מאמר שיטה

פוטוביומודולציה תחת בקרות אלקטרואנצפלוגרפיות של שינה לגירוי של הסרת רעלים לימפטיים ממוח העכבר

DOI:

10.3791/67035

⸱

28 ביוני 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, Saratov State University, 2Institute of Physics, Department of Optics and Biophotonics, Saratov State University, 3Institute of Biochemistry and Physiology of Plants and Microorganisms, Saratov Scientific Centre of the Russian Academy of Sciences

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה מציג את הטכנולוגיה הלא פולשנית והניידת של פוטוביומודולציה טרנס-גולגולתית תחת בקרה אלקטרואנצפלוגרפית לגירוי הסרת רעלים לימפטיים (למשל, עמילואיד-בטא מסיס) ממוחם של עכברים זכרים מזדקנים ולא מורדמים מסוג BALB/c במהלך שינה עמוקה טבעית.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כלי הלימפה של קרום המוח (MLVs) ממלאים תפקיד חשוב בסילוק רעלים מהמוח. פיתוח טכנולוגיות חדשניות לגירוי תפקודי MLV הוא כיוון מבטיח בהתקדמות הטיפול במחלות מוח שונות הקשורות להפרעות MLV, כולל מחלות אלצהיימר ופרקינסון, גידולי מוח, פגיעות מוח טראומטיות ודימומים תוך גולגולתיים. שינה היא מצב טבעי שבו תהליכי הניקוז של המוח פעילים ביותר. לכן, גירוי של ניקוז המוח MLV במהלך השינה עשוי להיות ההשפעות הטיפוליות הבולטות ביותר. עם זאת, טכנולוגיות מסחריות כאלה אינן קיימות כיום.

מחקר זה מציג טכנולוגיה ניידת חדשה של פוטוביומודולציה טרנס-גולגולתית (tPBM) תחת בקרה אלקטרואנצפלוגרפית (EEG) של שינה, שנועדה לעורר סילוק רעלים (למשל, עמילואיד-בטא מסיס (Aβ)) ממוחם של עכברי BALB/c מזדקנים עם היכולת להשוות את היעילות הטיפולית של משאבים אופטיים שונים. ניתן להשתמש בטכנולוגיה במצב הטבעי של כלוב ביתי ללא הרדמה, תוך שמירה על הפעילות המוטורית של עכברים. נתונים אלה פותחים אפשרויות חדשות לפיתוח טכנולוגיות פוטו לא פולשניות ומבטיחות קלינית לתיקון שינויים הקשורים לגיל בתפקודי MLV ובתהליכי ניקוז המוח ולניקוי יעיל של רקמות המוח ממטבוליטים ורעלנים. טכנולוגיה זו מיועדת הן למחקרים פרה-קליניים של תפקודי המוח הישן והן לפיתוח טיפולים רלוונטיים קלינית למחלות מוח הקשורות לשינה.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כלי הלימפה של קרום המוח (MLVs) ממלאים תפקיד חשוב בסילוק רעלים ומטבוליטים מרקמות המוח 1,2,3. נזק של MLV במחלות מוח שונות, כולל גידולים, פגיעות מוח טראומטיות, דימומים ותהליכים נוירודגנרטיביים, מלווה בירידה בתפקודי MLV מה שמוביל להתקדמות של פתולוגיות אלה 1,2,3,4,5,6 . לכן, פיתוח שיטות לגירוי של MLVs פותח אופקים חדשים בהופעתן של טכנולוגיות יעילות לטיפול במחלות מוח. לאחרונה, הוצעה טכנולוגיה לא פולשנית לפוטוביומודולציה טרנס-גולגולתית יעילה (tPBM) כדי לעורר MLV ולהסיר רעלים כגון דם ו-Aβ מהמוח 5,7,8,9,10,11,12. מעניין לציין כי שינה עמוקה היא גורם טבעי להפעלת תהליכי ניקוז לימפטי במוח13,14. בהתבסס על עובדה זו, הגיוני להניח כי tPBM של MLV במהלך השינה עשוי להיות בעל השפעות טיפוליות יעילות יותר מאשר במהלך ערות 9,11,12,15. עם זאת, אין כיום טכנולוגיות מסחריות עבור tPBM במהלך שינה16. בנוסף, ניסויים בבעלי חיים לחקר ההשפעות הטיפוליות של tPBM מבוצעים תחת הרדמה, אשר נדרשת כדי להעביר אור במדויק למוח. עם זאת, הרדמה משפיעה באופן משמעותי על ניקוז המוח, מה שמקטין את איכות תוצאות המחקר17.

Aβ הוא תוצר מטבולי של פעילות עצבית תקינה18. כפי שהתבסס בתאי עצב בקליפת המוח של חולדות בתרבית, Aβ משתחרר מהם בקצב גבוה לתוך החלל החוץ-תאי (2-4 מולקולות/נוירונים/ים עבור Aβ)19. ישנן ראיות לכך שהצורה המומסת של Aβ, הממוקמת בחללים החוץ תאיים והפריווסקולריים, רעילה ביותר לנוירונים ולסינפסות20. Aβ המסיס מנוקה במהירות מהמוח האנושי במהלך 1-2.5 שעות21. MLVs הם המנהרות להסרת Aβ המסיס מהמוח 1,7 שיורד עם הגיל, מה שמוביל להצטברות של Aβ במוח הזקן 1,22. ישנן ראיות לכך שהפרעות חוץ-תאיות ברמות Aβ במוח מתואמות עם ביצועים קוגניטיביים בהזדקנות וקשורות להתפתחות מחלת אלצהיימר (AD)23,24. לכן, מכרסמים זקנים וזקנים נחשבים חלופות למודלים טרנסגניים לחקר עמילואידוזיס, כולל AD25,26.

מחקר זה מציג טכנולוגיית tPBM מקורית וניידת תחת בקרה אלקטרואנצפלוגרפית (EEG) של שינה עמוקה או לא מהירה של תנועות עיניים (NREM) בעכברי BALB/c זכרים לא מורדמים בגילאים שונים כדי לעורר פינוי לימפתי של Aβ מהמוח למערכת הלימפה ההיקפית (בלוטות הלימפה הצוואריות העמוקות, dcLNs).

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל ההליכים בוצעו בהתאם ל"מדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה", הנחיה 2010/63/האיחוד האירופי להגנה על בעלי חיים המשמשים למטרות מדעיות, והנחיות משרד המדע וההשכלה הגבוהה של הפדרציה הרוסית (Nº 742 מיום 13.11.1984), שאושרו על ידי הוועדה לביואתיקה של אוניברסיטת סראטוב (פרוטוקול מס '7, 22.09.2022).

1. הרכבת חומרה

  1. חותכים חתיכת רדיד אלומיניום בעובי 1.5 מ"מ למידות של 1.5 מ"מ x 2 מ"מ. חלק זה ייקרא דיודה פולטת אור (LED) מעגל מודפס (PCB) (איור 1C).
  2. הלחמת נורית LED ללוח מעגלים מודפסים, כפי שמוצג באיור 1.
  3. הלחמת שני חוטי נחושת תקועים לפינים של LED ולאחר מכן לכסות אותם בשרוול.
  4. הדפס את המודל התלת-ממדי של המסגרת (איור 1A); מקמו נורית LED (איור 1B) ומגנטים (איור 1D) על המסגרת; הניחו מכונת כביסה (איור 1E) על ראשו של העכבר.
  5. כדי להרכיב את המעגל (איור 2), בצעו את השלבים הבאים.
    1. ראשית, חברו את הנגד (איור 2; R1) בין אנודת LED ליציאת 5 V בארדואינו.
    2. לאחר מכן, חברו קתודה מסוג LED לטרנזיסטור אפקט שדה של מתכת-תחמוצת-מוליך למחצה (MOSFET) (איור 2; שאלה 1) ניקוז. לאחר מכן, חבר את מקור MOSFET לאדמה.
    3. חבר את הנגד הנפתח (איור 2; R2) בין שער MOSFET לקרקע. לבסוף, חבר את שער MOSFET לסיכה 3 על הארדואינו.
  6. חבר מגן לוח מקשים עם צג גביש נוזלי (LCD) לארדואינו.
  7. הדפס את המודלים התלת-ממדיים של המארז, את לוחית הכיסוי ואת הכפתורים. הכניסו את לוח הארדואינו עם מגן לוח מקשים LCD, MOSFET ומחבר LED לתוך המארז, כפי שמוצג באיור 3.

2. מדריך תוכנה (איור 4)

  1. הורד את סקיצה Arduino (קובץ .ino) ופתח אותו באמצעות סביבת הפיתוח המשולבת Arduino (IDE) (קובץ קידוד משלים 1).
  2. בחר את יציאת התקשורת (COM) הנכונה והבהב את הקושחה.
  3. הממשק כולל שתי עמודות. השתמש בלחצנים שמאל וימין כדי לנווט בין עמודות אלה. מחוון הבחירה ממוקם משמאל לעמודה.
  4. העמודה השמאלית במסך היא שדה בחירת מחזור העבודה של אפנון רוחב פולס (PWM). השתמש בלחצנים למעלה ולמטה כדי להתאים את מחזור העבודה. השג את המינון של 10/20/30 Dj/cm2 של PBM עם מחזור עבודה PWM מקביל של 2%/4%/6% בהפעלה של 17 דקות.
  5. העמודה השמאלית במסך היא השדה RUN/Off . כדי לבחור עמודה זו, לחץ על לחצן לחצן ימין בלוח המקשים ולאחר מכן הקש בחר. כאשר התהליך פועל, מחוון הפעילות יהבהב והטקסט בלחצן הפעל ישתנה לכבוי.
    הערה. עכברים מוכנים לניסויים במשך תקופה של 10 ימים, כולל השתלת אלקטרודות EEG, השתלת קטטר כרוני בחדר הצדדי הימני להזרקת Aβ פלואורסצנטי, ומיקום צלחת עבור PBM.

3. השתלת מערכת רישום EEG (איור 5)

  1. שקלו את העכבר והרדימו אותו בתערובת של זולטיל 100 וקסילניט (100 מ"ג/ק"ג; 10 מ"ג/ק"ג, בהתאמה) על ידי הזרקה תוך שרירית לירך.
  2. כאשר רפלקסי הנסיגה של כף הרגל האחורית ותגובת צביטת הזנב נפסקים, הניחו את העכבר במסגרת סטריאוטקסית מעל כרית חימום (איור 5A).
  3. יש למרוח משחה אופתלמית על העפעפיים כדי למנוע התייבשות של גלגלי העיניים במהלך הניתוח. חזור על הליך זה במידת הצורך.
  4. יש לגלח את הראש באזור שבין עצמות האף לעצמות העורפיות באמצעות מכונת גילוח ולעקר תחילה עור חשוף באלכוהול.
  5. בעזרת מספריים ישרים חותכים את הקרקפת, מחזיקים אותה במלקחיים זעירים, מנקים את הגולגולת מהפאשיה ומייבשים אותה במקלוני צמר גפן. במידת הצורך, השתמש בסוכנים המוסטטיים.
  6. באמצעות מקדחה בקוטר של 1.3 מ"מ, צור 2 חורים בעצמות הרקתיות בכל צד לאורך הקואורדינטות: AP = -1 מ"מ עבור זוג הברגים הראשון ו- AP = -3 מ"מ עבור זוג הברגים השני.
  7. מניחים את ברגי ה-EEG עם מוליכי חוט באלכוהול למשך 5 דקות. לאחר מכן, הניחו את ברגי ה-EEG בתמיסת המלח.
  8. הכניסו ארבעה ברגים מצופים כסף עם אלקטרודות לתוך החורים לעומק של 1 מ"מ (איור 5B).
  9. קבעו את הברגים על פני הגולגולת באמצעות אקריליק דנטלי כך שהאלקטרודות היוצאות מהם ימוקמו לכיוון האף של החיה (איור 5C). תנו לאקריליק הדנטלי להתקשות למשך 15 דקות.
  10. חברו חיישן רישום EEG לאף של בעל החיים באמצעות אקריליק דנטלי. אפשרו לאקריליק הדנטלי להתקשות במשך 30 דקות (איור 5D).
  11. הניחו את אלקטרודות ה-EMG על גב שריר ה-orbicularis oculi באמצעות פינצטה מעוקלת וקיבעו אותן באמצעות אקריליק דנטלי. אפשרו לאקריליק הדנטלי להתקשות במשך 15 דקות (איור 5E).
  12. חברו את אלקטרודות ה-EEG לשקע המצופה כסף של החיישן והלחמתו באמצעות תחנת הלחמה. לאחר מכן, תקנו את אלקטרודות ה-EEG באמצעות אקריליק דנטלי (איור 5F).
  13. לאחר הניתוח, הניחו את העכבר על כרית חימום כדי לשמור על טמפרטורת הגוף עד שבעל החיים יתאושש לחלוטין מההרדמה.
  14. לאחר מכן, הכנס את העכבר לכלוב ביתי אישי עם גישה חופשית למזון ומים עם איבופרופן (40 מ"ג / ק"ג ב 200 מ"ל מים) לשיכוך כאבים לאחר ניתוח במשך 10 ימים.

4. השתלת צלחת עבור PBM

  1. שקלו את העכבר והרדימו אותו בתערובת של זולטיל 100 וקסילניט (100 מ"ג/ק"ג; 10 מ"ג/ק"ג, בהתאמה) על ידי הזרקה תוך שרירית לירך 7 ימים לאחר השתלת מערכת רישום EEG.
  2. כאשר רפלקסי הנסיגה של כף הרגל האחורית ותגובת צביטת הזנב מפסיקים, תקן את העכבר במערכת סטריאוטקטית.
  3. יש למרוח משחה אופתלמית על העפעפיים כדי למנוע התייבשות של גלגלי העיניים במהלך הניתוח. חזור על הליך זה במידת הצורך.
  4. תקן צלחת מתכת בקוטר של 5 מ"מ על עצם העורפית של הגולגולת באמצעות אקריליק דנטלי ומלקחיים Dumont. אפשרו לאקריליק הדנטלי להתקשות במשך 15 דקות (איור 6).

5. הכנת קטטר כרוני

  1. סמן על מחט האינסולין קטע 2 ס"מ מהצד של הקצה המשופע.
  2. קבע את מחט האינסולין במחזיק המחט מהצד של הקצה המשופע לקטע המסומן.
  3. מניחים קטטר פוליאתילן 2 ס"מ-PE-10 על כל אורך המחט הנותרת.
  4. מלאו את הצנתר בתמיסת מלח וכסו אותו במכסה פלסטיק כדי לאטום אותו.

6. השתלת קטטר כרוני בחדר הלטרלי הימני

  1. לאחר השתלת הצלחת עבור PBM, צור חור טרפנציה בקואורדינטות AP = -0.5 מ"מ ו- ML = 1.2 מ"מ, בקוטר של 1.5 מ"מ, באמצעות מקדחה.
  2. הניחו את צנתר הפוליאתילן PE-10 במחזיק סטריאוטקטי והכניסו אותו לגולגולת העכבר (DV = 2 מ"מ). לאחר מכן, תקן אותו באמצעות אקריליק דנטלי. אפשרו לאקריליק הדנטלי להתקשות במשך 15 דקות (איור 7).
  3. לאחר הניתוח, הניחו את העכבר על כרית חימום כדי לשמור על טמפרטורת הגוף עד שבעל החיים יתאושש לחלוטין מההרדמה.
  4. לאחר מכן, הכנס את העכבר לכלוב ביתי אישי עם גישה חופשית למזון ומים עם איבופרופן (40 מ"ג / ק"ג ב 200 מ"ל מים) לשיכוך כאבים לאחר ניתוח במשך 10 ימים.

7. tPBM תחת בקרת EEG של שנת NREM

  1. חבר כל מערכת הקלטה מסחרית EEG למחבר שעל ראש העכבר והגדר את ערך הדרישה של מחזור העבודה של PWM.
  2. עקוב אחר אות ה- EEG והמתן לפעילות קצב דלתא. אם רואים שנת NREM, התחילו את תהליך PBM ועצרו את התהליך אם שנת NREM עוברת לשינה או ערות של תנועת עיניים מהירה (REM). המינון עולה עם כל אינטראקציה עד שהוא מגיע לערך הנדרש.
  3. כאשר מתקבל מינון PBM הנדרש, הפגישה מסתיימת.

8. הדמיה קונפוקלית של הסרת הלימפה של Aβ ממוח העכבר

  1. חברו קטטר בקוטר 10 ס"מ למחט אינסולין.
  2. בעזרת מזרק המילטון עם מחט 29 גרם, מכינים עירוי של בטא-עמילואיד פלואורסצנטי (FAβ) בנפח של 5 μL לתוך הצנתר. תנו לצנתר להישאר על מזרק המילטון.
  3. תקן את ידו של העכבר וחבר את הצנתר דרך מחט לצנתר הכרוני המושתל.
  4. חבר את הצנתר למיקרו-מזרק. לאחר מכן, הנח את העכבר בתיבה בודדת;
  5. בחר את קצב ההזרקה 0.1 μL/min בתפריט המיקרו-מזרק ולחץ על לחצן התחל.
  6. בצע הזרקה של FAβ לחדר הלטרלי הימני.
  7. לאחר ניהול FAβ, בצע PBM באמצעות נורית LED למשך 61 דקות בהתאם לאלגוריתם: 17 דקות - אור ו -5 דקות - הפסקה מעל 61 דקות.
  8. לאחר PBM, להזריק תוך ורידי כל נותב עבור תיוג כלי הדם במוח דרך הזנב.
  9. לאחר ההזרקה, הרדימו עכברים באמצעות תא המתת חסד CO2 .
  10. בעזרת מספריים חדים וישרים מבצעים חתך רוחבי קטן בעור לאורך קנה הנשימה, ומחזיקים את העור בפינצטה ישרה ולא חדה.
  11. בצע חתך אורכי לכל אורך הצוואר באמצעות מספריים ישרים.
  12. באמצעות פינצטה מעוקלת, לקחת את בלוטות הרוק בזהירות להפריד אותם מרקמת החיבור. מניחים מסיר פצע על החלק הפתוח של החתך ולתקן אותו באופן כזה כדי לדחוף בחזרה את הרקמות שמסביב.
  13. בדקו את האזור שבין קנה הנשימה לשריר הקליידומסטואיד באמצעות שתי פינצטות מעוקלות משני צידי הצוואר.
  14. כאשר בלוטת הלימפה הצווארית העמוקה (dcLN) מזוהה בכל צד, להסיר dcLN באמצעות פינצטה ישרה עם קצוות קהים לחתוך אותו מרקמת החיבור.
  15. מניחים dcLN בצלחת פטרי עם תמיסת מלח ומכסים אותם בזכוכית כיסוי אופקית (25 מ"מ × 50 מ"מ × 0.17 מ"מ).
  16. השתמש בכל מיקרוסקופ קונפוקלי מסחרי כדי לקבל תמונות של dcLN שלמים.

9. ניתוח של Aβ בליזטים של רקמות המוח

  1. הכינו את הדגימות לבדיקה.
    1. המתת חסד עכברים באמצעות תא המתת חסד CO2 .
    2. ערפו את ראשו של העכבר, הסירו את העור מראשו והסירו את שרירי הגולגולת.
    3. בצע שני חתכים עם מספריים חדים וישרים מהפתח העורפי הגדול לתעלת השמע.
    4. באמצעות פינצטה ישרה, להפריד את החלק הגחוני של הגולגולת, עצם העורפית, ואת העצמות היוצרות את חללי האוזן התיכונה.
    5. באמצעות פינצטה, להפריד את המוח מן העצמות הקודקודית והמצחית.
    6. בעזרת מספריים ישרים מסירים את הלסת העליונה וחותכים את פקעות הריח.
    7. מקמו את המוח בתמיסה הפיזיולוגית.
    8. שטפו את המוח במי מלח קרים החוצצים בפוספט כדי להסיר דם עודף ביסודיות ולשקול לפני הומוגניזציה.
    9. הכינו חיץ ליסינג pH 7.2 המכיל 1.5 מ"מ KH2PO4, 8 מ"מ Na2HPO4, 3 מ"מ KCl, 137 מ"מ NaCl ו-0.1% Tween20, 10 mM EDTA עם תערובת מעכבת פרוטאז טרייה.
    10. הומוגניזציה של המוח במאגר ליזה טרי (1 מ"ל של חיץ ליזיס עבור דגימת רקמה של 200-500 מ"ג) עם הומוגנייזר זכוכית על קרח.
    11. סוניק מתלה שנוצר עם משבש תאים קולי עד לפתרון הבהרה.
    12. צנטריפוגה הומוגנטים ב 10,000 × גרם במשך 5 דקות.
    13. לאסוף את supernatant באמצעות פיפטה מכנית ערוץ יחיד (100-1000 μL) ולבדוק מיד או aliquot ולאחסן ב ≤-20 ° C.
  2. הכן את החומרים הבאים: קורא microplate עם מסנן 450 ננומטר ± 10 ננומטר; צינורות מיקרוצנטריפוגה; פיפטות חד פעמיות או רב ערוציות עם דיוק גבוה וטיפים חד פעמיים; נייר סופג עבור blotting microplate; מיכל לתמיסת שטיפה; 0.01 mol/L (או 1x) פוספט מלח חוצץ (PBS); ומים שעברו דה-יוניזציה או זיקוק.
  3. הכינו את הריאגנטים.
    1. יש להביא את רכיבי הערכה והדגימות לטמפרטורת החדר (RT; 18-25°C) לפני השימוש.
    2. הרכיבו מחדש את התקן עם 1.0 מ"ל של מדלל סטנדרטי, שמרו למשך 10 דקות ב-RT ונערו בעדינות (לא להקציף). פתרון המלאי הסטנדרטי הוא 300 pg/mL. הכינו 5 צינורות המכילים נפח של 0.6 מ"ל של מדלל סטנדרטי ובצעו סדרת דילול משולש.
    3. הגדר 5 נקודות (300 pg/mL, 100 pg/mL, 33.33 pg/mL, 11.11 pg/mL ו-3.70 pg/mL) של התקן המדולל, ואת הצינורות האחרונים עם ריק המכיל רק את המדלל הסטנדרטי (0 pg/mL).
    4. סובב במהירות את פתרונות המלאי של מגיב זיהוי A ומגיב זיהוי B לפני השימוש. לדלל אותם 100 פעמים עם Assay מדלל A ו- B כדי להכין את ריכוז העבודה.
    5. לדלל 20 מ"ל של תמיסת השטיפה המרוכזת (30x) עם 580 מ"ל של מים נטולי יונים, או מזוקקים, כדי ליצור 600 מ"ל של תמיסת כביסה (1x).
    6. שאפו את המינון הדרוש של התמיסה עם טיפים מעוקרים, ואל תזרקו שוב את התמיסה השיורית לבקבוקון.
  4. בצע את הבדיקה.
    1. קבע בארות עבור תקן מדולל, ריק ודגימה.
    2. הכינו 5 בארות לנקודות סטנדרטיות ובאר אחת לריק.
      1. הוסף 50 μL כל אחד של דילולים סטנדרטיים, ריקים ומדגם לתוך הבארות המתאימות, בהתאמה. לאחר מכן, הוסף 50 μL של מגיב זיהוי A לכל באר מיד.
      2. נערו את הצלחת בעדינות (מומלץ שייקר מיקרו-צלחות) וכסו אותה באטם צלחת. לדגור את הצלחת ב 37 ° C במשך 1 שעה. מגיב זיהוי A עשוי להיראות מעונן. מחממים את התמיסה ל-RT ומערבבים בעדינות עד לקבלת מרקם אחיד.
    3. שאפו את התמיסה ושטפו היטב כל באר עם 350 מיקרוליטר של תמיסת כביסה 1x בעזרת בקבוק להשפריץ, פיפטה רב ערוצית, מתקן סעפת או מכונת כביסה אוטומטית. השאירו את הצלחת ללא הפרעה למשך 1-2 דקות. הצמד את הצלחת על נייר סופג כדי להסיר לחלוטין את הנוזל שנותר מכל הבארות. חזור על הליך זה 3 פעמים.
    4. לאחר השטיפה האחרונה, יש לשאוף או לרוקן כל חיץ כביסה שנותר. הקפידו על הסרה מלאה של תמיסת הכביסה על ידי היפוך הצלחת והדבקתה כנגד נייר סופג.
    5. הוסף 100 μL של פתרון עבודה מגיב B לגילוי לכל באר ודגר על הצלחת במשך 30 דקות ב 37 ° C לאחר כיסוי אותו עם אוטם הצלחת.
    6. חזרו על שלבי השאיפה/כביסה במשך 5 דקות בסך הכל.
    7. הוסיפו 90 מיקרוליטר של תמיסת מצע לכל באר וכסו את הצלחת באטם פלטות חדש. יש לדגור במשך 10-20 דקות בטמפרטורה של 37°C (אין לחרוג מ-30 דקות) המוגנת מפני אור. לאחר הוספת תמיסת המצע, הנוזל יהפוך כחול.
    8. הוסף 50 μL של תמיסת עצירה לכל באר כדי לסיים את התגובה. הוספת תמיסת העצירה תהפוך את הנוזל לצהוב. הקש על הצלחת על צדה כדי לערבב את הנוזל. אם שינוי הצבע אינו עקבי, טפחו בעדינות על הצלחת כדי להבטיח ערבוב יסודי.
    9. יש להקפיד על הסרה מלאה של מים וטביעות אצבע בתחתית הצלחת וללא היווצרות בועות על פני השטח הנוזליים. לאחר מכן, קרא את הצלחת בקורא microplate ב 450 ננומטר מיד.
  5. חשב את התוצאות.
    1. קבע את הממוצע של הקריאות הכפולות עבור כל תקן, פקד ודגימה. התווה עקומה סטנדרטית עם לוג של ריכוז Aβ 1-42 על ציר y וספיגה על ציר x.
    2. צייר עקומה המתאימה ביותר דרך הנקודות, אשר ניתן לקבוע על ידי ניתוח רגרסיה.
    3. אם נעשה שימוש בדגימות מדוללות, הכפילו את הריכוז המתקבל מהעקומה הסטנדרטית בגורם הדילול.
      הערה: במחקר זה נעשה שימוש בערכה לקביעת Aβ 1-42.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בשלב הראשון, המחקר התמקד בביסוס מינון האור היעיל (נורית LED של 1050 ננומטר) לגירוי הסרה לימפטית של Aβ פלואורסצנטי מהמוח ל-dcLN בעכברים בוגרים ערים (בני 2-3 חודשים, 26-29 גרם) זכרים מסוג BALB/c. המינונים הקלים נבחרו באופן אקראי כ-10 J/cm2, 20 J/cm2 ו-30 J/cm2 בהתבסס על מחקרים קודמים שלנו על השפעות tPBM על הסרת צבעים שונים ותאי הדם האדומים מהמוח 7,8,9,10,11,12. תוצאות הדמיה קונפוקלית המוצגות באיור 8A-E מדגימות בבירור את ההשפעות הקשורות למינון של tPBM על הסרה לימפטית של Aβ פלואורסצנטי מהמוח ל-dcLN. מינון האור 30 J/cm2 נקבע כיעיל ביותר בהשוואה למנות האור 10 J/cm2 ו-20 J/cm2 בשל עוצמה גבוהה יותר של אות פלואורסצנטי מ-Aβ ב-dcLNs.

בשלב השני, מטרת המחקר הייתה למצוא את אורכי הגל היעילים ביותר לסילוק לימפטי של Aβ פלואורסצנטי ממוחם של עכברים זכרים בוגרים (בני 2-3 חודשים, 26-29 גרם) המתעוררים באמצעות פלטפורמות צילום ניידות עם אורכי גל שונים של אור (880 ננומטר, 1050 ננומטר, 1300 ננומטר) ומצבים (1050 ננומטר במשטרי המשך ודופק) באותו מינון (30 J/cm2). איור 9A-E מראה את תוצאות ההדמיה הקונפוקלית של dcLN בקבוצות שנבדקו. הממצאים גילו כי אורך הגל של האור 1050 ננומטר במצב פולס לעומת אורכי גל אחרים שנבדקו (880 ננומטר ו-1300 ננומטר) ואורך הגל של 1050 ננומטר במשטר רציף גרמו לסילוק גבוה משמעותית של Aβ פלואורסצנטי מהמוח ל-dcLN.

בשלב האחרון, נחקרו ההשפעות של נורית LED של 1050 ננומטר במצב דופק על רמת Aβ מסיס במוחם של עכברים מזדקנים לפני ואחרי 10 הימים של tPBM תחת בקרת EEG של NREM וערות. ניתוח הבדיקה החיסונית גילה כי תכולת Aβ המסיסה במוח הייתה גבוהה משמעותית בעכברי BALB/c זכרים מבוגרים (בני 16-18 חודשים, 30-33 גרם) בהשוואה לעכברי BALB/c זכרים בוגרים (בני 2-3 חודשים, 26-29 גרם). מהלך של 10 ימים של tPBM במהלך שינה עמוקה, אך לא בזמן ערות, הפחית למעשה את רמת Aβ המסיס במוחות של עכברים זקנים לרמה של Aβ מסיס במוחות של עכברים בוגרים (איור 10).

figure-results-1
איור 1: תהליך הרכבת חומרה. (A) מסגרת מודפסת בתלת-ממד, (B) LED, (C) מעגל מודפס LED, (D) מגנטים, (E) מכונת כביסה מתכתית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-2
איור 2: מעגל בקרה LED. R1 - נגד ויסות זרם, R2 - נגד נפתח לשער MOSFET, Q1 - MOSFET n-channel. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-3
איור 3: תצוגת מארז תלת-ממדית. (A) לוח כיסוי מודפס בתלת-ממד, (B) לחצנים מודפסים בתלת-ממד, (C) מגן לוח מקשים LCD עבור Arduino, (D) Arduino, (E) מארז מודפס בתלת-ממד, (F) מחבר LED, (G) MOSFET ערוץ. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-4
איור 4: תוכנה. (A) לחצן בחירה, (B) לחצן שמאלי , (C) לחצן למעלה/למטה , (D) לחצן ימני , (E) מחוון בחירה, (F) שדה בחירת מחזור פעילות PWM, (G) שדה הפעלה/כיבוי . אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-5
איור 5: השתלת מערכת רישום EEG. (א) הכנת גולגולת; (ב) השתלת ברגים; (ג) קיבוע ברגים באקריליק דנטלי; (ד) קיבוע חיישן ההקלטה EEG; (E) השתלה וקיבוע של אלקטרודות EMG בחלק האחורי של שריר orbicularis oculi; (F) האלקטרודות המולחמות לשקע המצופה כסף של החיישן. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-6
איור 6: קיבוע צלחת עבור PBM על עצם העורפית של הגולגולת. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-7
איור 7: השתלת קטטר כרוני בחדר הלטרלי הימני. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-8
איור 8: ההשפעות של מינונים שונים של LED 1050 ננומטר על הסרה לימפטית של Aβ פלואורסצנטי מהמוח ל-dcLNs. (A-D) תמונות מייצגות של dcLN מקבוצת הביקורת (A) ומקבוצת PBM עם (B) 10 J/cm2, (C) 20 J/cm2 ו-(D) 30 J/cm2; (E) ניתוח כמותי של הצטברות Aβ פלואורסצנטי ב-dcLN מהקבוצות שנבדקו (n = 8, ANOVA חד-כיווני עם מבחן דאנקן לאחר הוק, **p < 0.01, *p < 0.05). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-9
איור 9: ההשפעות של אורכי גל LED שונים על הסרה לימפטית של Aβ פלואורסצנטי מהמוח ל-dcLN. (A-D) תמונות מייצגות של dcLN מקבוצת PBM עם מצב דחף 1050 ננומטר (ImpMode_1050, A), 880 ננומטר (ImpMode_880, B), 1300 ננומטר (ImpMode_1300, C) ומצב רציף 1050 ננומטר (ContMode_1050 ננומטר, D); (E) ניתוח כמותי של הצטברות Aβ פלואורסצנטי ב-dcLN מהקבוצות שנבדקו (n = 8, ANOVA חד-כיווני עם מבחן דאנקן לאחר הוק, **p < 0.01). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-results-10
איור 10: השפעות PBM (LED 1050 ננומטר במצב דחף, 30 J/cm2) במהלך NREM ומצב ערות ברמת Aβ מסיס (pg/mL) במוחות עכברים של עכברים בוגרים וקשישים. ANOVA חד-כיווני עם מבחן דאנקן לאחר הוק, **p < 0.01, *p < 0.05. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

קובץ קידוד משלים 1: lcd1key.ino אנא לחץ כאן להורדת קובץ זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MLV הם יעד חשוב לפיתוח טכנולוגיות חדשניות לוויסות ניקוז המוח וסילוק פסולת תאית ופסולת מהמוח, במיוחד בקרב נבדקים מבוגרים שתפקוד MLV שלהם יורד 1,22. במצב הומיאוסטטי, שינה עמוקה קשורה להפעלה טבעית של ניקוי רקמת המוח13,14. לכן, ברור לצפות כי גירוי של MLV במהלך שינה עמוקה יהיה יעיל יותר מאשר במהלך ערות15,16. הטכנולוגיה החדשה והלא פולשנית והניידת של tPBM תחת בקרת EEG של שינה לגירוי הסרה לימפטית של Aβ מסיס ממוחם של עכברים זכרים מזדקנים מוצגת כאן.

גודלה הקטן של פלטפורמת הצילום (7 מ"מ x 11 מ"מ) ומשקלה הקל (1 גרם) מאפשרים להרכיב אותה בצורה יציבה ובטוחה על ראשי עכברים, תוך שמירה על הפעילות המוטורית הטבעית שלהם. זה גם מבטל את הצורך להשתמש בהרדמה במהלך tPBM. tPBM במהלך שינה עמוקה יכול להתבצע באמצעות כל מכשיר מסחרי לבקרת EEG של שלבי השינה. לכן, הטכנולוגיה שלנו מאפשרת לבצע את המחקר בכלוב ביתי, תוך שמירה על התנאים הטבעיים ביותר לבעלי חיים.

בשלב הראשון, אורך גל LED של 1050 ננומטר נבחר באופן אקראי לחקר המינון היעיל של השפעות אור על הסרה לימפטית של Aβ פלואורסצנטי מהמוח ל- dcLN בעכברים בוגרים ערים (בני 2-3 חודשים). הבחירה באורך גל זה קשורה לנתונים הקודמים על גירוי יעיל של MLV עם לייזר 1267 ננומטר 8,10,27,28,29,30,31,32,33,34. אורך גל זה מקדם את הייצור הישיר של חמצן סינגלט בכמויות קטנות ברקמת המוח ובקרומי המוח שלו, שהוא אחד המנגנונים העומדים בבסיס PBM של MLVs 8,28,34. עם זאת, ההשפעות הביולוגיות של לייזר 1267 ננומטר ו- LED 1050 ננומטר קשורות ליצירת עירור חמצן סינגלט35. ואכן, הפסים של לייזר 1267 ננומטר ± 20 ננומטר ולייזר 1065 ננומטר ± 15 ננומטר קשורים להיווצרות חמצן סינגלט ממצב הקרקע של מולקולת חמצן. רצועה של לייזר 1267 ננומטר מזרימה מולקולת חמצן ישירות למצב הסינגלט המעורר הראשון, בעוד שפס של 1065 ננומטר LED מתאים לאנרגיית רטט נוספת, אשר דועכת מהר מאוד ומשחררת חום לסביבה. יתר על כן, ספיגת המים באורך הגל של 1065 ננומטר פחותה פי עשרה מאשר באורך הגל של 1267 ננומטר, מה שהופך אותה לנוחה יותר למחקר ביולוגי35. יתר על כן, LED 1050 ננומטר זמין מסחרית בשוק וזול בהרבה בהשוואה ללייזר 1267 ננומטר נדיר ויקר. שימו לב שפס הפליטה של נורית LED משומשת של 1050 ננומטר במחקר זה היה ברוחב 40 ננומטר, והוא חופף רק חלקית לפס חמצן סינגלט. עם זאת, הדגמנו את ההשפעה המשמעותית של tPBM על הסרה לימפטית של Aβ פלואורסצנטי מהמוח ל-dcLN באמצעות נורית LED של 1050 ננומטר (30 J/cm2). מינון האור 30 J/cm2 נקבע כיעיל ביותר בהשוואה למינונים הקלים 10 J/cm2 ו-20 J/cm2 בהתבסס על העוצמה הגבוהה יותר של אות פלואורסצנטי מ-Aβ ב-dcLNs. לפיכך, נורית LED של 1050 ננומטר יכולה להיות שימושית מאוד ליישום טכניקת tPBM לבני אדם, מה שעולה בקנה אחד עם המגמה הנפוצה להשתמש בנורות LED במקום לייזרים עבור PBM36,37.

בשלב השני, המחקר נועד לענות על השאלה אילו אורכי גל אור הם היעילים ביותר לסילוק לימפטי של Aβ פלואורסצנטי ממוחם של עכברים בוגרים ערים. שלב זה של המחקר בוצע באמצעות פלטפורמת צילום ניידת עם אורכי גל אור שונים (880 ננומטר, 1050 ננומטר, 1300 ננומטר) ומצבים (1050 ננומטר במשטר רציף ודופק) עם מינון זהה (30 J / cm2). אורכי גל אלה נבחרו בשל השימוש הנרחב בפרקטיקה הקלינית עבור tPBM (880 ננומטר) ונורות LED יקרות חדשות (1300 ננומטר), אשר עשויות להיות בעלות משמעות קלינית. בנוסף, הושוו מצבי פולסים ורציפים רק עבור נורית LED של 1050 ננומטר כמשאב אור. נתונים אלה מראים בבירור כי רק נורית LED של 1050 ננומטר במצב פולס לעומת אורכי גל אחרים ו-1050 ננומטר במצב רציף גורמת להסרה לימפטית משמעותית של Aβ מהמוח ל-dcLN. תוצאות אלה עולות בקנה אחד עם ממצאיהם של חוקרים אחרים, אשר מצביעים גם הם על היתרון של שימוש PBM פועם כדי להשיג ביעילות השפעות ביולוגיות 38,39,40.

בשלב האחרון, כאשר נבחרו אורך הגל, המינון והמצב האפקטיביים, בוצע המחקר של ההשפעות של נורית LED של 1050 ננומטר במצב דופק על רמת Aβ מסיס במוחם של עכברים מזדקנים לפני ואחרי 10 הימים של tPBM תחת בקרת EEG של NREM וערות. ניתוח הבדיקה החיסונית גילה כי תכולת Aβ המסיסה במוח הייתה גבוהה משמעותית בעכברים מבוגרים (בני 16-18 חודשים) בהשוואה לעכברים בוגרים (בני 2-3 חודשים). מעניין לציין כי מהלך של 10 ימים של tPBM במהלך שינה עמוקה, אך לא במהלך ערות, הפחית למעשה את רמת Aβ המסיס במוחות של עכברים זקנים לרמה של Aβ מסיס במוחות של עכברים בוגרים. עלייה בתכולת Aβ ברקמת המוח של עכברים וחולדות בריאים עם הגיל נצפתה גם במחקרים אחרים25,26, אשר עשויה להיות קשורה לירידה הקשורה לגיל בתפקודי MLV המובילה לניקוי לא יעיל של רקמת המוח מחלבון רעיל זה 1,22. tPBM יעיל יותר של הסרת Aβ מסיס מרקמת המוח בעכברים ישנים בהשוואה לעכברים ערים יכול להיות מוסבר על ידי ההפעלה הטבעית של ניקוז רקמת המוח במהלך השינה. המורפולוגיה של MLV משתנה באופן משמעותי עם הגיל, מה שמוביל להסרה לימפטית מופחתת של מטבוליטים מהמוח הזקן22. עם זאת, tPBM במהלך השינה מסייע לשחזר את הסרת הלימפה של Aβ מסיס מרקמת המוח של עכברים מזדקנים לרמה של בעלי חיים בוגרים.

בהתחשב בפיזור אנרגיית האור בעת מעבר דרך הגולגולת, tPBM מגביל את השפעותיו רק על MLV מבלי לחדור עמוק לתוך רקמות המוח. עם זאת, למרות העובדה כי כלי הלימפה עדיין לא נמצאו ישירות ברקמות המוח של בני אדם ובעלי חיים, ראיות הולכות וגדלות מתגלות המצביעות על נוכחות של מערכת הלימפה במוח 41,42,43,44. זה מסביר את התוצאות המראות סילוק רעלים (דם ו-Aβ) מהמבנים העמוקים של המוח (מערכת החדרים, ההיפוקמפוס) ל-MLV ובהמשך לפריפריה (dcLNs)5,7. במשך מאה שנה הצטבר ידע, המצביע על קשר הדוק בין ניקוז המוח לבין מערכת הלימפה ההיקפית45 . גם בהיעדר רשת לימפטית מוכרת במערכת העצבים המרכזית, ישנן עובדות המצביעות על הסרה לימפטית של מקרומולקולות מהחלקים העמוקים של המוח לפריפריה 1,2,3,4,5,6,7 זה גם מסביר מדוע tPBM, הפועל רק על MLVs, מגרה את פינוי הדם ו- Aβ מהמוח5, 7.

לסיכום, מחקר זה מציג טכנולוגיה ניידת של tPBM תחת בקרת EEG של שינה שנועדה לעורר את סילוק הרעלים באמצעות הדוגמה של Aβ מסיס ממוחם של עכברים מזדקנים עם היכולת להשוות את היעילות הטיפולית של משאבים אופטיים שונים. הטכנולוגיה יכולה לשמש במצב הטבעי של כלוב ביתי ללא הרדמה, תוך שמירה על הפעילות המוטורית הטבעית של עכברים. נתונים אלה פותחים אפשרויות חדשות לפיתוח טכנולוגיות פוטו לא פולשניות ומבטיחות קלינית לתיקון שינויים הקשורים לגיל בתפקודי MLV ובתהליכי ניקוז המוח ולניקוי יעיל של רקמות המוח ממטבוליטים ורעלנים. לטכנולוגיה המוצעת לפוטו-טימולציה של ניקוז המוח וסילוק לימפה של רעלים מהמוח יש השפעות מוגבלות על MLV בשל פיזור אנרגיית האור בעת מעבר דרך הגולגולת. לכן, הטכנולוגיה יכולה לשמש לפיתוח שיטות חדשות לטיפול במחלות מוח הקשורות לתפקוד לקוי של MLV. השפעות האור הממריצות הבולטות ביותר על MLV נצפות בשינה עמוקה (NREM), הדורשת שימוש ב- PBM תחת בקרת EEG. זה יוצר קשיים מסוימים (טכניים, תכנות) לשליטה בו זמנית על תחילת השינה העמוקה ואספקת החשיפה לאור.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה נתמך על ידי מענק מהקרן הרוסית למדע (מס '23-75-30001).

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
0.1% Tween20הליקון,   רוסיהSB-G2009-100ML
קטטרScientific Commodities Inc., ארה"בPE-10, 0.28 מ"מ מזהה וזמנים; 0.61 מ"מ OD
CO2 קלסר תאגרמניהCB-S 170
מיקרוסקופ קונפוקליניקון, יפןA1R MP
אקריליק דנטליZermack, פולין-רוסיהVillacryl S, V130V4Z05
מקדחהפורדום, רוסיהSR W-0016
מלקחיים דומונטסטולטינג, ארה"ב52100-07
אוונס צבע כחולסיגמא-אולדריץ', סנט לואיס, מיזורי, ארה"ב206334
המילטוןהמילטון בונדוז AG, שוויץמחט
איבופרופןסינטז OJSC, רוסיהN/A  תרופה משכך כאבים
מחט אינסוליןINSUPEN, איטליה31 גרם, 0.25 מ"מ x 6 מ"מ
משחה אנטיבקטריאלית LevomekolNizhpharmD06C לשימוש חיצוני במינון של 40 מ"ג/גרם, פעם אחת ביום
מיקרו מלקחייםStoelting, ארה"ב52102-02P
מיקרוצנטריפוגהGyrozen, דרום קוריאהGZ-1312
מיקרו-מזרקStoelting, ארה"ב53311
פינצטה לא חדהStoelting, ארה"ב52108-83P
מערכת PINNACLEPinnacle Technology, ארה"ב8400-K3-SLמערכת להקלטת EEG (2 ערוצים) ו-EMG (ערוץ אחד) של עכברים
מכונת גילוחBraun Series 3310s
Eppendorf, אוסטריהEpp 3120 000.020, Epp 3122 000.019
נתרן כלוריKraspharma, רוסיהN/A
תחנת הלחמהAOYUE, סיןN / A
מסגרת סטריאוטקסיתStoelting, ארה"ב51500
מספריים לניתוח ישרStoelting, ארה"ב52132-10P
טטרציקליןJSC Tatkhimfarmpreparaty, רוסיהN/Aמשחת עיניים
פינצטהStoelting, ארה"ב52100-03
משבש תאים אולטרסאונדBiobase, סיןUSD-500
מפסק פצעיםStoelting, ארה"ב52125
XylanitNita-Farm, רוסיהN/Aמרגיע שרירים
Zoletil 100Virbac Sante Animale, צרפתN/Aהרדמה כללית
, 29 גרם פיפטות חד-ערוציות ורב-ערוציות

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  2. Chen, J., et al. Meningeal lymphatics clear erythrocytes that arise from subarachnoid hemorrhage. Nat Commun. 11, 3159(2020).
  3. Zou, W., et al. Blocking meningeal lymphatic drainage aggravates Parkinson's disease-like pathology in mice overexpressing mutated α-synuclein. Transl Neurodegener. 8, 7(2019).
  4. Hu, X., et al. Meningeal lymphatic vessels regulate brain tumor drainage and immunity. Cell Res. 30 (3), 229-243 (2020).
  5. Dong-Yu, L., et al. Photostimulation of brain lymphatics in male newborn and adult rodents for therapy of intraventricular hemorrhage. Nat Comm. 14 (1), 6104(2023).
  6. Bolte, A., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11 (1), 4524(2020).
  7. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Mechanisms of phototherapy of Alzheimer's disease during sleep and wakefulness: the role of the meningeal lymphatics. Front Optoelectron. 16, 22(2023).
  8. Dongyu, L., et al. Photostimulation of lymphatic clearance of β- amyloid from mouse brain: new strategy for the therapy of Alzheimer's disease. Front Optoelectron. 16, 45(2023).
  9. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Mechanisms of phototherapy of Alzheimer's disease during sleep and wakefulness: the role of the meningeal lymphatics. Front Optoelectron. 16, 22(2023).
  10. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Intranasal delivery of liposomes to glioblastoma by photostimulation of the lymphatic system. Pharmaceutics. 15 (1), 36(2023).
  11. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Night photostimulation of clearance of beta-amyloid from mouse brain: New strategies in preventing Alzheimer's disease. Cells. 10 (12), 3289(2021).
  12. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Technology of the photobiostimulation of the brain's drainage system during sleep for improvement of learning and memory in male mice. Biomed Opt Express. 15 (1), 44-58 (2024).
  13. Fultz, N., et al. Coupled electrophysiological, hemodynamic, and cerebrospinal fluid oscillations in human sleep. Science. 366 (6465), 628-631 (2019).
  14. Xie, L., et al. Sleep drives metabolite clearance from the adult brain. Science. 342 (6156), 373-377 (2013).
  15. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Phototherapy of Alzheimer's disease: Photostimulation of brain lymphatics during sleep: A systematic review. Int J Mol Sci. 24 (13), 10946(2023).
  16. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Brain waste removal system and sleep: Photobiomodulation as an innovative strategy for night therapy of brain diseases. Int J Mol Sci. 24 (4), 3221(2023).
  17. Hablitz, L. M., et al. Increased glymphatic influx is correlated with high EEG delta power and low heart rate in mice under anesthesia. Sci Adv. 5 (2), 5447(2019).
  18. Fukumoto, H., et al. Primary cultures of neuronal and non-neuronal rat brain cells secrete similar proportions of amyloid beta peptides ending at A beta40 and A beta42. Neuroreport. 10 (14), 2965-2969 (1999).
  19. Moghekar, A., et al. Large quantities of Abeta peptide are constitutively released during amyloid precursor protein metabolism in vivo and in vitro. J Biol Chem. 286 (16), 15989-15997 (2011).
  20. Wells, C., Brennan, S., Keon, M., Ooi, L. The role of amyloid oligomers in neurodegenerative pathologies. Int J Biol Macromol. 181, 582-604 (2021).
  21. Savage, M., et al. Turnover of amyloid beta-protein in mouse brain and acute reduction of its level by phorbol ester. J Neurosci. 18 (5), 1743-1752 (1998).
  22. Ahn, J., et al. Meningeal lymphatic vessels at the skull base drain cerebrospinal fluid. Nature. 572 (7767), 62-66 (2019).
  23. Stevens, D., et al. Regional amyloid correlates of cognitive performance in ageing and mild cognitive impairment. Brain Commun. 4 (1), 016(2022).
  24. Ma, C., Hong, F., Yang, S. Amyloidosis in Alzheimer's disease: Pathogeny, etiology, and related therapeutic directions. Molecules. 27 (4), 1210(2022).
  25. Kobro-Flatmoen, A., Hormann, T., Gouras, G. Intracellular amyloid-β in the normal rat brain and human subjects and its relevance for Alzheimer's disease. J Alzheimers Dis. 95 (2), 719-733 (2023).
  26. Ahlemeyer, B., Halupczok, S., Rodenberg-Frank, E., Valerius, K., Baumgart-Vogt, E. Endogenous murine amyloid-β peptide assembles into aggregates in the aged C57BL/6J mouse suggesting these animals as a model to study pathogenesis of amyloid-β plaque formation. J Alzheimers Dis. 61 (4), 1425-1450 (2018).
  27. Zhinchenko, E., et al. Pilot study of transcranial photobiomodulation of lymphatic clearance of beta-amyloid from the mouse brain: Breakthrough strategies for nonpharmacologic therapy of Alzheimer's disease. Biomed Opt Express. 10 (8), 4003-4017 (2019).
  28. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Transcranial photobiomodulation of clearance of beta-amyloid from the mouse brain: Effects on the meningeal lymphatic drainage and blood oxygen saturation of the brain. Adv Exp Med Biol. 1269, 57-61 (2021).
  29. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photobiomodulation of lymphatic drainage and clearance: Perspective strategy for augmentation of meningeal lymphatic functions. Biomed Opt Express. 11 (2), 725-734 (2020).
  30. Zhinchenko, E., et al. Photostimulation of extravasation of beta-amyloid through the model of blood-brain barrier. Electronics. 9 (6), 1056(2020).
  31. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photostimulation of cerebral and peripheral lymphatic functions. Transl Biophotonics. 2 (1-2), e201900036(2020).
  32. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photomodulation of lymphatic delivery of liposomes to the brain bypassing the blood-brain barrier: New perspectives for glioma therapy. Nanophotonics. 10 (12), 3215-3227 (2021).
  33. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photomodulation of lymphatic delivery of Bevacizumab to the brain: The role of singlet oxygen. Adv Exp Med Biol. 1395, 53-57 (2022).
  34. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Transcranial photosensitizer-free laser treatment of glioblastoma in rat brain. Int J Mol Sci. 24 (18), 13696(2023).
  35. Blázquez-Castro, A. Direct 1O2 optical excitation: A tool for redox biology. Redox Biol. 13, 39-59 (2017).
  36. Spitler, R., Berns, M. Comparison of laser and diode sources for acceleration of in vitro wound healing by low-level light therapy. J Biomed Opt. 19 (3), 038001(2014).
  37. Sato, K., Watanabe, R., Hanaoka, H., Nakajima, T., Choyke, P., Kobayashi, H. Comparative effectiveness of light emitting diodes (LEDs) and Lasers in near infrared photoimmunotherapy. Oncotarget. 7 (12), 14324-14335 (2016).
  38. Keshri, G., Gupta, A., Yadav, A., Sharma, S., Singh, S. Photobiomodulation with pulsed and continuous wave near-infrared laser (810 nm, Al-Ga-As) augments dermal wound healing in immunosuppressed rats. PLoS One. 11 (11), e0166705(2016).
  39. Kim, H., et al. Pulse frequency dependency of photobiomodulation on the bioenergetic functions of human dental pulp stem cells. Sci Rep. 7 (1), 15927(2017).
  40. Chen, Z., et al. The pulse light mode enhances the effect of photobiomodulation on B16F10 melanoma cells through autophagy pathway. Lasers Med Sci. 38 (1), 71(2023).
  41. Mezey, E., et al. An immunohistochemical study of lymphatic elements in the human brain. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (3), e2002574118(2021).
  42. Chang, J., et al. Characteristic features of deep brain lymphatic vessels and their regulation by chronic stress. Research. 6, 0120(2023).
  43. Prineas, L. W. Multiple sclerosis: Presence of lymphatic capillaries and lymphoid tissue in the brain and spinal cord. Science. 203 (4385), 1123-1125 (1979).
  44. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Pilot identification of the Live-1/Prox-1 expressing lymphatic vessels and lymphatic elements in the unaffected and affected human brain. bioRxiv. , 458990(2021).
  45. Semyachkina-Glushkovskaya, O., Postnov, D., Kurths, J. Blood-brainbarrier, lymphatic clearance, and recovery: Ariadne's thread in labyrinths of hypotheses. Int J Mol Sci. 19 (12), 3818(2018).

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

EEGPBMNREM

מאמרים קשורים