מאמר שיטה

הקמת מערכת זילוף ריאות ex vivo חדשה לריאות חולדות לאחר מוות במחזור הדם

1.6K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/67168

⸱

18 באוקטובר 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1China-Japan Friendship Institute of Clinical Medicine, 2Department of Thoracic Surgery, China-Japan Friendship Hospital, 3Department of Biochemistry and Molecular & Cellular Biology, Georgetown University School of Medicine

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

המטרה היא לפתח מודל חדש של זלוף ריאות ex vivo (EVLP) בחולדות שיכול לשמור על תפקוד ריאות עקבי במשך 4 שעות לאורך EVLP ולספק לתעשייה פרטי יישום שיציע שיטה יציבה ליישום EVLP על מודלים של מכרסמים.

תקציר

המחסור ההולך וגובר בריאות של תורמים להשתלה עורר עניין משמעותי בניצול איברים שנרכשו מתורמים לאחר מוות לבבי (DCD). עם זאת, נותר אתגר קריטי למקסם את מספר הריאות בנות קיימא העומדות בקריטריונים מחמירים לשימוש קליני. זלוף ריאות Ex vivo (EVLP) מתגלה כטכנולוגיה מבטיחה להערכה ושיפור פוטנציאלי של תפקוד הריאות שנתרמו. מאמר זה מתאר את הפיתוח של פלטפורמת ניסויים בבעלי חיים קטנים חסכונית וניתנת לשחזור שתוכננה במיוחד למחקר EVLP. פלטפורמה זו מציעה רמה גבוהה של התאמה אישית, המאפשרת לחוקרים להתאים פרמטרים ניסיוניים כדי לענות על שאלות מחקר ספציפיות בתחום EVLP. הצוות הקים מודל חולדות כדי לדמות DCD ויישם גישת שימור דו-שלבית. הריאות הועברו לאחסון קר סטטי באמצעות תמיסת פרפוזה בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס למשך 4 שעות, ואחריה EVLP נורמותרמי למשך 4 שעות נוספות. החוקרים העריכו פרמטרים שונים של תפקודי ריאות, כולל תנגודת כלי דם ריאתיים, היענות דינמית ריאתית, מדידות גזי דם של הפרפוזה ומוות של תאי אפופטוטי ברקמות הריאה. המחקר מדגים כי EVLP יכול לשפר משמעותית את הביצועים התפקודיים של ריאות DCD בהשוואה לאחסון קר פשוט ב-4 מעלות צלזיוס, מה שמצביע על כך של-EVLP יש פוטנציאל להפחית את הפגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה ולשפר את תפקוד השתל לאחר מוות במחזור הדם, ובכך להגדיל את מאגר הריאות הניתנות להשתלה.

מבוא

השתלת ריאות (LTx) נותרה הטיפול הסופי היחיד לחולים עם מחלת ריאות סופנית. הצלחת השתלת ריאות תלויה בזמינות של ריאות תורם איכותיות עם תפקוד נאות. עם זאת, רשימת המתנה הולכת וגדלה להשתלות ריאות צצה ברחבי העולם עקב מחסור קריטי ב-Puls Ungs1. חולים רבים ברשימת ההמתנה חווים ירידה בבריאותם או אפילו מוות בזמן ההמתנה לתורם מתאים לריאה בתוך מסגרת זמן סבירה2. לכן, חיוני להרחיב את מאגר השתלים הפוטנציאליים כדי לענות על הצרכים של חולים ברשימת ההמתנה להשתלה. תרומה לאחר מוות קרדיו-סירקולטורי (DCD)1,3 ו-ex vivo lung perfusion (EVLP)4,5 הן שתי אסטרטגיות מבטיחות להגדלת מספר הריאות הזמינות להשתלה. נכון לעכשיו, תרומה לאחר מוות מוחי (DBD)6 היא המקור העיקרי להשתלות ריאה. עם זאת, בשל המחסור הנוכחי בשתילים, DCD צובר תאוצה. שינוי זה מונע על ידי המגבלות של שתלי DBD, שבהם שינויים בזרימת הדם, אוורור מכני, זיהום ושאיפה עלולים לפגוע באיכות השתל. איכות השתל משפיעה ישירות על תוצאות המטופל ועל ההישרדות לטווח הארוך לאחר ההשתלה. תהליך זלוף הריאות ex vivo (EVLP) הגדיל למעשה את מספר השתלות הריאות הזמינות על ידי הערכה מחדש של שתלי ריאות מתורמים לאחר מוות לבבי (DCD), וכתוצאה מכך תוצאות דומות הן בטווח הקצר והן ב<טווח הארוך class="xref">7,8. מטרת מחקר זה הייתה לפתח מערכת זלוף ריאות חוץ-גופית בחולדות עם ריאות מתות מחזוריות ולהעריך במדויק את תורמי DCD. כדי להפחית את הסבירות לתפקוד לקוי של השתל הראשוני (PGD), ניתן למזער את הנזק לתורמי DCD class9 על ידי שימוש באבחון מולקולרי10 ושימוש בטיפולים ממוקדים מיוחדים.

EVLP היא טכניקה המשכפלת את הסביבה הטבעית של הריאות מחוץ לגוף, ושומרת על טמפרטורה פיזיולוגית תקינה. הוא מאפשר ניטור והערכה רציפים של הריאות11,12, מאריך את זמן השימור של השתלות13, ומשתמש בזלוף חיצוני, אוורור ותרופות כדי לשפר את איכות הריאות השוליות, מה שהופך אותן למתאימות להשתלה14. השימוש המוצלח הראשון בריאות של תורם שולי להשתלת ריאות באמצעות EVLP דווח על ידי Steen et al. בשנת 200715. מאז, השימוש בטכנולוגיית EVLP השתלב בהדרגה בפרקטיקה הקלינית16,17. לאחר מכן צוות טורונטו התאים את גישת EVLP על ידי שימוש באוורור בנפח גאות נמוך וקצבי זרימה נמוכים בשילוב עם אסטרטגיית הגנת הריאות האידיאלית של משאבה צנטריפוגלית; זה הביא לזלוף קבוע למשך 12 שעות18.

EVLP מציע מספר יתרונות, כולל הפחתת הסיכון לכשל ראשוני בשתל, מזעור בצקת ריאות, הפחתת דלקת הקשורה למוות מוחי, הכנת המערכת החיסונית של המושתל להשתלה ומניעת זיהומי ריאות, אספירציה, תסחיף ריאתי ופגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה14,19,20. בעוד ש-EVLP מציע יתרונות משמעותיים, יש צורך בשיטות משופרות לשיפור איכות השתל.

נכון לעכשיו, אין הסכמה לגבי ההגדרות הספציפיות לזלוף ואוורור בפלטפורמת EVLP של חולדות. Ohsumi et al.21 פיתחו מודל חדש כדי לחקור כיצד ריאות תורמות שעברו תקופות ארוכות של איסכמיה קרה (CIT) יכולות לשמור על תפקוד הריאות שלהן במהלך תהליך זלוף הריאות ex vivo (EVLP) ולאחר ההשתלה. ברמה הבינלאומית, נעשו מספר מאמצים ליצור מודלים של זלוף ריאות ex vivo (EVLP) 22,23,24,25,26,27 על מנת להשיג זלוף אמין ומדויק יותר. לכן, חיוני לפתח מערכת EVLP חסכונית, ניתנת לשחזור ומבוקרת היטב של בעלי חיים קטנים כדי להקל על מחקר נוסף בתחום זה. מערכות EVLP קיימות לבעלי חיים קטנים הן לרוב יקרות ויש להן גמישות מוגבלת מבחינת שינוי תנאי ההפעלה לצרכי מחקר שונים. מאמר זה מציע תכנון מערכת EVLP חסכוני וניתן להתאמה. יתר על כן, הוא מספק הסבר מפורט על השלבים הטכניים והכירורגיים הנדרשים ליישומו. השתמשנו במודל המשתמש בחולדות מתות בדום מחזור הדם כדי להוכיח ש-EVLP משפר את איכות ריאות ה-DCD, ובכך מגדיל את מאגר תורמי הריאות הברי קיימא להשתלה. אנו שואפים לחלוק את הניסיון המוצלח שלנו כדי לסייע לחוקרים אחרים בהקמת פלטפורמת EVLP זמינה עבור בעלי חיים קטנים לאחר מוות לבבי.

פרוטוקול

חיות הניסוי היו חולדות זכרות SD במשקל 250-400 גרם. החולדות שוכנו בתנאי ניסוי סטנדרטיים בטמפרטורה של 18-22 מעלות צלזיוס עם מחזור מבוקר של 12 שעות אור-חושך והייתה להם גישה חופשית למזון ומים. הוועדה לטיפול ושימוש בבעלי חיים של המכון למחקר קליני של בית החולים לידידות סין-יפן אישרה את הניסויים בבעלי חיים וביצעה אותם בהתאם להנחיות. כל הניתוחים בוצעו בהרדמה כללית. איור 1 מציג תרשים סכמטי ותמונה ממשית של מערכת EVLP לעיון. היצרן והדגם הספציפיים של כל המכשירים והציוד המשמשים מפורטים בטבלת החומרים

1. בניית מכשירים

הערה: פלסטיק מודפס בתלת מימד נראה כבחירה מבטיחה עבור המכשיר. עם זאת, על סמך הניסיון המוגבל שלנו, קשה לווסת את הכוח בעת קשירת קשרים בחומרים פלסטיים; מעט מדי כוח עלול לגרום לצינור להחליק, וכוח רב מדי עלול לחסום את צינור הפלסטיק. צינורות קשיחים ממתכת נמנעים מבעיות אלה ועמידים יחסית, ולכן משתמשים בהם כאן.

  1. חבר את המודול לצינור הפלסטיק והשתמש במעמד מסגרת ברזל ובפלטפורמת הרמה מתכווננת כדי למקם את כל החלקים בגובה המתאים. הוסף 150 מ"ל זלוף למיכל אחסון הנוזלים, פתח את המשאבה הפריסטלטית והגדר את קצב הזרימה ל-20 מ"ל/דקה כדי לגרום לזלוף למלא את הצינור.
  2. 1.2טוחנים חריץ עגול לאינטובציה אנדוטרכיאלית. הכינו תערובת גז המכילה 8% O2, 6% CO2 ו-86% N2 כגז היפוקסי. העבירו גז היפוקסי לתוך הזלוף דרך ריאת הממברנה המלאכותית. יש לאוורר עם חמצן טהור במשך 5 דקות לפני מדידת גזי הדם.
  3. הכינו את עורק הריאה ואת צינוריות הפרוזדורים מצינורות נירוסטה חלולים 304 המעוקלים כך שיתאימו לאנטומיה של חולדות (<מחלקה חזקה = "xfig">איור 2A). טוחנים חריץ עגול לאינטובציה של העורקים. צור חור בקצה הדיסטלי של דופן צינורית הפרוזדורים ולטש את החריץ הטבעתי על הקיר החיצוני (<מחלקה חזקה = "xfig">איור 2C). הגדר מכשיר פליטה לפני הצינור לתוך צינור הזלוף של עורק הריאה.
  4. חבר שסתום תלת כיווני למערכת הזרימה החיצונית של אמבט המים ולווסת את טמפרטורת המאגר, תא האיברים ועורק הריאה. צמצם את אורך צינור חיבור האמבטיה שאינו מים ושלוט בשגיאת הטמפרטורה בכל נקודות המכשיר בטווח של ± 0.2 מעלות צלזיוס. הטמפרטורה הרצויה לתכנון המחקר היא 37 מעלות צלזיוס.
  5. מלאו את קו ניטור הלחץ במי מלח והתאימו את מכשיר ניטור הלחץ לגובה הריאה של התורם. פתח את השסתום כדי לחבר את קו ניטור הלחץ עם עורק הריאה וקו הזלוף הוורידי, הפעל את אספן הנתונים והגדר אפס. עקוב אחר לחץ הזלוף העורקי ולחץ ההחזרה הוורידי בזמן אמת.

2. הרדמת חולדות

  1. ללבוש ציוד מגן אישי: מסכות כירורגיות, כפפות וסרבל חד פעמי לפני הטיפול בחולדות ורקמות חולדות.
  2. שקלו את החולדות ורשמו את משקלן. מלאו מזרק ב-1000 יחידות לק"ג הפרין והזריקו אותו לווריד הזנב בעזרת מחט.
  3. הניחו את החולדות בתא אינדוקציה סגור והרדימו אותן בגז איזופלורן 3%. מהדקים את אצבעות הרגליים של החולדות; אם אין תגובה, זה מצביע על כך שהחולדות הגיעו לעומק ההרדמה הרצוי. אחרת, המשך להגדיל את זמן ההרדמה. יש למרוח משחת עיניים סטרילית למניעת יובש בעיניים.
  4. הכן תפרים מרובים (3-0 או 4-0). העבירו את החולדות לשולחן הניתוחים, הניחו אותן בשכיבה, אבטחו אותן בתפרים וחיטאו אותן בתרסיס אלכוהול.

3. רכש ריאות מתורם

  1. הנח את ראש החולדה במסכת ההרדמה ושמור על ההרדמה על ידי אספקת אוויר המכיל 1.5% איזופלורן. מהדקים את אצבעות הרגליים של החולדות; אם אין תגובה, זה מצביע על כך שהחולדות הגיעו לעומק ההרדמה הרצוי.
  2. בצע חתך אורכי של 2-3 ס"מ עם מספריים כירורגיים של מכרסמים לאורך קו האמצע של הצוואר מול קנה הנשימה, חתוך את העור, נתח את רקמת השריר מול קנה הנשימה וחשוף את קנה הנשימה במלואו.
  3. שחרר את החלל מאחורי קנה הנשימה, העביר דרכו תפר 3-0 וקשר קשר רופף לשימוש מאוחר יותר. בצע חתך בצורת V 0.5 ס"מ עם מספריים כירורגיים של מכרסמים מעל הקשר בקנה הנשימה, הכנס צינור קנה הנשימה (14G) לקנה הנשימה, הדק את קשר התפר ואבטח את צינור קנה הנשימה (איור 3A).
  4. חבר את צינור קנה הנשימה למכונת ההנשמה, הפעל אותו והתחל לאוורר את הריאות.
  5. עקוב ורשום סימנים חיוניים לעתים קרובות כדי להבטיח הרדמה ושינויים בסימנים החיוניים עד לאישור המוות.
  6. התחל תמרוני גיוס ריאות, הפעל מחדש אוורור מכני במצב מבוקר לחץ ואוורור למשך 5 דקות. השתמש בפרמטרים הבאים: PEEP 3 cmH2O, השראתי: יחס נשיפה (I:E) 1:2, קצב נשימה 40 נשימות לדקה, ו-FiO2 0.5.
  7. מהדקים את קנה הנשימה ומאפשרים לריאות לעבור שעה אחת של זמן איסכמי חם (WIT). לאחר תקופת ה-WIT, חלץ את הריאות כמתואר להלן וחלק אותן באופן אקראי לשלוש קבוצות: (1) קציר ריאות ישיר, (2) שימור סטטי קר (CS) 4 שעות, ו-(3) הערכת EVLP של 4 שעות.
  8. לקצירת ריאות ישירה, דגמו את ריאות התורם שהתקבלו ללא כל טיפול לבדיקות שונות. לשימור סטטי קר (CS) למשך 4 שעות, אחסן את ריאות התורם בשימור סטטי קר במקרר בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס למשך 4 שעות ולאחר מכן דגימה לזיהוי. הערכת EVLP של 4 שעות. להערכת EVLP של 4 שעות, בצע את שלב 5.
  9. כוונן את שולחן הניתוחים למצב נוטה של 45 מעלות בגובה הראש וברגליים נמוכות.
  10. הסר את השיער בעזרת מכונת גילוח מאמצע החזה והבטן של החולדה, חטא אותו ביוד פי 3 ועטוף אותו במגבת כירורגית.
  11. בצע חתך אורכי של 6-7 ס"מ לאורך קו האמצע של הבטן בעזרת מספריים כירורגיים של מכרסמים, חתוך את העור, פתח את דופן הבטן לחלל הבטן וחשוף את איברי הבטן. השתמש בצמר גפן כדי לדחוף בעדינות את המעיים לצד ימין של חלל הבטן כדי לחשוף את הווריד הנבוב התחתון מאחוריהם.
  12. בעזרת מזרק, הזרקו תמיסה של 1000 יחידות לק"ג הפרין לתוך הווריד הנבוב התחתון. המתן 5 דקות כדי להבטיח הפריניזציה מספקת של הדם. הפרין מונע היווצרות מיקרוטרומבי בעורק הריאה.
  13. חותכים את הווריד הנבוב התחתון של החולדה במספריים, ומוציאים אותה. התחל אוורור מכני של הריאות עם הגדרות ההנשמה הראשוניות בנפח גאות של 3 מ"ל/ק"ג, לחץ נשיפה חיובי (PEEP) של 2 סמ"ש2O, קצב נשימה של 60 נשימות לדקה ויחס I:E של 1:2.
  14. השתמש במלקחיים כדי להרים את תהליך ה-xiphoid; בצע חתך אורכי לאורך עצם החזה מלמטה למעלה. השתמש במפזר צלעות כדי לחשוף את חלל החזה. הסר את רקמת התימוס כדי לחשוף את הלב ואת כלי הדם העיקריים שמתחתיו.
    הערה: ריאות חולדה שבירות; הימנע מלגעת בהם או באיברי בטן עם מכשירים מתכתיים. לקבלת ראות טובה יותר, דחוף בעדינות את הריאות הצידה בעזרת צמר גפן.
  15. שחררו את אבי העורקים של החולדה ואת החלל שמאחורי עורק הריאה, העבירו דרכו תפר 3-0 וקשרו קשר רופף לשימוש מאוחר יותר.
  16. בצע חתך בצורת V של 2-3 מ"מ על המשטח הקדמי של דרכי היציאה של החדר הימני, הכנס צינורית עורק ריאתי לעורק הריאה דרך החתך, והדק את התפר הקשור מראש כדי לאבטח את הצינורית (<מחלקה חזקה = "xfig">איור 3B).
  17. חותכים את קצה לב החולדה, מכניסים מלקחיים המוסטטיים לחדר השמאלי, משבשים את השסתומים בין החדר השמאלי לאטריום השמאלי ומוודאים שדרכי היציאה של הפרוזדורים השמאלי נקיים.
  18. חבר את צינורית עורק הריאה למעגל הזלוף ושטוף את שאריות הדם בקצב של 0.6-1 מ"ל לדקה באמצעות 15 מ"ל של תמיסה דלת אשלגן. יש לשטוף עד שהריאות הופכות לבנות או עד שנוזל הזלוף היוצא מהחדר השמאלי הופך ללבן.
  19. הניחו תפר מאחורי הלב והקיפו את החדר; הכניסו את צינורית החדר השמאלי דרך החתך בחדר השמאלי; והדקו את התפר הקשור מראש כדי לאבטח את הצינורית (<מחלקה חזקה="xfig">איור 3C).
  20. חתכו את קנה הנשימה מעל צינור קנה הנשימה, הרימו את קנה הנשימה והשתמשו במספריים כדי להפריד את רקמת החיבור מאחורי קנה הנשימה כלפי מטה עד לגובה הסרעפת.
  21. חתכו את הווריד הנבוב התחתון ואת עורק הריאה הראשי מעל הסרעפת; הסירו את הלב והריאות (<מחלקה חזקה = "xfig">איור 3D).
  22. כדי לשמור על הריאות מנופחות, מהדקים מיד את השליש התחתון של קנה הנשימה בסוף השאיפה, אוספים את הלב והריאות ומניחים אותם בתמיסת אשלגן נמוכה לשימור.
  23. מקם את הלב והריאות במיקום המיועד של מעגל EVLP וחבר את צינורית החדר השמאלי למעגל הזלוף (<מחלקה חזקה = "xfig">איור 4A).

4. אתחול מערכת זלוף הריאות ex vivo

  1. הרכיבו את מעגל ה-EVLP: חברו את הצינור, המחמצן, המאגר, המשאבה הפריסטלטית ותא האיברים.
  2. מלאו את מעגל ה-EVLP ב-120 מ"ל של תמיסת תיקון זלוף ריאות שיש בה 1000 יחידות נתרן הפרין, 50 מ"ג צפורזון ו-50 מ"ג מתילפרדניזולון לפני הזילוף. היפטר מכל בועות אוויר בצינור כדי להשתמש במכשיר הפליטה בקצה הזלוף של עורק הריאה.
  3. הגדר את אמבט המים לטמפרטורת החדר והתחל להזרים מים חמים כדי לחמם את כל מעגל ה-EVLP.
  4. פתח את תוכנית איסוף הנתונים של המחשב וחבר את חיישן לחץ עורק הריאה, חיישן משקל הריאה, חיישן מהירות המשאבה וחיישן הטמפרטורה למעגל EVLP ולמקליט.
  5. מלאו את צינור ניטור לחץ הדם במי מלח רגילים, התאימו את גובה השולחן כך שיתאים לגובה הריאה המסופקת, חברו את צינור ניטור הלחץ לעורק הריאה ולצינורות הזלוף הוורידיים, פתחו את השסתום, הפעל את אספן הנתונים ואפס את המערכת.
  6. פתח את שסתום הגז ההיפוקסי, העביר גז היפוקסי דרך ריאת הממברנה למשך 10 דקות עד שתמיסת הזלוף מגיעה למצב היפוקסי יציב, סגור את שסתום הגז והשהה את המשאבה הפריסטלטית, ממתין להגעת הריאה התורמת לזלוף ריאות ex vivo.
  7. הכן את שולחן הניתוחים ומכשירי הניתוח ליד פלטפורמת EVLP של בעלי חיים קטנים ועקר אותם מראש עם עיקור קיטור בלחץ גבוה.

5. זלוף ריאות ex vivo

  1. מלאו את מלכודת הבועות בכמות מספקת של תמיסת זלוף כדי למנוע כניסת בועות לריאות (הגורמות לתסחיף אוויר).
  2. הנח את יחידת הלב-ריאה בתא האיברים, חבר אותה למכשיר EVLP, הפעל את מכונת ההנשמה והמשאבה הפריסטלטית והתחל זלוף EVLP (<מחלקה חזקה = "xfig">איור 4B).
  3. התחל זלוף ב-20% מקצב זרימת היעד; הגדל בהדרגה את קצב הזרימה לקצב זרימת היעד תוך שעה; חשב את קצב זרימת היעד כ-20% מתפוקת הלב (75 מ"ל/דקה/250 גרם משקל תורם).
  4. הגדר את מחליף החום ל-40 מעלות צלזיוס כדי לשמור על טמפרטורת ריאות של 37.5 מעלות צלזיוס. תוך 20 דקות, הטמפרטורה של תמיסת הזלוף עולה מ-25 מעלות צלזיוס ל-37 מעלות צלזיוס.
  5. הסר את האנדוטרכיאלי clamp 20 דקות לאחר תחילת הזלוף. התחל הנשמה מכנית עם קצב נשימה (RR) של 60 פעימות לדקה, לחץ נשיפה חיובי (PEEP) של 3 סמ"ק2O, ונפח גאות ראשוני (VT) של 4 מ"ל/ק"ג, ולהגיע לנפח גאות מרבי של 6 מ"ל/ק"ג תוך 10 דקות.
  6. התחל את זרימת הגז ההיפוקסי (8% CO2, 6% O2 ו-86% N2) כדי לשמור על תמיסת הזלוף PCO2 הנכנסת לעורק הריאה בין 35 ל-45 מ"מ כספית בו זמנית במהלך האוורור.
  7. עקוב אחר קצב זרימת תמיסת הזלוף, הלחץ העורקי, לחץ השיא של דרכי הנשימה ופרמטרי תפקוד הריאות באופן קבוע במהלך הזלוף.

תוצאות

הערכה של מספר התאים האפופטוטיים שזוהו באמצעות צביעת TUNEL, רמות של סממנים דלקתיים (שזוהו בפרפוזאט באמצעות ערכת הבדיקה QAH-INF-1), והמראה הפיזי הכללי (צביעה בהמטוקסילין ואוזין (H&E))&)) של ריאות תורם פועמות בכל הקבוצות נחוץ כדי לקבוע עד כמה ה-EVLP שימרה ריאות תורמי DCD. כל ריאות תורמי ה-DCD עברו 4 שעות של פרפוזיה. ברוב הריאות נצפתה צמיגות (compliance) יציבה, עם ירידה הדרגתית שנצפתה לאורך תקופת 4 השעות. (איור 5B)לא נמצאו הבדלים משמעותיים בהתנגדות וסקולרית ובמפלס חממצון של השתמרים הריאתיים בקרב ריאות תורמי DCD. (איור 5A,)גרמות הגלוקוז בנוזל הפרפוזיה ירדו עם הזמן, ולא נצפו הבדלים משמעותיים בין חולדות בודדות (איור 5D)רמות האלקטרוליטים בפרפוזאט נותרו דומות בין הקבוצות (איור 5E-F).

צביעת TUNEL בוצעה באמצעות טכניקת סימון קצוות של חריצים באמצעות terminal deoxynucleotidyl transferase dUTP (שיטת TUNEL), תוך שימוש בערכה לזיהוי אפופטוזיס, בהתאם להוראות היצרן לזיהוי גרעינים אפופטוטיים. צביעת TUNEL שימשה לכימות אפופטוזיס (מוות תאי מתוכנן) של תאי אפיתל אלביולריים בריאות מתורמי DCD תחת תנאי שימור שונים. ניתוח עיוור של מספר התאים האפופטוטיים העלה מספר גבוה באופן מובהק של תאים חיוביים בקבוצת התורמים בהשוואה לקבוצות אחרות. בנוסף, קבוצת השימור בקירור הראתה מספר גבוה יותר של תאים חיוביים בהשוואה לריאות תורמי DCD שעברו פירפוז באמצעות EVLP. (איור 6)חמישה משתנים בלתי תלויים שימשו לדירוג של חתכים פתולוגיים שנצבעו ב-H&E.&E: 1) זרימה של תאים דלקתיים לחלל הנאולבולי, 2) עיבוי של מחיצות הנאולבולי, 3) דימום תוך-ונอก-נאולבולי, 4) בצקת תוך-נאולבולית, ו-5) היווצרות ממברנה היאלינית. המשתנים דורגו על סולם של 0-4: 0 = שלילי, 1 = קל, 2 = בינוני, 3 = גבוה ו-4 = חמור. סכום המשתנים המדורגים הניב את ציוני הפגיעה הכללית בריאה. ציון הפגיעה בריאה נמוך באופן מובהק בקבוצת ה-EVLP מאשר בקבוצת השימור הסטטי הקר ובקבוצת הביקורת. (איור 7A)ניתן להבחין בעבוי דופן הנאולווסים (Alveolar wall thickening) ובדימום נאולוולרי בקבוצת השימור הסטטי בקור למשך 4 שעות (איור 7B). המבנה האלבאולרי התקין נשמר בקבוצת ה-EVLP (איור 7C).

הגדרת מעקף לב-ריאה, חמצון ממברנלי, תרשים סכמטי, שיטה ניסיונית.
איור 1: תרשים ותצלום של מעגל פרפוזיית ריאה ex vivo (EVLP) בבעלי חיים קטנים. האותיות בתרשים תואמות לאותיות בתצלום כדי לתאר את תפקידו של כל רכיב. אנא לחצו כאן להצגת גרסה גדולה יותר של איור זה.

רכיבי מערכת כרומטוגרפיה; תרשים של מחברים מתכתיים, חיבורים וחלקי צינוריות.
איור 2: קניולות בהתאמה אישית. (A) קניולה לעורק הריאתי. (B) קניולה לקנה הנשימה. (C) קניולה לעליה השמאלית. (D) סט קניולות לפרפוזיה של ריאות חולדה ex vivo. אנא לחצו כאן כדי להציג גרסה מורחבת של איור זה.

דיאגרמה של הליך כירורגי במכרסמים המציגה את השלבים בדיסקציה קרדיווסקולרית וחשיפת איברים.
איור 3: בידוד ריאות חולדה. (A) קנולת הקנה ממוקמת במקומה ומקובעת באמצעות תפר משי. (B) העורק הריאתי קנולされます ונקשר באמצעות תפר המשי שהוצב קודם לכן. (C) קנולת העלייה השמאלית מקובעת באמצעות תפר משי. (D) רקמת החיבור מופרדת בדיסקציה קהה כדי להוציא את בלוק הלב-ריאה. אנא לחצו כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

הסדרת ניסוי פרפוזיה של איבר; A: חיבורי צינורות, B: איבר בתא שימור למחקר.
איור 4: מערך פרפוזיה ריאתית בחולדה. (A) בלוק הלב-ריאה מונח במעגל פרפוזיה של הריאה ex vivo. (B) ריאה המאווררת ומקבלת פרפוזיה כראוי, מחוברת למעגל ה-EVLP. אנא לחצו כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של איור זה.

גרפים של פרמטרים פיזיולוגיים לאורך זמן: PaO2/FiO2, CDyn, PVR, גלוקוז, נתרן, אשלגן.
איור 5: תפקוד הריאות במהלך פרוטוקול EVLP בחולדה. (A-F) תפקוד הריאות ואנליזת גזים בדם של ריאות תורם שעברו EVLP לאחר חשיפה לזמן איסכמיה חמה (WIT) של 1 h. (A) מדד חמצון ריאתי. (B) ציות ריאתי דינמי (Cdyn). (C) התנגדות כלי דם ריאתיים (PVR). (D) רמת הגלוקוז בתמיסת הפרפוזיה 4 h לאחר EVLP. (E) רמת הנתרן בתמיסת הפרפוזיה 4 h לאחר EVLP. (F) רמת האשלגן בתמיסת הפרפוזיה 4 h לאחר EVLP. פסי השגיאה מציינים סטיית תקן. אנא לחצו כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של איור זה.

דיאגרמת בדיקת TUNEL עם צביעת DAPI, המשווה בין תנאי DCD, DCD+COLD ו-DCD+EVLP.
איור 6: תמונות מייצגות של בדיקת TUNEL במקרים שונים. תאים חיוביים ל-TUNEL: פלואורסצנציה ירוקה מראה תאים אפופטוטיים, DAPI: פלואורסצנציה כחולה מייצגת את הגרעין, Merge: כל התאים, כולל תאים העוברים מוות תאי מתוכנן (אפופטוזה); DCD מתייחס לקבוצת השברת ריאות ישירה. DCD+COLD מתייחס לקבוצת שימור סטטי קר למשך 4 h. DCD+EVLP מתייחס לקבוצת פרפוזיית ריאות ex vivo (EVLP) למשך 4 h. אנא לחצו כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

גרף עמודי של מדד פגיעה בריאות ואנליזה היסטולוגית של רקמת ריאה, תצוגת תוצאות ניסוייות.
איור 7: מדד פגיעה בריאות וממצאים היסטולוגיים. (A) מדד הפגיעה בריאה בקבוצת הביקורת, בקבוצת SCS ובקבוצת EVLP (*, p <0.05). (B) חתכים נבחרים צבועים בהמטוקסילין ואוזין (H&E) מתורמים שעברו שימור סטטי קר (SCS). החץ השחור מצביע על קרע באפית הנימיים הריאתיים, והחצים הכחולים מצביעים על עיבוי של דפנות הנאדיים. (C) חתכים נבחרים צבועים ב-H&E מתורמי EVLP. החץ האדום מצביע על חדירה של תאי דלקת. (D) חתכים נבחרים צבועים ב-H&E מתורמים שנסמכו ישירות (ביקורת). החצים השחורים מצביעים על קרע ודימום של אפית הנימיים הריאתיים. פסי השגיאה מציינים סטיית תקן, ניתוח מובהקות בוצע באמצעות ניתוח שונות חד-כיווני (ANOVA). אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה מוגדלת של איור זה.

דיון

מחקר זה מציג עיצוב חסכוני ומודולרי עבור פלטפורמת EVLP של בעלי חיים קטנים ואימות היעילות של פלטפורמה זו במודל חולדות של DCD. הממצאים מצביעים על כך ש-EVLP יכול לשפר משמעותית את איכות הריאות מתורמים שנפטרו, ובכך להרחיב את מאגר התורמים הפוטנציאליים להשתלת ריאות. המחסור בריאות של תורמים להשתלה נותר אתגר קריטי. כדי לטפל בבעיה זו, כמה מדינות החלו ליישם תוכניות DCD28. גישה זו מציעה אסטרטגיה רבת ערך להגדלת מספר השתלות האיברים הקיימות. יש לציין כי מחקרים רבים הראו כי שיעורי ההישרדות לטווח ארוך לאחר השתלת כבד באמצעות איברי DCD דומים לאלו המשתמשים באיברים מ-DBD29,30. עם זאת, השימוש בריאות מתורמי DCD נותר מוגבל בשל הנזק הנרחב שנגרם על ידי איסכמיהממושכת 31. הערכה וניצול יעילים של משאבי הריאות המוגבלים המתקבלים מתורמי DCD טומנים בחובם פוטנציאל עצום להקל על המחסור בריאות הניתנות להשתלה. EVLP היא טכניקה מבטיחה שיכולה לשפר את איכות הריאות ולהאריך את זמן השימור שלהן לפני ההשתלה. כדי לאמת את היעילות של EVLP בהשוואה לאחסון קר ב-4 מעלות צלזיוס, השתמשנו במודל חולדות של מוות במחזור הדם. אנו משערים שטכניקת הזלוף שלנו יכולה להפחית את הנזק שנגרם על ידי פגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה ולשפר את תפקוד הריאות לאחר מוות במחזור הדם. תוצאות הניסוי שלנו עולות בקנה אחד עם הממצאים האחרונים שדווחו על ידי Wang et al.32 ו-Hasenauer et al.33.

שמירה על טמפרטורה עקבית בכל מעגל הזלוף היא חיונית לתפקוד EVLP אופטימלי. עם זאת, מערכות EVLP קיימות רבות חסרות מנגנוני בקרת טמפרטורה אמינים וניתנים להתאמה. מערכות חילופי חום בודדות דורשות לעתים קרובות התאמות המשנות את הטמפרטורה במקומות ספציפיים. תנודה זו בטמפרטורה עלולה להשפיע על הרכב נוזל הזילוף, לשבש את מדידות מדד החמצון, ובסופו של דבר לפגוע בדיוק תוצאות הניסוי. על מנת להתגבר על קושי זה, נוצרה מערכת EVLP וצוידה בשלושה מחליפי חום נפרדים לאמבטיית מים שהוצבו במאגר, באזורי הזלוף של עורק הריאה ובתא האיברים. בנוסף, המערכת משתמשת בצנרת מינימלית כדי למזער את אובדן החום ולהבטיח בקרת טמפרטורה מדויקת בטווח של 4-40 מעלות צלזיוס. תצורה זו מאפשרת בקרת טמפרטורה מדויקת ביותר, כאשר הטמפרטורות הנמדדות בכל קטע מעגל חורגות לא יותר מ-±-0.2 מעלות צלזיוס מנקודת ההגדרה. העיצוב עומד ביעילות בדרישות בקרת הטמפרטורה המחמירות עבור ניסויי EVLP.

מודלים של בעלי חיים קטנים, בשל איבריהם הקטנים יותר, רגישים במיוחד לבצקת ריאות ואטלקטזיס34. סיבוכים אלה מעכבים באופן משמעותי ביצוע ניסויי זלוף ממושכים. כדי להתמודד עם אתגר זה ולהבטיח הגנה אופטימלית על הריאות במהלך הזלוף, אימצנו את גישת טורונטו, תקן הזהב הנוכחי בפרקטיקה הקלינית. שיטה זו כוללת עלייה הדרגתית הן בקצב זרימת הפרפוזה והן באוורור על פני מסגרת זמן מוגדרת35. הזלוף התחיל ב-10% מקצב זרימת היעד (20% מתפוקת הלב = 75 מ"ל/דקה/250 גרם משקל תורם) ועלה בהדרגה במשך שעה. באופן דומה, האוורור החל בקצב נמוך (4 מ"ל/ק"ג), ונפח הגאות הוגדל בהדרגה למקסימום של 6 מ"ל/ק"ג במשך 10 דקות. המחקר גם מדגיש את היתרונות של הוספת אלבומין בסרום בקר (BSA) לפרפוסט. תוסף BSA מעלה את הלחץ האוסמוטי הקולואידי, ובכך מפחית בצקת רקמות36. ב-EVLP של בעלי חיים קטנים, קיימות שתי תצורות זלוף עיקריות המבוססות על קנולציה פרוזדורית: לולאה סגורה ולולאה פתוחה. מערכות לולאה סגורה שומרות על לחץ קבוע ונמוך בתוך הפרוזדורים, מחקות תנאים פיזיולוגיים ומאפשרות מדידות מדויקות של גזי הדם. מחקר של Linacr et al. הראה ששמירה על לחץ פרוזדורים ספציפי במהלך זלוף יכולה לשפר את תפקוד הריאות ולהפחית בצקת34. עם זאת, עליות לחץ יכולות להתרחש אם שריר הפרוזדורים חוסם את המעגל. בנוסף, קשירת האטריום ונוכחות בועות אוויר עלולים לפגוע בתוצאות הניסוי עקב נזק פוטנציאלי לסיבי שריר הלב וקריאות לחץ לא עקביות7. כדי להתגבר על מגבלות אלו ולהשיג זלוף יעיל בלולאה סגורה, נוצרה צינורית פרוזדורים שתוכננה במיוחד. צינורית זו כוללת סד בולט בקצהו למניעת חסימה על ידי שריר הפרוזדורים. בנוסף, חריצים טבעתיים לאורך גוף הצינורית מקלים על מיקום קשירה מאובטח. יתר על כן, המערכת משלבת מלכודות בועות וטכניקות טרום זלוף כדי למנוע תסחיף אוויר ולשמור על לחץ זלוף עקבי.

פלטפורמות EVLP של בעלי חיים קטנים מועדפות במחקר מדעי בשל היתרונות הרבים שלהן: תנאי בעלי חיים מבוקרים, עלות-תועלת, התאמה של גדלי מדגם גדולים וצריכת נוזלי זלוף נמוכה. בנוסף, שימוש בזן יחיד של בעלי חיים קטנים (למשל, חולדות במחקר זה, אך גם שרקנים וארנבות 24,35,36) מאפשר בקרה קפדנית הן על התזונה והן על הגדרות הניסוי. הרבגוניות של המערכת מאפשרת התאמה לכל המינים הללו על ידי התאמת פרמטרי הנשימה וקצב זרימת הזלוף. סרטונים נלווים מפרטים את מודל החיות ונהלי EVLP, ומספקים לחוקרים הבנה מקיפה. על ידי ביצוע פרוטוקולים אלה, חוקרים יכולים לשפר את הצלחת הניסויים, למזער את סבלם של בעלי חיים ולהפחית את השימוש הכולל בבעלי חיים.

בעוד שהמחקר ביסס מערכת EVLP זולה, מודולרית וידידותית למשתמש עבור בעלי חיים קטנים העולה על האפשרויות המסחריות ביציבות, איכות הזלוף ויכולת ההתאמה, יש צורך במחקר נוסף כדי לייעל את פרוטוקולי EVLP, כולל פרמטרים של זלוף ואוורור, ולזהות את התרופות היעילות ביותר להגנה על הריאות. טכנולוגיה ידידותית ויעילה זו אפשרה בדיקות מוצלחות על ריאות רבות של תורמים תוך מינוף תשתית. מאמצי המחקר הנוכחיים מתמקדים בשיקום ושימור ריאות מתורמים.

גילויים

המחברים מצהירים שאין ניגודי אינטרסים.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי מימון המחקר הקליני הלאומי ברמה גבוהה של בתי חולים ופרויקט אנשי מקצוע רפואיים מובחרים של בית החולים לידידות סין-יפן (מספרי מענקים[2022-NHLHCRF-LX-03-0303] ו-[ZRJY2021-GG07]).

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
3.0 מ"מ צינורות אספטיים רפואייםZhifang Pump Industry Co., LTD, Hebei, סין3.0 מ"מבמחזור הדם, ולא בכלי הדם
אלבומין סרום בקרSigma-Aldrich Trading Co.Ltd, שנחאי, סיןBSAV-ROשפר את הלחץ האוסמוטי הקולואידי של הזלוף
BP-100/102 מתמר לחץ דם תוך-וסקולריiWorx Systems, Inc, ניו המפשייר, ארה"בBP-100/102רשומות של לחץ כלי דם ריאתי בחולדות
CefazolinBeijing psaitong Biotechnology Co., Ltd, בייג'ינג, סיןPHR1291זיהום אנטי בקטריאלי
DeoxygenatorDongguan Kewei Medical Instrument, גואנגדונג, סיןאין מפרט דגםהחלף את תפקוד הריאות של חולדה חילופי גזים בדם
F500 מכונת הרדמה כללית לבעלי חייםקטניםבייג'ינג Yi Zejia טכנולוגיה ושות', בע"מ, בייג'ינג, סיןF500ניהול הרדמה בגז למתן הרדמה
תערובת גזים (6% O2, 8% CO2, 86% N2)בייג'ינג אוריינטל גז רפואי ושות', בע"מ, בייג'ינג, סיןאין מפרט מודללשמור על איזון חומצת דם-בסיס, מדמה פיזיולוגיה של כלי הדם הריאתיים
מחליף חוםChanghong Precision Instrument Center, שנזן, סיןDHC-05-Bבקרת טמפרטורה במעגל הזלוף
heparinבייג'ינג psaitong Biotechnology Co., Ltd, בייג'ינג, סיןH0200000פקקת אנטי מיקרו
IsofluraneRWD מדעי החיים ושות', בע"מ, שנזן, סיןR510-22חולדות מורדמות
תא בידודבעבודת יד של שנחאי לייטון תעשייתי ושות', בע"מ, שנחאי, סיןאין מפרט מודלאחסון ריאות חולדה
i-STAT 1 מנתח קליני ניידAbbott point of care, Inc, NJ, ארה"300Gניתוח גז הדם בזלוף
מקליט iWorx RA-834iWorx Systems, Inc, ניו המפשייר, ארה"בRA-834פלט אות לחץ דם ריאתי
משאבה פריסטלטית רב ערוצית LabMateZhifang Pump Industry Co., LTD, Hebei, סיןLabMate2מספקת אנרגיה לתהליך זרימת הזלוף
PERFADEX PlusXVIVO Perfusion, גטבורג, שוודיהNAהריאה מתורם החולדה עברה שטיפה מוקדמת; תמיסה דלת אשלגן 
צינורית ריאתיתעשויה נירוסטה304 נירוסטה/SUS3042.0/2.5 מ"מ
צינורית וריד ריאתיעשויה נירוסטה304 נירוסטה / SUS3044.0 מ"מ
ערכת בדיקה QAH-INF-1Innopsys, Parcd'Activité s Activestre
R415 מאוורר בעלי חיים קטניםRWD Life Science Co., Ltd, שנזן, סיןR415האוורור של מאגר ריאות החולדה
שנחאי לייטון תעשייתי ושות', בע"מ, שנחאי, סיןקיבולת 1 ליטראחסון זלוף
SOLU-MEDROLבייג'ינג psaitong ביוטכנולוגיה ושות', בע"מ, בייג'ינג, סיןM0639חיישן
טמפרטורה NA (TM-100)iWorx Systems, Inc, ניו המפשייר, ארה"בTM-100טמפרטורת שיא של זלוף ריאות
ב

מקורות

  1. Domínguez-Gil, B., et al. Expanding controlled donation after the circulatory determination of death: Statement from an international collaborative. Intensive Care Med. 47 (3), 265-281 (2021).
  2. Valapour, M., et al. Optn/srtr 2020 annual data report: Lung. Am J Transplant. 22 Suppl 2, 438-518 (2022).
  3. Holm, A. M., Courtwright, A., Olland, A., Zuckermann, A., Van Raemdonck, D. ISHLT position paper on thoracic organ transplantation in controlled donation after circulatory determination of death (cdcd). J Heart Lung Transplant. 41 (6), 671-677 (2022).
  4. Chiu, S., Mills, S. E. A., Bharat, A. Expanding the lung donor pool and improving outcomes: Ex vivo lung perfusion. JAMA Surg. 154 (12), 1151(2019).
  5. Nakajima, D., Date, H. Ex vivo lung perfusion in lung transplantation. Gen Thorac Cardiovasc Surg. 69 (4), 625-630 (2021).
  6. Furukawa, M., et al. Lung transplantation from donation after circulatory death, evolution, and current status in the United States. Clin Transplant. 37 (3), e14884(2023).
  7. Valenza, F., et al. Ex vivo lung perfusion to improve donor lung function and increase the number of organs available for transplantation. Transpl Int. 27 (6), 553-561 (2014).
  8. Divithotawela, C., et al. Long-term outcomes of lung transplant with ex vivo lung perfusion. JAMA Surg. 154 (12), 1143-1150 (2019).
  9. Egan, T. M., et al. Donation after circulatory death donors in lung transplantation. J Thorac Dis. 13 (11), 6536-6549 (2021).
  10. Kanou, T., et al. Cell-free DNA in human ex vivo lung perfusate as a potential biomarker to predict the risk of primary graft dysfunction in lung transplantation. J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (2), 490-499.e492 (2021).
  11. Loor, G., et al. Portable normothermic ex vivo lung perfusion, ventilation, and functional assessment with the organ care system on donor lung use for transplantation from extended-criteria donors (expand): A single-arm, pivotal trial. Lancet Respir Med. 7 (11), 975-984 (2019).
  12. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. N Engl J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  13. Yeung, J. C., et al. Outcomes after transplantation of lungs preserved for more than 12 h: A retrospective study. Lancet Respir Med. 5 (2), 119-124 (2017).
  14. Cypel, M., Keshavjee, S. The clinical potential of ex vivo lung perfusion. Expert Rev Respir Med. 6 (1), 27-35 (2012).
  15. Steen, S., et al. First human transplantation of a nonacceptable donor lung after reconditioning ex vivo. Ann Thorac Surg. 83 (6), 2191-2194 (2007).
  16. Lindstedt, S., et al. Comparative outcome of double lung transplantation using conventional donor lungs and non-acceptable donor lungs reconditioned ex vivo. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 12 (2), 162-165 (2011).
  17. Wallinder, A., et al. Early results in transplantation of initially rejected donor lungs after ex vivo lung perfusion: A case-control study. Eur J Cardiothorac Surg. 45 (1), discussion 44-45 44-45 (2014).
  18. Cypel, M., et al. Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transplant. 27 (12), 1319-1325 (2008).
  19. Frank, J. A., et al. Physiological and biochemical markers of alveolar epithelial barrier dysfunction in perfused human lungs. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 293 (1), L52-L59 (2007).
  20. Inci, I., et al. Fibrinolytic treatment improves the quality of lungs retrieved from non-heart-beating donors. J Heart Lung Transplant. 26 (10), 1054-1060 (2007).
  21. Ohsumi, A., et al. A method for translational rat ex vivo lung perfusion experimentation. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 319 (1), L61-L70 (2020).
  22. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: Lessons learned from developing a rat evlp program. J Vis Exp. (96), e52309(2015).
  23. Bassani, G. A., et al. Ex vivo lung perfusion in the rat: Detailed procedure and videos. PLoS One. 11 (12), e0167898(2016).
  24. Cleveland, W. J., et al. Design and implementation of a rat ex vivo lung perfusion model. J Vis Exp. (195), e64740(2023).
  25. Oliveira, P., Yamanashi, K., Wang, A., Cypel, M. Establishment of an ex vivo lung perfusion rat model for translational insights in lung transplantation. J Vis Exp. 10 (199), e65981(2023).
  26. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).
  27. Van Zanden, J. E., Leuvenink, H. G. D., Verschuuren, E. aM., Erasmus, M. E., Hottenrott, M. C. A translational rat model for ex vivo lung perfusion of pre-injured lungs after brain death. PLoS One. 16 (12), e0260705(2021).
  28. Choi, K., et al. Early national trends of lung allograft use during donation after circulatory death heart procurement in the United States. JTCVS Open. 16, 1020-1028 (2023).
  29. Krutsinger, D., et al. Lung transplantation from donation after cardiocirculatory death: A systematic review and meta-analysis. J Heart Lung Transplant. 34 (5), 675-684 (2015).
  30. Sabashnikov, A., et al. Long-term results after lung transplantation using organs from circulatory death donors: A propensity score-matched analysis. Eur J Cardiothorac Surg. 49 (1), 46-53 (2016).
  31. Zhao, J., et al. The low utilization rate of donor lungs in china: A single-center experience. Ann Transplant. 26, e931409(2021).
  32. Wang, W., Qian, J., Zhu, M., Wang, Y., Pan, Y. Normothermic ex vivo lung perfusion outperforms conventional cold preservation in a deceased rat lung. Ann Transl Med. 10 (2), 99(2022).
  33. Hasenauer, A., et al. Effects of cold or warm ischemia and ex-vivo lung perfusion on the release of damage associated molecular patterns and inflammatory cytokines in experimental lung transplantation. J Heart Lung Transplant. 40 (9), 905-916 (2021).
  34. Linacre, V., et al. Importance of left atrial pressure during ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transplant. 35 (6), 808-814 (2016).
  35. Pêgo-Fernandes, P. M., et al. Experimental model of isolated lung perfusion in rats: First brazilian experience using the il-2 isolated perfused rat or guinea pig lung system. Transplant Proc. 42 (2), 444-447 (2010).
  36. Pacheco-Baltazar, A., Arreola-Ramírez, J. L., Alquicira-Mireles, J., Segura-Medina, P. Isolated lung perfusion system in the rabbit model. J Vis Exp. (173), e62734(2021).

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

השתלת ריאה בחולדהמודל מוות במחזור הדםשימור ריאההתנגדות כלי דם ריאתייםציות דינמימדידת גזים בדםפגיעה מהשחמה וreperfusionמוות תאי אפופטוטימעגל פרפוזיה
הקמת מערכת זילוף ריאות ex vivo חדשה לריאות חולדות לאחר מוות במחזור הדם
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.