הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

ייצור, תחזוקה וזיהוי של מודלים של דגי זברה נטולי חיידקים מזחלים ועד שלבים צעירים

3K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/66512

⸱

12 באפריל 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1School of Public Health, Chongqing Medical University

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מתאר את השלבים העיקריים להשגת עוברי דגים נטולי חיידקים (GF) ושמירה עליהם מהזחלים ועד לשלב הנעורים, כולל דגימה וגילוי מצבם הסטרילי. השימוש במודלים של GF עם זיהום חשוב להבנת תפקיד המיקרובים בבריאות המאכסן.

תקציר

דגי זברה משמשים כמודלים רבי ערך למחקר על גדילה, חסינות ומיקרוביוטה של המעי בשל הדמיון הגנומי שלהם ליונקים, עוברים שקופים שפותחו בסביבת כוריון נקייה יחסית, והתפתחות מהירה מאוד של זחלים בהשוואה למודלים של מכרסמים. דגי זברה נטולי חיידקים (Danio rerio) חיוניים להערכת רעילות המזהמים ולביסוס מודלים של מחלות דמויות אדם הקשורות לתפקודים מיקרוביאליים. בהשוואה למודלים קונבנציונליים (CR) (דגים בגידול משותף), דגי זברה GF מאפשרים מניפולציה מדויקת יותר של המיקרוביוטה המארחת, ומסייעים בקביעת הקשר הסיבתי בין מיקרואורגניזמים לפונדקאים. כתוצאה מכך, הם ממלאים תפקיד קריטי בקידום הבנתנו את מערכות היחסים הללו. עם זאת, מודלים של דגי זברה GF נוצרים ונחקרים בדרך כלל במהלך שלבי החיים המוקדמים (מעוברים ועד זחלים) עקב מגבלות בתפקוד מערכת החיסון ובספיגת חומרים מזינים. מחקר זה מייעל את הייצור, התחזוקה והזיהוי של מודלים מוקדמים של דגי זברה GF ללא האכלה ועם הזנה לטווח ארוך באמצעות מזון GF (כגון Artemia sp., שרימפס מלח). לאורך כל התהליך בוצעו דגימות יומיות ותרביות באמצעות זיהויים מרובים, כולל לוחות וריצוף rRNA 16S. הקצב האספטי, ההישרדות ומדדי ההתפתחות של דגי זברה GF תועדו כדי להבטיח את האיכות והכמות של המודלים שנוצרו. חשוב לציין, מחקר זה מספק פרטים על טכניקות בידוד חיידקים וזיהום עבור דגי GF, המאפשרים יצירה יעילה של מודלים של דגי GF מזחלים לשלבים צעירים עם תמיכה במזון GF. על ידי יישום הליכים אלה במחקר ביו-רפואי, מדענים יכולים להבין טוב יותר את היחסים בין תפקודי חיידקי המעי לבריאות המאכסן.

מבוא

המיקרוביוטה (כלומר, ארכאה, חיידקים, אאוקריה ווירוסים) ממלאת תפקיד מכריע בשמירה על בריאות המאכסן ותורמת להתפתחות מחלות שונות על ידי השפעה על תהליכים פיזיולוגיים ופתולוגיים באמצעות אינטראקציות סימביוטיות בתוך מחסום המעי, פני השטח של האפיתל ותפקודי מוצין אצל אנשים 1,2,3. הרכב המיקרוביוטה בשלבי חיים שונים, מינקות ועד יובלה, בגרות והזדקנות, כמו גם נוכחותה במקומות שונים כגון אתרי נארס, פה, עור ומעיים, מעוצבים באופן דינמי על ידי סביבות ובתי גידול מגוונים4. מיקרוביוטת המעי באורגניזמים מעורבת בספיגת חומרי מזון, תגובה חיסונית, פלישת פתוגנים, ויסות מטבולי וכו'5,6. מחקרים על מטופלים הראו כי שיבושים במיקרוביוטה של המעי קשורים להשמנת יתר אנושית, הפרעות שינה, דיכאון, מחלות מעי דלקתיות (IBD), מחלות נוירודגנרטיביות (פרקינסון, אלצהיימר), הזדקנות וסוגי סרטן שונים 7,8,9. יתר על כן, מסלולים אינטראקטיביים בין מיקרוביוטת המעי לפונדקאים כוללים גורמים דלקתיים, מוליכים עצביים, מטבוליטים, מחסום מעיים ועקה חמצונית, כפי שנצפה במחקרים קודמים באמצעות מודלים של עכברים ודגים 10,11.

לאחרונה, גישות או טיפולים רבים הקשורים לחיידקים, כולל פרוביוטיקה פוטנציאלית והשתלת מיקרוביוטה בצואה (FMT), נחקרו עבור הפרעות אלה במודלים קליניים ובבעלי חיים. מחקרים אלה מבוססים על תגליות הקשורות לציר המיקרוביוטה-מעי-מוח/כבד/כליות, תוצרים שמקורם במיקרוביוטה ופעילות קולטנים משתנה12,13. עם זאת, הפיתוח, התפקודים והמנגנונים השונים של מערכת המיקרוביוטה-פונדקאי עדיין אינם מובנים ומזוהים לחלוטין בשל המורכבות של קהילת החיידקים והאתגר של יצירת מודלים חזקים של מחלות דמויות אדם.

כדי להתמודד עם בעיות אלה, מודלים של בעלי חיים נטולי חיידקים (GF) הוצעו בדחיפותבאמצע המאה ה-19 ופותחו בעיקר במהלך המאהה-20. שכלולים מאוחרים יותר, כולל מודלים גנוטוביוטיים וטיפולים אנטיביוטיים, יחד עם התקדמות בטכנולוגיות זיהוי ותצפית מיקרוביאליות, שכללו עוד יותר את המודלים האלה 14,15,16. חיות GF, שנוצרו על ידי מחיקת הרקע שלהן והימנעות ממיקרובים סביבתיים, מציעות אסטרטגיה מצוינת לחקר יחסי הגומלין בין מיקרואורגניזמים למארחים שלהם17. באמצעות יישום מודלים של בעלי חיים ופרוטוקולים מעודנים, חוקרים הצליחו לשחזר הרכבים מיקרוביאליים דומים שנמצאו בחולים בעכברי GF ובדגים. בנוסף, מודלים אחרים של חיות GF, כגון כלבים, תרנגולות וחזירים, מספקים אפשרויות מגוונות כמושאי מחקר 18,19,20,21. גישה זו אפשרה לחקור את ההשפעות הטיפוליות האפשריות של מיקרוביום קומנסלי על מחלות שונות, כולל אימונותרפיה לסרטן בבני אדם 16,18. מודלים של GF מציעים תובנות מדויקות יותר לגבי המאפיינים והמנגנונים של התיישבות חיידקים ספציפיים, נדידה, כפל ואינטראקציה בתוך פונדקאים. זה מספק תובנות חדשות חיוניות על התרחשות ופיתוח של מחלות הקשורות למיקרוביוטה22,23. ההיסטוריה של הקמה ויישום של דגי זברה GF במחקר מיקרוביאלי התפתחה מהדוחות של Rawls et al. בשנת 2004 ו- Bates et al. בשנת 2006 לפרוטוקול של Melancon et al. בשנת 2017 16,24,25. עם זאת, ההיתכנות של מודלים GF בוגרים או רבייה היא עדיין תהליך ממושך, מלווה בתוחלת חיים משתנה, שיעורי הצלחה ואתגרים בריאותיים.

בין מודלים שונים של בעלי חיים, דג זברה (Danio rerio) בולט ככלי קריטי למחקר בסיסי וביו-רפואי כאחד בשל הדמיון המועיל שלו לאיברים אנושיים ולגנומיקה, מחזור התפתחות קצר, פריון גבוה ועוברים שקופים19,26. דגי זברה, המשמשים כמודלים אמינים של מחלות אנושיות, מציעים ייצוג חזותי של תהליכים פיזיולוגיים ופתולוגיים in vivo, ומספקים תובנות לגבי התכונות האטרקטיביות של אינטראקציות בין מיקרואורגניזמים מארחים. יש לציין כי לדגי זברה יש שושלות תאים נפרדות, המאפשרות הדמיה של פיזיולוגיה של המעי, דינמיקה מיקרוביאלית, גונדות והתפתחות רבייה, הבשלה של מערכת החיסון של המאכסן, התנהגות ומטבוליזם27. עוברי דגי זברה מתפתחים בתוך כוריות הגנה עד הבקיעה, והופכים לזחלים לאחר 3 ימים לאחר ההפריה (dpf). הם צדים באופן פעיל מזון ב 5 dpf ומגיעים לבגרות מינית סביב 3 חודשים לאחר ההפריה (mpf)28. דג הזברה המוצלח הראשון ללא חיידקים (GF), שדווח על ידי Rawls et al.24, הראה כי זחלים שניזונו ממזון אוטוקלאבי לאחר ספיגת החלמון הציגו נמק רקמות מ- 8 dpf ומוות כולל ב- 20 dpf. זה הצביע על ההשפעות של דיאטה או על החשיבות של התחשבות באספקת חומרים מזינים אקסוגניים בניסויים הכוללים דגים לטווח ארוך (>7 dpf) GF29. מחקרים מאוחרים יותר שיפרו את פרוטוקול הייצור של דגי GF, תוך שימוש במזון סטרילי ובשיטות ששוכללו במודלים שונים של דגים16.

עם זאת, רוב המחקר על מודלים של דגי זברה GF התמקד בשלבי חיים מוקדמים, הכוללים זיהום חיידקי ב 5 dpf במשך 24 שעות עד 48 שעות, עם דגימות שנאספו לפני 7 dpf בסיום הניסויים 25,30,31. ידוע כי המיקרוביוטה באורגניזמים, כולל בני אדם ודגי זברה, מאוכלסת בתחילת החיים ומעוצבת במהלך גדילה והתפתחות. ההרכב נשאר יציב בשלבים בוגרים, כאשר תפקידי המיקרוביוטה בפונדקאי הם קריטיים לאורך החיים, במיוחד בהזדקנות, ניוון עצבי, השמנת יתר מטבולית ומחלות מעיים3. לפיכך, פרספקטיבות של חיות GF עם הישרדות ארוכה יותר יכולות לספק תובנות לגבי המנגנונים של תפקידים מיקרוביאליים בהתפתחות איברים מארחים ותפקודם, בהתחשב במערכות החיסון והרבייה הלא בשלות של זחלי דגים בתחילת החיים. בעוד זני חיידקים במעיים של דגי זברה בודדו וזוהו במחקרים קודמים, והציעו את הפוטנציאל להדבקת מודלים של GF בבעלי חיים לבחירת פרוביוטיקה או לחקר תפקודי חיידקים בפונדקאי19,25, הדור והיישום של מודלים של דגי GF הוגבלו בעיקר לשלבי חיים מוקדמים. מגבלה זו, המיוחסת לתהליך הייצור המורכב, עלויות תחזוקה גבוהות ובעיות הקשורות למזון ולמערכת החיסון, מעכבת את מאמצי המחקר שמטרתם לחקור את ההשפעות ההתפתחותיות והכרוניות של מיקרוביוטה בפונדקאי.

שיעור ההישרדות, ההתנהגות, הגדילה, ההתבגרות והבריאות הכללית של דגים, במיוחד במודלים נטולי חיידקים (GF), מושפעים באופן משמעותי מהרגלי האכלה, הכוללים צריכת תזונה וספיגה במהלך תקופת פתיחת הפה מהזחלים המוקדמים ועד הצעירים32,33. עם זאת, אחד האתגרים בגידול דגי GF הוא המחסור בתזונה סטרילית מתאימה, המגביל את יעילות התמיכה התזונתית לקיום הצמיחה וההישרדות של הזחלים. פתרון בעיה זו חיוני לשיקום חייהם של דגי GF, בהתחשב במנגנוני ההגנה ההתפתחותיים שלהם וביכולות העיכול החלשות שלהם עקב היעדר מיקרוביום במעי. מבחינת מזון, שרימפס מלח חי (Artemia sp.) מתגלה כתזונה המתאימה ביותר לזחלים פתוחים לפה לדגים צעירים. נצפה כי דגים הניזונים מחסילוני מלח חיים מפגינים שיעורי גדילה והישרדות גבוהים יותר בהשוואה לאלה הניזונים מחלמון ביצה מבושל או פיתיונות טבעיים וסינתטיים אחרים34. בעוד שמודלים מוקדמים של דגי GF יכולים לשרוד עם תמיכה בחלמון ומודלים של זחלי GF יכולים להישמר עם הזנה סטרילית, יצירת מודלים ארוכי טווח מזחלים לצעירים והגעה לבגרות מינית נותרה מאתגרת. בנוסף, מזון פתיתים או אבקה מוגבל על ידי הרכב תזונתי לא שוויוני ויכול להשפיע על איכות המים. לעומת זאת, לארטמיה חיה יתרונות כגון הישרדות הן במלח והן במים מתוקים, גודל קטן המתאים לזחלים לבוגרים, קלות האצווה ואיכות בקיעה גבוהה יותר35. בהתבסס על שיטות קודמות 16,24,30, פישטנו את תהליך הטיפול המורכב והתמודדנו עם אתגר הדיאטה על ידי ביסוס GF לחיות ארטמיה sp. מודגר בקלות כמזון סטרילי לפרקי זמן ארוכים יותר מאשר דגי GF בתחילת החיים.

מחקר זה מציג פרוטוקול אופטימלי המכסה (1) דור, (2) תחזוקה, (3) זיהוי קצב סטרילי, ו-(4) תחזוקה והזנה כדי להבטיח צמיחה של דגי זברה נטולי חיידקים (GF) מעוברים לזחלים ולשלבים צעירים. התוצאות מציעות ראיות ראשוניות על בקיעה, הישרדות, גדילה וסטריליות של דגי זברה GF, יחד עם מדדים חיוניים עבור GF Artemia sp. כמזון סטרילי. השלבים המפורטים ביצירת מודלים והכנה של מזון חי סטרילי מספקים תמיכה טכנית חיונית לבנייה ויישום של מודלים ארוכי טווח של דגי GF, כמו גם GF Artemia sp. במחקר אינטראקציה מיקרוביוטה-מארח. הפרוטוקול מתייחס לבידוד, זיהוי וזיהום חיידקים במודלים של דגי GF, מתווה שיטות לתיוג פלואורסצנטי חיידקי וצפייה בהתיישבות שלהם במעי דגים תחת מיקרוסקופ. דגי GF, דגים גנוטוביוטיים עם זיהום חיידקי, או מודלים של מיקרוביוטה אנושית מועברת יעברו גילויים שונים כדי להבהיר את תפקידיהם והשפעתם על חסינות המאכסן, העיכול, ההתנהגות, ויסות השעתוק וההיבטים המטבוליים. בטווח הארוך, פרוטוקול זה יכול להיות מורחב למיני דגים שונים מסוג בר, כגון מדאקה ימית, ואולי גם לקווי דגי זברה טרנסגניים נבחרים אחרים הקשורים לרקמות או מחלות ספציפיות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

ניסויי הדגים נערכו בהתאם להנחיות הוועדה לטיפול ושימוש בבעלי חיים בצ'ונגצ'ינג והוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של האוניברסיטה הרפואית צ'ונגצ'ינג, סין, כמו גם התקנים לבעלי חיים ניסיוניים שהונפקו על ידי לשכת המדינה לאיכות ופיקוח טכני (מזהה אישור: GB14922-2001 עד GBT14927-2001). דגי זברה (Danio rerio, סוג בר, זן AB) הופקו מהמכון להידרוביולוגיה, האקדמיה הסינית למדעים, ונשמרו במעבדה בעקבות נהלים36 שדווחו בעבר.

1. תחזוקת דגי זברה בוגרים ואיסוף עוברים

הערה: בהסתמך על שינויים ממחקרים קודמים ומדוחות 16,37,38,39, התחזוקה של דגי זברה בוגרים, גידול זחלים ושיטות למודלים נטולי חיידקים (GF) במעבדה שלנו בוצעו בעקבות השלבים המתוארים להלן. מערכת זרימה טהורה במיוחד לגידול דגים הושגה באופן מסחרי (ראה טבלת חומרים). המים, המתוחזקים עם pH מאוזן, מלח ואלקלי, עוברים סינון במהלך הרכיבה כדי להבטיח תנאים נקיים.

  1. שמור על דגים בוגרים עם ההליך הסטנדרטי הבא במערכת המחזור האוטומטי (ראה טבלת חומרים) עם פוטו-תקופה של החשיכה: אור = 10 שעות: 14 שעות ב 28 ° C ± 0.5 ° C ומוזן עם ארטמיה דגירה טרייה sp. פעמיים ביום.
  2. הכניסו את דג הזברה הבוגר בבגרותו המינית (זכר: נקבה = 2:1) למכלים עם מים מתוקים ונקיים בלילה הקודם.
  3. תנו לדגים להשריץ למחרת בבוקר (בסביבות 8:30 בבוקר) תחת גירוי אור קבוע במעבדה. לאחר 1-2 שעות, להעביר את הדג למיכל אחר.
  4. אספו את העוברים למים ממערכת המחזור האוטומטי כאמצעי גידול בצלחת תרבית באמצעות פיפטה חד פעמית של פסטר.

2. יצירת דגי זברה GF מעוברים לזחלים

הערה: התהליך ליצירת דגים נטולי חיידקים (GF) מתואר באיור 1, בעוד שהאינדקסים ההתפתחותיים הבסיסיים של מודלים קונבנציונליים (CR) ו-GF מוצגים באיור משלים 1. אנא עקבו אחר השלבים המפורטים להלן בארון בטיחות ביולוגי או מכסה מנוע זרימה למינרית באמצעות טכניקה אספטית סטרילית בחדר נקי.

  1. לשטוף את העוברים באמצעות מי תרבית דגים ולהסיר את הצואה, זיהומים וביצים מתות או לא מופרות.
  2. העבירו את העוברים בטמפרטורה של 2 HPF לצלחות מעוקרות (עד 480 עוברים לצלחת סטרילית בקוטר 10 ס"מ) מלאות בתמיסה ובתרבית של דגי זברה נטולי חיידקים אנטיביוטיים (AB-GZM, ראו טבלת חומרים) בטמפרטורה של 28.5°C למשך 6-8 שעות.
    הערה: AB-GZM משמש לטיפול בעוברים במשך מספר שעות כדי לחסל את מיקרואורגניזמים פני השטח, ו- GZM ללא אנטיביוטיקה משמש לתרבית דגי GF בתת-רצף. בדרך כלל, זמן התרבות המושלמת הוא 6 שעות).
  3. לא לכלול ביצים עם כתמים לבנים או מראה לבנבן, ובחר את אלה מפותחים בדרך כלל, הצגת מעטפות שקופות ושלמות לעיבוד נוסף.
  4. יש לשטוף את העוברים באמצעות AB-GZM שלוש פעמים בתוך 10 דקות.
  5. השרו את העוברים בתמיסת פובידון-יוד (PVP-I) במינון 0.2 גרם/ליטר למשך דקה אחת (ראו טבלת חומרים).
    הערה: ריכוז גבוה יותר ומשך זמן ארוך מ-2 דקות ישפיע על שיעור התמותה והבקיעה של עוברים.
  6. שטפו את העוברים באמצעות מדיום דג זברה ללא חיידקים (GZM) שלוש פעמים תוך 10 דקות.
  7. הוסף עוברים לתמיסת עבודה של נתרן היפוכלוריט (NaClO), כסה היטב את צינורות המיקרוצנטריפוגות של 50 מ"ל והלבין למשך 15 דקות. במהלך תקופה זו, להשעות את העוברים בתמיסת אקונומיקה על ידי ניעור עדין שלהם.
  8. שטפו את העוברים באמצעות GZM שלוש פעמים תוך 10 דקות.
  9. מעבירים את העוברים לצלחות סטריליות בנות 6 בארות עם 5 עוברים ו-10 מ"ל GZM לבאר. תרבית אותם בפלטפורמה נקייה במיוחד או אינקובטור עם photoperiod של כהה: אור = 10 שעות: 14 שעות ב 28 ° C ± 0.5 ° C. צפיפות התרבית תשפיע על קצב סטרילי.
  10. לחדש את מדיום התרבית מדי יום על ידי הסרת GZM משומש, איסוף אותו כדגימות לזיהוי סטטוס סטרילי, וחידוש כל באר עם אותו נפח של GZM סטרילי.
  11. רשום את המדדים ההתפתחותיים הבסיסיים של עוברים/זחלים GF, כולל שיעור הישרדות, קצב בקיעה, פעימות לב, אורך גוף ומשקל וכו '19.
  12. מעבירים את דגי ה-GF למכלים מתאימים (כלים, צלוחיות תרבית תאים, או בקבוקי זכוכית עם כיסויים) עם נפח מורחב, ומספקים מזון סטרילי לאורך כל תהליך הגידול.

3. תחזוקת דגי זברה GF מזחלים ועד צעירים

  1. לחדש את GZM ללא הזנה לפני 7 dpf ולזהות מדי יום את המצבים סטריליים (ראה שלב 5).
  2. האכילו את זחלי דגי הזברה מ-8 dpf ועד לשלבים צעירים בחלמון ביצה סטרילי (10 μL תמיסת מלאי מוכנה לכל באר) פעם ביום לפני החלפת GZM.
  3. להאכיל צעירים GF מ 14 dpf עם חלמון ביצה מעוקר מעורבב עם GF Artemia sp. פעם ביום (1-3 ארטמיה / זחלים, ראה שלב 4), בהדרגה להגדיל את מסת המזון עם הצמיחה וההתפתחות של דגי GF.
  4. ספקו חלמון עד שכל הדגים יוכלו לצרוך ארטמיה נאופלי.
    הערה: GF Artemia צריך לעבור בדיקת סטריליות לפני השימוש. העריכו את מספר הארטמיה נאופלי שנותרה, צפו במרדף ובלכידת ההתקדמות, ובחנו את גוף הדג עם המזון הנצרך כדי להצביע על הצלחת ההאכלה.
  5. מ 28 dpf עד שלבים בוגרים מוקדמים, להאכיל GF ארטמיה פעם ביום (3-5 ארטמיה / זחלים) ולנקות ארטמיה לא מנוצל או מת, ודגים מתים לתוך GZM פסולת כמו דגימות יומיות.
  6. במהלך גדילת דגי GF, שנה את צלחות 6 הבארות לאחר 7 dpf לצלחות סטריליות או צלוחיות תרבית תאים מ 8 ל 21 dpf, ולאחר מכן לבקבוקים סטריליים לאחר 21 dpf. הגדלת מדיום התרבות ומסת המזון בהתאם למספר ומשקל דגי GF בכל מיכל.
  7. חדש GZM מדי יום ובדוק דגימות כדי להבטיח את ההצלחה של דגמי GF.
    הערה: שמירה על מודלים של דגים נטולי חיידקים (GF) עד לבגרות מוקדמת ובגרות מינית היא מאתגרת, עם שיעור הישרדות ממוצע נמוך של 30 dpf, בדרך כלל פחות מ -10%. זה מיוחס בעיקר חסינות חלשה, התפתחות מאוחרת, ותפקוד מעיים לקוי.

4. הכנת GF Artemia nauplii כמזון סטרילי לדגי GF כרוניים

הערה: שיטת הגידול וההכנה של ארטמיה נטולת חיידקים (GF) מתוארת באיור 2. שימו לב שכל השלבים הבאים מתבצעים בארון בטיחות ביולוגי, בטכניקה אספטית סטרילית.

  1. יש לשטוף 0.25 גרם של ציסטות ארטמיה באמצעות 2.4 גרם / ליטר היפוכלוריט נתרן (NaClO, ראה טבלת חומרים) במשך 5 דקות.
  2. מסננים את ציסטות ארטמיה השטופות בפילטר מעוקר וצפוף במיוחד (כ-170 רשתות בצמצם) ושוטפים במים אולטרה-טהורים מעוקרים שלוש פעמים, בכל פעם למשך 1-2 דקות.
  3. מעבירים את ציסטות ארטמיה שטופות לתוך 100 מ"ל של 2.5% מים מלוחים מעוקרים, מערבבים וארוזים לבקיעה אספטית בהתאם לשלבים המוזכרים להלן.
  4. ארזו את תמיסת תערובת הציסטות ארטמיה שטופלה ב-50 מ"ל לתוך בקבוק סטרילי בנפח של 100 מ"ל, אטמו אותו בסרט ודגרו באינקובטור רועד ב-150 סל"ד, 30 מעלות צלזיוס למשך 18 שעות עד 24 שעות עם אור.
  5. מוציאים כ-30 מ"ל של ארטמיה נאופלי בוקעת מהשכבות האמצעיות והתחתונות באמצעות פיפטה חד פעמית.
    הערה: יש למנוע מביצים צפות ומקליפות ריקות להגיע לשכבה העליונה. האינדקסים של ארטמיה נטולת חיידקים (GF), ציסטות ונאופלי שהודגרו במשך 24 שעות מוצגים באיור 3.
  6. סננו את הארטמיה עם פילטר מעקר ושטפו אותם בכוס עיקור עם מים אולטרה-טהורים מעקרים שלוש פעמים, בערך 30 שניות עד דקה לכל פעם. לבסוף, להוסיף 4 מ"ל של מים מעוקרים ultrapure כדי להכין את התמיסה המעורבת ארטמיה .
  7. בעזרת פיפטה חד פעמית של פסטר, שולפים ארטמיה שוחה באופן פעיל מהשכבה העליונה, שוטפים ומכינים את תמיסת הנאופלי להאכלה וזיהוי אספטי.

5. זיהוי מודלים של דגי GF בכל שלבי החיים

הערה: לאורך כל שלבי החיים של דגים נטולי חיידקים (GF), אינדקסים מרכזיים וזיהוי דגימות יומי הם חיוניים כדי להבטיח את הצלחת המודלים. שלב זה מסכם את הסיווג הנפוץ של הדגימות ואת שיטות הזיהוי המקובלות (איור 4).

  1. שימו לב וספרו את מצב ההישרדות והקצב של זחלי זברי GF מדי יום. בניסויים לחישוב שיעורים קשורים, דגי GF מתורבתים בצלחות של 24 או 48 בארות עם דג אחד בכל באר.
    1. שיעור הישרדות = (מספר דגים חיים בזמן התצפית / מספר כולל של ביצים) × 100%.
    2. שיעור העקרות = (מספר הדגים הסטריליים / מספר הדגים ששרדו) × 100%.
      הערה: פרוטוקול זה מתמקד בקצב הסטרילי של דגים חיים. מספר הדגים הסטריליים נקבע על ידי ספירת דגי GF מוצלחים לאחר בדיקות מרובות בין הדגים החיים. כל דג מת או דגים חיים GF מודלים שנכשלו עקב נוכחות חיידקים מסולקים במהלך הליכי GF הבאים.
  2. אסוף את הדגימות הבאות של זחלי זברה GF.
    1. מדיום תרבית של דגי זברה GF מכל באר או מכל בקבוק.
    2. מזון דגים, כגון חלמון ביצה סטרילי וארטמיה GF.
    3. מדיום פסולת, כולל שברי קרום הביצים לאחר הבקיעה ושאריות מזון או צואה בתקופות ההאכלה מזחלים ועד דגים צעירים.
    4. דגימות דגים מתים כדי לזהות נוכחות של חיידקים.
    5. מדיום דגים וחומרים המשמשים לטיפול בעוברים כבקרה סטרילית.
    6. דוגמאות מחומרים, פלטפורמת הפעלה, חממה וכו'.
  3. זהה דגימות שנאספו מדי יום במספר שיטות.
    1. ראשית, השתמש בשיטת צלחת התפשטות וצלחות תרבית באינקובטור ב 30 מעלות צלזיוס.
      1. ציפוי עם 20-50 μL של פסולת מדגם בינוני על צלחת Trypticase סויה אגר (TSA) (ראה טבלה של חומרים) בתנאים אירוביים.
      2. ציפוי עם 20-50 μL של פסולת מדגם בינוני על צלחת TSA בתנאים אנאירוביים.
      3. ציפוי עם 20-50 μL של פסולת מדגם בינוני על לוחות TSA הדם (ראה טבלה של חומרים) בתנאים אירוביים.
      4. מעיל עם 20-50 μL של פסולת מדגם בינוני על צלחות TSA הדם בתנאים אנאירוביים.
    2. שנית, השתמש בשיטת התרבית הנוזלית.
      1. קח 200 μL של דגימה לתוך צינורות אירוביים עם Brain Heart Infusion Broth (BHI) בינוני (ראה טבלה של חומרים) ותרבית באינקובטור רועד ב 30 ° C, 150-180 סל"ד.
      2. הוסף 200 μL של דגימה לתוך צינורות אנאירוביים עם מדיום BHI ותרבית באינקובטור ב 30 ° C.
      3. הוסף 200 μL של דגימה לתוך צינורות אירוביים עם מדיום מרק סויה טריפטיקס (TSB), ולאחר מכן תרבית באינקובטור רועד ב 30 ° C, 150-180 סל"ד.
      4. הוסף 200 μL של דגימה לתוך צינורות אנאירוביים עם מדיום TSB ותרבית באינקובטור ב 30 ° C.
    3. שלישית, השתמש בטכניקות מולקולריות-16s פולימראז תגובת שרשרת (PCR) assay.
      1. נתחו את דגימת השפכים בעזרת שני זוגות פריימרים 27F ו-1492R, וכן 63F ו-1387R (טבלה 1).
        הערה: תערובת האב של ה-PCR הוכנה לפי טבלה 2 באמצעות ערכת DNA פולימראז מסחרית (ראה טבלת חומרים), ומכונת ה-PCR הוגדרה עם התוכנית שצוינה בטבלה 3.
      2. לאחר השלמת תוכנית ה- PCR, בדוק את המוצרים על ידי אלקטרופורזה ג'ל אגרוז40 1% ברצועות מטרה של 1465 bp (באמצעות פריימרים 27F ו- 1492R) או 1324 bp (באמצעות פריימרים 63F ו- 1387R) כדי להסיק את סטריליות הדגימות.
  4. תעד והתבונן בבדיקות סטריליות, כולל צלחת ותרבית בינונית מ 24 שעות עד 3 ימים ו -7 ימים, שבמהלכם אין מושבה על צלחות ואין עכירות בנוזל מעידים על בנייה מוצלחת של דגמי GF. התבונן והקלט את הצלחת ואת המדיום ב 24 שעות, 48 שעות, 72 שעות, 96 שעות, 120 שעות, 144 שעות ו -168 שעות.

6. זיהוי דגימות ארטמיה GF לפני האכלה מדגי GF

הערה: כדי לזהות את דגימות ארטמיה GF, שהן חיוניות כמזון חי לפני שהן ניזונות מדגי GF (איור 4), בצע את השלבים הבאים.

  1. איסוף דגימות של דגמי GF Artemia .
    1. ציסטות ארטמיה לא מטופלות.
    2. טופל ציסטות GF ארטמיה .
    3. בקע GF ארטמיה nauplii.
    4. מים אולטרה-טהורים מעוקרים כבקרה.
  2. זהה ארטמיה GF בשיטות הבאות.
    1. השתמש בשיטת צלחת התפשטות כדי לזהות את הדגימות על ידי ציפוין על צלחות TSA וצלחות TSA בדם בתנאים אירוביים ואנאירוביים. לדגור אותם ב 30 מעלות צלזיוס.
    2. השתמש בתווך נוזלי כדי לזהות את הדגימות בצינורות TSB ו- BHI אירוביים ואנאירוביים. תרבית בשייקר ב 150-180 סל"ד, 30 מעלות צלזיוס.
    3. השתמש בבדיקת PCR כדי לזהות נוכחות של חיידקים בדגימות שנאספו באמצעות 16s RNA ריבוזומלי מטרות גנים פריימרים 27F ו 1492R, 63F ו 1387R (טבלה 1). אמצעי האחסון והתוכנית מוצגים בטבלה 2 ובטבלה 3.
  3. רשום את התוצאות: זהה את מוצר ה- PCR באלקטרופורזה ג'ל אגרוז40 של 1% עבור רצועות מטרה בגודל 1465 bp (באמצעות פריימרים 27F ו- 1492R) או 1324 bp (באמצעות פריימרים 63F ו- 1387R). התוצאות של צלחות ומדיום נוזלי יכולות להבטיח את הסטטוס הסטרילי של ארטמיה GF לפני השימוש בו כמזון דגים GF.

7. בידוד וזיהוי זני חיידקי מעיים מדגי זברה

הערה: כדי לחקור את תפקודי המעי במבחנה וב-in vivo, יש צורך לבודד זני חיידקים מדגי זברה, אשר גם מספקים את מקור הזנים לפרוביוטיקה פוטנציאלית שנסקרת על-ידי זיהום באמצעות חיות GF (איור 5). בפרוטוקול זה, אנו מתארים את שיטת הדיסקציה המסורתית להשגת תכולת מעיים, בעוד שניתן לאסוף את הדגימות ישירות מדגים מורדמים חיים (הנתונים אינם מוצגים).

  1. בחרו בדגי זברה בוגרים בריאים ושטפו אותם במים סטריליים. בצע את השלבים הבאים בספסל הנקי.
  2. מרדימים את הדג עם 100 מ"ג / ליטר MS-222 למשך 5-10 דקות.
  3. השתמשו ב-75% אלכוהול לטיפול בפני השטח של גוף הדג.
  4. לנתח את מעיים דגים extrude את תוכן המעי עם TSB או BHI בינוני.
  5. לדגור על סופרנאטנט המעי על ידי מריחת TSA, צלחת הדם, TSB ומדיום BHI בתנאים אירוביים ואנאירוביים.
  6. תרגם את החיידקים כדי לקבל את זן האות ולהקליט את המאפיינים של מושבות שונות.
  7. לאחסן את החיידקים בתוך 30% גליצרול ב -80 ° C.
  8. לאחר מכן, זהה את חיידקי המעי על ידי מיצוי DNA גנומי וריצוף PCR.
    הערה: השלבים העיקריים של מיצוי DNA גנומי חיידקי כוללים צנטריפוגה נוזלית, דיסוציאציה של RNase A ופרוטאז K, מיצוי אלכוהול אתילי, שטיפה והמסה באמצעות ערכות זמינות מסחריות בהתאם להוראות היצרן (ראה טבלת חומרים).
  9. נתח את רצפי 16S באמצעות המרכז הלאומי למידע ביוטכנולוגי (NCBI) וכלי חיפוש יישור מקומי בסיסי (BLAST) עם מסד הנתונים חיידקים וארכאונים40,41 (ראה טבלת חומרים).
  10. בחר את החיידקים והתווים המתאימים ביותר כדי לזהות את זני המעי המבודדים ברמת הסוג.
  11. זהה את התפקודים המטבוליים של זני חיידקים באמצעות ערכות זמינות מסחרית (ראה טבלת חומרים).

8. תווית שפעת, זיהום והתיישבות חיידקים במעיים של דגי זברה GF

הערה: לפני הדבקת דגי זברה GF, החיידקים המבודדים שונו באמצעות צבעים ונספרו, מה שגרם להתיישבות ולנדידת חיידקים להיראות ברציפות ו-in vivo (איור 6).

  1. בחר חיידקים מועילים פוטנציאליים או זנים דומיננטיים עם שפע גבוה בפונדקאי כדי להדביק את דגמי דגי GF.
    הערה: החיידקים ששימשו במחקר זה היו Aeromonas sp. ו-Vibrio sp. (ראו טבלת חומרים), שנבחרו מתוך 8 סוגים שבודדו וזוהו מדגי זברה בוגרים מסוג בר במעבדה42.
  2. תייגו את החיידקים הטריים בצבעי CM-Dil (ראו טבלת חומרים) וחשפו אותם לדגי זברה GF בריכוז של 10 6-108 יחידות יוצרות מושבה (CFUs)/מ"ל.
  3. התבונן בפלואורסצנטיות תחת המיקרוסקופ הפלואורסצנטי עם הגדלה של 3× כדי להצביע על התיישבות והפצה של חיידקים במעיים של זחלי זברה GF מ 6 dpf ו 14 dpf.
  4. ספור ידנית את מספר החיידקים בדגי GF לפי תרבית צלחת בכל נקודת זמן.
  5. זהה את המושבות והרצפים כדי לוודא שהזיהום היה מוצלח עם זני חיידקי המטרה.
  6. איסוף דגימות של דגי GF עם זיהום חיידקי לבדיקות הבאות, כולל התנהגות עצבית, אינדקסים התפתחותיים, ניתוח היסטופתולוגי ומדידות הורמונים וכו '43,44,45.
    הערה: החיידקים המשמשים בניסוי הזיהום צריכים להיות מוחלמים חדשים ותרבית טרייה על ידי המדיום הנוזלי.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

ניתן לייצר ביעילות את דגמי דגי הזברה GF על ידי ניצול שפע הביצים שהושרצו על ידי זוגות דגי זברה, כאשר הפרוטוקול מותאם למודלים קודמים של דגי GF35. צלחת אחת בת 6 בארות יכולה לגדל כ-30-48 עוברים/זחלים, מה שמאפשר איסוף נתונים נרחב וניתוח סטטיסטי. לאחר טיפול סטרילי, עוברי GF מתורבתים באינקובטור נקי עד לבקיעה לזחלים לאחר 48-72 שעות, ומשנים GZM מדי יום עם איתור הדגימות שנאספו, דבר חיוני לשמירה על מצב נקי מחיידקים (איור 1). לאחר 7 dpf, המזון של חלמון ביצה וארטמיה חיה צ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

צעדים קריטיים במסגרת הפרוטוקולים של דגי GF והכנת מזון GF
במהלך יצירת מודלים של דגי GF היו מעורבים מספר שלבים קריטיים, כולל הכנת חומרים סטריליים, עיקור עוברים, חידוש יומי של GZM, איסוף דגימות שונות ובדיקה סטרילית של כל דגימה במספר שיטות. בין השלבים הללו, הטיפול הראשוני בעוברים הוא בסיסי ומכריע להצלחת מודלים של GF. בקרת הסוכנים, ריכוזיהם וזמני הטיפול חיוניים להשגת שיעורי עיקור אופטימליים והצלחת בקיעה. תשומת לב קפדנית נחוצה בעת טיפול בעוברי דגי GF לזחלים, הכרוכה בשינויים בינוניים יומיומיים ומבטיחה כי חומ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

הפרוטוקול של GF Artemia הוענק כפטנט על ידי מנהל הקניין הרוחני הלאומי של סין, אשר יקל על השימוש המוגבל בשיטה לאחר קבלת אישור המחברים. המחברים מצהירים כי אין להם אינטרסים מתחרים או כלכליים אחרים.

תודות

אנו מודים בכנות לתמיכה של פרויקט הכישרונות של האוניברסיטה הרפואית של צ'ונגצ'ינג (מס 'R4014 ל- DSP ו- R4020 ל- PPJ), הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (NSFC, מס '32200386 ל- PPJ), סטודיו מנטור חדשנות פוסט-דוקטורט בצ'ונגצ'ינג (X7928 DSP), ותוכנית המרכז המשותף סין-סרי לנקה למחקר והדגמה של טכנולוגיית מים על ידי האקדמיה הסינית למדעים (CAS) / המרכז המשותף סין-סרי לנקה לחינוך ומחקר על ידי CAS.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
AB-GZMאמפוטריצין:Solarbio;   קנמיצין:סולארביו; אמפיצילין: סולארביו.אמפוטריצין:CAS:1397-89-3;
kanamycin:CAS: 25380-94-0; אמפיצילין: CAS: 69-52-313.		49.6 מ"ל GZM, 50 ומיקרו; תמיסת מלאי אמפוטריצין L (250 ומיקרו; גרם/מ"ל), 25 ומיקרו; תמיסת מלאי קנמיצין L (10 מ"ג/מ"ל), ו-250 ומיקרו; תמיסת מלאי L אמפיצילין (20 מ"ג/מ"ל).
1.5 מ"ל, 15 מ"ל, 50 מ"ל צינורות EP biosharpBS-15-Mלאיסוף דגימות, והחזקת סוכנים
2.4 גרם/ליטר NaClOXILONG SCIENTIFIC CO., Ltd.CAS: 7681-52-9מדולל בתמיסה מימית של 8% נתרן היפוכלוריט.
צלחות 6 בארות, 24, 48- צלחותבאר LABSELECT 11112לתרבית דגים
AeronomasNCBIמס' מס MK1784992019-JPP-ESN
לוחות TSA אנאירובייםטריפטון: אוקסואיד ;
פפטון סויה: Solarbio ; NaCl:Biosharp;
אבקת אגר: BioFroxx.		טריפטון:LP0042B;
פפטון סויה:Cat#S9500;
NaCl:BS112;
אבקת אגר: 9002-18-0.		צלחות ה-TSA הוכנו עם מדיום של 400 מ"ל המכיל 6 גרם טריפטון, 2 גרם פפטון סויה, 2 גרם NaCl ו-6 גרם אבקת אגר תחת המערכת האנאירובית.
תחנת עבודה אנאירוביתGENE SCIENCEE200Gבידוד חיידקים, בדיקות סטריליות
ניתוחGraphPad Prism 5v6.07לניתוח הנתונים
API 20 E ערכות  BioMerieux SA, צרפתNo.1005915090Ref 20100 ערכות לאיתור מטבוליזם חיידקי
Artemia (שרימפס מי מלח)Shangjia Aquarium Co., Ltd.ארטמיה של המותג Aquamaster, וביצי שרימפס מלח 
מערכת מחזור אוטומטי לגידול דגיםNingbo Hairui Technology Co., LtdNo Catשמור על
AutoclaveZeal WayG154DWSהכן את החומרים
BHIAerobic CoolaberCat # PM0640BHI מדיום הוכן , שבו 100 מ"ל בינוני כלל 3.7 גרם אבקת BHI.
BHI AnaerobicCoolaberCat # PM0640מדיום BHI הוכן וחולק לצינורות אנאירוביים תחת המערכת האנאירובית.
חממה ביוכימיתLongYue Co., LtdSPXלדגים וצלחות
ארון בטיחות ביולוגיתHaierHR40-IIA2טיפול ובדיקה סטריליים
חומר הלבנה של 0.02 גרם/ליטר NaClOXILONG SCIENTIFIC CO., Ltd.CAS: 7681-52-9תמיסת עבודה עם ריכוז נתרן היפוכלוריט (NaClO): מדולל בתמיסה מימית של נתרן היפוכלוריט 8% או 166.6 uL 6% נתרן היפוכלוריט עם 500 מ"ל מים מזוקקים.
צלחות דםכבשים: חתול סולארביומס' TX0030דם כבשים סטרילי דפיברין נוסף ל-TSA להכנת 5% לוחות דם.
בקבוק תרבית תאיםקורנינג430639לתרבית דגים
צבעי CM-Dilבדיקות מולקולריותחתול #C7000   לתייג את החיידקים
חממת טלטול בטמפרטורה קבועהPeiving Co., LtdHZQ-X100מסד נתונים של תרביות חיידקים
NCBIמסד נתונים של חיידקים וארכיאהקישור: Archaea FTP: ftp://ftp.ncbi.nlm.nih.gov/refseq/TargetedLoci/Archaea/
חיידקים FTP: ftp://ftp.ncbi.nlm.nih.gov/refseq/TargetedLoci/Bacteria/
חד פעמי פסטרפיפטה biosharpbs-xh-03lמשמש להחלפת מים והעברת ביצים
צלחת פטרי חד פעמיתbiosharpBS-90-Dלתרבית ערכות DNA של דגים
SolaribioCat #D1600ערכות מיצוי DNA גנומי חיידקי 
פיפטה חשמליתSCILOGEXLevo meשינוי מים
ExiguobacteriumNCBI מס' נתוניםMK1785042019-JPP-ESN
GZMמלח ים: LANDEBAO Co., Ltd.ללא חתולמורכב מ-1 ליטר מים ו-1.5 מ"ל תמיסת מלח ים (40 גרם/ליטר), חיטוי. תכולת מלח הים בתמיסת GZM הייתה 60 מ"ג/ליטר.
מערכת מים טהורים במעבדההייטק ושות', בע"מPrima-S15הכן את הסוכנים
מיקרוסקופניקוןSMZ18עם אור פלורסנט לצפייה בזחלי
דגים ערכות PCRTIANGENCat#ET101ערכת Taq DNA פולימראז
פיפטהLABSELECT sp-013-10החלפת מים
פובידון יוד (PVP-I)AladdinLot#H1217005תמיסה מימית פובידון יוד 0.4 גרם/ליטר מים טהורים.
ממיר תזמוןPinYi Co., LtdAL-06כדי לווסת את האור
TSA לוחותטריפטון: אוקסואיד;
פפטון סויה: Solarbio ; NaCl:Biosharp;
אבקת אגר: BioFroxx.		טריפטון:LP0042B;
פפטון סויה:Cat#S9500;
NaCl:BS112;
אבקת אגר: 9002-18-0.		צלחות TSA הוכנו עם מדיום של 400 מ"ל המכיל 6 גרם טריפטון, 2 גרם פפטון סויה, 2 גרם NaCl, 6 גרם אבקת אגר
TSB טריפטון אירובי: אוקסואיד ;
פפטון סויה: Solarbio ; NaCl:Biosharp;		טריפטון:LP0042B;
פפטון סויה:Cat#S9500;
NaCl:BS112;		הוכן מדיום TSB, שבו מדיום 400 מ"ל כלל 6 גרם טריפטון, 2 גרם פפטון סויה ו-2 גרם NaCl.
TSB טריפטון אנאירובי: אוקסואיד ;
פפטון סויה: Solarbio ; NaCl:Biosharp;		טריפטון:LP0042B;
פפטון סויה:Cat#S9500;
NaCl:BS112;		מדיום TSB הוכן וחולק לצינורות האנאירוביים תחת המערכת האנאירובית.
שולחן עבודה נקי במיוחדAirtechSW-CJ-2FDטיפול ובדיקה סטריליים
מערכת זרימה טהורה במיוחד לגידול דגיםחברת ציוד ביולוגי ימיNo Catלייצר מים לדגים
VibrioNCBIמס' מס MK1785012019-JPP-ESN
ציסטות הדג.

מקורות

  1. Sieber, M., Traulsen, A., Schulenburg, H., Douglas, A. E. On the evolutionary origins of host-microbe associations. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (9), e2016487118(2021).
  2. Sommer, F., Backhed, F. The gut microbiota--masters of host development and physiology. Nat Rev Microbiol. 11 (4), 227-238 (2013).
  3. Kim, S., Jazwinski, S. M. The gut microbiota and healthy aging: A mini-review. Gerontology. 64 (6), 513-520 (2018).
  4. Milani, C., et al. The first microbial colonizers of the human gut: Composition, activities, and health implications of the infant gut microbiota. Microbiol Mol Biol Rev. 81 (4), e00036(2017).
  5. De Vos, W. M., Tilg, H., Van Hul, M., Cani, P. D. Gut microbiome and health: Mechanistic insights. Gut. 71 (5), 1020-1032 (2022).
  6. Shi, N., Li, N., Duan, X., Niu, H. Interaction between the gut microbiome and mucosal immune system. Mil Med Res. 4 (1), 14(2017).
  7. Liu, B. N., Liu, X. T., Liang, Z. H., Wang, J. H. Gut microbiota in obesity. World J Gastroenterol. 27 (25), 3837-3850 (2021).
  8. Aron-Wisnewsky, J., Warmbrunn, M. V., Nieuwdorp, M., Clément, K. Metabolism and metabolic disorders and the microbiome: The intestinal microbiota associated with obesity, lipid metabolism, and metabolic health-pathophysiology and therapeutic strategies. Gastroenterology. 160 (2), 573-599 (2021).
  9. Chen, Y. W., Zhou, J. H., Wang, L. Role and mechanism of gut microbiota in human disease. Front Cell Infect Microbiol. 11, 625913(2021).
  10. Hao, W. Z., Li, X. J., Zhang, P. W., Chen, J. X. A review of antibiotics, depression, and the gut microbiome. Psychiatry Res. 284, 112691(2020).
  11. Nadal, A. L., et al. gut immunity: Using the zebrafish model to understand fish health. Front Immunol. 11, 114(2020).
  12. Asadi, A., et al. Obesity and gut-microbiota-brain axis: A narrative review. J Clin Lab Anal. 36 (5), e24420(2022).
  13. Mlynarska, E., et al. The role of the microbiome-brain-gut axis in the pathogenesis of depressive disorder. Nutrients. 14 (9), 1921(2022).
  14. Yu, Y. J., Raka, F., Adeli, K. The role of the gut microbiota in lipid and lipoprotein metabolism. J Clin Med. 8 (12), 2227(2019).
  15. Al-Asmakh, M., Zadjali, F. Use of germ-free animal models in microbiota-related research. J Microbiol Biotechnol. 25 (10), 1583-1588 (2015).
  16. Melancon, E., et al. Best practices for germ-free derivation and gnotobiotic zebrafish husbandry. Methods Cell Biol. 138, 61-100 (2017).
  17. Bhattarai, Y., Kashyap, P. C. Germ-free mice model for studying host-microbial interactions. Methods Mol Biol. 1438, 123-135 (2016).
  18. Wang, X. N., Wu, C. W., Wei, H. Humanized germ-free mice for investigating the intervention effect of commensal microbiome on cancer immunotherapy. Antioxid Redox Signal. 37 (16), 1291-1302 (2022).
  19. Jia, P. P., et al. Role of germ-free animal models in understanding interactions of gut microbiota to host and environmental health: A special reference to zebrafish. Environ Pollut. 279, 116925(2021).
  20. Gootenberg, D. B., Turnbaugh, P. J. Companion animals symposium: Humanized animal models of the microbiome. J Anim Sci. 89 (5), 1531-1537 (2011).
  21. Hintze, K. J., et al. Broad scope method for creating humanized animal models for animal health and disease research through antibiotic treatment and human fecal transfer. Gut Microbes. 5 (2), 183-191 (2014).
  22. Kamareddine, L., Najjar, H., Sohail, M. U., Abdulkader, H., Al-Asmakh, M. The microbiota and gut-related disorders: Insights from animal models. Cells. 9 (11), 2401(2020).
  23. Rogala, A. R., Oka, A., Sartor, R. B. Strategies to dissect host-microbial immune interactions that determine mucosal homeostasis vs. Intestinal inflammation in gnotobiotic mice. Front Immunol. 11, 214(2020).
  24. Rawls, J. F., Samuel, B. S., Gordon, J. I. Gnotobiotic zebrafish reveal evolutionarily conserved responses to the gut microbiota. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (13), 4596-4601 (2004).
  25. Bates, J. M., et al. Distinct signals from the microbiota promote different aspects of zebrafish gut differentiation. Dev Biol. 297 (2), 374-386 (2006).
  26. Choi, T. Y., Choi, T. I., Lee, Y. R., Choe, S. K., Kim, C. H. Zebrafish as an animal model for biomedical research. Exp Mol Med. 53 (3), 310-317 (2021).
  27. Xia, H., et al. Zebrafish: An efficient vertebrate model for understanding role of gut microbiota. Mol Med. 28 (1), 161(2022).
  28. Parichy, D. M., Elizondo, M. R., Mills, M. G., Gordon, T. N., Engeszer, R. E. Normal table of postembryonic zebrafish development: Staging by externally visible anatomy of the living fish. Dev Dyn. 238 (12), 2975-3015 (2009).
  29. Pham, L. N., Kanther, M., Semova, I., Rawls, J. F. Methods for generating and colonizing gnotobiotic zebrafish. Nat Protoc. 3 (12), 1862-1875 (2008).
  30. Shan, Y., et al. Immersion infection of germ-free zebrafish with listeria monocytogenes induces transient expression of innate immune response genes. Front Microbiol. 6, 373(2015).
  31. Arias-Jayo, N., Alonso-Saez, L., Ramirez-Garcia, A., Pardo, M. A. Zebrafish axenic larvae colonization with human intestinal microbiota. Zebrafish. 15 (2), 96-106 (2018).
  32. Singleman, C., Holtzman, N. G. Growth and maturation in the zebrafish, danio rerio: A staging tool for teaching and research. Zebrafish. 11 (4), 396-406 (2014).
  33. Clift, D., Richendrfer, H., Thorn, R. J., Colwill, R. M., Creton, R. High-throughput analysis of behavior in zebrafish larvae: Effects of feeding. Zebrafish. 11 (5), 455-461 (2014).
  34. Nascimento, M. D., Schorer, M., Dos Santos, J. C. E., Rocha, M. S. A., Pedreira, M. M. Live and frozen Artemia nauplii for catfish (steindachner, 1876) larvae in different salinities. Trop Anim Health Prod. 52 (2), 653-659 (2020).
  35. Jia, P. P., et al. Breaking the mold: The first report on germ-free adult marine medaka (oryzias melastigma) models. bioRxiv. , (2023).
  36. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: An introduction. JoVE. (69), e4196(2012).
  37. Wilson, C. Aspects of larval rearing. ILAR J. 53 (2), 169-178 (2012).
  38. Aleström, P. a-O., et al. Zebrafish: Housing and husbandry recommendations. Lab Anim. 54 (3), 213-224 (2020).
  39. Brand, M., Granato, M., Nüsslein-Volhard, C. Keeping and raising zebrafish. Zebrafish. , (2002).
  40. Nursyirwani, N., et al. Phenotype and genotype of lactic acid bacteria (lab) isolated from the tiger grouper Epinephelus fuscoguttatus alimentary tract. F1000Res. 6, 1984(2017).
  41. Karolenko, C., Desilva, U., Muriana, P. M. Microbial profiling of biltong processing using culture-dependent and culture-independent microbiome analysis. Foods. 12 (4), 844(2023).
  42. Jia, P. P., et al. Chronic exposure to graphene oxide (go) induced inflammation and differentially disturbed the intestinal microbiota in zebrafish. Environ Sci Nano. 6 (8), 2452-2469 (2019).
  43. Sun, B. L., et al. Probiotic supplementation mitigates the developmental toxicity of perfluorobutanesulfonate in zebrafish larvae. Sci Total Environ. 799, 149458(2021).
  44. Qian, H. F., Liu, G. F., Lu, T., Sun, L. W. Developmental neurotoxicity of microcystis aeruginosa in the early life stages of zebrafish. Ecotoxicol Environ Saf. 151, 35-41 (2018).
  45. Bertotto, L. B., Catron, T. R., Tal, T. Exploring interactions between xenobiotics, microbiota, and neurotoxicity in zebrafish. Neurotoxicology. 76, 235-244 (2020).
  46. Jia, P. P., et al. Bacteriophage-based techniques for elucidating the function of zebrafish gut microbiota. Appl Microbiol Biotechnol. 107 (7-8), 2039-2059 (2023).
  47. Xin, G. Y., et al. Gut bacteria vibrio sp. And aeromonas sp. Trigger the expression levels of proinflammatory cytokine: First evidence from the germ-free zebrafish. Fish Shellfish Immunol. 106, 518-525 (2020).
  48. Dremova, O., et al. Sterility testing of germ-free mouse colonies. Front Immunol. 14, 1275109(2023).
  49. Lam, S. H., Chua, H. L., Gong, Z., Lam, T. J., Sin, Y. M. Development and maturation of the immune system in zebrafish, danio rerio: A gene expression profiling, in situ hybridization and immunological study. Dev Comp Immunol. 28 (1), 9-28 (2004).
  50. Rolig, A. S., Parthasarathy, R., Burns, A. R., Bohannan, B. J. M., Guillemin, K. Individual members of the microbiota disproportionately modulate host innate immune responses. Cell Host Microbe. 18 (5), 613-620 (2015).
  51. Stressmann, F. A., et al. Mining zebrafish microbiota reveals key community-level resistance against fish pathogen infection. ISME J. 15 (3), 702-719 (2021).
  52. Guitton, E., et al. Production of germ-free fast-growing broilers from a commercial line for microbiota studies. JoVE. (160), e61148(2020).
  53. Rea, V., Bell, I., Ball, T., Van Raay, T. Gut-derived metabolites influence neurodevelopmental gene expression and wnt signaling events in a germ-free zebrafish model. Microbiome. 10 (1), 132(2022).
  54. Russo, P., et al. Zebrafish gut colonization by mcherry-labelled lactic acid bacteria. Appl Microbiol Biotechnol. 99 (8), 3479-3490 (2015).
  55. Rawls, J. F., Mahowald, M. A., Ley, R. E., Gordon, J. I. Reciprocal gut microbiota transplants from zebrafish and mice to germ-free recipients reveal host habitat selection. Cell. 127 (2), 423-433 (2006).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

מיקרוביוטת המארחמיקרוביום המעימניפולציה של המיקרוביוטהבידוד חיידקיםרצף 16S rRNAמזון סטריליתפקודי מיקרובים
ייצור, תחזוקה וזיהוי של מודלים של דגי זברה נטולי חיידקים מזחלים ועד שלבים צעירים
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.