מתואר הליך כירורגי לביצוע זריקות לתוך בור המים המותני של החולדה הצעירה. גישה זו שימשה להעברה תוך-תאית של וקטורים של ריפוי גנטי, אך צפוי כי גישה זו תוכל לשמש למגוון טיפולים, כולל תאים ותרופות.
הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.
מאמר שיטה
משלוח וקטורי תוך-תאי בחולדות צעירות באמצעות הזרקת בור מים מותני
במאמר זה
סיכום
תקציר
ריפוי גנטי הוא טכנולוגיה רבת עוצמה כדי לספק גנים חדשים לחולה לטיפול במחלה, בין אם זה להחדיר גן פונקציונלי, להשבית גן רעיל, או לספק גן שהתוצר שלו יכול לווסת את הביולוגיה של המחלה. שיטת המסירה של הווקטור הטיפולי יכולה ללבוש צורות רבות, החל מעירוי תוך ורידי למסירה מערכתית ועד הזרקה ישירה לרקמת המטרה. עבור הפרעות נוירודגנרטיביות, לעתים קרובות רצוי להטות את הטרנסדוקציה לכיוון המוח ו / או חוט השדרה. הגישה הכי פחות פולשנית למיקוד מערכת העצבים המרכזית כולה כוללת הזרקה לנוזל השדרה (CSF), מה שמאפשר לטיפול להגיע לחלק גדול ממערכת העצבים המרכזית. הגישה הבטוחה ביותר להעברת וקטור לתוך CSF היא הזרקה intrathecal מותני, שבו מחט מוחדרת לתוך בור מותני של חוט השדרה. טכניקה זו, הידועה גם בשם ניקור מותני, נמצאת בשימוש נרחב במכרסמים יילודים ובוגרים ובמודלים של בעלי חיים גדולים. בעוד שהטכניקה דומה בין מינים ושלבי התפתחות, הבדלים עדינים בגודל, במבנה ובגמישות של רקמות המקיפות את החלל התוך-תאי דורשים התאמות בגישה. מאמר זה מתאר שיטה לביצוע ניקור מותני בחולדות צעירות כדי לספק וקטור סרוטיפ 9 הקשור לאדנו. כאן, 25-35 μL של וקטור הוזרקו לתוך הבור המותני, וכתב חלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP) שימש כדי להעריך את פרופיל ההתמרה כתוצאה מכל זריקה. היתרונות והאתגרים של גישה זו נדונים.
מבוא
ההבטחה של טיפולים גנטיים בתיווך ויראלי סוף סוף התגשמה בשנים האחרונות עם אישור ה- FDA לטיפולים לאטרופיה של שרירי עמוד השדרה, ניוון רשתית, המופיליה פקטור IX, סרטן ועוד 1,2,3,4. אינספור טיפולים אחרים נמצאים כעת בפיתוח. ריפוי גנטי נועד להעביר גן טיפולי לתאי המטופל. תוצרי הגן החדש יכולים להחליף את הפעילות החסרה בגן אנדוגני לקוי, לעכב גן רעיל, להרוג תאים סרטניים או לספק תפקוד מועיל אחר.
עבור מחלות המשפיעות על מערכת העצבים המרכזית (CNS), העברת וקטור הטיפול הגנטי ישירות לרקמת המטרה היא לעתים קרובות רצויה. גישות לא מערכתיות מספקות שני יתרונות: הן ממזערות תופעות לוואי מחוץ למטרה שעלולות להיגרם על ידי התמרה היקפית, והן מפחיתות מאוד את כמות הווקטור הדרושה להשגת רמות נאותות של התמרה ברקמת המטרה5.
ישנן מגוון גישות להעברת וקטורים של ריפוי גנטי למערכת העצבים המרכזית. הזרקה Intraparenchymal, הזרקה של וקטור ישירות לתוך חוט השדרה או רקמת המוח, יכול לשמש למסירה לאזור מוגדר. עם זאת, עבור מחלות רבות, transduction רחב של CNS רצוי. ניתן להשיג זאת על ידי העברת וקטור לנוזל השדרה (CSF)5, הנוזל שזורם בתוך ומסביב למוח ולחוט השדרה. ישנן שלוש דרכים עיקריות להעביר וקטורים ל- CSF. הגישה הפולשנית ביותר היא העברה תוך-מוחית, הכוללת קידוח חור בור דרך הגולגולת והתקדמות מחט דרך המוח לתוך החדרים הרוחביים. זה מניב התמרה בכל המוח. עם זאת, ההליך עלול לגרום לדימום תוך גולגולתי, והגישה בדרך כלל מייצרת רק התמרה מוגבלת של חוט השדרה6. הזרקה לתוך cisterna magna בבסיס הגולגולת היא פחות פולשנית, אבל נושאת את הסיכון של נזק לגזע המוח. בעוד שלעתים קרובות נעשה שימוש במחקר בבעלי חיים5, הזרקה לתוך cisterna magna כבר לא בשימוש שגרתי במרפאה7. ניקור מותני הוא הגישה הכי פחות פולשנית לגישה ל- CSF. זה כרוך בהחדרת מחט בין שתי חוליות מותניות לתוך בור המותני.
ניקור מותני למסירה וקטורית מבוצע באופן שגרתי בחולדות ועכברים בוגרים ובעכברים ילודים 8,9. מחברי מחקר זה ביצעו לאחרונה ניקורים מותניים בחולדות צעירות (גיל 28-30 יום) כדי לספק וקטורים של סרוטיפ 9 הקשור לנגיף אדנו (AAV9). בחולדות בוגרות, מחט ניקוב מותני בילוד הונחה במאונך בין חוליות L3 ו-L49. מיקום נכון גורם לתנועת זנב ו-CSF לזרום למעלה לתוך מאגר המחטים. בחולדות צעירות, לעומת זאת, לא ניתן היה להשיג אף אחת מהקריאות הללו. לאחר מכן ניסו החוקרים להתאים הליך עכברי בוגר באמצעות מזרק אינסולין 27 גרם שהוחדר בזווית בין L5 ל-L610. בעכברים בוגרים, שהם בדרך כלל קטנים יותר מחולדות P28, זה לא מייצר תנועת זנב, אבל מיקום מחט שגוי ניכר על ידי זרימה חוזרת של ההזרקה. בחולדות צעירות, לעומת זאת, גישה זו הובילה באופן אחיד להעברת ההזרקה באופן אפידורלי, ככל הנראה כתוצאה מגמישות שונה בין עכברים בוגרים לחולדות צעירות של שכבות הרקמה המקיפות את חוט השדרה. גישות הצנתר נבדקו בהמשך. באופן ספציפי, קטטר הוכנס דרך חתך בדורה של בור המים המותני ועד חוט השדרה באמצע בית החזה; עם זאת, גישה זו הובילה לרפלוקס משמעותי של ההזרקה חזרה ממקום החתך במהלך הלידה. גם ניסיונות להחדיר את הצנתר לחלל התוך-תאי באופן מלעורי באמצעות מחט מנחה לא צלחו. בשל הצרה של הרוחב הבין-למינרי, סביר להניח שהקטטר יפגע בלמינה הרוסטרלית ולא יתקדם.
כאן, מתוארת שיטה להשגת אספקת פתרון מוצלחת וניתנת לשחזור באמצעות ניקור מותני בחולדה הצעירה. גישה זו יכולה לשמש עבור וקטורים נגיפיים, וככל הנראה גם עבור תאים, תרופות וטיפולים אחרים.
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
פרוטוקול
מחקר זה אושר על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים באוניברסיטת אמורי (IACUC). במחקר הנוכחי נעשה שימוש בחולדות ספראג-דולי (גיל 28-30 יום, מסה בטווח של כ-90-135 גרם, זכרים ונקבות).
1. הכנת הווקטור
- הפשירו את וקטור AAV9 (ראו טבלת חומרים) על קרח בתחילת ההליך.
- צנטריפוגה צינור מיקרו-צנטריפוגה המכיל את הווקטור לזמן קצר בצנטריפוגה שולחנית כדי להבטיח שכל הנוזל נמצא בתחתית הצינור.
- סובב בעדינות את צינור המיקרוצנטריפוגה כדי לוודא שהתמיסה מעורבבת היטב.
2. הכנת כלוב ההתאוששות
- הניחו כלוב נקי על שמיכה חשמלית (ראו טבלת חומרים) כך שרק מחצית הכלוב יהיה במגע עם השמיכה.
- הגדר את טמפרטורת השמיכה ל ~ 37 ° C.
3. הכנת הפלטפורמה הכירורגית
- יש לחמם פד איזותרמי (ראו טבלת חומרים) ל-39°C במיקרוגל או באמבט מים, כך שהתכולה תהפוך לנוזלית.
- הניחו את הפד האיזותרמי על משטח הניתוח וכסו אותו בכרית ספסל סופגת ונקייה.
4. הכנת בעלי חיים
- מרדימים את החולדות באיזופלורן בקופסה שקופה (בהתאם לפרוטוקולים שאושרו על ידי מוסדות). התחל את השראת ההרדמה באמצעות 5% isoflurane, ולרדת 1% לדקה עד להגיע 2%. החזיקו את בעל החיים ב-2% למשך 3 דקות נוספות.
- הזיזו את הקופסה המחזיקה את החיה למכסה אדים ופתחו את הקופסה.
הערה: זה מגביל את החשיפה של המנתח להרדמה. - הסר את השיער מגבו של בעל החיים באמצעות קוצצי שיער חשמליים.
הערה: לחלופין, ניתן להשתמש בקרם פיגול או קרם גילוח וגילוח ידני. - הניחו את בעל החיים על משטח הניתוח עם חוטמו בחרוט האף של ההרדמה.
הערה: בעל החיים עשוי להתחיל לחזור להכרה בזמן שהפרווה מוסרת מאתר הניתוח. אם זה קורה, להרדים אותו שוב כמתואר לעיל. - יש למרוח משחת עיניים מסככת על כל עין כדי למנוע התייבשות של הקרניות במהלך ההליך.
- לחטא את אזור הניתוח באמצעות שלושה יישומים לסירוגין של פובידון-יוד ומגבוני איזופרופנול.
- להזריק את משככי הכאבים תת עורית.
הערה: Buprenorphine משמש בדרך כלל במינון של 0.01-0.05 מ"ג / ק"ג, נתון כל 12 שעות. לחלופין, צורה שחרור איטי של תרופה זו יכולה להינתן פעם אחת ב 1 מ"ג / ק"ג כדי לספק שליטה נאותה בכאב במשך 72 שעות. התייעצו עם IACUC של המוסד לגבי ההנחיות שלהם לגבי טיפול בכאב. - יש להזריק 100 μL של לידוקאין 1% תת עורית מעל התהליכים בעמוד השדרה L2 עד L6 כדי לספק הרדמה מקומית.
- מניחים גליל של מגבת נייר או צינור בקוטר 1.5 ס"מ מתחת לחיה, רק רוסטרל לירכיים. זה עוזר להגמיש את עמוד השדרה, מה שמקל על החדרת המחט בין שתי הלמינה.
- הניחו וילון עם פנסטרציה (ראו טבלת חומרים) על החיה, ומרכזו את הפנסטרציה מעל עמוד השדרה המותני.
5. חשיפת עמוד השדרה המותני
- אשרו את עומק ההרדמה על ידי צביטת כל אחת מכפותיו של בעל החיים וחפשו היעדר תגובת נסיגה.
- באמצעות להב אזמל #11, ליצור חתך באורך של כ 3 ס"מ בעור במורד קו האמצע מ L2 עד L6.
- שחררו את העור מהשריר על ידי החדרת זוג מספריים כירורגיים מעוקלים סטריליים בין השריר לעור ולאחר מכן פתיחת הקצוות.
- הסר את הפאשיה המכסה את תהליכי עמוד השדרה L2-L5.
6. טעינת המזרק
- פיפטה 25-35 μL של הווקטור (כדי להשיג את המינון הרצוי) לתוך המכסה של צינור מיקרוצנטריפוגה סטרילי.
- משכו את כל הנפח לתוך מזרק האינסולין.
הערה: יש להקפיד לא לשאוב אוויר במהלך תהליך זה.
7. ביצוע ההזרקה
- זהה את תהליכי עמוד השדרה L5 ו- L4.
הערה: L6 יושב ישירות בין שני הפסגות האיליאק, והתהליך הספינסי שלו צריך להיות קל לזיהוי על ידי חיטוט עם מכשיר קהה. לאחר מכן ניתן להריץ את המכשיר בעדינות במעלה החלק האחורי כדי למצוא את גבולות תהליכי L5 ו- L4. - הניחו יד אחת כך שהאגודל יונח בעדינות על זנב החיה ורגל אחת. השתמש באצבע כדי לייצב את המזרק.
- מקם את המחט של המזרק כך שהוא משמאל לתהליך עמוד השדרה L5 ומסודר עם קצהו הקאודלי. מקמו את המזרק כך שהוא יהיה במרחק של כ-30° מקו האמצע וכ-30° למעלה ממישור השולחן.
הערה: ייתכן שיהיה מועיל להשתמש במיקרוסקופ כירורגי כדי לזהות טוב יותר ציוני דרך ולמקם את קצה המחט. - מקדמים את מחט המזרק קדימה כ-8 מ"מ, מעל החלק העליון של למינה L5 ולאחר מכן מתחת ללמינה L4 לתוך בור המים המותני עד לפגיעה בעצם. מיקום נכון יגרום לעווית של הרגל ו/או הזנב שניתן לראות או להרגיש על ידי האגודל המונח על הרגל/זנב. אם אין עווית, הסר את המחט ונסה את ההליך מצד שמאל. אם עדיין אין עווית, חזור על ההליך בין L4/L3 ו-L3/L2 לפי הצורך.
- לחץ על הבוכנה באיטיות במשך כ 5 שניות.
הערה: ייתכן שיש עווית ברגל או בזנב במהלך ההזרקה. - החזיקו את המזרק במקומו למשך כ-30 שניות לאחר לחיצה מלאה על הבוכנה כדי לאפשר ללחץ להתאזן ולמזער את הריפלוקס של ההזרקה כאשר המחט נסוגה.
- הסר לאט את המחט.
8. סגירת החתך
- קירוב לקצוות החתך.
- החל מקצה אחד של הפצע, השתמש בתפר 4-0 (ראה טבלת חומרים) או סיכות כירורגיות כדי לסגור את החתך.
9. התאוששות וניטור
- הכניסו את בעל החיים לכלוב שחומם מראש.
- בדוק את בעל החיים לפחות כל 15 דקות עד שהוא אמבולטורי לחלוטין.
הערה: פעולה זו אמורה להימשך בין 15 דקות ל-45 דקות. - במשך שלושת הימים הבאים, בצעו בדיקות בריאות לפחות מדי יום. לספק משככי כאבים במשך היומיים הראשונים לאחר הניתוח או לפי דרישת IACUC.
- שבוע לאחר הניתוח, יש להסיר את התפרים או הסיכות.
10. הליך מעקב
הערה: כדי לקבוע את הדיוק של טכניקת ההזרקה, הזריקו צבע כחול טריפאן כמתואר לעיל ולאחר מכן הרדימו מיד את בעל החיים (בהתאם לפרוטוקולים שאושרו במוסדות) ובצעו כריתת למינקטומיה כדי לדמיין את התוצאה.
- בעוד בעל החיים נשאר תחת הרדמה, להרדים אותו על ידי מתן מנה קטלנית של pentobarbital באמצעות הזרקה intraperitoneal במינון של 150 מ"ג / ק"ג.
- לאחר הפסקת הנשימה ופעילות הלב, יש לפתוח את חלל החזה כדי להבטיח מוות. האריכו את החתך הניתוחי במעלה הגב לצוואר.
- בצע חתך באורך 4 ס"מ לתוך השריר במקביל לעמוד השדרה משני צידי התהליכים בעמוד השדרה, תוך שמירה קרובה ככל האפשר לתהליכים.
- בעזרת מלקחיים עדינים או מספריים, הסר את השריר בין התהליכים בעמוד השדרה.
- הסר את התהליכים בעמוד השדרה מ- L6 עד לעמוד השדרה התחתון של בית החזה באמצעות רונגר (ראה טבלת חומרים). הימנעו מתנועות פיתול, מכיוון שהדבר עלול לפגוע ברונג'ורים.
- הכנס את הקצה התחתון של הרונגר מתחת ללמינה L5 והסר את העצם מעל חוט השדרה על ידי לקיחת מספר "עקיצות" ממנו.
הערה: משיכה לאחור של תהליך עמוד השדרה L6 יכולה להקל על הכנסת קצה הרונגר. יש להקפיד על מניעת נזק לחוט השדרה. - המשך להרחיב את laminectomy לפחות ארבע laminae rostrally. בדוק את פני השטח הפנימי של laminae עבור סימנים של צבע, אשר יכול להצביע על הזרקה נכשלת.
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
תוצאות
כדי לקבוע את הדיוק של טכניקת ההזרקה, צבע, טריפאן כחול, שימש כפונדקאית לטיפול. צבע זה נקשר בקלות לחלבונים, כך שהוא בדרך כלל נשאר בתוך המבנה שלתוכו הוא הוזרק. משמעות הדבר היא שהצבע עשוי שלא לחזות במדויק את התפלגות הטיפול לאחר ההזרקה; הוא משמש פשוט כדי לחשוף את הדיוק של ההזרקה. כאשר הוא מוכנס בהצלחה לבור המים המותני, כחול טריפאן נקשר לדורה מאטר, ומכתים את היקף חוט השדרה בכחול. עם זאת, כאשר המחט אינה מצליחה לחדור את הדורה מאטר, הצבע מגיע בסופו של דבר לחלל האפידורלי. הן הדורה מאטר והן הרקמות הסובבות אותו (פני השטח של העצם והר...
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
דיון
מגוון רחב של מחלות משפיעות על מערכת העצבים המרכזית. מתן עותק פונקציונלי של הגן הרלוונטי באמצעות וקטור נגיפי היא אסטרטגיית טיפול אטרקטיבית עבור אלה שהם רצסיביים ומונוגניים בטבע, כגון ניוון שרירים בעמוד השדרה. עם זאת, מחסום הדם-מוח (BBB) אינו כולל את רוב וקטורי הריפוי הגנטי הניתנים תוך ורידי11. אלה שיכולים לחצות את BBB, כגון AAV9, חייבים להינתן במינונים גבוהים כדי להתגבר על אובדן וקטור עקב התמרה היקפית12. גם הגיל מהווה מחסום. החשיפה הסביבתית לסרוטיפים השונים של AAV עולה עם גי...
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
גילויים
ד"ר דונסנטה הוא ממציא פטנט תלוי ועומד בנוגע לניהול CSF של וקטורי AAV9.
תודות
המחברים רוצים להודות לסטיבן גריי, מתיו ריו, ננדה רגמי ולייסי סטרמן מ-UT Southwestern על דיון פורה באתגר שמציבות חולדות צעירות להזרקה תוך-תאית. עבודה זו נתמכה חלקית על ידי מימון של יגואר תרפיה גנטית (ל JLFK).
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
חומרים
| שם | חברה | מספר קטלוג | הערות |
|---|---|---|---|
| 200 ומיקרו; L קצות פיפטה מסוננים | MidSci | PR-200RK-FL | וירוס צנרת |
| AAV9-GFP | בונה וקטור | P200624-1005ynr | AAV9 וקטור המבטא GFP |
| תפר נספג עם מחט מצופה מחט ויקריל פוליגלקטין 910 FS-2 3/8 מעגל מחט חיתוך הפוכה גודל 4 - 0 קלוע | McKesson | J422H | תפר |
| ספסל כרית VWR | 56616-031 | ניתוח | |
| רפידות איזותרמיות של Braintree Scientific, 8 אינץ' x 8 אינץ' | פישר סיינטיפיק | 50-195-4664 | שומר על טמפרטורת הגוף |
| בופרנורפין | מקסון | 1013922 | משכך כאבים |
| בופרנורפין-ER (1 מ"ג/מ"ל) | Zoopharma | משכך כאבים בשחרור מושהה | |
| ספוגיות צמר גפן | פישר סיינטיפיק | 19-365-409 | הסרת דם |
| וילון, עכבר, פלסטיק שקוף, 12 אינץ' x 12 אינץ', עם דבק Fenestration | Steris | 1212CPSTF | וילון כירורגי |
| Dumont #5 מלקחיים | Fine Science Tools | 11251-20 | מלקחיים |
| שמיכה חשמלית | CVS Health | CVS Health Series 500 כרית חימום ארוכה במיוחד | |
| Eppendorf Research plus, פיפטה חד ערוצית, משתנה, 20– 200 ומיקרו; L | Eppendorf | 3123000055 | וירוס פיפטינג |
| מספריים עדינים | כלי מדע עדינים | 14059-11 | מספריים כירורגיים מעוקלים |
| Friedman-Pearson Rongeurs | Fine Science Tools | 16121-14 | Laminectomy |
| Halsey מחזיקי מחט | Fine Science Tools | 12001-13 | נהג מחט |
| מזרקי אינסולין עם מחט עדינה במיוחד 12.7 מ"מ x 30 גרם 3/10 מ"ל/סמ"ק | מזרק BD | 328431 | |
| איזופלורן | McKesson | 803250 | |
| מגבוני איזופרופנול | פישר סיינטיפיק | 22-031-350 | חיטוי עור |
| לידוקאין, 1% | McKesson | 239935 | בהרדמה מקומית |
| : 1.5 מ"ל | פישר סיינטיפיק | 05-408-137 | טעינת המזרק |
| פובידון-יוד | פישר סיינטיפיק | 50-118-0481 | לחיטוי עור |
| - #4 | Fine Science Tools | 10004-13 | מחזיק להב אזמל |
| תא אינדוקציה Sure-Seal | Braintree Scientific | EZ-17 | קופסת הרדמה |
| להב כירורגי Miltex פלדת פחמן מס' 11 סטרילי חד פעמי עטוף בנפרד | McKesson | 4-111 | #11 להב אזמל |
| SYSTANE משחת עיניים לילה | משחת עיניים אלקון | ||
| הזרקת | טריפן כחול | VWR | 97063-702 |
מקורות
- Wurster, C., Petri, S. Progress in spinal muscular atrophy research. Curr Opin Neurol. 35 (5), 693-698 (2022).
- Wu, K. Y., et al. Retinitis pigmentosa: Novel therapeutic targets and drug development. Pharmaceutics. 15 (2), 685(2023).
- Larkin, H. First FDA-approved gene therapy for hemophilia. JAMA. 329 (1), 14(2023).
- Lee, A. Nadofaragene firadenovec: First approval. Drugs. 83 (4), 353-357 (2023).
- Taghian, T., et al. A safe and reliable technique for CNS delivery of AAV vectors in the cisterna magna. Mol Ther. 28 (2), 411-421 (2020).
- Donsante, A., et al. Intracerebroventricular delivery of self-complementary adeno-associated virus serotype 9 to the adult rat brain. Gene Ther. 23 (5), 401-407 (2016).
- Pellot, J. E., Jesus, O. D. Suboccipital puncture. [Updated 2022 Jul 25]. StatPearls [Internet]. , StatPearls Publishing. Treasure Island (FL). (2022).
- Elliger, S. S., Elliger, C. A., Aguilar, C. P., Raju, N. R., Watson, G. L. Elimination of lysosomal storage in brains of MPS vii mice treated by intrathecal administration of an adeno-associated virus vector. Gene Ther. 6 (6), 1175-1178 (1999).
- De La Calle, J. L., Paino, C. L. A procedure for direct lumbar puncture in rats. Brain Res Bull. 59 (3), 245-250 (2002).
- O'connor, D. M., Lutomski, C., Jarrold, M. F., Boulis, N. M., Donsante, A. Lot-to-lot variation in adeno-associated virus serotype 9 (AAV9) preparations. Hum Gene Ther Methods. 30 (6), 214-225 (2019).
- Manfredsson, F. P., Rising, A. C., Mandel, R. J. AAV9: A potential blood-brain barrier buster. Mol Ther. 17 (3), 403-405 (2009).
- Hudry, E., Vandenberghe, L. H. Therapeutic AAV gene transfer to the nervous system: A clinical reality. Neuron. 101 (5), 839-862 (2019).
- Georg-Fries, B., Biederlack, S., Wolf, J., Zur Hausen, H. Analysis of proteins, helper dependence, and seroepidemiology of a new human parvovirus. Virology. 134 (1), 64-71 (1984).
- Schulz, M., et al. Binding and neutralizing anti-aav antibodies: Detection and implications for rAAV-mediated gene therapy. Mol Ther. 31 (3), 616-630 (2023).
- Gray, S. J., Nagabhushan Kalburgi, S., Mccown, T. J., Samulski, J. R. Global CNS gene delivery and evasion of anti-aav-neutralizing antibodies by intrathecal aav administration in non-human primates. Gene Ther. 20 (4), 450-459 (2013).
- Meyer, K., et al. Improving single injection CSF delivery of AAV9-mediated gene therapy for sma: A dose-response study in mice and non-human primates. Mol Ther. 23 (3), 477-487 (2015).
- Hinderer, C., et al. Evaluation of intrathecal routes of administration for adeno-associated viral vectors in large animals. Hum Gene Ther. 29 (1), 15-24 (2018).
- Wang, Y. F., et al. Cerebrospinal fluid leakage and headache after lumbar puncture: A prospective non-invasive imaging study. Brain. 138, 1492-1498 (2015).
- Hordeaux, J., et al. Adeno-associated virus-induced dorsal root ganglion pathology). Hum Gene Ther. 31 (15-16), 808-818 (2020).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 106-107, 1-16 (2013).
- Fang, H., et al. Comparison of adeno-associated virus serotypes and delivery methods for cardiac gene transfer. Hum Gene Ther Methods. 23 (4), 234-241 (2012).
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
הדפסות חוזרות והרשאות
