מאמר שיטה

הקלטת בסיס: טכניקה לניתוח תגובות של נוירוני טעם בדרוזופילה

2K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/66665

⸱

1 במרץ 2024

 , 
1Department of Molecular, Cellular and Developmental Biology, Yale University, 2Department of Entomology, The Connecticut Agricultural Experiment Station

במאמר זה

סיכום

שיטה נדירה של הקלטה אלקטרופיזיולוגית, הקלטת בסיס, מאפשרת ניתוח של תכונות של קידוד טעם שלא ניתן לבחון בשיטות הקלטה קונבנציונליות. הקלטה בסיסית מאפשרת גם ניתוח תגובות טעם לגירויים הידרופוביים שלא ניתן לחקור בשיטות אלקטרופיזיולוגיות מסורתיות.

תקציר

חרקים טועמים את העולם החיצוני דרך שערות טעם, או סנסילה, שיש להן נקבוביות בקצותיהם. כאשר סנסילום בא במגע עם מקור מזון פוטנציאלי, תרכובות ממקור המזון נכנסות דרך הנקבוביות ומפעילות תאי עצב בפנים. במשך יותר מ-50 שנה, תגובות אלה תועדו באמצעות טכניקה הנקראת הקלטת טיפים. עם זאת, לשיטה זו יש מגבלות משמעותיות, כולל חוסר היכולת למדוד פעילות עצבית לפני או אחרי מגע גירוי והדרישה לטעימות להיות מסיסות בתמיסות מימיות. אנו מתארים כאן טכניקה שאנו מכנים הקלטה בסיסית, המתגברת על מגבלות אלה. רישום בסיס מאפשר מדידה של פעילות נוירוני הטעם לפני, במהלך ואחרי הגירוי. לפיכך, הוא מאפשר ניתוח נרחב של תגובות OFF המתרחשות לאחר גירוי טעם. ניתן להשתמש בו כדי לחקור תרכובות הידרופוביות כגון פרומונים ארוכי שרשרת בעלי מסיסות נמוכה מאוד במים. לסיכום, הקלטה בסיסית מציעה את היתרונות של אלקטרופיזיולוגיה חד-חושית כאמצעי למדידת פעילות עצבית - רזולוציה מרחבית וטמפורלית גבוהה, ללא צורך בכלים גנטיים - ומתגברת על מגבלות מרכזיות של טכניקת רישום החוד המסורתית.

מבוא

חרקים, כולל זבובי דרוזופילים, ניחנים במערכת טעם מתוחכמת המאפשרת להם לחלץ מידע כימי מורכב מסביבתם. מערכת זו מאפשרת להם להבחין בהרכב הכימי של חומרים שונים, תוך הבחנה בין אלה המזינים לבין אלה המזיקים 1,2.

בליבה של מערכת זו נמצאים מבנים מיוחדים המכונים שערות טעם או סנסילה, הממוקמים אסטרטגית על חלקי גוף שונים. בזבובים דרוזופיליים, סנסילה אלה ממוקמים על התווית, שהיא איבר הטעם העיקרי של ראש הזבוב 1,2,3,4, כמו גם על הרגליים והכנפיים 1,2,5,6. התווית ממוקמת בקצה החוטם ומכילה שתי אונות 4,7,8. כל אונה מכוסה ב-31 חושי טעם המסווגים כקצרים, ארוכים ובינוניים 4,7,8. כל סנסילה זו מאכלסת 2-4 נוירוני טעם 1,2,9,10. נוירוני הטעם האלה מבטאים חברים בלפחות ארבע משפחות גנים שונות, כלומר קולטן גוסטטורי (Gr), קולטן יונוטרופי (Ir), כייס (Ppk) וקולטן פוטנציאלי חולף (Trp) גנים 1,2,11,12,13 . מגוון זה של קולטנים ותעלות מצייד חרקים ביכולת לזהות מגוון רחב של תרכובות כימיות, כולל רמזים לא נדיפים ונדיפים 1,2,14.

במשך יותר מ-50 שנה, מדענים כימתו את התגובה של נוירוני טעם והקולטנים שלהם באמצעות שיטה שנקראת רישום קצה 3,4,6,8,13,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24 ,25,26,27,28,
29,30,31,32,33,34,35. עם זאת, שיטה זו יש מגבלות גדולות. ראשית, פעילות עצבית יכולה להימדד רק במהלך מגע עם הגירוי, ולא לפני או אחרי מגע. מגבלה זו מונעת מדידה של פעילות ספייקינג ספונטנית ומונעת מדידה של תגובות OFF. שנית, ניתן לבדוק רק טעמים מסיסים בתמיסות מימיות.

ניתן להתגבר על מגבלות אלה על ידי טכניקה אלקטרופיזיולוגית חלופית נדירה הנקראת "הקלטת בסיס". כאן אנו מתארים טכניקה זו, שאימצנו משיטה שבה השתמשו מריון-פול ועמיתיה24, ומראים את תכונות קידוד הטעם המכריעות שהיא יכולה כעת למדוד בנוחות14.

פרוטוקול

הפרוטוקול הבא תואם את כל ההנחיות לטיפול בבעלי חיים של אוניברסיטת ייל.

1. זבובים

  1. מקמו 10-15 זבובים חדשים בבקבוקוני תרבית סטנדרטיים טריים בטמפרטורה של 25°C ולחות יחסית של 60% במחזור בהיר-כהה של 12:12 שעות.
  2. יש להשתמש בזבובים בגיל 3-7 ימים.

2. גירויים כימו-סנסוריים

  1. להשיג גירויים כימו-סנסוריים ברמת הטוהר הגבוהה ביותר הזמינה. אחסן אותם לפי המלצת הספק עד לשימוש.
  2. להמיס גירויים כימו-סנסוריים ולדלל לריכוזים הרצויים במים או בממס רצוי אחר שאינו רעיל כגון שמן פרפין. מערבבים את התמיסות המוכנות למשך שעה לפחות במקרה של תרכובות מוצקות מומסות.

3. זכוכית גירוי נימי

  1. משוך נימי זכוכית כדי להחזיק את הגירוי מנימי זכוכית בורוסיליקט (100 מ"מ אורך, 1 מ"מ קוטר חיצוני, 0.58 מ"מ קוטר פנימי) באמצעות מכשיר מושך פיפטה. יש לשאוף להגיע לקוטר חוד בין 3 מיקרומטר ל-10 מיקרומטר.
  2. מלאו את נימי הזכוכית בתמיסת הגירוי המועדפת באמצעות קצה פיפטה מיקרו-מעמיס. היזהרו להימנע מבועות, אותן ניתן להסיר על ידי הקשה עדינה.
  3. אם הגירוי מתגבש בקצה, נקו או החליפו את נימי גירוי הזכוכית.

4. אלקטרודות התייחסות והקלטה

  1. השתמש במוטות טונגסטן (קוטר 127 מיקרומטר ואורך 76.2 מ"מ) הן לאלקטרודות ייחוס והן לאלקטרודות הקלטה. חדדו את אלקטרודות הייחוס וההקלטה לקוטר של כ-1 מיקרומטר בקצה (הצורות של אלקטרודות אלה מתוארות ב-Delventhal et al.36) על ידי טבילתם שוב ושוב במשך מספר שניות בתמיסת 10% KNO3 (~1 M) או בתמיסת 10% KOH (1.8 M).
    הערה: פתרון זה דורש זרם (0.3-3 mA) כדי להקל על תהליך זה.

5. הכנת הזבוב להקלטת הבסיס

  1. ציירו זבוב בודד מהבקבוקון לתוך שאיפה. משוך את השואף וללכוד את החיה על ידי הנחת אצבע על הקצה.
  2. יש לגרש את הזבוב לתוך קצה פיפטה פלסטיק בנפח 200 מיקרוליטר. שומרים את קצה השואף בקצה הפיפטה, משתמשים בקצה כדי לדחוף את הזבוב קדימה, עם הראש הראשון, לכיוון הקצה הצר של קצה הפיפטה.
  3. חתכו את קצה הפיפטה בכל קצה (כלומר, קדמי ואחורי לחיה) באמצעות סכין גילוח.
  4. השתמשו בחימר או בחתיכת כותנה קטנה כדי לדחוף את הזבוב קדימה עוד יותר, עד שחצי מהראש בולט מקצה קצה הפיפטה החתוך. השתמשו במלקחיים כדי לדחוף בעדינות עד שהתווית בקדמת הראש נחשפת.
  5. קבעו את קצה הפיפטה החתוך על מגלשת מיקרוסקופ זכוכית באמצעות חימר (איור 1).
  6. מתחת לסטריאומיקרוסקופ, מקמו את התווית לרוחב על פתק כיסוי כך שאונה אחת, יחד עם 31 חושי הטעם שלה, תיחשף (איור 1). החלקת הכיסוי שומרת על התווית במקומה.

6. מתקן אלקטרופיזיולוגיה

  1. בחר חדר להתקנת האסדה בעל טמפרטורה יציבה ולחות יחסית (<70%) ומבודד ממקורות רעש חשמלי ומכני, כגון מקררים וצנטריפוגות.
  2. הניחו את המיקרוסקופ במרכז שולחן נגד רטט.
  3. הצמידו מיקרומניפולטור ידני לטבלה נגד רעידות (איור 2).
  4. חברו מוט מפלדת אל-חלד שמחזיק את אלקטרודת הייחוס של טונגסטן למיקרומניפולטור הידני (איור 2).
  5. חברו מניפולטורים ממונעים – אחד עם מחזיק עבור גשושית אלקטרודת ההקלטה והשני עם מחזיק המחובר למוט נירוסטה עבור נימי הגירוי מזכוכית – לאותו שולחן באמצעות מעמדים (איור 2).
  6. חבר את גשושית אלקטרודות ההקלטה למערכת Intelligent Data Acquisition Controller (IDAC) או למערכת מגבר/דיגיטציה אחרת.
  7. קשר מערכת IDAC זו למחשב בתחנת העבודה.
  8. טחנו את המניפולטורים הידניים והממונעים לאותו מיקום בתוך האסדה.
  9. התקן תוכנת רכישה מתאימה למערכת IDAC במחשב. ודא שמנהלי ההתקן לרכישה דיגיטלית תואמים למערכת ההפעלה (לדוגמה, Windows XP-7, -8 או -10) במחשב.

7. הקלטה מ-taste sensilla

  1. הניחו את שקופית ההכנה על במת המיקרוסקופ עם מטרת הגדלה נמוכה (למשל, פי 10) במקומה. הזיזו את הבמה עד שהתווית תהיה ממוקדת במרכז שדה הראייה, הן בהגדלה נמוכה והן בהגדלה גבוהה (למשל, פי 50).
  2. הכנס את אלקטרודת הייחוס לעין באמצעות מטרת ההגדלה הנמוכה. כדי להחדיר את אלקטרודת הייחוס, כוון את העין בצד הזבוב מול הצד עם אלקטרודת ההקלטה, לדוגמה, אם אלקטרודת ההקלטה מתקרבת מימין, מקם את אלקטרודת הייחוס בעין שמאל. השתמש במיקרומניפולטור ידני להחדרה מדויקת.
  3. מקדו את קצה נימי גירוי הזכוכית במרכז שדה הראייה של מטרות הגדלה נמוכה והגדלה גבוהה באמצעות מיקרומניפולטור ממונע (איור 3).
  4. תחת הגדלה נמוכה, קרב את אלקטרודת ההקלטה לתווית באמצעות מיקרומניפולטור ממונע שני.
  5. תחת הגדלה גבוהה, הכנס את אלקטרודת ההקלטה לבסיס של סנסילום טעם באמצעות מיקרומניפולטור ממונע עד שיישמע צליל של פעילות ירי עצבית מפלט השמע של מערכת IDAC.
  6. לאחר שנוצר אות יציב, התחל להקליט את האות באמצעות התוכנה שמגיעה עם מערכת IDAC (איור 4A-D). כדי להתחיל להקליט, לחץ על התחל להקליט לחצן.
  7. הביאו את קצה נימי זכוכית הגירוי כדי לכסות את קצה חוש הטעם באמצעות המניפולטור הממונע.
  8. כדי לסיים את הגירוי, להסיר את נימי גירוי זכוכית מן sensillum באמצעות מניפולטור ממונע.
  9. סמן את ההתחלה והסוף של הגירוי באופן ידני באמצעות דוושה. הדוושה מחוברת ל-IDAC, והתקשורת שלה עם התוכנה מתאפשרת באמצעות IDAC כדי לסמן את ההתחלה/סוף של הגירוי.

8. ניתוח

  1. השתמש בפונקציות השונות של התוכנה שמגיעה עם מערכת IDAC כדי למיין אוכלוסיות ספייק לפי משרעת (במידת האפשר) ולנתח את דינמיקת התגובה.
    1. כדי לספור קוצים, לחץ לחיצה שמאלית על הקלטת עניין, העלאת חלון לבחירה. בחר קוצים, והתחל חלון נוסף בשם המר גלים לקוצים. הזן שם בשדה חדש ולחץ על הלחצן אישור .
    2. הזנת השם בשדה חדש בשלב 8.1.1 מובילה לתצוגת היסטוגרמה של משרעת . בחר את המשרעת שברצונך לספור ולאחר מכן סגור תצוגה זו. לחץ לחיצה שמאלית כדי להוסיף מונה.
    3. בדוק את הקוצים באופן ידני כדי לאשר מסקנות המבוססות על ניתוח עם תוכנה.
      הערה: התוכנה מאפשרת גם ייצוא נתונים בפורמטים שונים לניתוח נוסף.

תוצאות

איור 4A מראה קוצים ספונטניים שנובעים מסנסילום. הם מתחלקים לשני סוגים המבוססים על משרעת, כאשר הקוצים הגדולים יותר נובעים מתא העצב הרגיש לתרכובות מרות והקוצים הקטנים יותר מתא העצב שמגיב לסוכרים. הקשר בין משרעת ספייק לבין ספציפיות תפקודית אומת על ידי ניסויים גנטיים 4,14,37,38,39 .

איור 4B מראה את התגובה של תא העצב הרגיש למרירות של S5 sensillum לריח של DEET; תגובה זו התרחשה ללא כל מגע בין תמיסת DEET לבין ה-Sensillum. ספייק אחד נראה כבעל משרעת ביניים ועשוי לנבוע מסופרפוזיציה של שני קוצים קטנים יותר, אחד מנוירון הסוכר ואחד מהנוירון המכנו-סנסורי.

איור 4C מראה את תגובת ON שמתרחשת בעקבות מגע בין גירוי מר לבין ה-I1 sensillum, ואחריה תגובת OFF שמתרחשת לאחר סיום המגע. לא שעוצמת תגובת ה-OFF, הנמדדת בדוקרנים/שניות, גדולה יותר מתגובת ON.

איור 4D מראה תגובת ON ו-OFF לתרכובת המרה ברברין מ-I1 sensillum של מין אחר של זבוב, Drosophila virilis. אחד היתרונות של טכניקה זו הוא שניתן לבצע אותה על מינים אחרים, כולל יתושים, ללא צורך להכניס אליהם טרנסגנים כלשהם.

איור 4E מדגים שתי בעיות שיכולות להתרחש במהלך ההקלטה. ראשית, אם התווית אינה מאובטחת כראוי היא יכולה לנוע, ולייצר קוצים מהנוירון המכנו-סנסורי של הסנסילום. שנית, אלקטרודת ההקלטה יכולה להשתחרר מהסנסלום, לעתים קרובות כתוצאה מתנועה של התווית. במקרה זה, המגע אובד ויש להכניס מחדש את האלקטרודה כדי להקליט קוצים.

figure-results-1
איור 1: הכנת זבובים להקלטת בסיס. קצה פיפטה גזוז המכיל נקבת זבוב עם התווית מונחת היטב על מכסה זכוכית. (A) גם קצה הפיפטה וגם הכיסוי מוחזקים היטב על תלוליות חרס. (B) הגדלה גבוהה יותר של תווית המונחת על תלוש כיסוי. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-2
איור 2: הגדרת מתקן אלקטרופיזיולוגיה. (A) סקירה המציגה את המיקומים של מיקרומניפולטור ידני עבור אלקטרודת הייחוס, מיקרומניפולטור ממונע עבור נימי גירוי הזכוכית, ומיקרומניפולטור ממונע עבור אלקטרודת ההקלטה. (B) סקירה המציגה מחזיקים עבור אלקטרודת הייחוס, נימי גירוי זכוכית ואלקטרודת הקלטה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-3
איור 3: התווית והסנסילה. (A) התווית תחת מיקרוסקופ הפוך. תקריב של התווית מראה את חוש הטעם של אונה אחת של התווית. הוא גם מראה את נימי זכוכית הגירוי קרוב לאחד הסנסילה הגדולים המכונה L2 (סוג גדול 2) ואלקטרודת הקלטה בבסיס של סנסילום זה. (B) נגישות של labellar sensilla. התווית מציגה סנסילה הנגישים בקלות להקלטת בסיס וסנסילה שהם פחות נגישים בשל מיקומם בתכשיר בו אנו משתמשים בדרך כלל. קיצורים: A = קדמי; M = מדיאלי; P = אחורי; L = לרוחב. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-4
איור 4: עקבות לדוגמה של קוצים ספונטניים, תגובות נוירונים מרות ורישום תת-אופטימלי. (A) עקבות לדוגמה של קוצים ספונטניים. הקוצים הם מתא עצב רגיש ומר (נקודות אדומות) ונוירון רגיש לסוכר (נקודות ירוקות) בסנסלום I1. בציור של הסנסילום, הנוירונים המרים, הסוכר והמכנו-סנסוריים צבועים באדום, ירוק ושחור, בהתאמה. (B) עקבות לדוגמה של התגובה של תא העצב המר (נקודות אדומות) ב-S5 sensillum לאדים של 1 mM DEET. שימו לב שקוצי המשרעת הקטנים הם מנוירון הסוכר ומהנוירונים המכנו-סנסוריים, שבדוגמה זו קשה להבחין בהם לפי משרעת. קיצור: DEET = N,N-diethyl-meta-toluamide. (C) עקבות לדוגמה של תגובות ON ו-OFF מתא עצב מר ב-I1 sensilla ל-1 mM denatonium benzoate. קוצים נצפים לפני (ירי ספונטני), במהלך (תגובת ON) ואחרי (תגובת OFF) מגע עם הגירוי. קיצור: DEN = דנטוניום בנזואט. (D) עקבות לדוגמה של תגובות ON ו-OFF מתא עצב מר ב-I1 sensilla של D. virilis ל-0.5 מילימטר ברברין כלוריד. קוצים נצפים לפני, במהלך ואחרי מגע. קיצור: BER = ברברין כלורי. (ה) עקבות לדוגמה של הקלטה תת-אופטימלית. הקשר אבד באמצע הניסוי עקב תנועת התווית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

דיון

בהקלטות מסוגים מסוימים של סנסילה, זה יכול להיות מאתגר להבדיל בין קוצים של נוירונים שונים. לדוגמה, נוירוני הסוכר והנוירונים המכנו-סנסוריים של S ו-I sensilla מייצרים קוצים בעלי אמפליטודות דומות, מה שמקשה על ההבחנה ביניהם 4,14. אנו מוצאים כי השימוש באלקטרודת רישום טונגסטן חדה מאוד מפחית את הירי של נוירון מכנו-חושי, כמו גם המיקום המושכל של אלקטרודת ההקלטה. החדרת אלקטרודת ההקלטה לצווארון של שקע הסנסילום (כלומר לבסיס אך לא עמוק) גורמת לעיתים קרובות לגירוי מכנו-סנסורי מופחת. בנוסף, אנו מוצאים שאם להקלטה יש רמה גבוהה של ירי של הנוירון המכנו-סנסורי, משיכת אלקטרודת ההקלטה והצבתה במיקום שונה ביחס לסנסילום מובילה לעתים קרובות לרמה נמוכה יותר של ירי.

הבטחת היציבות של אלקטרודת ההקלטה במהלך ניסויים היא סוגיה קריטית נוספת (ראו איור 4E). הפרעות מכניות או שינויים במיקום האלקטרודה יכולים להשפיע לרעה על איכות ההקלטות. השקעת זמן ומאמץ בהכנה יסודית, כמפורט בפרוטוקול המתואר לעיל, היא המפתח למניעת תסכול שעלול לנבוע מתנועת התווית.

אנו מציינים בעיה נוספת שראינו עם תרכובות מסוימות המייצרות תגובות ON ו- OFF מ- I sensilla של I-a Class14. לפעמים, מסירה שנייה של גירוי מעוררת את תגובת OFF אך לא את תגובת ON. הסיבה לירידה זו בתגובת ON אינה ידועה.

אתגר נוסף בו נתקלים בהקלטה בסיסית הוא שלא כל הסנסילות נגישות בקלות להקלטה בגלל מיקומן על התווית. מתוך 31 סנסילות הלייבלר, רק 26 נוחות להקלטה, מה שמציג מגבלה לטכניקה, כפי שמודגם באיור 3B. עם זאת, באופן עקרוני, סנסילה אלה (I8, I9, I10, L9 ו- S10) יכולים להיות נגישים על ידי סיבוב של שלב XY מכני במיקרוסקופ אולימפוס.

לבסוף, אנו מדגישים את חשיבות השקעת המאמץ בהכנת הזבובים. זבוב מוכן היטב סביר הרבה יותר שיניב הקלטות אמינות ואיכותיות לאורך כל הניסוי. בנוסף, סוכרוז יכול לשמש כבקרה חיובית כדי להבטיח את איכות ההקלטה; זה מעורר תגובה מכל הסנסילות של לייבלר.

גילויים

למחברים אין ניגודי עניינים לחשוף.

תודות

אנו מודים לזינה ברמן על התמיכה, לליסה באיק על ההערות על כתב היד, ולחברים אחרים במעבדת קרלסון על הדיון. עבודה זו נתמכה במענק K01 DC020145 של NIH ל-H.K.M.D; וה-NIH מעניק R01 DC02174, R01 DC04729 ו-R01 DC011697 ל-J.R.C.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מיקרוסקופאולימפוסBX51WIמצויד באובייקט 50X (LMPLFLN 50X, אולימפוס) ועיניות 10X. 
שולחן נגד רטטTMC63-7590E
מיקרומניפולטורים ממונעיםמכשירי הרווארד ו-Mä rzhä מיקרומניפולטורים למשתמשמיקרומניפולטור PM 10 Piezo Micromanipulator ידני מיקרומניפולטורים
Mä rzhä משתמש מיקרומניפולטוריםMM33 מיקרומניפולטור
מעמדים מגנטייםENCOדגם #625-0930
התייחסות  והקלטה מחזיק אלקטרודותOckenfels Syntech GmbH
גירוי זכוכית מחזיק נימיOckenfels Syntech GmbH
בדיקה אוניברסלית חד קצהOckenfels Syntech GmbH
בקר רכישה USB 4 ערוצים, IDAC-4Ockenfels Syntech GmbH
בקרי גירויOckenfels Syntech GmbHStimulus Controller CS 55
מחשב אישיDellVostroבדוק תאימות למערכת רכישה דיגיטלית ותוכנה
טונגסטן רודA-M SystemsCat#716000
רדיד אלומיניום ו/או כלוב פאראדיימיגון רעש אלקטרומגנטי
נימי זכוכית בורוסיליקטדיוק עולמיים1B100F-4
חולץ פיפטהסאטר מכשיר החברהדגם P-97 חולץ מיקרופיפטה בוער/חום
אולימפוסVMZ 1x-4xלהכנת זבוב
p200 טיפיםפיפטה גנרי
טיפים למיקרו-מעמיסים EppendorfE5242956003
1 מ"ל מזרק
קליפס
שנאי כוחSTACO ENERGY PRODUCTSSTACO 3PN221Bמורכב מקצות פיפטה P1000, צינורות פלסטיק גמישים
ורשת דוגמנות חימרגנרי
מלקחייםגנרי
צינורות פלסטיקסנט גובייןטיגון S3 וסחר; E-3603
בקבוקוני תרבית סטנדרטייםArchon Scientificצרה של 1 אונקיה פוליסטירן, כל אחת עם 10 מ"ל של מדיום גלוקוז, טעון מראש בפקקי אצטט תאית
ברברין כלוריד (BER)סיגמא-אולדריץ'Cat# Y0001149
דנטוניום בנזואט (DEN)סיגמא-אולדריץ'חתול# D5765
N,N-דיאתיל-m- טולואמיד (DEET)סיגמא-אולדריץ'חתול# 36542
מכשירים סטריאומיקרוסקופ תנין גנרי

מקורות

  1. Joseph, R. M., Carlson, J. R. Drosophila chemoreceptors: a molecular interface between the chemical world and the brain. Trends Genet. 31 (12), 683-695 (2015).
  2. Montell, C. Drosophila sensory receptors-a set of molecular Swiss Army Knives. Genetics. 217 (1), 1-34 (2021).
  3. Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Molecular logic and evolution of bitter taste in Drosophila. Curr Biol. 30 (1), 17-30 (2020).
  4. Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of bitter taste in Drosophila. Neuron. 69 (2), 258-272 (2011).
  5. He, Z., Luo, Y., Shang, X., Sun, J. S., Carlson, J. R. Chemosensory sensilla of the Drosophila wing express a candidate ionotropic pheromone receptor. PLoS Biol. 17 (5), e2006619(2019).
  6. Ling, F., Dahanukar, A., Weiss, L. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of taste coding in the legs of Drosophila. J Neurosci. 34 (21), 7148-7164 (2014).
  7. Falk, R., Bleiser-Avivi, N., Atidia, J. Labellar taste organs of Drosophila melanogaster. J Morphol. 150 (2), 327-341 (1976).
  8. Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 61 (3), 333-342 (2004).
  9. Shanbhag, S. R., Park, S. K., Pikielny, C. W., Steinbrecht, R. A. Gustatory organs of Drosophila melanogaster: fine structure and expression of the putative odorant-binding protein PBPRP2. Cell Tissue Res. 304 (3), 423-437 (2001).
  10. Siddiqi, O., Rodrigues, V. Genetic analysis of a complex chemoreceptor. Basic Life Sci. 16, 347-359 (1980).
  11. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science. 287 (5459), 1830-1834 (2000).
  12. Koh, T. W., et al. The Drosophila IR20a clade of ionotropic receptors are candidate taste and pheromone receptors. Neuron. 83 (4), 850-865 (2014).
  13. Sánchez-Alcañiz, J. A., et al. An expression atlas of variant ionotropic glutamate receptors identifies a molecular basis of carbonation sensing. Nat Commun. 9 (1), 4252(2018).
  14. Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Diverse mechanisms of taste coding in Drosophila. Sci Adv. 9 (46), (2023).
  15. Chyb, S., Dahanukar, A., Wickens, A., Carlson, J. R. Drosophila Gr5a encodes a taste receptor tuned to trehalose. Proc Natl Acad Sci U S A. 100, Suppl 2 14526-14530 (2003).
  16. Dahanukar, A., Lei, Y. T., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. Two Gr genes underlie sugar reception in Drosophila. Neuron. 56 (3), 503-516 (2007).
  17. Delventhal, R., Carlson, J. R. Bitter taste receptors confer diverse functions to neurons. Elife. 5, e11181(2016).
  18. Dweck, H. K. M., Talross, G. J. S., Luo, Y., Ebrahim, S. A. M., Carlson, J. R. Ir56b is an atypical ionotropic receptor that underlies appetitive salt response in Drosophila. Curr Biol. 32 (8), 1776-1787 (2022).
  19. Hiroi, M., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Differentiated response to sugars among labellar chemosensilla in Drosophila. Zoolog Sci. 19 (9), 1009-1018 (2002).
  20. Jeong, Y. T., et al. An odorant-binding protein required for suppression of sweet taste by bitter chemicals. Neuron. 79 (4), 725-737 (2013).
  21. Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (35), 14110-14115 (2007).
  22. Jiao, Y., Moon, S. J., Wang, X., Ren, Q., Montell, C. Gr64f is required in combination with other gustatory receptors for sugar detection in Drosophila. Curr Biol. 18 (22), 1797-1801 (2008).
  23. Kim, S. H., et al. Drosophila TRPA1 channel mediates chemical avoidance in gustatory receptor neurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (18), 8440-8445 (2010).
  24. Lacaille, F., et al. An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males. PLoS One. 2 (7), e661(2007).
  25. Lee, Y., et al. Gustatory receptors required for avoiding the insecticide L-canavanine. J Neurosci. 32 (4), 1429-1435 (2012).
  26. Lee, Y., Kim, S. H., Montell, C. Avoiding DEET through insect gustatory receptors. Neuron. 67 (4), 555-561 (2010).
  27. Lee, Y., Moon, S. J., Montell, C. Multiple gustatory receptors required for the caffeine response in Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (11), 4495-4500 (2009).
  28. Lee, Y., Moon, S. J., Wang, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for strychnine sensation. Chem Senses. 40 (7), 525-533 (2015).
  29. Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. Peripheral coding of bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 56 (2), 139-152 (2003).
  30. Moon, S. J., Köttgen, M., Jiao, Y., Xu, H., Montell, C. A taste receptor required for the caffeine response in vivo. Curr Biol. 16 (18), 1812-1817 (2006).
  31. Moon, S. J., Lee, Y., Jiao, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor essential for aversive taste and inhibiting male-to-male courtship. Current Biology. 19, 1623-1627 (2009).
  32. Rimal, S., et al. Mechanism of acetic acid gustatory repulsion in Drosophila. Cell Rep. 26 (6), 1432-1442 (2019).
  33. Shim, J., et al. The full repertoire of Drosophila gustatory receptors for detecting an aversive compound. Nat Commun. 6, 8867(2015).
  34. Xiao, S., Baik, L. S., Shang, X., Carlson, J. R. Meeting a threat of the Anthropocene: Taste avoidance of metal ions by Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (25), e2204238119(2022).
  35. Zhang, Y. V., Ni, J., Montell, C. The molecular basis for attractive salt-taste coding in Drosophila. Science. 340 (6138), 1334-1338 (2013).
  36. Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla. J Vis Exp. (84), e51355(2014).
  37. Marella, S., et al. Imaging taste responses in the fly brain reveals a functional map of taste category and behavior. Neuron. 49 (2), 285-295 (2006).
  38. Thorne, N., Amrein, H. Atypical expression of Drosophila gustatory receptor genes in sensory and central neurons. J Comp Neurol. 506 (4), 548-568 (2008).
  39. Wang, Z., Singhvi, A., Kong, P., Scott, K. Taste representations in the Drosophila brain. Cell. 117 (7), 981-991 (2004).

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים