקות. הושוו תוצאות משתי הטכניקות, שכללו מדידות טרופונין המשקפות את גודל אוטם הלב, הערכות של האזור בסיכון באמצעות MRI עם שיפור ניגודיות גדוליניום, צביעה היסטולוגית של טריפניל טטרזוליום כלוריד (TTC), וקביעת גודל צלקת סופי באמצעות צביעת סיריוס אדום (SR). התוצאה מדגימה את החוסן והיעילות של הגישה המוצעת לחקר פגיעה איסכמיה-רפרפוזיה במודלים של מורין.
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
פרוטוקול
פרוטוקול זה של בעלי חיים אושר על ידי והוא בהתאם להנחיות ולתקנות שנקבעו על ידי הוועדה האתית לניסויים בבעלי חיים (ECD) באוניברסיטה הקתולית של לוון. כל המדיניות שפותחה על ידי ECD המקומי עוקבת אחר תקנות האיחוד האירופי בנוגע לרווחתן של חיות מעבדה כפי שהוכרז בדירקטיבה 2010/63/EU. כל הבדיקות המתוארות להלן בוצעו בעכברים זכרים C57BL/6 בני 8-12 שבועות (משקל גוף = 20-23 גרם). הניסויים החריפים מייצגים בעלי חיים שהוקרבו מיד לאחר הניתוח. ניסויי ההישרדות ייצגו מעקב של ארבעה שבועות, כולל מדידת טרופונין, MRI וצביעת SR.
1. הרדמה ואינטובציה אנדוטרכאלית
- מתן תרופות טרום הרדמה באמצעות תערובת של קטמין (7.5 מ"ג/ק"ג; Nimatek 100 מ"ג / מ"ל), xylazine (1 מ"ג / ק"ג; רומפון, 20 מ"ג/מ"ל), ואצפרומזין (0.1 מ"ג/ק"ג; Placivet, 10 מ"ג / מ"ל) (KXA) (ראה טבלה של חומרים) עם 0.9% מלח מדלל intraperitoneally. זה מאפשר אינטובציה חלקה יותר ופחות פולשנית.
- הניחו את העכבר בתא אינדוקציה (ראו טבלת חומרים) והפעילו הרדמה באמצעות איזופלורן 2.5% בחמצן טהור עם קצב זרימה של 1 ליטר/דקה עד לאיבוד רפלקס הישרה וצביטת הבוהן.
- מעבירים את בעל החיים לפד מחומם (±38 מעלות צלזיוס) ומניחים אותו בשכיבה עם הראש לכיוון המנתח. תקן את הזנב ואת הכפות הקדמיות עם סרט על הכרית. ודא כי הגפיים הקדמיות אינן מתוחות יתר על המידה, שכן זה יכול לפגוע בנשימה.
- הניחו תפר משי 2-0 (ראו טבלת חומרים) סביב החותכות העליונות והדביקו את התפר על גבול הפד כדי למשוך את העכבר. במידת הצורך, חבר מחזיק מחט כדי לשמור על מתח על התפר. יש לשמור על בעל החיים מורדם באמצעות 2% איזופלורן ב-100% חמצן עם זרימה של 1 ליטר/דקה באמצעות חרוט אף.
- הניחו מקור אור רק רוסטרלי של עצם החזה, הסירו את חרוט האף, והניחו את אספקת האיזופלורן על מכונת ההנשמה. בצע אינטובציה של העכבר באמצעות מלקחיים על ידי הרמת הלשון כלפי מעלה והחזקת לרינגוסקופ מתוצרת עצמית כדי להרים את החלק הבסיסי של הלשון עוד יותר ולדמיין את מיתרי הקול.
- הניחו צינור קנה נשימה מתוצרת עצמית באמצעות קטטר 18G על מחט עמומה בין מיתרי הקול. הזיזו את הצנתר, הוציאו את המחט העמומה וחברו את הצינור למאוורר העכבר (ראו טבלת חומרים).
- השתמש במחבר בצורת Y שונה (ראה רשימת חומרים) כדי לחבר את צינור האינטובציה למכונת ההנשמה. המיקום הנכון של צינור קנה הנשימה יכול להיות מאושר על ידי שיפוט הרחבת החזה סימטרי.
- הגדר את נפח הגאות (מ"ל) על משקל הגוף (BW) (g) x 7 ואת קצב האוורור על 53.5 x (BW (g)-0.26) משיכות לדקה, והתאם אותו למשקל הגוף של עכבר מסוים במידת הצורך6 (לדוגמה, עבור עכבר של 25 גרם נפח הגאות הוא 175 מ"ל ב 140 פעימות לדקה).
- להפחית את isoflurane ל 1% ב 100% חמצן, כמו החיה יישאר מורדם עקב premedication. עם זאת, להעריך באופן קבוע את עומק ההרדמה על ידי ביצוע צביטת בוהן. התאמת ריכוז איזופלורן בהתאם לעומק ההרדמה.
- יש למרוח טיפה של משחת עיניים למניעת יובש בזמן ההרדמה.
2. התקנת כלי IRI
הערה: הסר את כל ההדבקות והנח את בעל החיים על לוח הבסיס של כלי ה-IRI הייעודי. פרטים על מאפייני הכלי IRI מוזכרים בקובץ משלים 1.
- קבע את לוחית הבסיס של כלי ה-IRI המרוחק שנבנה במיוחד במיקום צדדי מול המנתח. תקן את הזנב והכפות באמצעות סרט הדבקה. תקנו את הראש באמצעות תפר משי 2-0 סביב החותכות העליונות כדי למנוע תזוזה מקרית (איור 1).
- הכנס את הבדיקה התרמית הרקטלית (ראה טבלת חומרים) כדי לפקח על טמפרטורת הגוף והשתמש במנורת חימום אינפרא אדום מעל החיה כדי לשמור על הטמפרטורה סביב 37 מעלות צלזיוס. שימו לב למרחק מספיק בין החיה למנורה כדי למנוע התחממות יתר.
- מקם את אלקטרודות מחט האק"ג בכל ארבע הכפות כדי לצפות ולרשום את קצב הלב ואת צורת הגל של האק"ג. אבטח את הבדיקה הרקטלית ואת אלקטרודות האק"ג לפלטפורמה באמצעות קלטת.
- יש למרוח קרם להסרת שיער בצד שמאל של בית החזה כדי להסיר שיער וליצור שדה ניתוחי ברור.
הערה: יש להגביל את זמן המריחה ולשים לב להסרה מלאה של הקרם למניעת כוויות כימיות.
3. Thoracotomy
- בצע הכנה אספטית של העור באמצעות תמיסת בטדין, לאחר מכן הנח וילון כירורגי על בית החזה השמאלי כדי להבטיח סביבה סטרילית. השתמש בציוד מעוקר כדי לבצע את ההליך. בצע חתך עור אנכי בחלק האמצעי של שריר החזה באורך של כ -1 ס"מ ובמרחק של כ -2 מ"מ מגבול עצם החזה השמאלית.
- לירוק את שריר החזה כדי לחשוף את הצלעות מתחת. הימנע מפגיעה בשוגג בכלי השיט. אם מתרחש דימום, השתמש אפליקטורים כותנה כדי לעצור כל דימום.
- דמיינו את הצלעות וזהו את החללים הבין-קוסטליים על ידי התבוננות בריאה המתנפחת דרך קיר החזה הדק והשקוף למחצה. פתח את חלל החזה באמצעות מספריים כירורגיים על ידי ביצוע חתך 6-8 מ"מ בחלל הבין-קוסטלי השלישי. יש לוודא שהחתך נמצא במרחק של לפחות 2 מ"מ מגבול עצם החזה שבו נמצא עורק החזה הפנימי.
- הכניסו ספקולום קטן של עין חולדה (ראו טבלת חומרים) בחלל הבין-קוסטלי. זה יתפקד כמסיר צלעות (איור 1A).
- הרימו בעדינות את קרום הלב עם מלקחיים מעוקלים ומשכו אותו בנפרד.
- מניחים חתיכת כותנה קטנה על גבי הריאה ודוחפים בעדינות כלפי מטה.
4. הכנת LAD
- ה-LAD נראה אדום בוהק ויוצא מאבי העורקים מתחת לאאוריקל השמאלי לכיוון הקודקוד. המיקום האידיאלי עבור הרצועה נמוך בכ -2 מ"מ מקצה האוריקל השמאלי. השתמשו בגזע הריאתי כסמן כדי לעזור לזהות את האוריקל השמאלי ולמטב את הדמיית LAD באמצעות זרם אור (איור 2).
- השתמש במחט מחודדת כדי להעביר תפר פוליפרופילן 7-0 סביב ה- LAD. אין להניח את המחט עמוק מדי, כפי שהוא יכול להיכנס לחדר השמאלי, ולא רדוד מדי, כפי שהוא יכול להזיק LAD.
- הסר את חתיכת הכותנה הקטנה ובדוק אם הריאה השמאלית עדיין מאווררת.
- הסר את מסיר הצלעות.
- יש לוודא שהתפר הוא באורך מינימלי של 15 ס"מ משני קצותיו. חותכים את המחט.
- הניחו חתיכה של צינור PE-50 בקוטר 1 מ"מ מעל חתיכה של צינורות PE-10 בקוטר 15 מ"מ (ראו טבלת חומרים). יש להנחות את שני קצוות התפר דרך צינור PE-10 ולהעביר את צינור ה-PE עם קצהו העבה כנגד הלב.
5. סגירת חזה ו extubating
- החל קצת ג'ל חומצה fusidic על החלל intercostal פתוח בעדינות לאפשר את האוויר intrathoracic הנותר לברוח על ידי חסימה קצרה של זרימת המאוורר. ניתן להוסיף ג'ל חומצה פוסידית נוסף לחלק החיצוני של צינור PE כדי למנוע כניסת אוויר לבית החזה.
- סגור את שריר החזה עם תפר 5-0 פוליפרופילן X מעל ומתחת לרמה של צינור PE, וודא שהחלק המעובה של צינור PE נמצא מתחת לרמה של השריר.
- סגור את העור עם שני תפרים של 5-0 פוליפרופילן X מעל ושניים מתחת לצינור PE (איור 1B ואיור 3).
- עם חזה סגור, החיה יכולה לנשום באופן ספונטני שוב. לגמול את בעל החיים ממכונת ההנשמה על ידי הפחתה איטית של נפח הגאות וקצב הנשימה. כאשר בעל החיים מתחיל לנשום, נתק בזהירות ספונטנית את צינור ההנשמה, אך שמור אותו במקומו עד שנצפה דפוס נשימה יציב.
- חבר את אספקת האיזופלורן עם חרוט אף המונחת מעל אפו של בעל החיים ומקובעת על צלחת הבסיס.
6. הרכבה של כלי IR מרחוק
- מקם את החלק הצדדי האנכי בלוח הבסיס על-ידי הכנסתו לחריצים.
- השתמש בוו דק כדי לשלוף את שני קצוות התפרים ומשוך אותם דרך החור המרכזי בחלק הצדדי מאחורי הבלון (ראה טבלת חומרים).
- מדריך אחד מהתפרים מסתיים מעל ומסביב לבלון. המשך עם קצה התפר השני מתחת ומסביב לבלון. יש למרוח ג'ל חומצה פוסידית להנחיה חלקה יותר של התפר.
- יש להנחות את קצה התפר דרך החרכים שעל גבי החלק הצדדי. על החלק הדיסטלי של התפר, הפעילו משקל של 2.1 גרם כדי לשמור על כל קצה תפר במקומו (איור 1C ואיור 4).
הערה: תצורת המשקולות המתאימות כפופה לשינויים ויש לבדוק אותה מראש. ראו תרשים משלים 1 וקובץ משלים 1 לפרטים. עיצוב כלי IRI מרחוק מסופק באיור משלים 2.
7. אינדוקציה של איסכמיה ורפרפוזיה
- לגרום לאיסכמיה על ידי ניפוח מיידי של הבלון באמצעות משאבת הבלון כלי הדם עד 2 בר. נעל את המשאבה. בדקו ויזואלית אם הבלון מנופח והמשקולות מורמות (איור 4).
- אשר את האיסכמיה על ידי התבוננות בשינוי בעקבות א.ק.ג.
- השאירו את הבלון מנופח לזמן שנקבע בהתאם לפרוטוקול המחקר הספציפי (30 דקות בניסויים המוצגים).
- עצור את החסימה פשוט על ידי פתיחת המשאבה. מנפחים את הבלון בזהירות. בדקו ויזואלית אם הבלון מנופח ומורידים משקולות.
8. פירוק כלי ה-IR המרוחק
- חותכים את התפר והצינור בין החיה לחלק הצדדי ומסירים בזהירות את החלק הצדדי.
- יש למרוח ג'ל חומצה פוסידית באתר החדרת הצינורית לבית החזה. השתמש במלקחיים מעוקלים כדי לדחוף בעדינות את העור כנגד הצינור והשתמש במלקחיים נוספים כדי לחלץ את הצינור. יש לחתוך כל תפר שנותר קרוב לעור.
- מניחים תפר נוסף של 5-0 פוליפרופילן כדי לסגור את אתר היציאה של הצינור ולמזער את הסיכון לכניסת אוויר לבית החזה.
9. סוף נרקוזיס והתאוששות
- עצור את אספקת האיזופלורן ואפשר לבעל החיים להתעורר בסביבה שקטה, חמה ועשירה בחמצן.
- ודא שהעכבר אינו נמצא במצוקה נשימתית כלשהי על ידי התבוננות בו עד להחלמה מלאה. לספק 0.3 מ"ל של מלוחים סטריליים (בטמפרטורת הגוף) על ידי הזרקה intraperitoneal כדי למנוע התייבשות.
- עבור שיכוך כאבים לאחר הניתוח, לנהל משכך כאבים אופיואידי (buprenorphine, 0.1 מ"ג / ק"ג) תת עורית לפני החיה הוא אמבולטורי. בדוק את העכברים כל 4-6 שעות במשך 24-48 השעות הבאות כאשר buprenorphine מסופק כדי להבטיח כי העכברים מגיבים לתרופות כאב כדי לקבוע אם תרופות כאב נוספות נדרשים. תמיכה נוספת צריכה לכלול ג'ל דיאטה סטנדרטי מומלץ לטיפול תומך או מחית המונחת על רצפת הכלוב לאחר הניתוח.
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
תוצאות
אימות היכולת לגרום לאיסכמיה בוצע על ידי ארבע בדיקות: צביעת טריפניל טטרזוליום כלוריד (TTC) וסיריוס אדום (SR), מדידת טרופונין I לבבי והדמיית MR לשיפור גדוליניום מאוחר (LGE). מובהקות סטטיסטית הוערכה באמצעות מבחן מאן-ויטני לא פרמטרי, בהתחשב בגודל המדגם המצומצם. מובהקות סטטיסטית יוחסה ל-p < 0.05.
בניסויים חריפים (צביעת TTC, n = 15) לא היו כשל טכני, וכל בעלי החיים נכללו. ניסויים חריפים אלה כללו ניסויי מעקב מיידיים (טרופונין לב I, LGE MRI, צביעה אדומה של סיריוס, n = 12) והיו בעלי שיעור הי...
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
דיון
טכניקת החסימה מרחוק החדשנית שהוצגה במחקר זה מציעה פלטפורמה ייחודית לקידום המחקר בתחום מידול פציעות איסכמיה-רפרפוזיה על ידי הימנעות מהצורך במניפולציה ישירה של כלי הדם במהלך הניתוח הראשוני ומאפשרת הדמיה רב-מודאלית סימולטנית של שריר הלב הרפרפוזי המוקדם. אפיון מקיף, כולל מדידות טרופונין-I, ניגודיות LGE MRI, TTC וצביעת SR, מראה כי הטכניקה המוצעת שקולה לתקן הזהב הנוכחי (כלומר, קשירת LAD פתוחה בחזה)9.
לטכניקה המוצעת יתרונות רבים על פנ...
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
גילויים
למחברים אין ניגוד עניינים לחשוף.
תודות
הניסויים בוצעו במתקן הליבה של KU Leuven 'מרכז הדמיה מולקולרית של בעלי חיים קטנים' (MoSAIC). המחברים מבקשים להביע את תודתם לקטרז'ינה בלז'ייצ'יק על הסיוע הטכני. המחקר נתמך על ידי מענקי מחקר של KU Leuven (C14/20/095) וקרן המחקר - פלנדריה (FWO G0A7722N). M. Algoet נתמך על ידי קרן המחקר - מענק מלגת פלנדריה (FWO 11A2423N).
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
חומרים
| שם | חברה | מספר קטלוג | הערות |
|---|---|---|---|
| 2-0 תפר משי | Sharpoint Products | DC-2515N | |
| 5-0 תפר פוליפרופילן | Ethicon | 8710H | |
| 7-0 תפר פוליפרופילן | Ethicon | 8206H | |
| ACCLARENT מכשיר ניפוח בלונים | Johnson& ג'ונסון מדטק | BID30 | |
| אצפרומזין | קלה | ||
| BD ויאלון 18 גרם | BD | 381347 | |
| BD ויאלון 20 גרם | BD | 381334 | |
| תמיסת בטדין | Purdue Pharma | 25655-41-8 | |
| בופרנורפין (הזרקת בופרנקס) | רקיט בנקיזר הלת' | NDC 12496-0757-1 | |
| קרפיון זום סטייל Knijplood 2.1 גרם (משקולות דיג עופרת)Visdeal.nl | |||
| Dumont #3 מלקחיים | כלי מדע עדינים | 11231-30 | |
| Dumont #5 מלקחיים | כלי מדע עדינים | 11251-30 | |
| מספריים עדינים | כלי מדע עדינים | 14040-10 | |
| ג'ל פוסידין | Leo Pharma | ||
| Isoflurane | Abbott | NDC 5260-04-05 | |
| KD עכבר/ספקולום עין חולדה | מכשירי דיוק עולמיים | 501897 | |
| KD ספקולום עכבר/עין חולדה | מכשירים מדויקים עולמיים | 501897 | |
| קטמין | דקרה | ||
| מקור אור | Zeiss | KL 1500 LCD | |
| מערכת MRI | Bruker BioSpin, Ettlingen, גרמניה | BioSpec 70/30 | |
| NatriumChloride 0.9% | Baxter | ||
| מנורת חום אינפרא אדום לילית | Zoo Med Laboratories, Inc. | תוכנת RS-75 | |
| ParaVision | Bruker BioSpin | גרסה 6.0.1 | |
| צינורות פוליאתילן PE-10 | SAI טכנולוגיות עירוי | PE-10 | |
| צינורות פוליאתילן PE-50 | SAI טכנולוגיות עירוי | PE-50 | |
| כלי IRI מרחוק (PMMA) | תוצרת בית | ||
| מכרסמים כירורגיים | מכשירי | ||
| Segment v4.0 | Medviso, segment.heiberg.se | R12067 | |
| רצף הד שיפוע מגודר עצמי | Bruker BioSpin, Ettlingen, גרמניה | IntraGate, ParaVision 6.0.1 | |
| מחזיק מחט מוארך דק | Fine Science Tools | 12005-15 | |
| אינדוקציה עכבר/חולדה Sure-Seal | World Precision Instruments EZ-178 | ||
| מחברי צינורות, פולי, צורת Y | Westlab | 072025-0001 | |
| צנתר הרחבה Ultraverse 035 PTA: 5 מ"מ x 40 מ"מ, בלון RBP 17 כספומט על קטטר באורך 130 ס"מ | Bard Peripheral Vascular, Inc. | ||
| Veet (קרם אפילטורי) | Reckitt Benkiser Healthcare | ||
| Ventilator, MiniVent דגם 845 | הוגו סאקס | 73-0043 | |
| Vidisic | BAUSCH & LOMB PHARMA | 685313 | |
| קסילזין | באייר |
מקורות
- Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
- Fishbein, M. C., et al. Early phase acute myocardial infarct size quantification: Validation of the triphenyl tetrazolium chloride tissue enzyme staining technique. Am Heart J. 101 (5), 593-600 (1981).
- Ibáñez, B., et al. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. J Am Coll Cardiol. 65 (14), 1454-1471 (2015).
- Dąbrowska, A. M., et al. The immune response to surgery and infection. Cent Eur J Immunol. 39 (4), 532-537 (2014).
- Muthuramu, I., et al. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. J Vis Exp. (94), e52206(2014).
- Nickles, H. T., et al. Mechanical ventilation causes airway distension with proinflammatory sequelae in mice. Am J Physiol-Lung C. 307 (1), L27-L37 (2014).
- Reed, G. W., et al. Acute myocardial infarction. Lancet. 389 (10065), 197-210 (2017).
- Rittié, L. Method for picrosirius red-polarization detection of collagen fibers in tissue sections. Methods Mol Biol. 1627, 395-407 (2017).
- Schwarte, L. A., et al. Mechanical ventilation of mice. Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).
- Vaneker, M., et al. Mechanical ventilation induces a Toll/Interleukin-1 receptor domain-containing adapter-inducing interferon β-dependent inflammatory response in healthy mice. Anesthesiology. 111, 836-843 (2009).
- Van Allen, N. R., et al. The role of volatile anesthetics in cardioprotection: A systematic review. Med Gas Res. 2, 22(2012).
- Kumar, D., et al. Distinct mouse coronary anatomy and myocardial infarction consequent to ligation. Coron Artery Dis. 16 (1), 41-44 (2005).
- Bayat, H., et al. Progressive heart failure after myocardial infarction in mice. Basic Res Cardiol. 97 (3), 206-213 (2002).
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
הדפסות חוזרות והרשאות
