Method Article

אופטימיזציה של טכניקות אורודינמיות בעכבר לשיפור הדיוק

DOI:

10.3791/67019

⸱

June 7th, 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurological Surgery, Indiana University School of Medicine, 2Spinal Cord and Brain Injury Research Group, Stark Neurosciences Research Institute, Department of Neurological Surgery, Goodman and Campbell Brain and Spine, Indiana University School of Medicine, 3Department of Rehabilitation Medicine, Zhongda Hospital Southeast University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול זה מספק מדריך לאיטום העור עם ציאנואקרילט למניעת ספיגת שתן על ידי פרווה ועור. הוא כולל הוראות למריחת הדבק על העור, השתלת קטטר שלפוחית השתן ואלקטרודות לציסטומטריה ורישום אלקטרומיוגרפיה של סוגר שופכה חיצוני בעכברים ערים.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מדידה מדויקת של פרמטרים במתן שתן בעכברים ערים חיונית להבנת תפקוד לקוי של דרכי השתן התחתונות (LUT), במיוחד במצבים כמו שלפוחית נוירוגנית ופגיעה פוסט-טראומטית בחוט השדרה (SCI). עם זאת, ביצוע רישומי ציסטומטריה בעכברים מציב אתגרים בולטים. כאשר עכברים נמצאים במצב נוטה ומוגבל במהלך מפגשי הקלטה, השתן נוטה להיספג על ידי הפרווה והעור, מה שמוביל להערכת חסר של נפח מבוטל (VV). מטרת מחקר זה הייתה לשפר את הדיוק של רישומי ציסטומטריה ואלקטרומיוגרפיה של סוגר שופכה חיצוני (EUS-EMG) בעכברים ערים. פיתחנו שיטה ייחודית המשתמשת בדבק ציאנואקרילט ליצירת מחסום עור עמיד למים סביב בשר השופכה והבטן, מניעת ספיגת שתן והקפדה על מדידות מדויקות. התוצאות מראות כי לאחר מריחת הציאנואקרילט, הסכום של VV ו- RV נשאר עקבי עם נפח המלח המוחדר, ולא נצפו אזורים רטובים לאחר הניסוי, מה שמצביע על מניעה מוצלחת של ספיגת השתן. בנוסף, השיטה ייצבה בו זמנית את האלקטרודות המחוברות לסוגר השופכה החיצוני (EUS), הבטיחה אותות אלקטרומיוגרפיה יציבים (EMG) ומזערה ממצאים שנגרמו על ידי תנועת העכבר המתעורר ומניפולציה של הנסיין. נדונים פרטים מתודולוגיים, תוצאות והשלכות, המדגישים את החשיבות של שיפור טכניקות אורודינמיות במחקר פרה-קליני.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אחסון ושחרור השתן תלויים בפעילות המתואמת של שלפוחית השתן וסוגר השופכה החיצוני (EUS). בפתולוגיות מסוימות, כגון שלפוחית נוירוגנית, הן שרירי השלפוחית והן הסוגר עלולים להפוך לבלתי מתפקדים, מה שמוביל לבעיות משמעותיות בשלפוחית השתן, במיוחד לאחר פגיעה טראומטית בחוט השדרה (SCI)1.

מכרסמים קטנים משמשים בדרך כלל כמודל ניסיוני לחקר התפקוד הפרה-קליני של דרכי השתן התחתונות (LUT)2. טכניקות הקלטה של מילוי ציסטומטריה (FC) ואלקטרומיוגרפיה של EUS (EUS-EMG) יכולות לספק מידע אובייקטיבי מדויק בהתאם לבחירת השיטות, מדידה מדויקת ופרשנות התוצאות3. בדיקות אורודינמיות משמשות בדרך כלל להערכת נפח ההתרוקנות (VV), יעילות ההתרוקנות (VE) וקיבולת שלפוחית השתן4. VE מודד באיזו יעילות שלפוחית השתן יכולה לרוקן את עצמה. הוא מחושב על ידי חלוקת אמצעי האחסון המבוטל בסכום של אמצעי אחסון מבוטלים ואמצעי אחסון שיוריים (VV+RV). מצד שני, קיבולת שלפוחית השתן מחושבת על ידי הוספת VV (כמות השתן הנפלטת במהלך השתנה) ל- RV (כמות השתן שנותרה בשלפוחית השתן לאחר השתנה)5. לכן, מדידת VV ו- RV הם המפתחות להסקת פרמטרים אחרים.

מדידה מדויקת של VV בעכברים במהלך בדיקות אורודינמיות מציבה אתגרים שונים. השתן של מכרסמים, כאשר מרוסן פיזית במצב נוטה, נוטה להימשך כלפי מטה דרך דופן הבטן הגחון בשל השפעת כוח המשיכה6. תופעה זו יכולה להוביל לספיגת שתן על ידי פרוות הבטן והעור, אשר, בתורו, מעריך את נפח השתן המופרש. בהתחשב בכמות הקטנה של שתן המיוצר על ידי עכבר, ההשפעה של ספיגה זו על דיוק התוצאות בולטת עוד יותר7. יתר על כן, במודלים של SCI, VV הוא לעתים קרובות נמוך יותר מאשר בעכברים רגילים בשל ההשפעה של dyssynergia סוגר detrusor (DSD), אשר מגביר את הסיכון של לחצים נקודת דליפה וספיגת שתן על ידי פרווה8. לגורמים אלה יש השפעה משמעותית על התוצאות. לכן, מדידה מדויקת של VV ו-RV במהלך מחקרים אורודינמיים סופניים בעכברים היא קריטית9. נכון לעכשיו, חסרים פרטים במתודולוגיות שסופקו בספרות שפורסמה כיצד למדוד את נפח השתן בצורה מדויקת במודלים של עכברים.

דבק ציאנואקרילט הוא סוג של דבק המשמש בדרך כלל בהליכים כירורגיים במודלים של בני אדם ובעלי חיים בשל תכונות ההדבקה המהירות והיעילות שלו 10,11,12. דבק זה שימושי במיוחד לסגירת פצעים וחתכים, שכן הוא יוצר קשר חזק וגמיש כאשר מוחל על העור13. יתר על כן, זה יכול להיות מחסום גדול נגד שתן ורטיבות שעלולים לבוא במגע עם פרווה ופצעים11.

במאמר זה פיתחנו טכניקה חדשנית וחסכונית המשתמשת בדבק ציאנואקרילט להשגת תוצאות מדויקות בציסטומטריה וברישומי EUS-EMG בעכברים ערים. שיטה זו תועיל בהבנת הגורמים הבסיסיים לתפקוד לקוי של שלפוחית השתן ובמציאת טיפולים יעילים יותר להפרעות LUT.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול המחקר בבעלי חיים אושר על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של בית הספר לרפואה של אוניברסיטת אינדיאנה. קוד אישור: 21098MD/R/MSS/HZ תאריך אישור: 29 בספטמבר 2021.

1. הכנת קטטר

  1. חותכים צינור פוליאתילן PE-30 בגודל 30 ס"מ (0.017 אינץ' x 0.030 אינץ'). השתמשו במצית כדי להבעיר קצה אחד של הצינור, לוודא שהוא לא נוגע בלהבה, ומשכו את המצית ברגע שהצינור יצר קצה עגול בצורת פעמון מתאים.
  2. הכניסו בזהירות כ-3/4 ממחט ה-25G לקצה השני של הצינור. מכינים מזרק 1 מ"ל וממלאים אותו ב-0.9% NaCl סטרילי. חבר את המזרק למחט 25 גרם.
  3. יש להחדיר בעדינות מי מלח כדי לבדוק אם יש קצה עגול תקין ואין דליפה מקצות המחט. ודא שלא מורגש לחץ ומלוחים זורמים בצורה חלקה דרך הצנתר.

2. הכנת אלקטרודות

  1. מכינים 2 חוטי פלדה באורך 20 ס"מ. קח את חוטי הפלדה והחל פוליש חול על שני הקצוות של אזור הציפוי כדי לפשוט 5 מ"מ מהחוט.
  2. קח מחט 25G והכנס אותה בצד אחד של החוט. הקפד להחדיר את המחט בזהירות כדי למנוע נזק לחוט. כופפו את החלק המופשט של החוט כמו וו. הוו יעזור לחבר את החוט לשריר EUS.
  3. השתמש בהלחמה כדי לחבר את הסיכה לקצה השני של חוט הפסים. הלחמה תסייע לאבטח את הסיכה לחוט ותבטיח חיבור חזק. הקפידו לחמם את הלחמת עופרת הפח עד שהיא נמסה ומכסה את החוט והסיכה.

3. הכנת בעלי חיים

  1. נקבת עכבר C57BL/6 (בת 8 שבועות, משקל גוף של 18-20 גרם) במתקן לבעלי חיים על פי Institutional Animal Care עם מחזור אור-חושך של 12 שעות וגישה בלתי מוגבלת למים וכדורי מזון סטנדרטיים.

4. הרדמה במהלך הניתוח

  1. הניחו את בעלי החיים בתא איזופלורן 2% וחמצן טהור (1 ליטר/דקה). יש לאשר את ההרדמה המלאה של בעל החיים באמצעות בדיקת צביטה שלילית בבוהן לפני העברתו למסכה. לאחר האישור, שנו את מצב הגז למסכה.
  2. יש לוודא כי מסכת ההרדמה קבועה במיקום המתאים בשדה הניתוחי הסטרילי. הניחו את בעל החיים בשכיבה על הווילונות הסטריליים עם אפו במסכת שאיפה קטנה (0.8-1 ליטר/דקה עם 2% איזופלורן) להמשך מתן הרדמה.

5. הכנה כירורגית

  1. תקן את הגפיים של החיה עם קלטת. השתמש בסכין גילוח חשמלי כדי לגלח את הפרווה של הבטן התחתונה וסביב בשר השופכה (אזור איברי המין).
  2. יש למרוח משחת עיניים כדי למנוע יובש פוטנציאלי בעיניים. הכינו את האזור המגולח באמצעות תמיסת פובידון-יוד ונגבו את התמיסה עם אתנול 70%. הניחו וילון סטרילי על אזור הניתוח.

6. הליך כירורגי

  1. השתלת קטטר שלפוחית השתן
    1. תחת המיקרוסקופ הכירורגי, באמצעות מספריים ישרים וקהים של מצנבאום, יוצרים חתך של 1-2 ס"מ בקו האמצע של עור הבטן. המשך לחתוך את הפאשיה ואת השרירים בקו האמצע כדי לחשוף את שלפוחית השתן דרך פצע החתך.
    2. ברגע ששלפוחית השתן נראית דרך פצע החתך, המשך לסגת את כל האיברים או הרקמות שמסביב לפי הצורך כדי לקבל מבט ברור על שדה הניתוח. היזהר להימנע מכל מניפולציה מיותרת או מתח על שלפוחית השתן, שכן זה יכול להוביל לסיבוכים כגון דליפת שתן או פגיעה במבנים שמסביב.
    3. אחזו בכיפת שלפוחית השתן והניחו חוט ארנק על ידי שימוש בתפר מונופילמנט 5-0 שאינו נספג עם מחט מחודדת.
    4. בעזרת מיקרו מספריים, יוצרים ציסטומיה קטנה בתוך חוט הארנק ויוצרים חור עד שהשתן זורם החוצה.
    5. אחזו בקצה העגול של הצנתר והכניסו אותו דרך החור. לאחר שקצה הצינור עבר דרך החור, תפרו את חוט הארנק סביב הצינור. לאחר מכן, משוך בעדינות את הצינור החוצה עד שהקצה מורגש מתחת לתפר.
    6. יש להחדיר באיטיות 1 מ"ל של מי מלח מהקצה השני של הצינור כדי להרחיק את שלפוחית השתן. בדוק אם יש דליפה סביב הצנתר. אם קיימת דליפה, יש להניח תפר נוסף.
    7. ברגע שהמלח יוצא מהשופכה, משכו את המלח כדי לשחרר את הלחץ על שלפוחית השתן.
  2. השתלת אלקטרודות EUS (איור 1)
    1. השתמש מספריים כירורגיים כדי להאריך את חתך הבטן עד רצפת האגן.
    2. בקו אחד עם שלפוחית השתן, העבירו את השרירים והקרומים לתעלות הפודנדל ואתרו את שריר השופכה והסוגר החיצוני. היזהר לא לפגוע בכלי הדם הקאודליים האיליאק והאמצעי ובעצבים פודנדליים.
    3. נקב את העור דו צדדי, 1 ס"מ מן בשר השופכה, באמצעות המחט המכילה את האלקטרודה.
    4. תפסו בזהירות את קצה הקרס במלקחיים ומשכו בעדינות את המחט הרחק מהעור.
    5. בעזרת קצה האלקטרודה, חברו בזהירות את שריר ה-EUS באופן דו-צדדי. הימנע אגרוף עמוק מדי, כמו זה עלול לפגוע בשריר, אשר עלול להוביל דליפת שתן אפשרית.
    6. השתמש מונופילמנט 3-0 שאינו נספג כדי לתפור את שרירי האגן והבטן ואת העור.
  3. איטום העור
    1. יש למרוח שכבה דקה של דבק ציאנואקרילט על העור שממנו יוצאות האלקטרודות כדי לקבע את האלקטרודות במקומן.
    2. יש למרוח את דבק הציאנואקרילט במרחק של 1 ס"מ המקיף את בשר השופכה ו-3 ס"מ בהמשך לאזור הבטן והתפר. כדי למנוע מגע עם הדבק, בזהירות להחזיק את meatus עם מלקחיים.
    3. השתמש מיקרופיפטה 0.5-10 μL כדי למשוך את נוזל המאיץ כדי לייבש את הדבק.
      זהירות: נוזל מאיץ הוא נוזל בעיר.
    4. הוסיפו את נוזל ההאצה כדי להבטיח תגובת דבק נאותה. זה יעזור לייבש את הדבק מהר יותר ולהבטיח שהוא מתקבע היטב.
  4. הכנה אורודינמית
    1. הכינו סירת פוליסטירן הפוכה במשקל 4.5 ס"מ אורך, רוחב ועומק. חותכים אותו לצורת משולש עם בסיס של 4 ס"מ כדי לשים את בשר השופכה של העכבר בחלל זה. שים את תבנית הבסיס חד פעמי, 37 מ"מ x 24 מ"מ x 5 מ"מ, מתחת לחלל לאיסוף השתן.
    2. מקם מחדש את העכבר במצב נוטה והעבר אותו בזהירות לצלחת בהתאמה אישית המצוידת במסכת גז.
    3. ודא כי בשר השופכה ממוקם כראוי בתוך החריץ. אזנו בעדינות את הראש והאיבר של העכבר בעזרת נייר דבק והניחו את הצלחת על כרית חימום עד שהעכבר יחזור להכרה מלאה (איור 2).
    4. בצע ציסטומטריה רק כאשר העכבר ער לחלוטין, כלומר לפחות 40 דקות לאחר ההתאוששות מהרדמה.

7. הכנת הקלטה לציסטומטריה ו-EUS-EMG

  1. הגדר וכייל את משאבת העירוי בהתאם להוראות היצרן.
  2. קחו מזרק 20 מ"ל בקוטר 19.05 מ"מ ומלאו אותו ב-0.9% NaCl סטרילי בטמפרטורת החדר. הצמידו את המזרק למשאבת העירוי. הגדר את מהירות העירוי ל- 0.01 מ"ל/דקה.
  3. חבר את המזרק על ידי צינור PE-30 לצד אחד של המחבר התלת-כיווני. חברו את צנתר שלפוחית השתן לצד השני למתמר לחץ. לפני חיבור צנתר שלפוחית השתן, יש להקפיד להסיר את כל בועות האוויר.
  4. תקן את מתמר הלחץ באותה רמה כמו שלפוחית השתן של העכבר. מתמר הלחץ מחובר באמצעות מגבר למערכת איסוף הנתונים.
  5. חבר וו קו הארקה אחד לעור ואת השני לאתרי מחבר האלקטרודות. רשום את הלחץ בתוכנה.
  6. לאחר הפעלת התוכנה, בדוק את הלחץ התוך-שלפוחית (IVP) ואת אותות EUS-EMG. שמור את שם הדוגמה והגדר את השעה.
  7. התחל את עירוי המשאבה. הקלט את האותות.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ציסטומטריה ומעקב פעילות EUS-EMG שימשו לניתוח הנתונים. שיטת הציסטומטריה הרציפה כוללת עירוי של מי מלח לשלפוחית השתן ובו זמנית מדידת שינויי הלחץ והנפח בשלפוחית השתן. כדי למדוד VV, 0.4 מ"ל של מי מלח הוחדרו במהירות של 0.01 מ"ל לדקה, והשתן נאסף במשך 40 דקות בכובע. ניתן לקבל את השארית שלאחר הריק (PVR) על ידי שאיפת המלח דרך הצנתר. בעכברים רגילים ללא דבק, הסכום של VV ו- RV היה לעתים קרובות פחות מ -0.4 מ"ל. לאחר הניסוי, הפרווה בבטן ומסביב לבשר הייתה רטובה עקב ספיגת שתן (איור 3A). לאחר מריחת שכבה דקה של דבק כדי לכסות פרוות קטנות, הסכום של VV ו-RV נראה כ-0.4 מ"ל, ולא היה אזור רטוב (איור 3B,C).

מעקב הציסטומטריה שהתקבל סיפק ניתוח מפורט של פרמטרים שונים, כולל לחץ התכווצות שלפוחית השתן המתרוקן המרבי (27.2 ס"מ ג2O), משך ההתכווצות (16.26 שניות) ומרווח בין התכווצות (4.48 דקות). באותו הזמן, הייתה לנו הקלטה טובה של לחץ תוך-שלפוחית ואותות EUS-EMG בעכברים, כפי שמוצג באיור 4.

מדידות אורודינמיות רבות של עכברים מבוצעות בהרדמה14. למרות שזה אולי נראה כמו שיטה נוחה כדי להפחית את הרעש של אותות חשמליים ואובדן שתן כתוצאה מהתנועה של החיה, חיוני לקחת בחשבון כי תרופות הרדמה יכול להשפיע על זרימת השתן, אשר עלול להוביל לתוצאות לא מדויקות או לא אמינות15. לכן, רישום אורודינמי בבעלי חיים ערים פופולרי יותר להשגת תוצאות קרובות יותר למצב הפיזיולוגי. הרישום האורודינמי בבעלי חיים ערים מתחיל בדרך כלל לאחר פרק זמן של 40-50 דקות של התאוששות מאיזופלורן16. תהליך זה כרוך במעקב צמוד אחר העכברים כדי להבטיח שהם רגועים ונוחים ללא צורך בהרדמה. באמצעות מספר ניסויים נצפה כי תנועה של עכבר מודע יכולה להשפיע על אותות אורודינמיים 5,14, מה שמוביל למדידות לא מדויקות של פרמטרים ספציפיים כגון לחץ נקודת דליפה, VV, ו VE17. כתוצאה מכך, יישמנו שיטה על ידי ריסון חלקי של עכברים מודעים כדי להבטיח תוצאות אורודינמיות אמינות יותר. עם זאת, אפילו עם ריסון מוגבל, העכברים המודעים עדיין נאבקים כאשר הם מתעוררים מיד מההרדמה, מה שיכול גם לגרום לניתוק או מגע לא יציב בין וו האלקטרודה לבין EUS וליצור רעש משמעותי באותות EUS-EMG. כפי שניתן לראות באיור 3B, כדי למזער את הממצאים האלה, נקטנו בגישה של קיבוע האלקטרודות באמצעות דבק בנקודת היציאה מהעור. שיטה זו הוכחה כיעילה במזעור התנועה של אלקטרודות ואת הממצאים הבאים שהם יכולים לייצר.

figure-results-1
איור 1: תזוזה של אלקטרודות אלקטרומיוגרפיה. השתלת אלקטרודות (כוכבית צהובה) דו-צדדית לשריר השופכה החיצוני (EUS; חיצים שחורים). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-2
איור 2: ריסון העכבר הער. לאחר השתלת קטטר ואלקטרודות, העכבר היה מרוסן על הצלחת ליציבות במהלך ההקלטה האורודינמית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-3
איור 3: אזורי בטן ובשר לאחר רישום אורודינמי. (A) אזור רטוב גדול (בקווי מתאר אדומים) נצפה באזור הבטן ואיברי המין. (B) אזורי בטן ואיברי מין יבשים ועמידים למים נוצרו עם דבק ציאנואקרילט (קווי מתאר בקו מקף אדום) לאחר ההקלטה. (C) טיפת שתן (חץ צהוב) שנוצרה במיטוס במהלך הרישום האורודינמי ונשארה כטיפה במשך זמן רב מבלי להיספג על ידי העור והפרווה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-4
איור 4: עקבות מייצגים של ציסטומטריה ואלקטרומיוגרפיה של סוגר שופכה חיצוני (EUS-EMG) בעכברה ערה ומרוסנת. (A) עקבות A: הקלטות סימולטניות של ציסטומטרוגרמה רציפה (CMG) ו-EUS-EMG (עקבות עליונות ותחתונות, בהתאמה). (B) עקבה B היא החלק המורחב של עקבה A, המסומן על ידי תיבה מלבנית עם סקאלות זמן שונות. במהלך שלב ההתרוקנות, התרוקנות לסירוגין התרחשה במקביל לירידה בלחץ התוך-שלפוחית ברישום CMG (עקבה עליונה; חצים), שהתרחשה במהלך תקופות טוניק נמוך והפחתה של פעילות EUS-EMG (עקבה תחתונה; חצים). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

טכניקה אורודינמית זו מתארת הליך משופר למדידת נפח השתן ואות EUS-EMG בעכברים ערים ומרוסנים. נוכחות של פרווה סביב בשר השופכה ואזור הבטן יכול להפריע לדיוק של מדידת VV על ידי ספיגת שתן. למרות שהפרווה סביב בשר השופכה והבטן גולחה בקפידה לפני הניתוח, הפרוות הקטנות שנותרו באזורים אלה והעור עדיין ספגו שתן, בדרך כלל השאירו אזור רטוב בבטן לאחר ההקלטה. בעיה זו בולטת במיוחד אצל נקבות מכרסמים בשל המרחק הקצר ביותר בין בשר השופכה לעור שמסביב18. בטכניקה זו, דבק ציאנואקרילט נמרח על עור הבטן והשופכה שמסביב כדי ליצור משטח עור עמיד למים ולספק הערכה מדויקת של נפח השתן במהלך הרישום האורודינמי, המאפשר הבנה טובה יותר של תפקוד שלפוחית השתן. הדבק נמרח בדייקנות, והבטיח שהוא יכסה את העור שמסביב לבשר ובסמוך לו. מטרת מריחת הדבק הייתה ליצור מחסום עמיד למים שימנע מהפרוות לספוג שתן. הדבק פוזר באופן שווה, תוך הקפדה על מניעת התגבשות או חסימה של בשר השופכה. התוצאות המתועדות של ההליך אישרו כי מטרתנו הושגה לחלוטין, שכן סכום ה- VV וה- RV נשאר קבוע בנפח העירוי, ולא נצפו אזורים רטובים נוספים. כדי לוודא את דיוק המדידות בדקנו את שלפוחית השתן לאחר הניסוי, והיא נמצאה ריקה. שלב נוסף זה של בדיקת שלפוחית השתן הוא קריטי מכיוון שהוא מבטל כל אפשרות של אצירת שתן, וגורם לפער בין הכמות שמשכנו באמצעות מזרק לבין כמות RV בפועל.

לשיטה זו יש מגבלות: 1) היא אינה מתאימה למחקרי אורך ורב-נקודות זמן. 2) לא ניתן להחיל אותו על עכבר הנע בחופשיות. 3) אם ניתוק האלקטרודות מ- EUS מתרחש, קשה לפתוח את הבטן ולהתקין אותן מחדש. 4) בעוד דבקי ציאנואקרילט הם כלי רב ערך במסגרות כירורגיות רבות בשל קלות השימוש והיעילות שלהם, חשוב להשתמש בהם בזהירות ולעקוב אחר פרוטוקולי בטיחות נאותים כדי למזער סיכונים פוטנציאליים. ציאנואקרילט הוא בדרך כלל בטוח לעור, אך יש להימנע ממגע תכוף איתו, ועל החוקרים לנקוט באמצעי הגנה אישיים מתאימים. דבקי ציאנואקרילט יכולים לשחרר אדים רעילים בשאיפה. כדי למזער את הסיכון לשאיפת אדים אלה, החוקרים צריכים לשמור על רמות גבוהות יותר של לחות ולמטב את אוורור החדר בסביבת העבודה19. ניתן להשתמש גם במסנני מיזוג אוויר מיוחדים כדי להפחית עוד יותר את רעילות האדים.

בסך הכל, ניסוי זה סיפק תובנות חשובות לגבי הדיוק של מדידת שתן ריק במהלך ההקלטה האורודינמית ועזר לזהות מקורות פוטנציאליים של טעות שיכלו להוביל לפערים בכמות הכוללת של VV ו- RV לאחר העירוי.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין מה לחשוף.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה נתמך על ידי NIH-NINDS (R21NS130241), IND DEPT HLTH (55051, 74247, 74244) וצבא ארה"ב (HT94252310700).

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
מאיץBOB SMITH INDUSTRIESBSI-152
ציאנואקרילט TED PELLA, Inc14478
עובש בסיס חד פעמיTED PELLA, Inc27147-4
משאבת עירוימכשיר הרווארד PHD ULTRA70-3006
IsofluraneHenry Schein Inc1182097
PINWorld Precision Instruments5482
צינורות פוליאתילן 30Braintree Scientific IncPE30
סירת שקילה סטריליתHEATHROW SCIENTIFIC797CK2
Windaq/Lite מכשירי DATAQ249022

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Neurogenic bladder and neurogenic lower urinary tract dysfunction. Statpearls. , (2024).">Leslie, S. W., Tadi, P., Tayyeb, M. Neurogenic bladder and neurogenic lower urinary tract dysfunction. Statpearls. , (2024).
  2. Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: Animal models in preclinical neuro-urology research. Biomedicines. 11 (6), 1539(2023).">Doelman, A. W., Streijger, F., Majerus, S. J., Damaser, M. S., Kwon, B. K. Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: Animal models in preclinical neuro-urology research. Biomedicines. 11 (6), 1539(2023).
  3. Best practices for cystometric evaluation of lower urinary tract function in muriform rodents. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1868-1884 (2020).">Fraser, M. O., et al. Best practices for cystometric evaluation of lower urinary tract function in muriform rodents. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1868-1884 (2020).
  4. Sex differences in lower urinary tract function in mice with or without spinal cord injury. Neurourol Urodyn. 43 (1), 267-275 (2024).">Hashimoto, M., et al. Sex differences in lower urinary tract function in mice with or without spinal cord injury. Neurourol Urodyn. 43 (1), 267-275 (2024).
  5. Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury-a comparison study with rats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).">Kadekawa, K., et al. Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury-a comparison study with rats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).
  6. The effects of periurethral muscle-derived stem cell injection on leak point pressure in a rat model of stress urinary incontinence. Int Urogynecol J. 14, 31-37 (2003).">Lee, J., et al. The effects of periurethral muscle-derived stem cell injection on leak point pressure in a rat model of stress urinary incontinence. Int Urogynecol J. 14, 31-37 (2003).
  7. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).">Mann-Gow, T. K., et al. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).
  8. Time-dependent progression of neurogenic lower urinary tract dysfunction after pinal cord injury in the mouse model. Am J Physiol Renal Physioly. 321 (1), F26-F32 (2021).">Saito, T., et al. Time-dependent progression of neurogenic lower urinary tract dysfunction after pinal cord injury in the mouse model. Am J Physiol Renal Physioly. 321 (1), F26-F32 (2021).
  9. A novel urodynamic model for lower urinary tract assessment in awake rats. BJU Int. 115, 8-15 (2015).">Schneider, M. P., et al. A novel urodynamic model for lower urinary tract assessment in awake rats. BJU Int. 115, 8-15 (2015).
  10. Cyanoacrylate: A handy tissue glue in maxillofacial surgery: Our experience in alexandria, egypt. J Maxillofac Oral Surg. 12, 243-247 (2013).">Habib, A., Mehanna, A., Medra, A. Cyanoacrylate: A handy tissue glue in maxillofacial surgery: Our experience in alexandria, egypt. J Maxillofac Oral Surg. 12, 243-247 (2013).
  11. The influence of wound closure techniques after surgical decompression in patients with carpal tunnel syndrome on sleep disturbance and life quality: A prospective comparison of surgical techniques. Clin Pract. 14 (2), 546-555 (2024).">Sunjic Roguljic, V., Roguljic, L., Jukic, I., Kovacic, V. The influence of wound closure techniques after surgical decompression in patients with carpal tunnel syndrome on sleep disturbance and life quality: A prospective comparison of surgical techniques. Clin Pract. 14 (2), 546-555 (2024).
  12. Comparison of 2-ethyl-cyanoacrylate and 2-butyl-cyanoacrylate for use on the calvaria of cd1 mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 55 (2), 199-203 (2016).">Sohn, J. J., Gruber, T. M., Zahorsky-Reeves, J. L., Lawson, G. W. Comparison of 2-ethyl-cyanoacrylate and 2-butyl-cyanoacrylate for use on the calvaria of cd1 mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 55 (2), 199-203 (2016).
  13. Injectable, self-healing hydrogel adhesives with firm tissue adhesion and on-demand biodegradation for sutureless wound closure. Sci Adv. 9 (33), 4327(2023).">Ren, H., et al. Injectable, self-healing hydrogel adhesives with firm tissue adhesion and on-demand biodegradation for sutureless wound closure. Sci Adv. 9 (33), 4327(2023).
  14. Muro-neuro-urodynamics; a review of the functional assessment of mouse lower urinary tract function. Front Physiol. 8, 240395(2017).">Ito, H., Pickering, A. E., Kanai, A., Fry, C. H., Drake, M. J. Muro-neuro-urodynamics; a review of the functional assessment of mouse lower urinary tract function. Front Physiol. 8, 240395(2017).
  15. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents-a systematic review. PloS One. 16 (6), e0253192(2021).">Abdelkhalek, A. S., Youssef, H. A., Saleh, A. S., Bollen, P., Zvara, P. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents-a systematic review. PloS One. 16 (6), e0253192(2021).
  16. Short-term memory impairment after isoflurane in mice is prevented by the α5 γ-aminobutyric acid type a receptor inverse agonist l-655,708. J Am Soc Anesthesiol. 113 (5), 1061-1071 (2010).">Saab, B. J., et al. Short-term memory impairment after isoflurane in mice is prevented by the α5 γ-aminobutyric acid type a receptor inverse agonist l-655,708. J Am Soc Anesthesiol. 113 (5), 1061-1071 (2010).
  17. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69 (10), 1193-1202 (2001).">Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69 (10), 1193-1202 (2001).
  18. Morphology of the external genitalia of the adult male and female mice as an endpoint of sex differentiation. Mol Cell Endocrinol. 354 (1-2), 94-102 (2012).">Weiss, D. A., et al. Morphology of the external genitalia of the adult male and female mice as an endpoint of sex differentiation. Mol Cell Endocrinol. 354 (1-2), 94-102 (2012).
  19. Toxicity of cyanoacrylate adhesives and their occupational impacts for dental staff. Ind Health. 42 (2), 207-211 (2004).">Leggat, P. A., Kedjarune, U., Smith, D. R. Toxicity of cyanoacrylate adhesives and their occupational impacts for dental staff. Ind Health. 42 (2), 207-211 (2004).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Mouse UrodynamicsCystometry RecordingExternal Urethral SphincterElectromyography SignalsUrine MeasurementSpinal Cord InjuryWaterproof Skin BarrierBladder CatheterizationPressure TransducerNeurogenic Bladder

Related Articles