הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

גישה כירורגית לריסוק עצב הראייה במודל ארנב

1.9K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/67415

⸱

8 ביולי 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Spencer Center for Vision Research, Byers Eye Institute, Department of Ophthalmology, Stanford University, 2Department of Ophthalmology, Technical University of Munich, Hospital rechts der Isar, 3Department of Bioengineering, Stanford University, 4Department of Comparative Medicine, Stanford University, 5Glaucoma Center of Excellence, Wilmer Eye Institute, Johns Hopkins University

במאמר זה

סיכום

מאמר זה מציג הוראות מפורטות לביצוע ריסוק עצב הראייה במודל ארנב באמצעות טכניקות כירורגיות עיניים סטנדרטיות.

תקציר

ריסוק עצב הראייה (ONC) היא טכניקה ניסיונית המשמשת למידול ומחקר של המנגנונים של נוירופתיה אופטית והתערבויות טיפוליות פוטנציאליות. מחקרי ONC השתמשו בעיקר במודלים של מכרסמים; עם זאת, מודלים אלה מציגים הבדלים אנטומיים ופיזיולוגיים בולטים מבני אדם, מה שעלול להגביל את יכולת התרגום. כאן, אנו מתארים את הטכניקה הכירורגית להשגת מודל ONC בארנבים, מין עם ממדי כדור הדומים יותר לעיניים אנושיות. הטכניקה הכירורגית שפותחה משתמשת בטכניקות כירורגיות עיניים המשמשות בניתוחי פזילה ואוקולופלסטיקה ואינה דורשת יצירת חלונות עצם או קנטוטומיות. המודל אומת באמצעות הערכות של תגובת האישונים בתנאי תאורה שונים ופוטנציאלים מעוררים חזותיים (VEPs) לפני ואחרי ONC. התוצאות הראו ירידה משמעותית הן בתגובת האישונים והן במשרעת VEP בעיני ONC, בהשוואה לעיניים נגדיות שלא טופלו, מה שמעיד על אובדן תפקוד הראייה לאחר פציעה, כצפוי. טכניקה כירורגית זו עשויה לספק מודלים לחקר פגיעות בעצב הראייה ולבדיקת אסטרטגיות טיפוליות פוטנציאליות, עם השלכות רחבות יותר להבנה וטיפול במחלות ניווניות של העין.

מבוא

טכניקת ריסוק עצב הראייה (ONC) היא גישה ניסיונית ליצירת מודלים מבוקרים של פגיעה בעצב הראייה הנדרשים לחקירת נוירופתיות אופטיות 1,2,3. על ידי גרימת נזק מקומי לעצב הראייה, המוביל לפגיעה אקסונלית וניוון תאי גנגליון ברשתית, מודל ה-ONC מדמה חלק מהמאפיינים הפתולוגיים של נוירופתיות אופטיות שונות, כגון נוירופתיה אופטית טראומטית וגלאוקומה 4,5,6,7. מודל מבוקר זה מאפשר חקירה מפורטת של המנגנונים העומדים בבסיס נזק עצבי, ניוון והתחדשות פוטנציאלית ברפואת עיניים ומדעי המוח 8,9,10,11,12,13,14.

היישום של טכניקת ONC והמחקר הנלווה יושם בהרחבה באמצעות מודלים של מכרסמים, עם היתרונות שלהם מבחינת גודל, קלות טיפול ועלויות תחזוקה נמוכות. בנוסף, מכרסמים מציעים מגוון רחב של כלים למניפולציה גנטית, החיוניים לריפוי גנטי והתערבויות מולקולריות 12,14,15. למרות היתרונות הללו, להבדלים האנטומיים והפיזיולוגיים המשמעותיים בין מכרסמים לבני אדם יש מגבלות פוטנציאליות ביכולת התרגום. טכניקות טיפול שפותחו במכרסמים עשויות שלא להיות מתורגמות לבני אדם בשל הפער הגדול בגודל העיניים (אורך צירי של חולדה 6.3 מ"מ16 לעומת 22.5 מ"מ בבני אדם). עיני ארנב מחקות בצורה מדויקת יותר את גודל העין האנושית (אורך צירי הארנב 15.3 מ"מ17,18), ובכך מספקות מודל טוב יותר לפיתוח טכניקות כירורגיות ומחקרים פרמקוקינטיים מאשר מכרסמים. ארנבים שימשו במודלים של ONC, אך הדיווחים הנוכחיים אינם מתארים כראוי את הטכניקה הניתוחית, ו/או משתמשים בקנטוטומיה או בחלונות עצם 19,20,21,22,23,24,25. ישנם הבדלים אנטומיים בין ארנבים לעיניים אנושיות, כלומר נוכחות של עצב מיאליני, רשתית אווסקולרית יחסית והיעדר קולגנוס למינה קריברוזה, המגבילים את יכולת התרגום המלאה; אף על פי כן, הארנב עדיין עשוי לשמש קרש קפיצה לתרגום אנושי בסופו של דבר.

בעוד שטכניקות ONC דווחו במודלים גדולים יותר של בעלי חיים כגון חזירים 4,6, עזים 5,9 ופרימטים לא אנושיים 5,26, מורכבות ההליך ו/או העלות של מודלים אלה מגבילים את יישומם. לפיכך, הארנב מציע דרך ביניים שהיא גם חסכונית וגם בעלת עין גדולה מספיק.

כדי לענות על צורך זה, המחקר שלנו מציג טכניקת ONC כירורגית מעודנת עבור דגמי ארנבות. על ידי יישום טכניקת ONC בארנבים, אנו שואפים לגשר על הפער הנוכחי במודלים של בעלי חיים, לשפר את ההבנה שלנו לגבי פגיעות בעצב הראייה ומחלות ניווניות, ולפתח אסטרטגיות טיפוליות חדשות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

במחקר זה נעשה שימוש בארנבים לבנים מניו זילנד (4.4 - 4.8 ק"ג). תכנון הניסויים בבעלי חיים עמד בהנחיות ARVO לשימוש בבעלי חיים במחקר עיניים וראייה. הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת סטנפורד בחנה והעניקה אישור לניסויים אלה (מספר פרוטוקול: APLAC-33781).

1. ONC

  1. להרדים את הארנב (n = 4) בהתאם להנחיות מרכז השירות הווטרינרי (VSC) כדי להבטיח שהארנב מורדם כראוי וללא כאבים לאורך כל ההליך. בקצרה, יש לתת קטמין (30 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (3 מ"ג/ק"ג) תת עורית.
    הערה: מישור ההרדמה הכירורגי מאושר על ידי הערכת פרמטרים מרובים של עומק הרדמה, כולל צביטה בבוהן וטונוס הלסת.
  2. בתחילת ההליך, יש לתת בופרנורפין בשחרור מורחב (0.15 מ"ג/ק"ג) תת עורי לשיכוך כאבים וציטראט מרופיטנט (2 מ"ג/ק"ג) להחלמה חלקה יותר. עקוב אחר הסימנים החיוניים ועומק ההרדמה של בעל החיים כל 5-15 דקות כדי להבטיח בריאות.
  3. ספק מקור חום כגון כרית חימום חשמלית או שמיכת מים במחזור, והתאם את ההגדרות על סמך טמפרטורת הגוף.
  4. ספק 1-4% איזופלורן או 1-6% סבופלורן על ידי מסכת פנים כדי לשמור על הרדמה לפי הצורך.
  5. יש לתת שילוב של טיפות עיניים פרופרקאין (0.5%), פנילפרין (2.5%) וטרופיקמיד (1%) כ-5-15 דקות לפני ההליך.
    הערה: טיפות העיניים מספקות הרדמה מקומית והרחבת אישונים27.
  6. מקמו את הארנב על צדו כשעין ימין חשופה (איור 1). יש למרוח תמיסת בטדין 5% על העין, הריסים והעור סביב העין לעיקור בטכניקה אספטית סטנדרטית.
  7. יש לתת טיפות עיניים פרופרקאין פעם נוספת להרדמה מקומית נוספת.
  8. כדי לשמור על סטריליות, עטפו את החיה בניילון נצמד28, והשאירו פתח קטן בגודל העין מעל עין ימין (איור 1).
    1. הקפידו לטפל רק בקצוות העליונים והתחתונים של כל יריעת ניילון נצמדת, מכיוון שהם מודבקים לצד התחתון של השולחן ואינם מפריעים לסטריליות.
    2. ללבוש כפפות סטריליות ולוודא שכל המכשירים הכירורגיים שעברו חיטוי יישארו בתוך השדה הסטרילי במהלך ההליך. השתמש בסט חדש של מכשירים עבור כל חיה.
  9. הנח תפר מתיחה של הקרנית בעובי חלקי (8-0) דרך הקרנית ההיקפית העליונה ליד הלימבוס כדי לחדור בעדינות את העין, מה שמקל על גישה טובה יותר לעצב הראייה, שנמצא מעולה בארנב (איור 2A).
  10. בצע הרמת הלחמית (כלומר, חתך של הלחמית סביב הקרנית)29 בין השעות 10 ל-2 באמצעות מספריים של ווסטקוט ומלקחיים של 0.12 מ"מ.
  11. נתח בזהירות את הקפסולה של טנון באמצעות מספריים של וסקוט כדי לחשוף את פי הטבעת העליון הבסיסי ואת השרירים האלכסוניים העליונים.
  12. השתמשו בוו שריר כדי לבודד את השרירים העליונים (איור 2B).
  13. אבטח את השרירים המחוברים עם תפר דו-זרועי (8-0) באמצעות טכניקות פזילה סטנדרטיות30 (איור 2C). בקצרה, העבירו את התפר בעובי מלא דרך מרכז השרירים העליונים וקשרו אותו באמצעות קשר מנתח. לאחר מכן, העבירו את העובי החלקי של המחט לאורך השריר מהמרכז לקצה השריר. טען את המחט בקהנד והעביר אותה בעובי מלא מהצד התחתון של השריר קדימה. העבירו את מחזיק המחט דרך הלולאה כדי לתפוס את המחט.
    הערה: משיכת המחט מהדקת ונועלת את מחצית השריר. לאחר מכן משתמשים במחט השנייה כדי לאבטח את המחצית הנותרת של השריר בתמונת מראה של המחצית הראשונה.
  14. השתמש במספריים של Wescott כדי לנתק את השרירים מהגלובוס, והקפיד לא לחתוך את התפרים המונחים על השרירים.
  15. טפח בעדינות את הגלובוס עם תפר הקרנית וחשוף את חלל המסלול התוך-קונלי על ידי נסיגת תפר השריר בצורה עליונה (איור 2D).
  16. נתח בעדינות את רקמת המסלול שמסביב כדי לחשוף את עצב הראייה במלואו.
    1. אין לחתוך רקמה כלשהי במסלול ולהשתמש רק בדיסקציה קהה. אל תפגעו בווריד המערבולת (איור 2D).
    2. השתמשו בוו שריר, במידת הצורך, כדי לאתר ולבודד את עצב הראייה (איור 2E).
      הערה: עצב הראייה של הארנב מעט עליון ומוקף ברקמות רטרו-אורביטליות, כולל שומן לבן. העצב לבן, בקוטר של כ-1 מ"מ. העורקים הריריים האחוריים הארוכים עוברים לאורך המרידיאנים של השעה 3 ו-9 נחותים מראש עצב הראייה ועשויים לשמש כמדריך למיקום העצב31.
  17. הדק את עצב הראייה באמצעות מחזיק מחט למשך 60 שניות כדי לגרום לפגיעת ריסוק, ולאחר מכן יופיע סימן גלוי (איור 2F,G). אתר הריסוק נמצא כ-3 מ"מ אחורי ראש עצב הראייה כדי למנוע פגיעה בעורק העין. השתמש במחזיק מחט נעילה כדי להבטיח הפעלת כוח עקבי בכל טיפולי ה-ONC, וכתוצאה מכך פגיעות דומות בעצב הראייה בקרב ארנבים.
  18. החזר את השרירים העליונים למיקומם המקורי על פני כדור הארץ (איור 2H). העבירו את שתי המחטים (ששימשו בעבר לאבטחת פי הטבעת העליון והשרירים האלכסוניים העליונים) בעובי חלקי דרך החדרת השריר המקורית. הדק את התפר והנח קשר מנתח30.
  19. השלם את ההליך על ידי תפירת הלחמית ללימבוס עם תפרים קטועים (איור 2I).
  20. בסיום ההליך, יש לתת נוזלים קריסטלואידים מחוממים (10 מ"ל/ק"ג) ומלוקסיקם (0.5 מ"ג/ק"ג) תת עורי לשיכוך כאבים. החלם את החיה על ידי כיבוי הרדמת הגז ומתן אטיפמזול (0.3 מ"ג/ק"ג) תוך שרירי כדי להפוך את ההשפעות של קסילזין. יש לתת שחרור מורחב של בופרנורפין (0.15 מ"ג/ק"ג) באופן תת עורי במהלך ההתאוששות.
  21. יש לתת מלוקסיקם (0.5 מ"ג/ק"ג) תת עורי פעם ביום במהלך 2-3 ימים לאחר הניתוח ויותר לפי הצורך. להעניק טיפול תומך, כולל מכשירי העשרה נוספים (כלומר, צעצועים) והעשרה תזונתית, במהלך 2-3 הימים שלאחר הניתוח ולפי הצורך.
  22. יש לתת נוזלים תת עוריים נוספים בתקופה שלאחר הניתוח לפי הצורך. עקוב אחר בעל החיים פעמיים ביום בשלושת הימים הראשונים לאחר הניתוח, ולאחר מכן מדי שבוע או לפי הצורך לאחר מכן.

2. תגובת אישונים

הערה: כדי להעריך את תפקוד הראייה, בדוק את תגובת האישונים משתי העיניים לפני (ימים -3, -2 ו-1) ואחרי ONC (ימים +1, +2 ו-+3) באמצעות ההליכים המתוארים להלן.

  1. באמצעות מצלמת סמארטפון, צלם גם את עין ימין וגם את עין שמאל בתנאי תאורה חלשה (מזופיה).
  2. האירו פנס ישירות לעין ימין ממרחק של כ-6 אינץ'. צלם את העין ולאחר מכן חזור על אותו הליך עבור עין שמאל.
    הערה: טונוס האישון צריך להיות יציב תוך 5-10 שניות.
  3. באמצעות תמונה J, מצא את היחס בין קוטר האישון ביחס לקוטר לבן ללבן מהתמונות שצולמו.

3. פוטנציאלים מעוררים חזותיים של פלאש (VEP)

הערה: כדי להעריך את שלמות מסלול הראייה, מהרשתית דרך עצב הראייה לקליפת הראייה, רשום צורות גל VEP משתי העיניים לפני (יום -2) ואחרי ONC (ימים +7 ו-+14) בתנאי חושך, באמצעות ההליכים המתוארים להלן.

  1. להרדים את הארנב בהתאם להנחיות VSC. בקצרה, יש לתת קטמין (15 מ"ג/ק"ג), דקסמדטומידין (0.05 מ"ג/ק"ג) ומידזולם (0.3 מ"ג/ק"ג) תוך שרירי.
    הערה: הרדמת גז עלולה להפחית את אות ה-VEP ולכן יש להימנע ממנה, במידת האפשר.
  2. יש לתת שילוב של טיפות עיניים פרופרקאין (0.5%), פנילפרין (2.5%) וטרופיקמיד (1%).
  3. הכנס שלוש אלקטרודות מחט תת-עוריות במיקומים ספציפיים כפי שמוצג באיור 3A: בין הקנתי המדיאלי (אלקטרודת ייחוס עם כבל שחור), בין עצם השכמה (אלקטרודה קרקעית עם כבל ירוק), ובבליטה העורפית החיצונית (אלקטרודת הקלטה עם כבל אדום)6.
  4. הניחו מפסק עפעפיים על עין שמאל וכסו את עין ימין כדי לחסום כל חשיפה לאור.
  5. רשום את צורות הגל של VEP באמצעות מכשיר כף יד (איור 3B,C) כאשר גירוי אור מהבהב (8.0 cd*s/m2, 0.99 הרץ).
    הערה: לפני ההקלטה, ודא שרמת הרעש היא <-20 μV.
  6. חזור על תהליך הקלטה זה לפחות שלוש פעמים.
    הערה: מדידות משולשות מחושבות בממוצע ומטופלות כנקודת נתונים אחת.
  7. בצע את אותו הליך עבור עין ימין, וודא שהעין השמאלית מכוסה כעת כדי למנוע חשיפה לאור.
  8. מצורות הגל של VEP שנאספו, קבע את חביון ומשרעת P1. חביון P1 מוגדר כזמן השיא החיובי הראשון (P1) לאחר השיא השלילי הראשוני (N1), המתרחש בדרך כלל בסביבות 60 אלפיות השנייה. משרעת P1 מחושבת כהפרש בין המשרעות ב-P1 ו-N1.

4. תיוג והדמיה של אקסון

  1. שבוע לאחר ה-ONC, יש להזריק את רעלן הכולרה B (CTB; מצומד עם Alexa Fluor 488) תוך זגוגית לשתי העיניים (50 מיקרוליטר של 1 מיקרוגרם/מיקרוליטר CTB ב-PBS לכל עין; מסונן סטרילי) באמצעות מזרק אינסולין 29 גרם.
  2. שבועיים לאחר ה-ONC, המתת חסד של הארנבים עם נתרן פנטוברביטל תוך ורידי (100 מ"ג/ק"ג) ונתרן פניטואין (12.8 מ"ג/ק"ג), ואשר את המוות על ידי האזנה לבבית.
  3. הסר את גלגלי העיניים, הסר רקמות שאריות באמצעות מספריים של Westcott וקבע את הגלובוס ב-4% פרפורמלדהיד (ב-PBS) למשך 24 שעות ב-4 מעלות צלזיוס.
  4. לאחר שטיפת גלגלי העיניים עם PBS למשך 4 שעות, נתח את עצבי הראייה הקבועים וחתך אותם בהקפאה לאורך.
  5. שוטפים את החלקים עם PBS 3 פעמים למשך 5 דקות כל אחד.
  6. דגרו את הקטע ב-PBS המכיל 4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI; 1:1,000) למשך 5 דקות.
  7. שוטפים את החלקים עם PBS, 3 פעמים למשך 5 דקות כל אחד.
  8. הרכיבו את החלקים במדיום הרכבה ודמו אותם באמצעות מיקרוסקופ קונפוקלי.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

כדי להעריך את תפקוד הראייה, תגובת האישונים כומתה על ידי מציאת היחס בין קוטר האישון (קו צהוב מלא באיור 4A) ביחס לקוטר הלבן ללבן (קו צהוב מקווקו באיור 4A) בתנאי תאורה מזופית ותאורה מבזק, כפי שמוצג באיור 4. לפני נוהל ה-ONC, נצפתה התכווצות משמעותית של האישון בתגובה לאור. עם זאת, 1-3 ימים לאחר ONC, קוטר האישון הראה שינוי מועט עד ללא שינוי בתנאי תאורה דומים בהשוואה לאותו מדד לפני ONC (איור 4E...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

מחקר זה מציג פרוטוקול מפורט לביצוע הליך ONC בארנבות, תוך שימת דגש על גישה פחות פולשנית לגישה לעצב הראייה. דיווחים קודמים חסרו תיאורים מקיפים, הדרכה חזותית, או הסתמכו על טכניקות פולשניות יותר, הדורשות שתלים, קנתוטומיה רוחבית ו/או כריתת עצם 19,20,21,22,23,24,25.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין קונפליקט או אינטרסים פיננסיים מתחרים.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי המכון הלאומי לעיניים במסגרת מענקים K08-EY033407 ו-P30-EY026877, ומחקר למניעת עיוורון.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
8-0 תפר סגול מצופה Vicryl TG140-8 EthiconJ547Gזרוע כפולה משמש להליך ריסוק עצב הראייה
Antisedan (תמיסת atipamezole hydrochloride 5.0 מ"ג/מ"ל)ZoetisNDC: 54771-6293משמש ליישום אופרטיבי
Bonn קשירת מלקחיים קצה זוויתי 0.2 מ"מ, טיטניוםטיטאן רפואיTMF502משמש להליך
ריסוק עצב הראייהמחזיק מחט Castroviejo מעוקל, טיטניוםטיטאן רפואיTMH105משמש להליך ריסוק עצב הראייה
Castroviejo תפירה מלקחיים 1x2 0.12 מ"מ ישר, טיטניוםטיטאן רפואיTMF411משמש להליך ריסוק עצב הראייה
Cerenia (תמיסת ציטראט מרופיטנט 10 מ"ג/מ"ל)ZoetisNDC: 54771-8179משמש ליישום אופרטיבי
מחט תת-עורית חד פעמית מנירוסטה אלקטרודותNatus019-476600משמשות לבדיקת פוטנציאל מעורר חזותי
Euthasol (390 מ"ג/מ"ל נתרן פנטוברביטל ו-50 מ"ג/מ"ל פניטואין נתרן)VirbacNDC: 51311-050משמש להמתת חסד
וו שריר Graefe, טיטניוםטיטאן רפואיTME133משמש להליך ריסוק עצב הראייה
מזרק אינסולין 1/2 מ"ל, 29 גרם, 1/2 אינץ'מונו-ג'קט8881600350משמש להזרקה תוך זגוגית
ג'יימסון שריר ווטיטאן רפואיTME122משמש להליך ריסוק עצב הראייה
מלקחיים קשירת מקפרסון קצה ישר 0.2 מ"מ, טיטניוםטיטאן רפואיTMF501משמש להליך ריסוק עצב הראייה
Normosol-R (תמיסה איזוטונית של אלקטרוליטים מאוזנים; נוזל קריסטלואידי)ICU Medical Inc.NDC: 0990-7670משמש ליישום אופרטיבי
תמיסת עיניים אופלוקסצין 0.3%באוש & Lomb60505-0560-0משמש ליישום לאחר הניתוח
Olympus FLUOVIEW FV3000OlympusFLUOVIEW FV3000מיקרוסקופ סריקת לייזר קונפוקלי
פנילפרין HCl 2.5% תמיסת עינייםBausch & Lomb82260-102-10משמש ליישום טרום ניתוחי
ProLong Gold Antifade MountantInvitrogen P36934הרכבה בינונית
Proparacaine HCl 0.5% תמיסת עינייםBausch & Lomb24208-730-06משמש ליישום טרום ניתוחי
RETeval Visual Electrodiagnostic DeviceLKC Technologies, Inc.RETevalמשמש לבדיקת פוטנציאל מעורר חזותי
טרופיקמיד 1.0% תמיסת עינייםBausch & Lomb24208-585-64משמש ליישום טרום ניתוחי
Westcott מספריים מעוקליםטיטאן רפואיTMS401משמש להליך ריסוק עצב הראייה

מקורות

  1. Chierzi, S., Strettoi, E., Cenni, M. C., Maffei, L. Optic nerve crush: Axonal responses in wild-type and bcl-2 transgenic mice. J Neurosci. 19 (19), 8367-8376 (1999).
  2. Tang, Z., et al. An optic nerve crush injury murine model to study retinal ganglion cell survival. J Vis Exp. (50), e2685(2011).
  3. Tan, H. -B., et al. Evaluation of a partial optic nerve crush model in rats. Exp Ther Med. 4 (3), 401-404 (2012).
  4. Bramblett, G. T., Harris, J. N., Scott, L. L., Holt, A. W. Traumatic optic nerve injury elevates plasma biomarkers of traumatic brain injury in a porcine model. J Neurotrauma. 38 (8), 1000-1005 (2020).
  5. Zhang, Y., et al. Cold protection allows local cryotherapy in a clinical-relevant model of traumatic optic neuropathy. Elife. 11, e75070(2022).
  6. Heng, K., et al. Bdnf and camp are neuroprotective in a porcine model of traumatic optic neuropathy. JCI Insight. 9 (3), e172935(2024).
  7. Benowitz, L. I., Yin, Y. Optic nerve regeneration. Arch Ophthalmol. 128 (8), 1059-1064 (2010).
  8. Li, Y., Struebing, F. L., Wang, J., King, R., Geisert, E. E. Different effect of sox11 in retinal ganglion cells survival and axon regeneration. Front Genet. 9, 633(2018).
  9. Zhang, Y., et al. In vivo evaluation of retinal ganglion cells and optic nerve's integrity in large animals by multi-modality analysis. Exp Eye Res. 197, 108117(2020).
  10. Boia, R., et al. Neuroprotective strategies for retinal ganglion cell degeneration: Current status and challenges ahead. Int J Mol Sci. 21 (7), 2262(2020).
  11. Cameron, E. G., et al. Optic nerve crush in mice to study retinal ganglion cell survival and regeneration. Bio Protoc. 10 (6), e3559(2020).
  12. Zhang, Z. -Y., et al. Promotion of axon regeneration and protection on injured retinal ganglion cells by rcxcl2. Inflamm Regen. 43 (1), 31(2023).
  13. Suter, T. aC. S., Wang, J., Meng, H., He, Z. Utilizing mouse optic nerve crush to examine cns remyelination. STAR Protoc. 2 (3), 100796(2021).
  14. Ross, A. G., et al. Rescue of retinal ganglion cells in optic nerve injury using cell-selective aav mediated delivery of sirt1. Gene Ther. 28 (5), 256-264 (2021).
  15. Yue, J., et al. Cell-specific expression of human sirt1 by gene therapy reduces retinal ganglion cell loss induced by elevated intraocular pressure. Neurotherapeutics. 20 (3), 896-907 (2023).
  16. Pazos, M., et al. Rat optic nerve head anatomy within 3d histomorphometric reconstructions of normal control eyes. Exp Eye Res. 139, 1-12 (2015).
  17. Bozkir, G., Bozkir, M., Dogan, H., Aycan, K., Güler, B. Measurements of axial length and radius of corneal curvature in the rabbit eye. Acta Med Okayama. 51 (1), 9-11 (1997).
  18. Loiseau, A., Raîche-Marcoux, G., Maranda, C., Bertrand, N., Boisselier, E. Animal models in eye research: Focus on corneal pathologies. Int J Mol Sci. 24 (23), 16661(2023).
  19. Pellegrino, R. G., Ritchie, J. M. Sodium channels in the axolemma of normal and degenerating rabbit optic nerve. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 222 (1227), 155-160 (1984).
  20. Mantyh, P. W., et al. Substance p receptor binding sites are expressed by glia in vivo after neuronal injury. Proc Natl Acad Sci. 86 (13), 5193-5197 (1989).
  21. Mantyh, P., et al. Beta 2-adrenergic receptors are expressed by glia in vivo in the normal and injured central nervous system in the rat, rabbit, and human. J Neurosci. 15 (1), 152-164 (1995).
  22. Yu, J., Luan, X., Lan, S., Yan, B., Maier, A. Fasudil, a rho-associated protein kinase inhibitor, attenuates traumatic retinal nerve injury in rabbits. J Mol Neurosci. 58 (1), 74-82 (2016).
  23. Xue, F., et al. Morphological and functional changes of the optic nerve following traumatic optic nerve injuries in rabbits. Biomed Rep. 4 (2), 188-192 (2016).
  24. Wang, D., et al. Localized co-delivery of cntf and fk506 using a thermosensitive hydrogel for retina ganglion cells protection after traumatic optic nerve injury. Drug Deliv. 27 (1), 556-564 (2020).
  25. Rogers, S. D., et al. Endothelin b receptors are expressed by astrocytes and regulate astrocyte hypertrophy in the normal and injured cns. Glia. 41 (2), 180-190 (2003).
  26. Levkovitch-Verbin, H., et al. Optic nerve transection in monkeys may result in secondary degeneration of retinal ganglion cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (5), 975-982 (2001).
  27. Lodhi, S. A. K., Ramsali, M. V., Kulkarni, D. K., Surender, P., Murty, S. Safety of tropicamide and phenylephrine in pupillary mydriasis for cataract surgery. Saudi J Ophthalmol. 35 (2), 108-111 (2021).
  28. Emmer, K. M., Celeste, N. A., Bidot, W. A., Perret-Gentil, M. I., Malbrue, R. A. Evaluation of the sterility of press'n seal cling film for use in rodent surgery. J Am Assoc Lab Anim Sci. 58 (2), 235-239 (2019).
  29. Sami, D. A. Conjunctival incisions for strabismus surgery: A comparison of techniques. Tech Ophthalmol. 5, 125-129 (2007).
  30. Coats, D. K., Olitsky, S. E. Strabismus surgery and its complications. , Springer. (2007).
  31. Chiang, B., Kim, Y. C., Edelhauser, H. F., Prausnitz, M. R. Circumferential flow of particles in the suprachoroidal space is impeded by the posterior ciliary arteries. Exp Eye Res. 145, 424-431 (2016).
  32. Davis, F. A. The anatomy and histology of the eye and orbit of the rabbit. Trans Am Ophthalmol Soc. 27, 400-402 (1929).
  33. Peiffer, R. L., Pohm-Thorsen, L., Corcoran, K. The biology of the laboratory rabbit (second edition). , Academic Press. San Diego. 409-433 (1994).
  34. Xu, J., et al. Gene editing in rabbits: Unique opportunities for translational biomedical research. Front Genet. 12, 642444(2021).
  35. Zernii, Y. E., et al. Rabbit models of ocular diseases: New relevance for classical approaches. CNS Neurol Disord Drug Targets. 15 (3), 267-291 (2016).
  36. Del Amo, E. M., Urtti, A. Rabbit as an animal model for intravitreal pharmacokinetics: Clinical predictability and quality of the published data. Exp Eye Res. 137, 111-124 (2015).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

גישה כירורגית לריסוק עצב הראייה במודל ארנב
צור קשר
המלצה לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

2026 © זכויות יוצרים MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.