מאמר שיטה

כימות של לויקוציטים דבקים המושרים על ידי סוכרת בכלי הדם ברשתית

DOI:

10.3791/67220

⸱

24 בינואר 2025

 , 
1Gavin Herbert Eye Institute-Center for Translational Vision Research, Department of Ophthalmology, University of California, Irvine

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנו מדגימים שיטה לתיוג דפנות כלי הדם ברשתית ולויקוציטים דביקים. לאחר מכן ניתן לספור את הלויקוציטים הדבקים הללו במיקרוסקופ פלואורסצנטי כפרמטר לדלקת או לתגובה של דלקת זו לטיפולים.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

לוקוסטזיס מתייחס להצמדה של לויקוציטים לדופן הלומינלית של כלי הדם. אינטראקציה זו של לויקוציטים עם דופן כלי הדם אופיינית לדלקת ונקשרה באופן סיבתי לחסימת נימים במגוון רקמות ומחלות, כולל רטינופתיה סוכרתית.

לוקוסטזיס דווח במשך שנים כסיבוך מסכן חיים של היפרלויקוציטוזיס וניתן לאבחן אותו רק באופן קליני. לאור חשיבות התופעה, נעשה מחקר אינטנסיבי כדי להבין את המנגנונים הפוטנציאליים המובילים לביטויה; עם זאת, אין טכניקה סטנדרטית בתנאי מעבדה כדי להמחיש ולכמת את חומרת האירוע.

בשיטה המסוכמת להלן, כלי הדם מוחדרים בתחילה עם חיץ להסרת דם, ולאחר מכן, קונקנבלין A מוחדר לכלי הדם שם הוא נקשר לכל דפנות התאים החשופים וגורם להכתמה בהירה במיוחד של לויקוציטים. אם הזלוף להסרת כל תאי הדם הלא קשורים הצליח, הלויקוציטים הנותרים המסומנים באופן פלואורסצנטי קשורים לכלי הדם, וניתן לכמת אותם באופן ידני באמצעות כל מיקרוסקופ פלואורסצנטי זמין.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

לויקוציטים (תאי דם לבנים, WBCs) ממלאים תפקיד חשוב בתפקוד האופטימלי של כלי הדם כגון שמירה על נזילות הדם וויסות רזולוציית הפקקת1. הם גם ממלאים תפקיד מפתח במצבים פתולוגיים מסוימים, כגון היצמדות לדופן הלומינלית של כלי הדם לפרקי זמן ממושכים המובילים לחסימת כלי דם, לפחות באופן זמני, תופעה המכונה לויקוסטזיס 2,3.

רטינופתיה סוכרתית היא אחד הסיבוכים השכיחים ביותר של סוכרת ארוכת טווח ואחד הגורמים המובילים ללקות ראייה ועיוורון בארה"ב ובעולם בקרב אנשיםבגילאי 20-75 שנים. ניוון איטי ומתקדם של כלי הדם ברשתית הוא מרכיב בעל משמעות קלינית בשלבים המוקדמים של המחלה, אשר בחלק מהחולים מוביל לאיסכמיה ברשתית עם ניאו-וסקולריזציה של הרשתית כתוצאה מכך 5,6. עדויות מצטברות מצביעות על כך שדלקת ממלאת תפקיד חשוב בהתפתחות הרטינופתיה7, ולויקוסטזיס נחשבת לתגובה דלקתית תוך-וסקולרית תת-קלינית. לוקוסטזיס מתרחש בשלבים המוקדמים של הסוכרת, הרבה לפני שהתפתחו ביטויים קליניים הניתנים לזיהוי 8,9,10. סתימה חוזרת ונשנית של כלי הרשתית על ידי לויקוציטים דביקים במשך חודשים עד שנים (לויקוסטזיס כרוני) בסוכרת עשויה לתרום לחסימה וניוון של כלי הדם 11,12,13. חומרת הלויקוסטזיס היא בעלת משמעות פתולוגית וניתן להשתמש בה כדי לנטר את חומרת תהליך המחלה או להעריך את יעילות הטיפול במסגרות מחקר.

כדי להמשיך ולחקור את ההשפעות הספציפיות של המיקרו-סביבה ההיפרגליקמית על לויקוסטזיס, תוכננו מודלים במבחנה. ניתן לגדל ולסדר תאי אנדותל מיקרו-וסקולריים מבודדים ברשתית במודלים של תרביות דו-ממדיות או תלת-ממדיות (microvasculature-on-a-chip14) כדי לשכפל את האנדותל של כלי הדם (שכבת התא החד-שכבתית המרצפת את לומן הכלים). עם זאת, השונות הבין-ניסויית של מודלים אלה מגבילה את השימוש בהם. המחקר על לויקסטזיס בכלי דם ברשתית האנושית עדיין מוגבל, ולכן רוב הידע הנוכחי על לויקוסטזיס ברשתית נגזר ממודלים של בעלי חיים של רטינופתיה סוכרתית13,15.

מטרת דוח זה היא לתאר פרוטוקול סטנדרטי המבוסס על שיטות שתוארו במקום אחר16 לכימות לויקוציטים מחוברים לכלי הדם ברשתית כפרמטר של לויקוסטזיס. ניתן להשתמש בבדיקה זו כדי לחקור מחלות כלי דם אחרות המציגות גם לויקוסטזיס, כגון ממאירויות 3,17,18,19 וכמה מצבים זיהומיים ואלרגיים 20. ניתן ליישם פרוטוקול זה בכל מעבדת מחקר בסיסית ללא צורך בציוד מיוחד. בשיטה המסוכמת להלן, כלי הדם מוחדרים בתחילה עם בופר להסרת דם, ולאחר מכן, קונקנבלין A מוחדר לכלי הדם שם הוא נקשר לכל דפנות התאים החשופים וגורם להכתמה בהירה במיוחד של לויקוציטים 21,22,23. אם הזלוף להסרת כל תאי הדם הלא קשורים מצליח, ניתן לכמת ידנית את הלויקוציטים הנותרים המסומנים בפלואורסצנט הקשורים לכלי הדם באמצעות כל מיקרוסקופ פלואורסצנטי בהישג יד.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הפרוטוקול נבדק ואושר על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) באוניברסיטת קליפורניה אירווין ותואם את התקנות הממשלתיות בנוגע לטיפול ושימוש בחיות מעבדה. אין נקודות עצירה בפרוטוקול זה. הזמן הממוצע לעכבר הוא 30 דקות.

1. הכנת שלב הזלוף

  1. יש לחמם את שקית המלח 0.9% ואת תמיסת הקונקנבלין A באמבט מים של 37 מעלות צלזיוסלמשך 20-30 דקות לפני השימוש.
    הערה: הגן על concanavalin A מפני חשיפה לאור (מכסים בנייר כסף).
  2. הגדר מגש שיכיל דם ונוזלים מטפטוף על פני השטח בו יתבצע ההליך. על גבי המגש, הניחו כרית חימום מכוסה בכרית ספסל סופגת או כל חומר סופג.
    הערה: המטרה היא למנוע מגוף העכבר לאבד חום במהלך ההליך, מכיוון שהקירור מקשה על הוצאת הדם במהלך הזלוף.

2. הגדרת אינפוזר הלחץ

  1. חבר בסדרה את השקית של 0.9% מי מלח, סט צנתר IV, פקק שסתום 4 כיווני ומחט הגאווג'.
  2. הכנס את שקית המלח 0.9% בין הרשת לשלפוחית האוויר של מחדיר הלחץ. תלו את שקית המלח על הוו הממוקם בגב שלפוחית האוויר. השתמש בלולאת מוט ה-IV כדי לתלות את אינפוזר הלחץ בקוטב ה-IV.
  3. נקה את הקווים והיציאות מכל בועות האוויר על ידי מתן אפשרות למערכת להיפתח (לפעול) למשך מספר דקות והגדר את קצב הזרימה ל-18-20 מ"ל/דקה24. כדי לנפח את שלפוחית האוויר של מחדיר הלחץ, סובב את ידית תא העצירה כך שתצביע לכיוון פתח האוורור הפתוח, ולאחר מכן שאב את נורת הניפוח עד שמד הלחץ יציין את הלחץ הרצוי. כוונן מחדש את הלחץ לפני החדרת כל עכבר. כדי להתרוקן, סובב את ידית תא העצירה ישר כלפי מטה לכיוון נורת הניפוח.
    הערה: אם שקית המלח של 0.9% חדשה, בדרך כלל לחץ של 150 מ"מ כספית מספק את קצב הזרימה הרצוי; עם זאת, יש להתאים את הלחץ באופן אמפירי עקב שינויים במותגי חליטת הלחץ ולאורך תקופת השימוש בשקית המלח 0.9%.
  4. חבר מזרק של 10 מ"ל מלא בקונקנבלין מחומם תמיסה לשסתום 4 כיוונים.
    הערה: הגן על המזרק מפני חשיפה לאור (כסה בנייר כסף).

3. הרדמה

  1. מתן הרדמה על ידי הזרקה תוך-צפקית (IP) של קטמין: קסילזין; המינון הנפוץ ביותר לניתוח/הליך עכבר הוא 100:10 מ"ג/ק"ג משקל גוף25. הערכת הרדמה על ידי רפלקס דוושה (צביטת בוהן מוצקה).
    הערה: מינון זה מספק התחלה של 4-6 דקות עם משך של 45-60 דקות של הרדמה כירורגית. ניתן לאחסן את קוקטייל ההרדמה בטמפרטורת החדר למשך שבועיים לכל היותר.

4. זלוף וצביעה טרנס-קרדיאלית עם קונקנבלין A

  1. הנח את העכבר על שלב הזלוף במצב שכיבה כדי לאפשר חשיפה של חלל בית החזה והבטן.
  2. זהה חזותית את תהליך ה-xiphoid, ועם ההמוסטט ביד הדומיננטית, הצמד את העור ונעל אותו. לאחר שההמוסטט מאובטח, העבירו אותו ליד הלא דומיננטית והרימו את העור.
  3. השתמשו במספריים ביד הדומיננטית וחתכו, בזווית של 90 מעלות לעמוד השדרה, כתם עור כדי לחשוף את דופן הבטן החיצונית.
  4. כאשר תהליך ה-xiphoid וכלוב הצלעות נראים כעת, נתחו את דופן הבטן באופן דו-צדדי, והקפידו להימנע מחיתוך איברים או כלי דם עיקריים.
  5. כאשר הסרעפת נראית כעת, דמיין את חדרי הלב והריאות דרך הסרעפת. בעזרת קצה המספריים חותכים את הסרעפת באחד האגפים, קרוב לעמוד השדרה, תוך הקפדה להימנע מחיתוך איברים או כלי דם גדולים.
    הערה: "חור" זה בסרעפת יאזן את הלחץ התוך-חזה השלילי עם הלחץ האטמוספרי, ופנאומוטורקס יתרחש שימוטט את הריאות ויחזיר את הלב, מה שיקל על דיסקציה של הסרעפת מבלי לפגוע בריאות או בלב.
  6. המשיכו לנתח דרך הצלעות ובמקביל לריאות ליצירת "דש" חזה. שחרר את המוסטט וחתוך את תהליך ה-xiphoid במישור הסגיטלי. פתח בעדינות את תהליך ה-xiphoid באופן ידני. התבוננו בארבעת חדרי הלב.
  7. בעזרת היד הלא דומיננטית ובעזרת מלקחיים, אחוז את הלב קרוב לקודקודו. עם היד הדומיננטית, החזק את מחט הגאווג' (המחוברת לצנתר IV) ונקב את קודקוד הלב. כדי למנוע ניקוב מלא של החדר השמאלי או הגעה לכלי הדם הריאתיים ולאחר מכן זלוף לקוי של כלי הדם המערכתיים, בדוק את מיקום קצה קצה הכדור של מחט הגאווג', שאמור להיות בקצה אתר הניקוב הבולט מעט מהלב. מהדק את מחט הגאווג' במקומה באמצעות מלקחיים מעוקלים נגד יתושים או פשוט החזק אותה ביד תוך כדי מניפולציה של תא העצירה IV.
  8. פתח את תא העצירה למי מלח של 0.9% וכמעט בו זמנית, חתוך את החדר הימני במספריים; לחלחל למשך 2-3 דקות. במהלך זמן הזלוף, הזיזו בעדינות את המחט מצד לצד ולמעלה ולמטה כדי להפחית את כיווץ כלי הדם ולהגביר את יציאת הדם מהלב.
  9. לאחר החדרת מי מלח, סובב את ידית תא העצירה כדי לכבות את הזרימה מהמלח ולאפשר זרימה מהמזרק למחט הגאווג'. לחלחל ביד עם תמיסת הקונקנבלין A בקצב מצב יציב. ודא שתמיסת 10 מ"ל של concanavalin A מחולקת תוך 30-35 שניות.
  10. לאחר החדרה עם concanavalin A, סובב את השסתום כדי לכבות את הזרימה מהמזרק ולאפשר זרימה ממי המלח של 0.9% למחט הגוואג'. יש להחדיר את תמיסת המלח 0.9% למשך 2-3 דקות נוספות. הסר את מחט הגאווג' מהלב.
    הערה: הקונקנבלין A המוצע בפרוטוקול זה מצומד לפלואורסצאין (ירוק); עם זאת, קונקנבלין A המחובר לפלואורוכרומים אחרים זמין גם כן.

5. הוצאה ובידוד של רשתית טרייה

  1. סובב את העכבר על צידו, ובעזרת היד הלא דומיננטית, הנח את האצבע המורה והאגודל על העפעפיים העליונים והתחתונים, בהתאמה. החזירו בעדינות את העפעפיים והעור בעזרת האצבעות והניחו את העין, מה שגורם לה לבלוט חלקית מהשקע.
  2. בזמן שהעין מחוזקת, השתמש במספריים מעוקלים ביד הדומיננטית וגרף מתחת לעין בזווית של 45 מעלות. חתוך את החיבור השרירי ועצב הראייה. בעזרת אותם מספריים כמו מרית, העבירו את העין למיכל קטן או ישירות לשלב המיקרוסקופ המנתח.
    הערה: היזהר לא לחתוך את החלק האחורי של העין והימנע ממשיכת העין במהלך שלב זה.
  3. הניחו את העין על שעווה דנטלית כדי לפתוח את הגלובוס. תחת מיקרוסקופ הניתוח ובעזרת היד הלא דומיננטית, החזיקו את הקפל הסקלרלי או את שאריות השרירים שעדיין מחוברים חיצונית לעין האחורית בעזרת מיקרו-מלקחיים, וכוונו את העין כך שהקרנית פונה הצידה.
    הערה: כדי למנוע מהעין לזוז/להחליק בזמן פתיחת הגלובוס, ניתן להניח פיסת רקמה רטובה נטולת מוך על גבי השעווה הדנטלית.
  4. בעזרת אחת הפינות החדות של סכין גילוח מצופה טפלון, בצע חתך 1-2 מ"מ מאחורי ומקביל ללימבוס (צומת קרנית-סקלרה). החזק את הקפל או השריר עם המיקרו-מלקחיים, ומשוך את הלהב על פני הלימבוס בכוח מינימלי כלפי מטה. המשך לחתוך עם סכין הגילוח כדי להפריד לחלוטין את החלק הקדמי (הקרנית, הקשתית, העדשה והזגוגית) מהחלק האחורי (העין).
    הערה: אין לנסר קדימה ואחורה.
  5. מעבירים את העין החצויה לצלחת פטרי קטנה עם PBS.
    הערה: הימנע ממגע של הרשתית עם נייר הטישו (הערה בשלב 5.3) מכיוון שהוא יידבק בחוזקה לנייר ולמעשה יהיה בלתי אפשרי לשחזר.
  6. תפוס קפל סקלרלי או את השריר הנותר בחלק החיצוני של הסקלרה בעזרת מיקרו-מלקחיים. נתק לחלוטין את הרשתית מהסקלרה על ידי שבירת כל החיבורים בלימבוס סביב היקף גביעונית העין באמצעות מיקרו-מרית. הוציאו את הרשתית מהסקלרה בעזרת המיקרו-מרית. אם הרשתית עדיין מחוברת לסקלרה על ידי עצב הראייה, החלק את המספריים המיקרו בין הרשתית לסקלרה כדי לחתוך את עצב הראייה.
  7. הסר שאריות של שריר הזגוגית והריסים בפריפריה של הרשתית. העבירו מיד את הרשתית המבודדת לשקופית עם קצת PBS.
    הערה: ניתן להשתמש בכל טכניקה אחרת לבידוד רשתית בהתאם להעדפת החוקר.

6. הרכבה שטוחה של הרשתית

  1. הניחו את הרשתית הלא קבועה על שקופית עם כמות קטנה של PBS. בעזרת המיקרו-מרית, כוונו בעדינות את הרשתית כשצד הזגוגית כלפי מעלה. אם הרשתית מקופלת פנימה, השתמש במיקרו-מלקחיים כדי להחזיק את שולי הרשתית בזמן שהרשתית נפרשת באמצעות המיקרו-מרית.
  2. בצע 4-5 חתכים רדיאליים לתוך הרשתית כך שהיא תשכב שטוחה (דפוס עלי תלתן).
  3. בעזרת טישו נטול מוך, יבש את עודפי PBS הרחק מהרשתית.
    הערה: אל תיגע ברשתית עם הרקמה; אחרת, הדגימה תאבד. החלקת כיסוי רצויה כדי לשמור על הרשתית שטוחה.

7. מיקרוסקופיה

הערה: ניתן להשתמש בכל מיקרוסקופ פלואורסצנטי עם ערוץ GFP/FITC (480/530 ננומטר) לשלב זה. לצורך עבודה זו, השתמשנו במיקרוסקופ המוזכר עם 488 ערוצים ותוכנה נלווית לרכישת תמונה.

  1. התבונן ברשתית שהורכבה לאחרונה מתחת למיקרוסקופ בהגדלה של פי 100 (אובייקטיבי פי 10) וספור לויקוציטים המסומנים באופן פלואורסצנטי (ידנית) על ידי סריקה שיטתית של כל הרקמה (מימין לשמאל או מלמעלה למטה).
    הערה: לויקוציטים הם נקודות פלואורסצנטיות בודדות שיכולות להציג צורה עגולה או אליפסה. קוטרם 12-15 מיקרומטר ואינם בולטים מנימי הרשתית (המבנה מוגבל לחלוטין על ידי לומן הכלי).
  2. רכוש תמונות מייצגות עם ההגדלה הרצויה ובצע עיבוד לאחר התמונות עם התוכנה לבחירתך (למשל, ImageJ [פיג'י]).
  3. בטא את הספירה כלויקוציטים לכל רשתית. גרף את הנתונים לפי ממוצע ± סטיית תקן.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול זלוף וצביעה מבוצע היטב יראה את כלי הדם השלמים ברשתית המתוחמים עם concanavalin A (איור 1). זלוף לקוי של העכבר מונע תיוג של עץ כלי הדם כולו וניתוח לאחר מכן של הלויקוציטים הנצמדים ללומן (איור 2), בעוד שלחץ מוגזם מלחיצה מהירה של מזרק (פחות מ-30-35 שניות) יכול לגרום לחדירות כלי הדם ולהתפוצצות של כלי הדם (איור 3). הקונקנבלין A האקסטרווזיטיבי יכול לגרום לתיוג שגוי של מבנים חיצוניים, מה שמוביל לכימות מבלבל של הלויקוציטים הדבקים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

לויקוסטזיס בבני אדם מתייחס לתסמינים וממצאים קליניים הקשורים להיפרלויקוציטוזיס (ספירת לויקוציטים כוללת (WBCs) >100,000/μL) והיא מצב חירום רפואי20. המנגנונים המובילים ללויקסטזיס נמצאים במחקר אינטנסיבי. נכון להיום, חקר הלויקוסטזיס בבני אדם in vivo עדיין אינו אפשרי והחוקרים צריכים להסתמך על מודלים של בעלי חיים כדי להבין את התהליך הזה. מחלות שונות מציגות לויקסטזיס ופרוטוקול מפורט להמחשת התופעה ex vivo יכול להיות שימושי לחוקרים במעבדה. הפרוטוקול המוצג ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין ניגודי אינטרסים להצהיר עליהם.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עבודה זו נתמכה על ידי מענקי המכונים הלאומיים לבריאות (NIH) R01EY022938, R01EY022938-S1 ו-K99EY034928. המחברים מודים לשירותים של ליבות מרכז המחקר למדעי הראייה CWRU (P30EY11373) ו-UCI (P30EY034070), כמו גם לתמיכה מחלקתית ממענק בלתי מוגבל ממחקר למניעת עיוורון למכון העיניים גאווין הרברט באוניברסיטת קליפורניה אירווין.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
10 מ"ל
4 כיוונים מנעול לואר שסתום קוIV בקסטר2C6204
Concanavalin A פתרוןוקטור FL-1001הכנה בסט
כלי ניתוחכולל המוסטטים, מספריים ומלקחיים
FIJIלעיבוד תמונה
מיקרוסקופ פלואורסצנטיNikonEclipse Ni
Forceps, Dumont #5, קצה כיתה ביולוגיתמדעי מיקרוסקופיה אלקטרונית (EMS)72700-D
מחט Gavage 1.25 מ"מ OD קצה חבית x 30 מ"מFine Science18060-20
HalsteadMosquito Wizard Fisher Scientific13-812-10
סט קטטר IV עם מהדק ויסות 70 אינץ'Baxter2C5417s
I.V
מוט מוך רקמהKimpwipes היא אופציה
מספריים קפיציים לניתוח, Vannas, 3 מ"מ ישרROBOZRS-5620
מיקרו מריתFine Science Tools (FST)10091-12
NikonNIS-Elements (AR 5.30.03 64 סיביות)תוכנה לרכישת תמונה
צלחת פטרי (100 מ"מx15 מ"מ)קורנינג351029
פוספט חוצץ מלח (PBS)
שעווה דנטלית ורודהמדעי מיקרוסקופיה אלקטרונית ( EMS)72670
אינפוזר לחץInfusurge4010
סכיני גילוח, נירוסטה קצה יחיד GEM, מצופה טפלוןמדעי מיקרוסקופיה אלקטרונית (EMS)71970
מי מלח 0.9%, כיתה וטרינרית, 1000 מ"לבקסטר04925-04-10
מספריים חיתוך קטנים, קצה קהה מעוקל 22 מ"מROBOZRS 5983
מזרק PBS 1 מ"ג/מ"ל תוכנת. חופשית

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Swystun, L. L., Liaw, P. C. The role of leukocytes in thrombosis. Blood. 128 (6), 753-762 (2016).
  2. Barouch, F. C., et al. Integrin-mediated neutrophil adhesion and retinal leukostasis in diabetes. Invest Ophthalmol Vis Sci. 41 (5), 1153-1158 (2000).
  3. Macaron, W., Sargsyan, Z., Short, N. J. Hyperleukocytosis and leukostasis in acute and chronic leukemias. Leuk Lymphoma. 63 (8), 1780-1791 (2022).
  4. Kempen, J. H., et al. The prevalence of diabetic retinopathy among adults in the United States. Arch Ophthalmol. 122 (4), 552-563 (2004).
  5. Kohner, E. M. Diabetic retinopathy. Br Med Bull. 45 (1), 148-173 (1989).
  6. Aouiss, A., Anka Idrissi, D., Kabine, M., Zaid, Y. Update of inflammatory proliferative retinopathy: Ischemia, hypoxia and angiogenesis. Curr Res Transl Med. 67 (2), 62-71 (2019).
  7. Tsalamandris, S., et al. The role of inflammation in diabetes: Current concepts and future perspectives. Eur Cardiol. 14 (1), 50-59 (2019).
  8. Adamis, A. P. Is diabetic retinopathy an inflammatory disease. Br J Ophthalmol. 86 (4), 363-365 (2002).
  9. Joussen, A. M., et al. A central role for inflammation in the pathogenesis of diabetic retinopathy. FASEB J. 18 (12), 1450-1452 (2004).
  10. Serra, A. M., et al. CD11b+ bone marrow-derived monocytes are the major leukocyte subset responsible for retinal capillary leukostasis in experimental diabetes in mouse and express high levels of CCR5 in the circulation. Am J Pathol. 181 (2), 719-727 (2012).
  11. Kinukawa, Y., Shimura, M., Tamai, M. Quantifying leukocyte dynamics and plugging in retinal microcirculation of streptozotosin-induced diabetic rats. Curr Eye Res. 18 (1), 49-55 (1999).
  12. Linsenmeier, R. A., et al. Retinal hypoxia in long-term diabetic cats. Invest Ophthalmol Vis Sci. 39 (9), 1647-1657 (1998).
  13. Herdade, A. S., et al. Effects of diabetes on microcirculation and leukostasis in retinal and non-ocular tissues: Implications for diabetic retinopathy. Biomolecules. 10 (11), 1583(2020).
  14. Oakley, J., et al. Incorporating hemoglobin levels to map leukostasis risk in acute leukemia using microvasculature-on-chip technologies. Blood. 136 (Suppl 1), 9-10 (2020).
  15. Miyamoto, K., et al. Prevention of leukostasis and vascular leakage in streptozotocin-induced diabetic retinopathy via intercellular adhesion molecule-1 inhibition. Proc Natl Acad Sci U S A. 96 (19), 10836-10841 (1999).
  16. Veenstra, A., et al. Diabetic retinopathy: Retina-specific methods for maintenance of diabetic rodents and evaluation of vascular histopathology and molecular abnormalities. Curr Protoc Mouse Biol. 5 (3), 247-270 (2015).
  17. Lester, T. J., Johnson, J. W., Cuttner, J. Pulmonary leukostasis as the single worst prognostic factor in patients with acute myelocytic leukemia and hyperleukocytosis. Am J Med. 79 (1), 43-48 (1985).
  18. Porcu, P., et al. Hyperleukocytic leukemias and leukostasis: a review of pathophysiology, clinical presentation and management. Leuk Lymphoma. 39 (1-2), 1-18 (2000).
  19. Giammarco, S., et al. Hyperleukocytosis and leukostasis: management of a medical emergency. Expert Rev Hematol. 10 (2), 147-154 (2017).
  20. Mank, V., Azhar, W., Brown, K. Leukocytosis. StatPearls. , StatPearls Publishing. Treasure Island (FL). (2024).
  21. Bernhard, W., Avrameas, S. Ultrastructural visualization of cellular carbohydrate components by means of concanavalin A. Exp Cell Res. 64 (1), 232-236 (1971).
  22. Oliver, J. M., Zurier, R. B., Berlin, R. D. Concanavalin a cap formation on polymorphonuclear leukocytes of normal and beige (chediak-higashi) mice. Nature. 253 (5491), 471-473 (1975).
  23. Pink, J. R., Hoessli, D., Tartakoff, A., Hooghe, R. Characterisation of Concanavalin A-binding glycoproteins from mouse splenic leukocytes by two-dimensional electrophoresis: preferential binding of incompletely glycosylated forms of H-2 antigen to the lectin. Mol Immunol. 20 (4), 491-497 (1983).
  24. Janssen, B., Debets, J., Leenders, P., Smits, J. Chronic measurement of cardiac output in conscious mice. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 282 (3), R928-R935 (2002).
  25. Flecknell, P. A. Anaesthesia of common laboratory species: Special considerations. Laboratory Animal Anaesthesia. Flecknell, P. A. , 3rd Edition, Academic Press. 181-241 (2009).
  26. Seemann, S., Zohles, F., Lupp, A. Comprehensive comparison of three different animal models for systemic inflammation. J Biomed Sci. 24 (1), 60(2017).
  27. Lessieur, E. M., et al. ICAM-1 on the luminal surface of endothelial cells is induced to a greater extent in mouse retina than in other tissues in diabetes. Diabetologia. 65 (10), 1734-1744 (2022).
  28. Kuwabara, T., Cogan, D. G. Studies of retinal vascular patterns: I. Normal architecture. Arch Ophthalmol. 64, 904-911 (1960).
  29. Tigner, A., Ibrahim, S. A., Murray, I. V. Histology, white blood cell. StatPearls. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2024).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Concanavalin A

מאמרים קשורים