מאמר שיטה

הפרדה וזיהוי של מיקרופלסטיק קונבנציונלי מקרקעות חקלאיות

DOI:

10.3791/67064

⸱

21 במרץ 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Nutrient Use and Management, College of Resources and Environmental Sciences; National Academy of Agriculture Green Development, Key Laboratory of Plant-Soil Interactions of Ministry of Education, National Observation and Research Station of Agriculture Green Development (Quzhou, Hebei), China Agricultural University, 2School of Environmental & Natural Sciences, Bangor University, 3College of Resources and Environmental Sciences, Beijing Key Laboratory of Farmland Soil Pollution Prevention and Remediation, China Agricultural University, 4Soil Physics and Land Management Group, Wageningen University & Research, 5Institute of Environment and Sustainable Development in Agriculture, Chinese Academy of Agricultural Sciences, 6College of Land and Environment, Shenyang Agricultural University, 7School of Environmental Science and Engineering, Southern University of Science and Technology, 8Institute of Quality Standard and Testing Technology, Beijing Academy of Agriculture & Forestry Sciences, 9China National Environmental Monitoring Centre, 10Key Laboratory of Prevention and Control of Residual Pollution in Agricultural Film, Ministry of Agriculture and Rural Affairs

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מוצגת כאן שיטה למיצוי מיקרופלסטיק מהאדמה וזיהוי סוגי הפולימרים שלהם. השיטה עברה אופטימיזציה לביצוע, ישימות וחסכוניות. הוא מניח בסיס מדעי לסטנדרטיזציה של השיטה האנליטית לזיהוי מיקרופלסטיק בקרקעות.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

זיהום מיקרופלסטיק (MPs) בסביבה היבשתית זכה לתשומת לב הולכת וגוברת בעשור האחרון, עם יותר ויותר מחקרים המתארים את מספרם וסוגיהם של חברי הפרלמנט במערכות קרקע שונות ואת השפעותיהם על בריאות הקרקע והיבול. עם זאת, נעשה שימוש בשיטות חילוץ וניתוח שונות של חברי פרלמנט, המגבילים את ההזדמנויות להשוות תוצאות וליצור ראיות מהימנות לייעוץ בתעשייה ולקובעי מדיניות. כאן, אנו מציגים פרוטוקול המתאר את המתודולוגיה לדגימה, הפרדה וזיהוי כימי של חברי פרלמנט קונבנציונליים מהאדמה. השיטה זולה, והחומרים זמינים. זה משפר את הקלות התפעולית ועשוי לסייע באימוץ נרחב. הפרוטוקול מספק מידע מפורט על איסוף דגימות מ-0-30 ס"מ העליונים של האדמה באמצעות כלים נטולי פלסטיק; סימולציה של סוגי קרקע שונים באמצעות שימוש במדיות מוצקות שונות (כגון חימר בנטוניט, צורן דו חמצני ואדמה לא מזוהמת), בתוספת אותה מסה של פוליאתילן (PE)-MPs לכימות שלאחר מכן; הפרדת צפיפות של חלקיקי פלסטיק באמצעות תמיסת נתרן כלורי רווי (NaCl) ועיכול זיהומים אורגניים בסופרנטנט באמצעות תמיסת נתרן הידרוקסיד (NaOH) 4 M; כימות חלקיקים באמצעות מיקרוסקופיה פלואורסצנטית לאחר צביעה באדום הנילוס; וזיהוי פולימרים באמצעות ספקטרוסקופיה אינפרא אדום מיקרו פורייה-טרנספורמציה (μ-FTIR) או ספקטרוסקופיה אינפרא אדום ישיר לייזר (LDIR). שיעור ההחלמה של חברי הפרלמנט נע בין 83% ל-90% עבור התקשורת הנ"ל. פרוטוקול זה מציג שיטה יעילה לניתוח MPS קרקע המותאמת להיתכנות, ישימות וחסכוניות. יתר על כן, הסרטון הנלווה יכול להנחות את תהליך ניתוח חברי הפרלמנט של הקרקע צעד אחר צעד באופן וירטואלי. מחקר זה מוקדש לסטנדרטיזציה של השיטות לניתוח MPS קרקע, שיפור הקישוריות וההשוואה של מדידות, וביסוס בסיס למחקר סטנדרטי ומדעי יותר.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ההערכה היא כי 4.8 עד 12.7 מיליון טון מטרי של פלסטיק נכנסים לאוקיינוס מדי שנה ממקורות יבשתיים 1,2. חלקיקי פלסטיק אלה מתפרקים בהדרגה לשברים קטנים יותר בתגובה לקרינה אולטרה סגולה, שחיקה מכנית ופירוק ביולוגי 3,4. זיהום מיקרופלסטיק (MPs), עם חלקיקי פלסטיק בקוטר של פחות מ-5 מ"מ, בקרקע הופך לדאגה גוברת, במיוחד מבחינת השפעתו הפוטנציאלית על בריאות הקרקע והיבול. זה מונע בעיקר על ידי העלייה המתמשכת בייצור הפלסטיק והאתגרים סביב סילוק נכון של פסולת פלסטיק 5,6.

ניתן לייחס את הצטברות חברי הפרלמנט באדמה לגורמים חיצוניים שונים. המקורות הפוטנציאליים של MPS בקרקעות הם מורכבים, כולל ניצול שיטות פלסטיק (למשל, סרטי חיפוי פלסטיק, צינורות השקיה, סרטי חממה ותשתיות נלוות)7,8,9 ותשומות של תיקונים אורגניים (כגון יישום בוצת ביוב, קומפוסט חקלאי ודשן אורגני)10. בנוסף, סילוק לא הולם של פסולת פלסטיק11, פירוק פסולת מזון מעוכלת משאריות אריזות פלסטיק מזון12, ניצול דשנים מצופים13, בלאי של צמיגי גומי14 ותצהיר אטמוספרי15 ידועים גם הם כתורמים לחברי פרלמנט בקרקעות. על פי ההערכות, בסין, היצרנית והמשתמשת המובילה בפלסטיק חקלאי, יש שפע ממוצע של חברי פרלמנט באדמות חקלאיות מכוסות פלסטיק של כ-4231 פריטים ק"ג-1 (אדמה יבשה)16. בשנת 2018, כמויות ה-MPS בקרקעות חקלאיות סיניות בעומק של 0-10 ס"מ נעו בין 4.9 × 106 ל-1.0 × 107 טון, עם תרומה משמעותית מסרטי חיפוי חקלאיים17. יישומי בוצה בקרקעות חקלאיות באירופה ובצפון אמריקה עשויים להכניס למעלה מ-63,000 ו-44,000 טון של MPS בשנה, בהתאמה. מחקר בגרמניה הראה כי יישומי קומפוסט בשדות חקלאיים הובילו גם לכניסה שנתית של חלקיקי פלסטיק (>1 מ"מ) לשדות חקלאיים. יישום הקומפוסט הוביל ל-35 מיליארד עד 2.2 טריליון חלקיקי פלסטיק10. תרומתם של חברי הפרלמנט האטמוספרי לקרקעות עדיין אינה ודאית ודורשת כימות נוסף15. לדוגמה, התשומה השנתית הממוצעת של חברי פרלמנט אטמוספריים מוערכת ב-7.9 × 104 פריטים m-2 yr-1 בסין16. המגוון הרחב ביותר של מקורות MPS בקרקע משך את תשומת ליבם של חוקרים רבים, אך בשל מגוון שיטות הדגימה, המיצוי והזיהוי האנליטי, קשה לשלב ולהשוות את תוצאות המחקרים השונים.

הצטברות של חברי פרלמנט ממגוון רחב של מקורות מהווה איום סביבתי פוטנציאלי על קרקעות גלובליות,מה שמדגיש את הצורך הברור במחקרים של חברי פרלמנט בקרקע. כמה מחקרים הראו שההשפעות של MPS על קרקע חקלאית כוללות שינוי בתכונות הקרקע, עיכוב הצמיחה וההתפתחות של צמחים ואורגניזמים בקרקע, והשפעה על פעילות מיקרוביאלית בקרקע19,20. מחקרים אחרים מצאו שחברי פרלמנט יכולים להצטבר באורגניזמים ברמות הזנה גבוהות יותר לאורך שרשרת המזון21, מה שמוביל לסכנה פוטנציאלית לבריאות האדם22. כדי להבהיר את ההשפעות הסביבתיות של חברי הפרלמנט בקרקע, ראשית יש להבין את המצב הנוכחי של הזיהום שלהם, כולל שפעם, זיהוי הפולימרים ומאפייני התפוצה שלהם. לכן, לזיהוי וזיהוי מדויק של חברי פרלמנט בקרקע יש חשיבות עליונה.

נכון לעכשיו, מספר הולך וגדל של מאמרים בוחנים את הנוכחות הגלובלית של חברי פרלמנט באדמה, עם שונות ניכרת שנצפתה בשיטות החילוץ והגילוי23. לאחר איסוף קפדני של דגימות (כדי למזער את זיהום חברי הפרלמנט), הפרוטוקול לניתוח חברי הפרלמנט כולל בדרך כלל שלושה שלבים מרכזיים. ראשית, הפרדת צפיפות מאומצת באופן נרחב כדי לבודד חלקיקי MPS ממטריצת הקרקע. תהליך זה משתמש בדרך כלל בריאגנטים כגון מים מזוקקים (DI) (1.0 גרם סמ"ק), נתרן כלורי (NaCl, 1.2 גרם ס"מ-3) או אבץ כלורי (ZnCl2, 1.6 גרם ס"מ-3). שנית, שיטות להסרת זיהומים אורגניים מפני השטח של MPS כוללות ניקוי בתמיסות חומציות ואלקליות או חומרים מחמצנים אחרים ועיכול אנזימטי24. עיכול החומר האורגני במטריצת הקרקע או היצמדות לחלקיקי MPs מתבצע בדרך כלל באמצעות 30% מי חמצן (H2O2), 65% חומצה חנקתית (HNO3) או 50% נתרן הידרוקסיד (NaOH)25. לאחר הפרדת הצפיפות ועיכול החומר האורגני, נדרשת בדיקה מיקרוסקופית של דגימות MPS כדי לקבוע את מספר החלקיקים. בדיקה זו מתווספת לניתוח ההרכב הכימי של הפולימרים באמצעות טכניקות כגון ספקטרוסקופיה אינפרא אדום פורייה-טרנספורמציה (FTIR), ספקטרוסקופיה של ראמאן או טכניקות ספקטרוסקופיה אינפרא אדום אחרות26.

עם זאת, כל שלב בתהליך החילוץ והזיהוי של חברי הפרלמנט טומן בחובו פוטנציאל להערכת יתר או הערכת חסר של התרחשות חברי הפרלמנט. לדוגמה, למרות השימוש הנרחב במי DI כמגיב להפרדת צפיפות בשל עלות-תועלת והיעדר תכונות מסוכנות, זה עלול להוביל להחרגה של חלקיקי MPS בעלי צפיפות גבוהה יותר27. לעומת זאת, היישום הנרחב של ריאגנטים בצפיפות גבוהה עשוי להיות מוגבל על ידי מפגעים סביבתיים ועלויות מוגברות28. בנוסף, ריאגנטים מסוימים המשמשים לעיכול אורגני הם בעלי פוטנציאל לגרום נזק לחלקיקי MPs29. יתר על כן, סיווג חזותי באמצעות מיקרוסקופיה אופטית, סטריאוסקופית ואנטומית אינו חף מאתגרים26,30. קביעת חלקיקי הפרלמנט מסתמכת במידה רבה על המומחיות והתפעול של האנליסטים, כמו גם על הגדרות המכשיר. ממצאים אלה מדגישים את הקושי בהשגת עקביות ודיוק בשימוש במתודולוגיות שונות, ובכך מסבכים את השוואת התוצאות בין מחקרים שונים.

כדי להבטיח את האמינות וההשוואה של נתונים בין מחקרים, הכרחי לקבוע פרוטוקול סטנדרטי לחילוץ וזיהוי MPS באדמה. סטנדרטיזציה זו לא רק תשפר את הדיוק של הערכות ההתרחשות של חברי הפרלמנט, אלא גם תאפשר הבנה מקיפה ומאוחדת יותר של ההשפעה הסביבתית של חברי הפרלמנט במערכות אקולוגיות בקרקע. כדי להתמודד עם המגבלות של שיטות מיצוי וזיהוי, הריאגנטים שנבחרו לשיטות סטנדרטיות צריכים להיות זמינים, לא צריכים להשפיע על השלמות או ההרכב הכימי של חלקיקי ה-MPS, ולהוות את הסיכון הסביבתי הנמוך ביותר האפשרי. יתר על כן, שיטות סטנדרטיות צריכות להפגין יעילות גבוהה הן בשחזור MPS והן בהסרת חומר אורגני ממטריצת הקרקע.

פרוטוקול קל לביצוע חיוני לאימוץ נרחב במסגרות מחקר שונות. בהתחשב הן בשיעורי ההתאוששות של חברי הפרלמנט והן בעלות תועלת, NaCl רווי הוא הבחירה האופטימלית להפרדת צפיפות דגימות קרקע בקנה מידה גדול. לעיכול חומר אורגני, נעשה שימוש ב-NaOH, שכן ניסויי בידוד ראשוניים הראו כי תמיסת 4 M NaOH מפרקת ביעילות זיהומים של דגימות קרקע, כגון שאריות צמחים, מבלי לגרום נזק משמעותי ל-MPs. באופן כללי, שיטה ניסיונית זו משתמשת בחומרים זמינים וחסכוניים, בעלת מורכבות תפעולית נמוכה ומבטיחה קצב מיצוי אמין.

אנו ממליצים להשתמש במתודולוגיית ההפרדה המהירה והחסכונית המוצעת על ידי האקדמיה הסינית למדעי החקלאות כדי לקבוע חברי פרלמנט שנאספו בשדות חקלאיים31. עבור כל השלבים הבאים, ודא שכל המיכלים, המכשירים וכלי הזכוכית מנוקים במי DI לפני השימוש כדי למזער את הזיהום. כמו כן, הקפד להפעיל ריקים רגילים לצד הדגימות כדי לקחת בחשבון את הזיהום שהוכנס על ידי הליכי האיסוף והחילוץ.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הערה: יש להכין את הפתרונות הבאים בטמפרטורת הסביבה לפני תהליך המיצוי: 1) תמיסת NaCl רוויה (5.7 מ') - ממיסים 1 ק"ג NaCl ב-3 ליטר DI H2O; 2) 4 M NaOH - ממיסים 480 גרם NaOH ב-3 ליטר DI H2O; 3) אדום הנילוס (100 מיקרוגרם מ"ל-1) - ממיסים 10 מ"ג של אדום הנילוס ב-100 מ"ל של ממס מתאים (למשל, מתנול, אצטון).

1. דגימת קרקע והכנת קרקע

  1. אסוף דגימת קרקע מייצגת באמצעות שיטת דגימה של חמש נקודות בצורת "W" על פני אזור המחקר (איור 1). השתמש במקדחת אדמה מנירוסטה בגודל 30 ס"מ להליך האיסוף. אסוף ואחסן את הדגימות במיכל שאינו מפלסטיק, כגון נייר אלומיניום.
    הערה: ניתן לפצל את דגימות הקרקע לעומקים רצויים שונים (למשל, 0-10, 10-20 ו-20-30 ס"מ). כדי למזער את זיהום הפלסטיק, הימנע משימוש בציוד דגימה מפלסטיק ומכלי אחסון. במקום זאת, מיכלים שאינם מפלסטיק כגון נייר אלומיניום משמשים לאיסוף ואחסון הדגימות. דגימות אלה יכולות להיות בתפזורת כדי לספק דגימה מרוכבת אחת או להישמר כשכפולים עצמאיים.
  2. יבש את האדמה בטמפרטורת החדר הרחק מאור שמש ישיר.
    1. אם קיים מייבש אדמה, השתמש בו כדי לעבד מספר דגימות קרקע בו זמנית, מכיוון שהמסנן בתוך התאים הבודדים ממזער את הסיכון לזיהום צולב.
    2. אחרת, השתמש בתנור המוגדר ל -40 מעלות צלזיוס וייבש את האדמה למשך 24 שעות לפחות, עד לייבוש מלא.
    3. טוחנים ומסננים את האדמה היבשה בעזרת מסננת מתכת 2-5 מ"מ. הסר חומר צמחי גלוי, אבנים וחומרים אינרטיים אחרים.
      הערה: מכסים את האדמה באופן רופף בנייר אלומיניום כדי למזער את הזיהום הנישא באוויר בתוך התנור/מייבש. אוספים פסולת פלסטיק גלויה (> 5 מ"מ) מהאדמה בעזרת פינצטה מתכתית ומניחים אותם במיכל אחסון נטול פלסטיק, אם יש לבצע ניתוח מאוחר יותר של מקרופלסטיק.
  3. בעזרת סולם של 2 מקומות עשרוניים, שקלו 5.0 גרם ± 0.05 גרם מדגימת האדמה על נייר שקילה נטול פלסטיק או נייר אלומיניום. השתמש בנייר שקילה חדש עבור דגימות שונות כדי למזער זיהום צולב. ניתן לאחסן דגימות במיכלים נטולי פלסטיק (למשל, בקבוקוני זכוכית).

2. ציפה בצפיפות

  1. העבירו את דגימת האדמה המיובשת של 5.0 גרם לכוס זכוכית נקייה של 600 מ"ל (A). הקפידו על תיוג מדויק של כל מיכלי האחסון והכוסות.
  2. הוסף 230 מ"ל של תמיסת NaCl רוויה לכוס A. הניחו את הכוס A על צלחת ערבוב מגנטית והוסיפו מערבל מגנטי מזכוכית. מערבבים את התמיסה במשך 30 דקות בחום של 260 סל"ד, עד להומוגניזם מלא.
  3. לאחר ההומוגניות המלאה, הסר את המערבל המגנטי מהתמיסה ושטוף בתמיסת NaCl רוויה כדי למנוע הוצאת חלקיקי פלסטיק מהתמיסה. הניחו את הכוס על משטח ישר ללא אור שמש ישיר והשאירו אותה עומדת למשך הלילה, עד להתרחשות הפרדת צפיפות מלאה.
    הערה: בעת ביצוע כל ההליך, יש צורך לכסות לחלוטין בנייר אלומיניום כדי למנוע מזהמי פלסטיק מהאוויר.

3. עיכול טומאה

  1. לאחר שתכולת A נפרדה לחלוטין, העבירו בזהירות את הסופרנטנט לכוס זכוכית חדשה ונקייה של 600 מ"ל (B). יש לשטוף בזהירות את הקירות הפנימיים של A בתמיסת NaCl רוויה. העבירו את הסופרנטנט לכוס B. בצעו הליך זה 2-3 פעמים.
    הערה: מומלץ בסך הכל 200 מ"ל של סופרנטנט. ודא שהנפח הכולל של תמיסת העיכול עקבי תוך שמירה על אותו ריכוז של תמיסת העיכול בשלב הבא.
  2. הוסף תמיסת 4 M NaOH לדגימה בכוס B כדי להגיע לנפח קבוע של 500 מ"ל. מניחים B על צלחת ערבוב מגנטית, מוסיפים מערבל מגנטי מזכוכית ומערבבים את התמיסה למשך 30 דקות בחום של 260 סל"ד עד להומוגניזם מלא. שמור את הכוס מכוסה בנייר אלומיניום במהלך תהליך זה כדי למזער זיהום באוויר.
  3. לאחר ההומוגניות המלאה, הסר את המערבל המגנטי מהתמיסה ושטוף בתמיסת NaCl רוויה כדי להסיר את כל החלקיקים המחוברים. הניחו את B על משטח ישר ללא אור שמש ישיר והשאירו אותה עומדת למשך הלילה עד להתרחשות הפרדת צפיפות מלאה ועיכול חומר אורגני.
    הערה: בעת ביצוע ההליך כולו, יש צורך לכסות במלואו בנייר אלומיניום כדי למנוע כניסת מזהמים פלסטיים לתמיסה מהאוויר. משך העיכול תלוי בכמות ובסוג החומר האורגני. האריכו את זמן העיכול במידת הצורך כדי להבטיח עיכול מלא של חומר אורגני. לאחר עיכול מוצלח, הסופרנטנט אמור להיראות צלול ללא חומר אורגני נראה לעין שצף בכוס.

4. צביעה בתמיסה אדומה נילוס

  1. לאחר שתכולת B נפרדה לחלוטין, העבירו בזהירות את הסופרנטנט לכוס זכוכית חדשה ונקייה של 600 מ"ל (C). שטפו את הדפנות הפנימיות של B במי DI כדי להבטיח העברת חלקיקים מקסימלית.
    1. אם הנפח בכוס C נמוך מ-500 מ"ל, השלם את הערך ל-500 מ"ל עם מי DI כדי לאחד את נפח התמיסה.
  2. מוסיפים את תמיסת הנילוס האדום לכוס C כדי להשיג ריכוז מקסימלי סופי של 0.5 מ'. מערבבים את התמיסה עם מוט זכוכית עד להומוגניזם לחלוטין, ואז נותנים לתמיסה לדגור במשך 30 דקות בחושך על ידי כיסוי הכוס בנייר אלומיניום.

5. סינון ואקום

  1. הגדר את התקני סינון הוואקום בסדר הבא: משפך זכוכית, מתכת clamp, בסיס סינון ואקום, איסוף, צינור חיבור, מלכודת לחות ומשאבת ואקום. הסר בזהירות ממברנה חדשה (גודל נקבוביות 0.2 מיקרומטר, קוטר 47 מ"מ) ממיכל האחסון שלה באמצעות פינצטה ממתכת. הנח את קרום המסנן במרכז ושטוח בחלק העליון של בסיס סינון הוואקום.
    הערה: ודא חיבור מאובטח על ידי יישור בסיס סינון הוואקום עם משפך הזכוכית והידוקו עם מתכת clamp.
  2. הפעל את סינון הוואקום ושפך לאט את הנוזל מכוס C למשפך הזכוכית. יש לשטוף את C מספר פעמים במי DI כדי למקסם את התאוששות החלקיקים. שטפו את דפנות משפך הזכוכית במי DI לאחר סינון הדגימה כדי להבטיח אובדן חלקיקים מינימלי.
    הערה: כסו את משפך הזכוכית בנייר אלומיניום כדי למזער את הזיהום הנישא באוויר במהלך תהליך הסינון. אם לדגימה יש מספר חלקיקים גבוה ומהירות הסינון יורדת, ניתן להשתמש במספר ממברנות עבור אותה דגימה. זה יבטיח פיזור אחיד של חלקיקים על פני הממברנה וימזער את הסיכון להצטברות וחפיפה של חלקיקים לצורך כימות מאוחר יותר.
  3. לאחר השלמת הסינון, שלפו בזהירות את קרום המסנן מהצלחת הנקבובית באמצעות פינצטה והניחו כל קרום בצלחת פטרי זכוכית אישית. הניחו לקרום להתייבש לחלוטין לפני שסוגרים את צלחת הפטרי ועוטפים אותה בנייר אלומיניום. אחסן אותו במקום יבש וחשוך עד לניתוח נוסף.

6. כימות חלקיקים של MPS על ידי מיקרוסקופ פלואורסצנטי

  1. אם המיקום המדויק של חלקיקים פלואורסצנטיים על הממברנה נדרש לזיהוי פולימרי מאוחר יותר (למשל, באמצעות FTIR), עיין בשלבים הבאים:
    1. השתמשו בעט ג'ל שחור כדי לסמן בעדינות את מיקום ההתחלה ו-10 סימנים על קרום המסנן, בהתאם לצורת ה-"Z" (איור 2). הנח את הממברנה בזהירות על שקופיות הזכוכית על במת המיקרוסקופ באמצעות פינצטה, והבטיח משטח דגימה שטוח.
    2. הפעל את מכשיר הקרינה בסדר הבא: המארח, מקורות פלורסנט, צג ומיקרוסקופ פלואורסצנטי. הפעל את המכשיר והגדר את כפתור האור של המקור לבהירות מרבית. השתמש בלחצני מתג השדה הבהיר (BF) והאור הפלואורסצנטי (FL) כדי לצלם תמונות BF ו-FL, בהתאמה.
    3. באמצעות התוכנה לתצפית והקלטה לדוגמה (למשל, DP2-BSW), צלם תמונות שדה בהירות מתחת למיקום BF. סובב את הכפתור למצב FL וצלם תמונות עם מסנן הקרינה בחושך. ודא שרצף התצפית בשדה הראייה פועל מ-1 עד 10. ודא שתמונות FL ו-BL מצולמות באותו מיקום.
      הערה: יש לבצע ניתוח מיקרוסקופי פלואורסצנטי תוך 24-48 שעות לאחר הסינון כדי להבטיח פלואורסצנטיות אופטימלית של חלקיקים. ודא שתמונות BF ו-FL מצולמות באותו מיקום (איור 3). ודא שכל הממברנות מנותחות באמצעות אותן הגדלה והגדרות מכשיר.
  2. לזיהוי פולימרים באמצעות LDIR, בצע את שלבי המיקרוסקופ כדלקמן:
    1. הגדר את מערכת המיקרוסקופיה באופן הבא: המצלמה, המסננים, ההגדלות ושלב המיקרוסקופ והמחשב. בחר את מצב המסנן המתאים ביותר לאורכי גל העירור והפליטה הרצויים (למשל, 470 ננומטר ו-495 ננומטר, בהתאמה) בהתאם לדגימה ולפלואורסצנטיות ברקע.
    2. נגב את מחזיקי ממברנת המסנן ברקמות נטולות אבק, ולאחר מכן אבטח את הממברנה במחזיק והחלק אל שלב המיקרוסקופ. סרוק את כל הממברנה חזותית כדי להבטיח פיזור אחיד של חלקיקים.
    3. ודא שהמצלמה מחוברת, והגדלת המיקרוסקופ מתאימה לכל סוגי הדגימות ועקבית על פני כל הדגימות מאותה קבוצה. קבע את גודל השטח במ"מ שצולם במצלמה לפני תחילת הניתוח באמצעות סרט מדידה.
      הערה: אם החלקיקים מפוזרים באופן שווה, נתח לפחות 10% משטח הממברנה הכולל על ידי בחירת המספר הנדרש של נקודות דגימה על הממברנה. צלם תמונה של כל נקודת דגימה באמצעות המצלמה.

7. זיהוי פולימרים MPS באמצעות ספקטרוסקופיה FTIR או LDIR

  1. אם נעשה שימוש ב-FTIR לזיהוי חלקיקי פולימר, עיין בשלבים הבאים.
    1. הפעל את ספקטרומטר FTIR ואת התוכנה המתאימה לתצפית והקלטה לדוגמה. נקה את הגשושית לפני מדידת כל דגימה.
    2. זהה את החלקיקים לניטור באמצעות הקלטת מסך בזמן אמת. התאם את המיקום והחדות על ידי מניפולציה של הנדנדה. הבא את פלטפורמת ההפעלה למרכז וללכוד את ספקטרום הרקע האווירי הנוכחי.
      הערה: התמקד בחלקיקים התואמים לתמונות BF ו-FL.
    3. מדוד 3-5 נקודות קבועות על כל חלקיק כדי להשיג ספקטרום בטווח מספרי הגל האינפרא אדום של 400-4,000 ס"מ-1. בדף התוצאות, שמרו את הנתונים המקוריים, השיגו את הספקטרום והשוו אותו עם ספקטרום הפלסטיק בספרייה הסטנדרטית כדי לאשר את מדד איכות הפגיעה של הדגימה (איור 4).
      הערה: במחקר זה, בשל גודלם הקטן של MPS והאתגרים בכימות שלהם על פני כל המסנן, נבחרו 5-7 חלקיקים מייצגים מכל דגימה לניתוח FTIR. כדי להבטיח פיזור אחיד, נבחרו חלקיקים העוקבים אחר דפוס "בצורת Z" על פני המסנן. עם זאת, יש לציין כי עלולה להיווצר אי ודאות מסוימת, שכן החלקיקים נבחרו באופן אקראי ולא על ידי סריקת המסנן כולו.
    4. התאמה מתקבלת אם מדד איכות הפגיעה (HQI) ≥ 0.7. איור 4 מציג דוגמה לחלקיקים שזוהו על ידי ספקטרוסקופיה FTIR בדגימת קרקע עם 0.04% PE-MPs.
  2. אם נעשה שימוש ב-LDIR לזיהוי חלקיקי פולימר, בצע את השלבים הבאים:
    1. לאחר השלמת שלבי המיקרוסקופ הפלואורסצנטי, השעו מחדש את החלקיקים לניתוח ב-LDIR. הנח את קרום המסנן לתוך בקבוקון זכוכית חדש והוסף 20 מ"ל אתנול טהור. סוגרים היטב את הבקבוקונים ועוטפים את המכסים בניילון פרפין למניעת דליפה.
    2. דגימות סוניקט באמבט אולטראסוני למשך שעה אחת לפחות עד שכל החלקיקים הושעו מחדש. הסר והשליך את הממברנה מבקבוקון הזכוכית.
      הערה: ודא שצד הממברנה עם החלקיקים פונה פנימה, כלומר הרחק מדופן הבקבוקון. זמן הסוניקציה תלוי בסוג הממברנה המשמשת; הממברנה עשויה לדלוף צבע, אך הדבר לא יפריע לזיהוי הפולימר.
    3. אשר את השעיית החלקיקים המוצלחת על ידי ניתוח מחדש של ממברנות תחת המיקרוסקופ הפלואורסצנטי והבטחת הסרת החלקיקים > 95%.
    4. הניחו את בקבוקוני הזכוכית עם תמיסת האתנול על צלחת ערבוב מגנטית והוסיפו מערבל זכוכית מגנטי קטן לבקבוקון. הניחו לאתנול להתאדות לפחות מ-5 מ"ל על ידי הגדרת טמפרטורת הצלחת ל-100 מעלות צלזיוס וערבוב במהירות נמוכה כדי לשמור על חלקיקים תלויים.
      הערה: מכסים קלות את הבקבוקונים בנייר אלומיניום כדי למזער את הזיהום באוויר של הדגימות. לחלופין, יבש את התמיסה תחת זרם עדין של חנקן לאידוי אתנול.
    5. העבירו את הדגימה לבקבוקון זכוכית קטן של 8 מ"ל, השתמשו באתנול חדש כדי לשטוף את בקבוקון הזכוכית של 20 מ"ל כדי למקסם את התאוששות החלקיקים.
      הערה: במידת הצורך, הוסף אתנול חדש לבקבוקון הזכוכית הקטן כדי להגיע ל-5 מ"ל בדיוק.
    6. כדי להכין את הדגימה לניתוח על ה-LDIR, יש לנער את הדגימה היטב עד שכל החלקיקים תלויים בצורה הומוגנית בתמיסה ולהעביר במהירות 10 מיקרוליטר מהדגימה על השקופית ולתת לאתנול להתאדות. חזור על שלב זה פעמיים נוספות כדי לנתח 3 שכפולים לכל דגימה בכל שקופית.
    7. השתמש בכלי ניתוח החלקיקים בתוכנה המשויכת כדי למדוד את ספקטרום האינפרא אדום של כל חלקיק בטווח הגודל שנקבע ולהתאים אותם לספרייה הפנימית לזיהוי פולימרים.
      הערה: נקודה אחת על כל חלקיק נמדדת אוטומטית בטווח מספרי הגל האינפרא אדום של 800-1800 ס"מ-1, והחלקיקים מותאמים אוטומטית לספקטרום ספרייה ידוע של פולימרים וחומרים אורגניים ואי-אורגניים אחרים.
    8. אם מדד איכות הפגיעה (HQI) ≥ 0.8, ההתאמה מתקבלת. איור 5 מציג דוגמה לחלקיקים שזוהו על ידי ספקטרוסקופיה LDIR בדגימת קרקע עם 0.04% PE-MPs.
      הערה: ניתן להגדיל את נפח הדגימה עבור דגימות עם מספרי חלקיקים נמוכים.

8. כימות חלקיקים של תמונות ממברנה פלואורסצנטית באמצעות ImageJ

  1. פתח את ImageJ32 (גרסה 1.54f) וטען תמונות לתוכנה. התאם את קנה המידה של התמונה למידות הנכונות המתאימות לגודל התמונה האמיתי. השתמש בפונקציות Analyze > Set scale כדי להזין ערכי פיקסל וגודל (מ"מ) של תמונה, ולאחר מכן בחר Global כדי להחיל הגדרות אלה על כל התמונות במהלך ההפעלה.
  2. הפוך את התמונה לתמונה בינארית והמר אותה ל-8 סיביות, באמצעות הפונקציות Process > Binary ו-Image > Type >-8 סיביות, בהתאמה. כדי לבחור את הפרמטרים לניתוח חלקיקים, השתמש בפונקציות ניתוח > הגדר מדידות ובחר את הפרמטרים הרצויים, למשל, שטח, מתארי צורה וקוטר פרת. בחר הוסף לשכבת-על וקבע את מספר המקומות העשרוניים עבור פלט נתונים.
  3. כדי לנתח חלקיקים, בחר Analyze > Analyze particles וקבע את טווח גודל החלקיקים המבוקש. קבעו את האפשרות 'מעגליות' על 0-1, בטלו את הבחירה ביחידות פיקסלים, הפעילו את האפשרות 'כיסוי' ובחרו בתיבות הבאות: 'הצג תוצאות', 'אל תכלול קצוות', 'נקה תוצאות', 'כלול חורים', 'סיכום' ו'כיסוי'. ייצא תוצאות כקובצי .csv מחלון התוצאות.
    הערה: ניתוח תמונות פלורסנט יספק מידע רק על מספר החלקיקים, לא על מספר הפולימר; לכן, נדרש הליך זיהוי נוסף, למשל, באמצעות טכניקות ספקטרוסקופיה IR.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כדי לאמת את שיעורי ההתאוששות של מתודולוגיה זו, דגימות משלוש מטריצות מוצקות שונות (צורן דו חמצני (SD), חימר בנטוניט (BT) ואדמה) נותחו בקבוצות של שלושה שכפולים. הדגימות נותחו עם ובלי תוספת של 0.04% w/w פוליאתילן לבן (PE) מיקרופלסטיק (טווח גודל חלקיקים 40-48 מיקרומטר). דגימות קרקע נאספו ממחוז היידיאן, בייג'ינג, סין (הקמפוס המערבי של האוניברסיטה החקלאית של סין), והאדמה סווגה כאדמת אומבר. בנוסף, נכללו שלושה שכפולים של ריקים כדי להסביר כל זיהום פוטנציאלי שהוכנס לאורך תהליך החילוץ והניתוח.

ש...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אסטרטגיית דיגום הקרקע בשטח, כולל גישות כגון דגימה אקראית פשוטה או דגימת רשת שיטתית, כמו גם שטח הדגימה ועומקה, חייבת להיות מותאמת לשאלות המחקר הספציפיות ומוגדרת בבירור לפני איסוף הדגימה. חלק מהמחקרים התמקדו בשכבת הקרקע העליונה של 0-10 ס"מ34,37, בעוד שאחרים אספו דגימות קרקע בעומק של 0-40 ס"מ38. מכיוון שגודלם ושכיחותם של חברי הפרלמנט משתנים בעומקי קרקע שונים, יש צורך לאחד את העומק לדגימת קרקע. אנו מציעים לשקו...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרויקט זה נתמך על ידי הפרויקט הגדול למדע וטכנולוגיה של אורדוס, סין [ZD20232320]; קרן המחקר לאתגרים גלובליים של UKRI (GCRF) ופרויקט המועצה לחקר הסביבה הטבעית, "האם מיקרופלסטיק חקלאי מערער את הביטחון התזונתי ופיתוח בר קיימא במדינות פחות מפותחות מבחינה כלכלית?" תחת מענק [NE/V005871/1]; והקרן הלאומית למדעי הטבע של סין תחת מענק [42277097]; פרויקט הצוות הגבוה של האוניברסיטה החקלאית של סין, תחנת פרופסור של האוניברסיטה החקלאית של סין במרכז שינג'ואו לבקרת מחלות, ותוכנית מניעה ומחקר בסיסי בשינג'ואו, מחוז שאנשי [20230515] ושיתוף הפעולה הבינלאומי וחילופי הדברים של הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין תחת מענק [NSFC-UNEP: 32261143459].

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
איזון דו-עשרוניn/an/aאיזון 2 עשרוני סטנדרטי
40 ° תנור Cn/an/a תנורמאוורר גדול סטנדרטי עם טמפרטורה מוגדרת ל-40 מעלות; C
8700 LDIRAgilent Technologiesn/aLDIR המשמש לזיהוי חלקיקים
מיכל אלומיניוםn/an/aמיכל אלומיניום רגיל לאיסוף מזון מאלומיניום
רדיד אלומיניוםn/an/aרדיד אלומיניום סטנדרטי
Axioplan 2Zeissn/aמיקרוסקופיה פלואורסצנטית משמשת לצפייה בחלקיקי מיקרופלסטיק במצב פלואורסצנטי
חימר בנטוניטSigma Aldrich285234חימר בנטוניט המשמש לבדיקות התאוששות
BX53Olympusn/aמיקרוסקופיה פלואורסצנטית משמשת לצפייה בחלקיקי מיקרופלסטיק במצב פלואורסצנטי
זכוכית (600 מ"ל)n/an/aזכוכית סטנדרטי
בקבוק זכוכיתזכוכית סטנדרטי בקבוק זכוכית
מגנטי מוט בוחשn/a n/aמוט מערבל מגנטי מצופה זכוכית סטנדרטי
גליל מדידה מזכוכית (500 מ"ל)n/an/aגליל מדידה סטנדרטי מזכוכית
פיפטה מזכוכית (10 מ"ל)
מכשיר סינון ואקום מזכוכיתPyrex (נרכש דרך Sigma Aldrich)SLW5809/KITמכשיר סינון זכוכית עם משפך 500 מ"ל, צלחת נקבובית וכוס איסוף 1 ליטר
LUMOS Alpha IIBrukern/aFTIR המשמש לניתוח מיקרופלסטיק חשוד.
צלחת ערבוב מגנטיתn/an/aצלחת ערבוב מגנטית סטנדרטית
קרום מסנן MCE חברתJintengJTMF0441/0442ממברנות MCE לבנות, 0.2 ומיקרו; m גודל נקבוביות, קוטר 50 מ"מ, בשיטת FTIR
Nile RedFisher Scientific10464311 אבקת נילוס אדומה המשמשת לייצור תמיסת מלאי של צבע אדום נילוס באמצעות ממס מתאים (למשל אצטון)
קרום מסנן PCTESterlitech Corporation1270060ממברנות PCTE שחורות, ללא PVP, 0.2 ומיקרו; m גודל נקבוביות, קוטר 47 מ"מ, בשיטת LDIR
צורן דו חמצניSigma Aldrich18649צורן דו חמצני המשמש לבדיקות התאוששות
נתרן כלוריSigma AldrichS9888נתרן כלורי המשמש להפרדת צפיפות
נתרן הידרוקסידפישר Scientific10675692נתרן הידרוקסיד המשמש לעיכול חומר אורגני
מקדחת אדמהn/an/aאורך 30 ס"מ; קוטר 2 ס"מ; חומר נירוסטה
אבקת פוליאתילן מיקרופלסטיק במשקל מולקולרי גבוה במיוחדסיגמא אולדריץ'434272מיקרופלסטיק פוליאתילן המשמש לספייק סיליקון דו חמצני, חימר בנטוניט ודגימות אדמה לבדיקות התאוששות
משאבת ואקוםVacuubrand GmBH Co KGME 2C NTמשאבת ואקום לסינון ואקום
כבד בקבוק בקבוק

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Eriksen, M., et al. Plastic pollution in the world's oceans: more than 5 trillion plastic pieces weighing over 250,000 tons afloat at aea. PLOS One. 9 (12), e111913(2014).
  2. Jambeck, J. R., et al. Plastic waste inputs from land into the ocean. Science. 347 (6223), 768-771 (2015).
  3. Barnes, D. K. A., Galgani, F., Thompson, R. C., Barlaz, M. Accumulation and fragmentation of plastic debris in global environments. Philos Trans R Soc B Biol Sci. 364 (1526), 1985-1998 (2009).
  4. Yang, Y., et al. Kinetics of microplastic generation from different types of mulch films in agricultural soil. Sci Total Environ. 814, 152572(2022).
  5. Luan, X., et al. Dynamic material flow analysis of plastics in China from 1950 to 2050. J Clean Prod. 327, 129492(2021).
  6. Wang, C., et al. Critical review of global plastics stock and flow data. J Ind Ecol. 25 (5), 1300-1317 (2021).
  7. Bläsing, M., Amelung, W. Plastics in soil: Analytical methods and possible sources. Sci Total Environ. 612, 422-435 (2018).
  8. Gündoğdu, R., Önder, D., Gündoğdu, S., Gwinnett, C. Microplastics derived from disposable greenhouse plastic films and irrigation pipes: A case study from turkey. Environ Sci Pollut Res. 29 (58), 87706-87716 (2022).
  9. Huang, Y., Liu, Q., Jia, W., Yan, C., Wang, J. Agricultural plastic mulching as a source of microplastics in the terrestrial environment. Environ Pollut. 260, 114096(2020).
  10. Weithmann, N., et al. Organic fertilizer as a vehicle for the entry of microplastic into the environment. Sci Adv. 4 (4), eaap8060(2018).
  11. Rillig, M. C. Microplastic in terrestrial ecosystems and the soil. Environ Sci Technol. 46 (12), 6453-6454 (2012).
  12. Porterfield, K. K., Hobson, S. A., Neher, D. A., Niles, M. T., Roy, E. D. Microplastics in composts, digestates, and food wastes: A review. J Environ Qual. 52 (2), 225-240 (2023).
  13. Katsumi, N., Kusube, T., Nagao, S., Okochi, H. Accumulation of microcapsules derived from coated fertilizer in paddy fields. Chemosphere. 267, 129185(2021).
  14. Evangeliou, N., et al. Atmospheric transport is a major pathway of microplastics to remote regions. Nat Commun. 11 (1), 3381(2020).
  15. Allen, S., et al. Atmospheric transport and deposition of microplastics in a remote mountain catchment. Nat Geosci. 12 (5), 339-344 (2019).
  16. Ren, S., et al. Potential sources and occurrence of macro-plastics and microplastics pollution in farmland soils: A typical case of China. Crit Rev Environ Sci Technol. 54 (7), 533-556 (2024).
  17. Ren, S. -Y., Kong, S. -F., Ni, H. -G. Contribution of mulch film to microplastics in agricultural soil and surface water in China. Environ Pollut. 291, 118227(2021).
  18. Nizzetto, L., Futter, M., Langaas, S. Are agricultural soils dumps for microplastics of urban origin. Environ Sci Technol. 50 (20), 10777-10779 (2016).
  19. Zhang, J., et al. Effects of plastic residues and microplastics on soil ecosystems: A global meta-analysis. J Hazard Mater. 435, 129065(2022).
  20. Sajjad, M., et al. Microplastics in the soil environment: A critical review. Environ Technol Innov. 27, 102408(2022).
  21. Cverenkárová, K., Valachovičová, M., Mackuľak, T., Žemlička, L., Bírošová, L. Microplastics in the Food Chain. Life. 11 (12), 1349(2021).
  22. Ibrahim, Y. S., et al. Detection of microplastics in human colectomy specimens. JGH Open. 5 (1), 116-121 (2021).
  23. Yang, L., Zhang, Y., Kang, S., Wang, Z., Wu, C. Microplastics in soil: A review on methods, occurrence, sources, and potential risk. Sci Total Environ. 780, 146546(2021).
  24. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: A review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  25. Scheurer, M., Bigalke, M. Microplastics in swiss floodplain soils. Environ Sci Technol. 52 (6), 3591-3598 (2018).
  26. Zhou, Y., et al. Microplastics in soils: A review of methods, occurrence, fate, transport, ecological and environmental risks. Sci Total Environ. 748, 141368(2020).
  27. Zhang, S., et al. A simple method for the extraction and identification of light density microplastics from soil. Sci Total Environ. 616 - 617, 1056-1065 (2018).
  28. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: a review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  29. Hurley, R. R., Lusher, A. L., Olsen, M., Nizzetto, L. Validation of a method for extracting microplastics from complex, organic-rich, environmental matrices. Environ Sci Technol. 52 (13), 7409-7417 (2018).
  30. Eriksen, M., et al. Microplastic pollution in the surface waters of the Laurentian Great Lakes. Mar Pollut Bull. 77 (1), 177-182 (2013).
  31. Qi, R. M. Characteristics and ecological effects of soil microplastic in a typical agricultural region with plastic film mulching in China. Doctoral Dissertation. , (2021).
  32. Chen, S., Li, Y., Mawhorter, C., Legoski, S. Quantification of microplastics by count, size and morphology in beverage containers using Nile Red and ImageJ. J Water Health. 19 (1), 79-88 (2020).
  33. Yang, J., et al. Abundance and morphology of microplastics in an agricultural soil following long-term repeated application of pig manure. Environ Pollut. 272, 116028(2021).
  34. Chen, L., et al. Spatial distributions, compositional profiles, potential sources, and influencing factors of microplastics in soils from different agricultural farmlands in China: A National Perspective. Environ Sci Technol. 56 (23), 16964-16974 (2022).
  35. Way, C., Hudson, M. D., Williams, I. D., Langley, G. J. Evidence of underestimation in microplastic research: A meta-analysis of recovery rate studies. Sci Total Environ. 805, 150227(2022).
  36. Park, S. Y., Kim, C. G. A comparative study on the distribution behavior of microplastics through FT-IR analysis on different land uses in agricultural soils. Environ Res. 215, 114404(2022).
  37. Beriot, N., Peek, J., Zornoza, R., Geissen, V., Huerta Lwanga, E. Low density-microplastics detected in sheep faeces and soil: A case study from the intensive vegetable farming in Southeast Spain. Sci Total Environ. 755, 142653(2021).
  38. Sa'adu, I., Farsang, A. Greenhouse farming as a source of macroplastic and microplastics contamination in agricultural soils: a case study from Southeast-Hungary. Agrokém És Talajt. 71 (1), 43-57 (2022).
  39. Håkansson, I., Stenberg, M., Rydberg, T. Long-term experiments with different depths of mouldboard ploughing in Sweden. Soil Tillage Res. 46 (3), 209-223 (1998).
  40. Mu, X., et al. Responses of soil properties, root growth, and crop yield to tillage and crop residue management in a wheat-maize cropping system on the North China Plain. Eur J Agron. 78, 32-43 (2016).
  41. Li, S., Ding, F., Flury, M., Wang, J. Dynamics of macroplastics and microplastics formed by biodegradable mulch film in an agricultural field. Sci Total Environ. 894, 164674(2023).
  42. Bai, R., et al. The characteristics and influencing factors of farmland soil microplastic in Hetao Irrigation District, China. J Hazard Mater. 465, 133472(2024).
  43. Claessens, M., Van Cauwenberghe, L., Vandegehuchte, M. B., Janssen, C. R. New techniques for the detection of microplastics in sediments and field collected organisms. Mar Pollut Bull. 70 (1), 227-233 (2013).
  44. Herrera, A., et al. Novel methodology to isolate microplastics from vegetal-rich samples. Mar Pollut Bull. 129 (1), 61-69 (2018).
  45. Li, J., et al. Atmospheric deposition of microplastics in a rural region of North China Plain. Sci Total Environ. 877, 162947(2023).
  46. Shaw, D. G., Day, R. H. Colour- and form-dependent loss of plastic micro-debris from the North Pacific Ocean. Mar Pollut Bull. 28 (1), 39-43 (1994).
  47. Löder, M. G. J., Kuczera, M., Mintenig, S., Lorenz, C., Gerdts, G. Focal plane array detector-based micro-Fourier-transform infrared imaging for the analysis of microplastics in environmental samples. Environ Chem. 12 (5), 563-581 (2015).
  48. Hidalgo-Ruz, V., Gutow, L., Thompson, R. C., Thiel, M. Microplastics in the marine environment: A review of the methods used for identification and quantification. Environ Sci Technol. 46 (6), 3060-3075 (2012).
  49. Jia, W., et al. Automated identification and quantification of invisible microplastics in agricultural soils. Sci Total Environ. 844, 156853(2022).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים