הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

שיטות לאיתור שיעול ודלקת בדרכי הנשימה בעכברים

2K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/67122

⸱

2 באוגוסט 2024

 ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Respiratory Disease, Guangzhou Institute of Respiratory Health, The First Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University, 2Guangzhou National Laboratory

במאמר זה

סיכום

כאן, אנו מתארים את מדידת השיעול באמצעות מערכת פלטיסמוגרפיה לא פולשנית ובזמן אמת של כל הגוף (WBP) ואת ההליכים הנורמטיביים לקצירת דגימות רקמה של עכברים ומציגים כמה שיטות להערכת דלקת בדרכי הנשימה.

תקציר

שיעול כרוני, הנמשך למעלה מ-8 שבועות, הוא אחת התלונות השכיחות ביותר הדורשות טיפול רפואי, והחולים סובלים מנטל סוציו-אקונומי עצום ומירידה ניכרת באיכות החיים. מודלים של בעלי חיים יכולים לחקות את הפתופיזיולוגיה המורכבת של השיעול והם כלים חשובים לחקר שיעול. לגילוי רגישות לשיעול ודלקת בדרכי הנשימה יש משמעות רבה לחקר המנגנון הפתולוגי המורכב של שיעול. מאמר זה מתאר את מדידת השיעול באמצעות מערכת פלטיסמוגרפיה לא פולשנית ובזמן אמת של כל הגוף (WBP) ואת ההליכים הנורמטיביים לאיסוף דגימות רקמה (כולל דם, ריאות, טחול וקנה נשימה) של עכברים. הוא מציג מספר שיטות להערכת דלקת בדרכי הנשימה, כולל שינויים פתולוגיים במקטעי ריאות וקנה נשימה מוכתמים בהמטוקסילין ובאוזין (HE), ריכוז החלבון הכולל, ריכוז חומצת השתן ופעילות דהידרוגנאז לקטט (LDH) בסופרנאטנט של נוזל שטיפה ברונכואלבאולרי (BALF), ולויקוציטים וספירות תאים דיפרנציאליות של BALF. שיטות אלה ניתנות לשחזור ומשמשות כלים יקרי ערך לחקר הפתופיזיולוגיה המורכבת של שיעול.

מבוא

שיעול הוא התנהגות הגנה חשובה כדי לשמור על פטנט דרכי הנשימה ולהגן על הריאות מפני חומרים מזיקים פוטנציאליים. עם זאת, כאשר dysregulated, שיעול הופך למצב פתולוגי1. שיעול כרוני, המוגדר בדרך כלל כנמשך שמונה שבועות או יותר, הוא אחד הסימפטומים השכיחים ביותר הדורשים טיפול רפואי2. מכיוון ששיעול כרוני נמשך לעתים קרובות במשך שנים, החולים סובלים מנטל סוציו-אקונומי עצום ומירידה ניכרת באיכות החיים 3,4,5. שיעול כרוני נחשב לתסמונת רגישות יתר לשיעול ומאופיין בשיעול מטריד המופעל לעתים קרובות על ידי רמות נמוכות של חשיפה תרמית, מכנית או כימית6. המופע של רגישות יתר לשיעול קשור קשר הדוק לדלקת בדרכי הנשימה7. עם זאת, יש להבהיר עוד יותר את המנגנונים הפתופיזיולוגיים העומדים בבסיס אפנון הרגישות לשיעול.

מודלים של בעלי חיים יכולים לחקות את הפתופיזיולוגיה המורכבת של השיעול והם כלים חשובים לחקר שיעול 8,9. מחקרים קודמים מצאו כי זיהום ויראלי, החדרת אינטרפרון-γ תוך ריאתי (IFN-γ), זילוח הוושט של חומצה הידרוכלורית, חשיפה למזהמים, עשן סיגריות וחומצת לימון יכולים לגרום לשיעול בבעלי חיים 10,11,12,13,14,15,16,17. על מנת להעריך טוב יותר שיעול ודלקת בדרכי הנשימה, מודל עכבר של שיעול נקבע באמצעות מינון לא קטלני של וירוס H1N1 במחקר זה. לגילוי שיעול נקבעו באופן קליני כמה כלים למדידת שיעול, כולל שיטות סובייקטיביות ואובייקטיביות18. כלי ההערכה הסובייקטיבית להערכת חומרת השיעול כוללים בעיקר סולם אנלוגי חזותי, ציון שיעול, שאלוני איכות חיים וכו'19,20. עם זאת, הם לא צפויים לשמש להערכת שיעול אצל בעלי חיים. בנוסף, שיעול ניתן להעריך באופן אובייקטיבי באמצעות בדיקת אתגר שיעול וניטור תדירות שיעול. מבחן אתגר השיעול באמצעות מערכת פלטיסמוגרפיה של כל הגוף (WBP) היא שיטה אובייקטיבית הנמצאת בשימוש נרחב במחקרים בבעלי חיים כדי למדוד רגישות לשיעול ולחשוף את המנגנונים הבסיסיים של שיעול13,16. בהתבסס על המאפיינים הנוירו-אנטומיים של רפלקס השיעול, חומצה ציטרית, קפסאיצין, אדנוזין 5'-טריפוספט (ATP), אליל איזותיוציאנט (AITC), וברדיקנין מתווך דלקתי משמשים בדרך כלל כסוכנים הטוסיביים לגרימת שיעול21,22. חומצת לימון היא אחד החומרים המוקדמים והנפוצים ביותר המעוררים רפלקסים לשיעול, אשר אומת למדידת רגישות לשיעול. חוץ מזה, לאתגר חומצת הלימון יש בטיחות, היתכנות וסבילות טובות והוא מוצע להעריך רגישות לרפלקס שיעול בתגובה לטיפולים בשיעול23. לכן, מאמר זה יתאר את השיטה למדידת רגישות לשיעול בתגובה לחומצת לימון בעכברים באמצעות מערכת WBP לא פולשנית בזמן אמת.

המחקרים על הפתופיזיולוגיה של שיעול דורשים דגימות בדיקה, כולל דגימות מהדם, נוזל שטיפה ברונכואלבאולרי (BALF), ורקמות ריאה וקנה הנשימה כדי לאמת שינויים ברמות של גורמי מפתח24. כיום, חסרים נהלים נורמטיביים לקצירת דגימות רקמה של עכברים, ומחקרים קשורים משתמשים בגישות שונות המסבכות את הערכת דלקת דרכי הנשימה. שטיפת סימפונות היא שיטה חשובה להערכת דלקת בדרכי הנשימה במחלות נשימה25. שיטות שונות של שטיפה bronchoalveolar יוביל חוסר השוואה בין מחקרים קשורים. יתר על כן, שיטות שונות לשטיפת סימפונות משפיעות על תאים דלקתיים וציטוקינים דלקתיים ב- BALF. לכן, מאמר זה יתאר את הקמתו של מודל עכבר של שיעול עם מינון לא קטלני של וירוס H1N1, מדידת שיעול באמצעות מערכת WBP, ושיטת שטיפה סימפונות, בטוחה ומוצלחת מאוד של עכברים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל ההליכים אושרו על ידי הוועדה לטיפול ושימוש בבעלי חיים של האוניברסיטה הרפואית גואנגזו (20240248) ובוצעו בהתאמה קפדנית להנחיות שאושרו. במחקר זה נעשה שימוש בעכברי C57BL/6 ספציפיים לזכרים במשקל 20-25 גרם. כל העכברים שוכנו תחת טמפרטורה מבוקרת (22 ± 2 מעלות צלזיוס), לחות (50% ± 20%) ותאורה (6:30 בבוקר עד 18:30 בערב) בכלובים תחתונים מוצקים עם מזון ומים זמינים עד לליביטום. ציר הזמן של הפרוטוקול מוצג באיור 1.

1. הקמת מודל עכבר לשיעול

  1. השתמש בנגיף שפעת A/California/7/2009 (H1N1). לקבוע את המינון הקטלני של וירוס H1N1 בעכברים.
    1. בקצרה, להרדים עכברים (n = 10 לכל קבוצה) עם נתרן pentobarbital (80 מ"ג·kg-1) ולאחר מכן להדביק intranasally עם וירוס מדולל סדרתי פי 10.
    2. עקוב אחר המוות במשך תקופה של 15 ימים. חשב את המינון הקטלני החציוני (LD50) בשיטת ריד-מונץ'26.
  2. להדביק את העכבר עם וירוס H1N1.
    1. להמיס 0.8 x LD50 של וירוס H1N1 ב 50 μL של מלוחים חוצצים פוספט (PBS).
    2. מרדימים את העכברים עם נתרן pentobarbital (80 מ"ג·kg-1).
    3. כאשר העכברים היו מורדמים עמוק, הניחו את העכבר במצב שכיבה כאשר הנחיריים פונים כלפי מעלה.
    4. להחדיר 5-10 μL של תמיסת וירוס H1N1 או תמיסת PBS (כבקרה) תוך אפית לתוך נחיר אחד של עכברים באמצעות פיפטה (איור 2A).
    5. לאחר מכן, החזיקו את פיו של העכבר סגור עם האגודל כדי לגרום לאפו לשאוף חזק כך שתמיסת וירוס H1N1 בחלל האף תישאף לחלוטין לתוך הריאות (איור 2B).
    6. חזור על שלבים 1.2.4 ו- 1.2.5 בחלל האף השני של העכברים.
    7. כאשר כל וירוס H1N1 שהוכן בשלב 1.2.1 מוחדר דרך האף לריאות העכבר, הניחו אותו במצב שכיבה למנוחה (איור 2C).
  3. מדוד את הרגישות לשיעול של העכבר לאחר הקמת המודל באמצעות מערכת הפלטיסמוגרפיה של כל הגוף של Buxco Small Animal . ביום 21, intraperitoneally להרדים את העכבר עם נתרן pentobarbital (150 מ"ג·kg-1). לאסוף ולעבד רקמות דם, טחול, BALF, ריאות וקנה הנשימה (איור 1).

2. מדידת הרגישות לשיעול

  1. הכינו חומצת לימון (0.4 מ'): הכניסו 0.1537 מ"ג חומצת לימון לצינור צנטריפוגה בנפח 5 מ"ל והוסיפו מי מלח רגילים לנפח של 2 מ"ל.
  2. בדיקת מכשירים
    1. בדקו את הערוצים: חברו את תאי הפלטיסמוגרף של כל הגוף בהתאם להוראות היצרן ולחצו על כפתור הכיול – כפתור הכיול משתנה מכתום לירוק, מה שמעיד על כך שהכיול מוצלח (איור 3A).
    2. כיול הנבולייזר:
      1. לאחר חיבור נבולייזר, להוסיף 500 μL של מלוחים רגילים לתוך נבולייזר ולחץ על כפתור nebulization.
      2. כאשר הנוזל בנבולייזר מרוסס לחלוטין, לחץ שוב על לחצן הנבולייזר כדי לראות את עוצמת הנבולייזר, שהיא בדרך כלל כ- 0.3 מ"ל לדקה. לחץ שוב על לחצן הערפיליזציה כדי לקבל את צריכת החשמל הנוכחית של ערפיליזציה.
    3. לאחר בדיקת הערוצים, ודא שערך השגיאה נמוך מ- 0.5%.
  3. הגדרת פרמטרים
    1. לחצו על 'צור מחקר חדש', בחרו באפשרות 'שיעול ', בחרו 'עכבר במינים' ולחצו על 'הבא'.
    2. בחר את הפרמטרים של CCnt : הגדר את משך תקופת ההתאקלמות לדקה אחת, את זמן התגובה ל- 10 דקות, את נפח התרסיס ל- 1 מ"ל ואת משך האספקה ל- 10 דקות.
    3. הניחו עכבר מודע וחסר רסן בתאי פלסטיק בודדים שקופים לכל הגוף. הזן את מזהה המשקל והנושא של העכבר ולחץ על הבא.
    4. הוסיפו 1 מ"ל של תמיסת חומצת לימון (0.4 M) לנבולייזר וצפו בשינויים בזמן אמת ב-CCnt (איור 3B).
    5. לאחר שימוש מלא בחומצת לימון, לחץ על קובץ וסיים הפעלה כדי להשלים את הניסוי.

3. קצירת דם, טחול, BALF, ריאות ורקמות קנה הנשימה של עכברים (איור 4)

  1. לאסוף דם.
    1. לאחר זיהוי שיעול, להרדים את העכבר עם נתרן pentobarbital (150 מ"ג·kg-1) על ידי הזרקה intraperitoneal. לאסוף דם מהמסלולים של העכבר מורדם עמוק. יש לערבב 1 מ"ל דם ב-0.1 מ"ל של מאגר נוגד קרישה (9.9 מ"ג/מ"ל הפרין נתרן מומס ב-PBS) ב-4°C (איור 4A).
    2. נערו את צינור איסוף הדם כדי לערבב באופן מלא את הדם ואת נוגדי הקרישה כדי למנוע קרישת דם.
    3. צנטריפוגה הדם שנאסף ב 800 x גרם במשך 5 דקות ב 4 °C (75 °F). אספו את הסופרנאטנט, אחסנו אותו בטמפרטורה של -80°C (המשמש למדידת ציטוקינים), והשהו מחדש את הגלולה ב-1 מ"ל של תמיסת D-Hank. יש לפזר 10 μL של תרחיף תאי הדם על מגלשת הזכוכית כדי לקבוע את פרופילי התא.
  2. קוצרים את הטחול.
    1. פתחו את חזהו של העכבר, אספו את הדם ויצאו דרך העורק (איור 4B).
    2. הסר את האוריקל השמאלי ולאחר מכן נקב את מחזור הדם הריאתי והמערכתי עם 5 מ"ל של מי מלח רגילים (איור 4C, D). הוציאו את כל הטחול מהעכבר באמצעות מלקחיים כירורגיים (איור 4E).
    3. לאחר מדידת משקל הטחול, לחתוך אותו לשני חצאים. תקן את המחצית הראשונה עם 4% paraformaldehyde בטמפרטורת החדר (RT) לניתוח היסטופתולוגי. אחסנו את המחצית השנייה בטמפרטורה של -80°C למדידת ציטוקינים.
  3. שטיפה ברונכואלבאולרית
    1. הפוך את צינור שטיפה bronchoalveolar באמצעות pipet פסטר. מחממים את פיפטת פסטר באמצעות מנורת אלכוהול. כאשר הוא הופך רך, להאריך אותו כדי ליצור צינור דק. אורך צינור שטיפת bronchoalveolar הוא 5 ס"מ. הקוטר העליון הוא 5 מ"מ, והקוטר התחתון הוא 1 מ"מ (איור 5).
    2. לאיסוף BALF, יש להפריד את הריאה הימנית על ידי קשירה בסימפונות הראשיים הימניים. אספו את ה-BALF מהריאות השמאליות על ידי שטיפה שלוש פעמים עם 0.5 מ"ל של PBS מקורר מראש על קרח. יחס ההתאוששות של BALF הוא יותר מ-80% (איור 4F).
    3. צנטריפוגה BALF שנאסף ב 800 x גרם במשך 5 דקות ב 4 ° C. אספו את הסופרנאטנט ומדדו את ריכוז החלבון הכולל, ריכוז חומצת השתן, פעילות LDH וריכוזי הציטוקינים.
      הערה: הסמנים הדלקתיים, כולל ריכוז החלבון הכולל, ריכוז חומצת השתן ופעילות ה-LDH בסופרנטנט BALF, מזוהים באמצעות ערכת הבדיקה בהתאם להנחיות היצרן24.
    4. להשעות מחדש את הגלולה ב 200 μL של PBS, ולספור את leukocytes ב BALF בעזרת שקופית ספירה.
    5. כדי לקבוע פרופילי תאים על ידי ספירות דיפרנציאליות, מרחו 50 μL של תרחיף התא על מגלשות הזכוכית ואפשרו לו להתייבש.
    6. תקן את השקופית עם 4% paraformaldehyde במשך הלילה, ולאחר מכן הכתים עם hematoxylin-eosin (HE). לסווג לפחות 400 תאים לנויטרופילים, מקרופאגים, לימפוציטים או אאוזינופילים בכל שקופית.
  4. קצירת רקמות הריאה וקנה הנשימה לניתוח היסטופתולוגי
    1. לאחר איסוף BALF, יש להסיר ולתקן מחצית מהריאה הימנית (איור 4G) וקנה הנשימה (איור 4H) עם 4% פרפורמלדהיד ב-RT לצורך ניתוח היסטופתולוגי. אחסנו את החצי השני בטמפרטורה של -80°C עבור כתם מערבי, תגובת שרשרת כמותית בזמן אמת של פולימראז (qPCR) ובדיקת אימונוסורבנט מקושרת אנזים (ELISA).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

איור 6 מראה תמונות מייצגות של שינויים פתולוגיים בריאה מוכתמת ב-HE, קנה הנשימה (איור 6C,D) והטחול (איור 6E,F). זיהום בנגיף H1N1 גרם לשינויים דלקתיים בריאות עכברים, כולל בצקת ולימפוציטים רבים וחדירת נויטרופילים. זיהום בנגיף H1N1 גרם גם לשינויים דלקתיים בקנה הנשימה של עכברים, כולל השלת ריסונים וחדירת תאים דלקתיים (לימפוציטים רבים ומספר קטן של נויטרופילים)....

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

כמה שיעולים עקשנים כרוניים פוסט-זיהומיות הם מצבים נפוצים הקשורים לזיהום וירוס בדרכי הנשימה27. על מנת להעריך טוב יותר רגישות לשיעול ודלקת בדרכי הנשימה, נקבע מודל עכברי של שיעול באמצעות נגיף H1N1 במחקר זה. יש לבחור מודלים מתאימים לשיעול עכברים למחקרים אחרים בהתאם למטרת המחקר. רוב המחקרים הקודמים השתמשו בשרקן כמודל של בעלי חיים במחקרים מכניסטיים או בניסויים תרופתיים חדשים לשיעול 28,29,30. מחקרים אחרונים הציע...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי פרויקט תכנון המדע והטכנולוגיה של גואנגזו (202002030151), הפרויקט הגדול של המעבדה הלאומית של גואנגזו (GZNL2024A02001), והמענק של מעבדת המפתח הממלכתית למחלות נשימה (SKLRD-Z-202202).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
4% פרפורמלדהיד BiosharpBL539A
Buxco מערכת פלתיסמוגרפיה לכל הגוף של בעלי חיים קטנים DSI—
האנק' נטול סידן ומגנזיום s תמיסת מלח מאוזנתBeyotimeC0219
חומצת לימוןסיגמא-אולדריץ'C2404
המטוקסילין-אאוזיןBASO ביוטכנולוגיהBA-4098
הפרין נתרן Alfa AesarA16198
Influenza A/California/7/2009 (H1N1) וירוסATCCVR-1894
IsofluraneRWDR510-22
ערכת בדיקת לקטט דהידרוגנאזנאנג'ינג ג'יאנצ'נג המכון לביו-הנדסהA020-2-2
מי מלח רגיליםגואנגג'ואו Zhongbo ביוטכנולוגיה1234-1
פסטר פיפטNEST318415
פנטוברביטל נתרןMerckP3761
פוספט חוצץ מלח MeilunbioMA0015
ערכת בדיקת חלבון כוללתנאנג'ינג ג'יאנצ'נג המכון לביו-הנדסהA045-3
ערכת בדיקת חומצת שתןThermo Fisher ScientificA22181

מקורות

  1. Brooks, S. M. Perspective on the human cough reflex. Cough. 7, 10(2011).
  2. Lai, K., Long, L. Current status and future directions of chronic cough in china. Lung. 198 (1), 23-29 (2020).
  3. Zeiger, R. S., et al. Patient-reported burden of chronic cough in a managed care organization. J Allergy Clin Immunol Pract. 9 (4), 1624-1637.e10 (2021).
  4. Marchant, J. M., et al. What is the burden of chronic cough for families. Chest. 134 (2), 303-309 (2008).
  5. Chamberlain, S. A., et al. The impact of chronic cough: A cross-sectional european survey. Lung. 193 (3), 401-408 (2015).
  6. Morice, A. H., et al. Expert opinion on the cough hypersensitivity syndrome in respiratory medicine. Eur Respir J. 44 (5), 1132-1148 (2014).
  7. Chung, K. F., et al. Cough hypersensitivity and chronic cough. Nat Rev Dis Primers. 8 (1), 45(2022).
  8. Deng, Z., et al. Pulmonary IFN-γ causes lymphocytic inflammation and cough hypersensitivity by increasing the number of IFN-γ-secreting t lymphocytes. Allergy Asthma Immunol Res. 14 (6), 653-673 (2022).
  9. Hiramatsu, Y., et al. The mechanism of pertussis cough revealed by the mouse-coughing model. mBio. 13 (2), e0319721(2022).
  10. Lin, L., et al. The duration of cough in patients with H1N1 influenza. Clin Respir J. 11 (6), 733-738 (2017).
  11. Deng, Z., et al. IFN-γ enhances the cough reflex sensitivity via calcium influx in vagal sensory neurons. Am J Respir Crit Care Med. 198 (7), 868-879 (2018).
  12. Chen, Z., et al. Dorsal vagal complex modulates neurogenic airway inflammation in a guinea pig model with esophageal perfusion of HCl. Front Physiol. 5, 536(2018).
  13. Zhi, H., et al. Gabapentin alleviated the cough hypersensitivity and neurogenic inflammation in a guinea pig model with repeated intra-esophageal acid perfusion. Eur J Pharmacol. 959, 176078(2023).
  14. Fang, Z., et al. Traffic-related air pollution induces non-allergic eosinophilic airway inflammation and cough hypersensitivity in guinea-pigs. Clin Exp Allergy. 49 (3), 366-377 (2019).
  15. Xiang, J., et al. Fructus mume protects against cigarette smoke induced chronic cough guinea pig. J Med Food. 23 (2), 191-197 (2020).
  16. Chen, Z., et al. A descending pathway emanating from the periaqueductal gray mediates the development of cough-like hypersensitivity. iScience. 25 (1), 103641(2022).
  17. Chen, Z., et al. Glial activation and inflammation in the nts in a rat model after exposure to diesel exhaust particles. Environ Toxicol Pharmacol. 83, 103584(2021).
  18. Mai, Y., et al. Methods for assessing cough sensitivity. J Thorac Dis. 12 (9), 5224-5237 (2020).
  19. Lee, K. K., et al. A longitudinal assessment of acute cough. Am J Respir Crit Care Med. 187 (9), 991-997 (2013).
  20. Birring, S. S., et al. Development of a symptom specific health status measure for patients with chronic cough: Leicester cough questionnaire (LCQ). Thorax. 58 (4), 339-343 (2003).
  21. Mazzone, S. B., Farrell, M. J. Heterogeneity of cough neurobiology: Clinical implications. Pulm Pharmacol Ther. 55, 62-66 (2019).
  22. Morice, A. H., Kastelik, J. A., Thompson, R. Cough challenge in the assessment of cough reflex. Br J Clin Pharmacol. 52 (4), 365-375 (2001).
  23. Nurmi, H. M., Lätti, A. M., Brannan, J. D., Koskela, H. O. Comparison of mannitol and citric acid cough provocation tests. Respir Med. 158, 14-20 (2019).
  24. Ding, W., et al. Amg487 alleviates influenza a (H1N1) virus-induced pulmonary inflammation through decreasing IFN-γ-producing lymphocytes and IFN-γ concentrations. Br J Pharmacol. 181 (13), 2053-2069 (2024).
  25. Connett, G. J. Bronchoalveolar lavage. Paediatr Respir Rev. 1 (1), 52-56 (2000).
  26. Wu, X., et al. Correlation of adhesion molecules and non-typeable haemophilus influenzae growth in a mice coinfected model of acute inflammation. Microbes Infect. 23 (8), 104839(2021).
  27. Capristo, C., Rossi, G. A. Post-infectious persistent cough: Pathogenesis and therapeutic options. Minerva Pediatr. 69 (5), 444-452 (2017).
  28. Kollarik, M., Brozmanova, M. Cough and gastroesophageal reflux: Insights from animal models. Pulm Pharmacol Ther. 22 (2), 130-134 (2009).
  29. Driessen, A. K., et al. A role for neurokinin 1 receptor expressing neurons in the paratrigeminal nucleus in bradykinin-evoked cough in guinea-pigs. J Physiol. 598 (11), 2257-2275 (2020).
  30. Ruhl, C. R., et al. Mycobacterium tuberculosis sulfolipid-1 activates nociceptive neurons and induces cough. Cell. 181 (2), 293-305.e211 (2020).
  31. Chen, L., Lai, K., Lomask, J. M., Jiang, B., Zhong, N. Detection of mouse cough based on sound monitoring and respiratory airflow waveforms. PLoS One. 8 (3), e59263(2013).
  32. Wallace, E., Guiu Hernandez, E., Ang, A., Hiew, S., Macrae, P. A systematic review of methods of citric acid cough reflex testing. Pulm Pharmacol Ther. 58, 101827(2019).
  33. Ding, W., et al. Intrapulmonary ifn-γ instillation causes chronic lymphocytic inflammation in the spleen and lung through the CXCR3 pathway. Int Immunopharmacol. 122, 110675(2023).
  34. Liu, B., et al. Anti-IFN-γ therapy alleviates acute lung injury induced by severe influenza a (H1N1) pdm09 infection in mice. J Microbiol Immunol Infect. 54 (3), 396-403 (2021).
  35. Domagała-Kulawik, J. Bal in the diagnosis of smoking-related interstitial lung diseases: Review of literature and analysis of our experience. Diagn Cytopathol. 36 (12), 909-915 (2008).
  36. Miyata, Y., et al. The effect of bronchoconstriction by methacholine inhalation in a murine model of asthma. Int Arch Allergy Immunol. 181 (12), 897-907 (2020).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

שיעול כרוניזיהוי שיעולפלתיסמוגרפיה של הגוף כולושטיפת ברונכואלוולריתצביעת המטוקסילן-אוזיןספירת לוקוציטיםמדידת ציטוקינים בטחולמודל עכברים ל-H1N1היסטופתולוגיה של הריאה
שיטות לאיתור שיעול ודלקת בדרכי הנשימה בעכברים
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.