מאמר שיטה

מתודולוגיה משופרת לאספקת נוזלים לריאת העכבר: אינטובציה באמצעות אוטוסקופ צרכני

DOI:

10.3791/67676

⸱

17 ביוני 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Translational Research in Infection and Inflammation, Tulane University School of Medicine, 2Communications Marketing, Tulane University School of Medicine

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול זה מציג כיצד מיקום אופטימלי של עכבר והחדרת אוטוסקופ מבוסס מצלמה באופן טרנסאורלי מאפשר הדמיה של הגלוטיס, אינטובציה מהירה עם טראומה מינימלית לרקמות ואספקת נוזלים עקבית לריאות.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אספקה עקבית של נוזלים, כולל טיפולים פוטנציאליים, לריאות היא קריטית למידול מחלות ריאה והתפתחות טיפולית פרה-קלינית. עם זאת, השיטות הנוכחיות המשמשות בעכברים - כגון שאיבת פה ולוע בשיטת משיכת הלשון - עלולות לגרום ללידה משתנה. כאן, אנו מתארים את השימוש באוטוסקופ מואר במחיר סביר, המקושר לטלפון נייד כדי להמחיש את הגלוטיס ולאפשר חיסון ישיר לדרכי הנשימה. אנו מפרטים טכניקת בימוי אופטימלית עם תאורה ועזרי מיקום נאותים. מתואר גם כיצד ניתן לבצע אינטובציה באופן אמין באמצעות קטטר גמיש של 20 G עם או בלי אור סיב אופטי. טכניקה זו מפחיתה מאוד את השונות באספקה תוך ריאתית ומגדילה את נפח הנוזל המועבר שמגיע לריאות. בשל שונות מופחתת, ניתן להשתמש בגדלים קטנים יותר של עוקבת בעלי חיים בעת שימוש בשיטה זו במקום החדרת פה ולוע בשיטת משיכת הלשון. מה שלהלן הוא שיטה לאינטובציה יעילה, מהירה ועקבית של עכברים ואספקה לריאות, כולל אישור חזק של מיקום הצינור האנדוטרכיאלי. עם מתודולוגיה משופרת זו, אינטובציה עקבית ובטוחה ואספקה יעילה וניתנת לשכפול לריאות נמצאים בהישג יד.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ברחבי העולם, מחלות נשימה הן גורם התמותה מספר אחת של ילדים מתחת לגיל 5 ומהוות גורם עיקרי לתחלואה ותמותה בקרב מבוגרים1. בשנת 2021, זיהום SARS-CoV2 היה גורם המוות השלישי המוביל בארה"ב2. מודלים של עכברים משמשים לעתים קרובות לחקר מחלות ריאה, כולל אסטמה, דלקת ריאות, מחלת ריאות פולשנית כרונית ופיברוזיס ריאתי. כמעט כל המודלים הללו דורשים אספקת חומרים נוזליים לריאות. ניתן לעשות זאת על ידי קנולציה ישירה של קנה הנשימה (בדרך כלל בהדמיה ישירה בטכניקת חיתוך כירורגית), לידה תוך-אף, או שאיבת פה ולוע בשיטת משיכת הלשון המבוססת 3,4,5. עם זאת, לכל הטכניקות הללו יש חסרונות. היווצרות רקמת צלקת לאחר טכניקת החיתוך הכירורגית הופכת אותה לבלתי מתאימה למחקרים הדורשים מתן חוזר של חומרים לריאה, ושתי הטכניקות האחרונות עלולות להוביל לאספקת ריאות משתנה. יתר על כן, כאשר משתמשים בשיטת משיכת הלשון, ניתן לבטא טראומה של רקמות בלשון, ויעילות המסירה תלויה בחוקר המבצע את ההליך, ראה איור 1.

figure-introduction-1
איור 1: אינטובציה מודרכת והחדרת IT מביאות לשיפור המסירה לריאה ופחות שונות בהשוואה למשיכת הלשון. (A) שלושה חוקרים שונים העבירו 50 מיקרוליטר של דיו הודי מדולל על ידי משיכת לשון, השיטה המבוססת למתן פה ולוע (OP). שני חוקרים גם העבירו דיו לריאה באמצעות אינטובציה כמתואר. (B) הריאות הוסרו 1-4 שעות לאחר הלידה וצולמו בהגדלה פי 2. התצלומים הוערכו עבור אזור מוכתם, באמצעות ImageJ. (n=6 (אינטובציה) או 9 (מתן OP), תוצאות מ-2 או 3 שכפולים בלתי תלויים על ידי 2-3 חוקרים שונים, p<0.0001 מבחן ה-T של וולש) (C) השונות במתן הריאות חושבה גם כסטייה באחוזים מהממוצע. מתן OP היה הרבה יותר משתנה. (p = 0.0317, מבחן ה-T של וולש, GraphPad Prism 10.2.3 כל הסטטיסטיקות והגרפים) (נעשה שימוש בעכברים זכרים ונקבות C57BL/6J, הם היו בני ~10 שבועות.) אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

האנטומיה של העכברים הופכת את האינטובציה לקשה ודורשת זמן רב. הפה קטן, והרקמה הבוקאלית עלולה לחסום את ראיית החוקר על רימה גלוטידיס6. יתר על כן, קפלי הקול קטנים מאוד, וזה יכול להיות מאתגר לראות אותם כשהם שוכבים קרוב לבסיס הלשון. לבסוף, קשה לאשר את המיקום הנכון של הצינור האנדוטרכיאלי מכיוון שנפח הגאות הקטן לרוב לא מצליח לערפל מראה7. קשיים אלה עודדו מגוון טכניקות חדשניות לאינטובציה של עכברים. שיטות משופרות אלה כוללות שימוש בגרון וחוט יילודים כדי לקדם קטטר לקנה הנשימה 8,9, שימוש במקור אור סיבים אופטיים כדי להנחות ולהקשיח את הצנתר10,11, ושימוש בהזנת וידאו חיה6. לאחרונה, השימוש באוטוסקופ קליני סייע באינטובציה של אורוטרכאל12. אחרים השתמשו בטרנסלומינציה כדי לדמיין את הגלוטיס ואת עכברי האינטובציה 7,13,14. עם זאת, ישנם חסרונות רבים לשיטות אלה. השימוש בחומרי אפילציה על צוואר העכבר וקרבתם של בעלי חיים למקור אור חם הופכים את ההארה לגישה פחות מאידיאלית. השימוש במחט בתוך הצנתר או החדרת מכשירים חדים לפה פירושו ששיטות מסוימות להקשחת הצנתר מעמידות בעלי חיים בסיכון מופרז. לבסוף, ביצוע חתך מעל קנה הנשימה כדי לאשר את המיקום מציג חסרונות משמעותיים, כולל הצורך בסטריליות והצטברות רקמת צלקת. עד לנקודה זו, החדרה תוך-קנה על ידי אינטובציה הוכחה כקשה מדי לאימוץ נרחב15 וההתקדמות בפיתוח מתודולוגי נותרה מבודדת ובלתי בשימוש על ידי מעבדות רבות15. מחקרים נוספים התמקדו בבחירת חומר הרדמה במהלך הלידה, ומצאו כי לקטמין עשויים להיות יתרונות על פני איזופלורן5. עם זאת, איזופלורן, שאינו חומר מבוקר ומתפוגג במהירות עם השלמת ההליך, הציג יתרונות אטרקטיביים, ולכן השתמשנו בצורת הרדמה זו תוך אופטימיזציה של היבטים אחרים של מתודולוגיה זו16,17.

השיטה שאנו מתארים מתגברת על אתגרי ההדמיה שאחרים ניסו לטפל בהם, מפחיתה סיכונים לחיות ניסוי, מפחיתה את הזמן הדרוש להחדרת נפחים קטנים תוך קנה הנשימה דרך צינור אנדוטרכיאלי, מגדילה את נפח הנוזל המגיע לריאה, ומציעה שיטה משופרת לאישור מיקום צינור אנדוטרכיאלי. שימוש במעמד מתלה, ידיים עוזרות מגנטיות (תפסי תנין על זרועות גמישות המאובטחות לבסיס), ותאורה בהירה יותר מאפשרים לחוקר בודד לבצע אספקה תוך-קנה יעילה. ההדמיה נעשית קלה יותר באמצעות אוטוסקופ 'בבית' עם קישוריות WIFI. מכשיר זה זול יותר ממכשירי אינטובציה מסחריים. יתרה מכך, קישוריות ה-WIFI מאפשרת הזנת וידאו בו זמנית במכשיר נייד (כגון טלפון נייד), מה שהופך אותו למתאים לאימונים. אינטובציה יכולה להשתמש במקור אור פיבראופטי המושחל דרך קטטר גמיש (PTFE) בגודל 20 גרם x 1 אינץ' (המחט הוסרה) או בצנתר ללא האור. העומק נשלט בשתי שיטות - הוספת טריז בטיחות אינטובציה (מגן חרוטי על הצנתר) ותצפית עומק בהזנת הווידאו. מיקום הצינור האנדוטרכיאלי מאושר באמצעות "שיטת הבועה" כדי לדמיין את נפח הגאות בצורה ברורה יותר מאשר שיטת ערפל המראההמסורתית 18. זה פחות מלחיץ את בעל החיים מאשר להסתמך על חסימת קנה הנשימה כדי לשנות את דחיפות הנשימה10 כדי לאשר את המיקום. השימוש המשולב בצינורות הארכה המחוברים לצנתר כדי לאשר אינטובציה מוצלחת (להלן שיטת הבועה), מפושט מ- Watanabe et. al7, ואוטוסקופ וידאו לצרכן בהליך יחיד הופך את האינטובציה לשיטה מעשית להעברה טיפולית לריאה ולשיפור ברור בשיטת משיכת הלשון (ראה איור 1). אם מחפשים שיטה אמינה, עקבית ובמחיר סביר לאספקת נוזלים ללא ניתוח לריאות עכברים, במיוחד ללא שימוש בחומרים מבוקרים (כמו קטמין) או ציוד יקר, השיטה הבאה עשויה להיות אידיאלית.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הכרחי שהנהלים הללו ייבדקו ויאושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC), המפורטת בפרוטוקול, והצוות הווטרינרי יתייעץ לפני שתמשיך. ה-IACUC במוסד שלנו אישר את הפרוטוקול לפני תחילת הניסוי ובדק את תוכן הסרטון לפני ההגשה. תמיכה והדרכה התקבלו דרך המחלקה לרפואה השוואתית של טוליין כדי להבטיח את הסטנדרט הגבוה ביותר של טיפול בכל חיות המעבדה שלנו.

1. הגדרה

הערה: ראה איור 2 להגדרה.

figure-protocol-1
איור 2: התחנה המשמשת לאינטובציה מונחית מוכנה כפי שמוצג. משמאל: פיפטות ללידה, צינור בועות לאישור מיקום מתאים של צינור אנדוטרכיאלי, מלקחיים, מרית, ספקולום אף לילדים (נדון אך לא נחוץ להליך זה), ידיים עוזרות, הגדלת אור, עמדת עכבר עם חרוט אף, בדיקה פיבראופטית, תא אינדוקציה להרדמה. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

  1. נקה את טריז הבטיחות המצורף לערכת האינטובציה בעזרת כרית הכנה לאיזופרופנול. החלק את טריז הבטיחות הנקי (ירוק בסרטון) על הצינורית הגמישה של 20 גרם והשליך את המחט המסופקת בבטחה.
    הערה: ערכת אינטובציה של מכרסמים (טבלת חומרים) המשמשת כוללת טריזי בטיחות אינטובציה. מדובר בשרוולים קטנים וחרוטיים המתאימים מעל קטטר גמיש בגודל 20 G x 1 אינץ'. הם מונעים מהקטטר לפגוע בקרינה.
  2. אסוף את הכלים האחרים הדרושים, כולל טלפון נייד, אוטוסקופ מסחרי, מעמד עכבר עם חרוט אף, מלקחיים כפופים משוננים דק, הצינור האנדוטרכיאלי המוכן (מ-1.1) ואור הסיב האופטי אם משתמשים בו. נקו את כל אלה עם רפידות הכנה לאיזופרופנול לפני השימוש.
  3. קח כ -20 ס"מ של צינורות גמישים. כופפו אותו בצורת U, הוסיפו חיבור מנעול Luer בקצה אחד ואבטחו אותו עם עניבת טוויסט. הוסף 200-300 מיקרוליטר של מים מסוננים סטריליים או דיו הודי לשפופרת. מכאן ואילך, מכלול זה מכונה "צינור בועה".
  4. צור לולאת תפר על ידי קשירת ~13 ס"מ של תפר משי קלוע בגודל 0 במעגל. הנח לולאה זו בחלק העליון של המעמד וודא ששני צידי התפר מאובטחים, והמעמד נקי. הנח את מעמד העכבר על גבי בסיס האור המגדיל המתכתי. מקם את הידיים המסייעות סביב המקום שבו יהיה פיו של העכבר.
    הערה: ספקים רבים מייצרים מעמדים הניתנים להחלפה (ראה טבלת חומרים), וניתן לייצר אחד בתוך המעבדה בזול 4,7,14. תפר משי קלוע בגודל 0 שימש לתליית החיה. עם זאת, השימוש בחומרים אחרים לאותה מטרה תואר 4,13.
  5. הנח עכבר בתא האינדוקציה של ההרדמה. השתמש בקצב זרימה קבוע O2 ב-0.8 ליטר לדקה ו-2% איזופלורן. להרדים את החיה מספיק (ראה הערה) כדי שלא תתעורר במהלך הנחת חרוט האף. אל תדכא באופן משמעותי את קצב הנשימה של העכבר. נשימות סדירות מסייעות בהערכת קפלי הקול.
    הערה: קצב הנשימה של העכבר צריך להיות תקין. קריטריון זה משמש לקביעת עומק ההרדמה המתאים. זה עשוי להשתנות בין בעלי חיים ועשוי לעלות על 200 נשימות לדקה. ככזה, אין זה מעשי או הכרחי לספור נשימות או להשתמש בצביטה בבוהן.
    התראה: ניתן לבטל הליך זה בעת הצורך. עם זאת, בעלי חיים לא צריכים להישאר בתא האינדוקציה יותר מהנדרש.
  6. חבר את האוטוסקופ לטלפון נייד וודא שהזנת הווידאו יציבה.
    זהירות: כדי למזער את החשיפה של החוקרים לאיזופלורן במהלך הליך זה, השתמש במכונת הנשמה כימית אם מבצעים אינטובציות מרובות או אימונים בשיטה זו. לחלופין, בצע את ההליך במכסה אדים.

2. בימוי בעלי חיים

  1. ברגע שהחיה הראשונה נרדמת, הוציאו אותה מתא האינדוקציה, קשקשו אותה והניחו את שיניה העליונות לאורך התפר. הפעל מתח קל על החיה כדי לשמור על מיקום התפר תוך הנחת העכבר בחזרה על המעמד.
    הערה: בממוצע, בעלי חיים מורדמים למשך 2 דקות בסך הכל כולל זירוז. זה מקטין מאוד את הסיכון לבעל החיים, מבטל את הצורך בשימון עיניים ומונע הצטברות רוק. עבדו כדי לשמור על בעלי חיים מרדימים כמה שפחות זמן.
  2. כוונן את זווית הצוואר מעט לאחור (הנח את הצוואר בהארכה קלה, 5°-15°). דחף בעדינות את חרוט האף מעל הנארס. אל תדחוף את החרוט כלפי מטה בחוזקה, מכיוון שהוא עלול להפריע לתפר ולהשעות את העכבר.
  3. אחוז בחוזקה את הלשון קרוב ככל האפשר לשפה התחתונה, באמצעות מלקחיים גדולים ומשוננים דק. משכו אותו כלפי מטה והרחק מהשיניים העליונות לצד אחד של השיניים התחתונות.
    זהירות: מתיחה ממושכת, מתח מוגזם או ריסוק הלשון עלולים לפגוע בבריאות בעלי החיים. נא לעקוב אחר הלשון לאיתור סימני טראומה (חבורות, דימום, נפיחות או התייבשות), ואם נצפה, לבטל את ההליך ולהזעיק את הצוות הווטרינרי.
  4. אם משתמשים בידיים עוזרות, תמכו במלקחיים במצב זה. בהתאם לניסיון החוקר ולחדות הראייה, זכוכית מגדלת מוארת עשויה לסייע במיקום החיה כראוי.
  5. הזינו את האור הסיבי האופטי (אם משתמשים) דרך הצנתר הגמיש עם טריז בטיחות האינטובציה (ירוק בסרטון) במקומו.
    הערה: אל תאבטח את כבל הסיב האופטי למקור האור חזק מדי. דחיפה חזקה מדי מקשה על הסרת האור תוך השארת הצינור האנדוטרכיאלי במקומו.

3. הערכה חזותית של מיתרי הקול והאינטובציה

  1. כשהאוטוסקופ ביד הלא דומיננטית, לחץ עליו קלות על הלשון. לאחר מכן, כוונו את המצלמה ואת מקור האור שלה כדי לדמיין את מיתרי הקול ליד בסיס הלשון.
    הערה: שינויים קלים באנטומיה ובצבע הרקמה יכולים להקשות על ההתמצאות. השתמש בתנועה הקשורה לנשימה כדי לאשר זיהוי מבני.
  2. כאשר האור הסיבי האופטי דולק (אם משתמשים), הזינו את הצינורית לצד החלק העליון של האוטוסקופ, וצרו מגע קל עם בסיס הלשון או חלק השפתיים של האוטוסקופ לעיון. קדם אותו לפה העכבר בין המזרן הרך לשפת האוטוסקופ.
    הערה: אם האור הסיבי האופטי אינו בשימוש, ניתן לחבר את "צינור הבועה" המתואר בשלב 4 לצנתר בשלב זה. תאורה בהירה וממוקדת בפיו של העכבר נחוצה לשינוי זה בהליך.
  3. כוונן את זווית הגישה כך שהקטטר יהיה רדוד מאוד. מיד לאחר החדרת הקטטר (פחות מ-1 מ"מ מעבר לקפלי הקול), הרם את קצה הקטטר, כך שיהיה כמעט מקביל לספסל. זה מונע מהאפיגלוטיס לאלץ את הצנתר בגב לתוך הוושט. במיוחד במהלך האימון, כאשר יש קושי, או בשלב מוקדם של הניסיון, השימוש בהזנת הווידאו לא יסולא בפז במיקום הצינור האנדוטרכיאלי בין קפלי הקול.
    הערה: ייצור הרוק אינו מפריע לצפייה בקפלי הקול בעת השלמת הליך זה. עם זאת, השימוש באפליקטור כותנה עם קצה חנית להסרת רוק חוסם מתואר, בפרסומים קודמים, בעת אינטובציה של חולדות19. שיטה זו עשויה להיות שימושית אם הרוק הופך לבעיה.
    1. אם נתקלים בהתנגדות, הסר מיד את הקטטר ואפשר לנשימה לחזור לקדמותה. אם נצפה דימום, יש להתייעץ עם הצוות הווטרינרי.
      הערה: כמעט ולא אמורה להיות התנגדות בעת קידום הצנתר.

4. אישור מיקום צינור אנדוטרכיאלי

  1. אשר חזותית שהצינור האנדוטרכיאלי נמצא במיקום הנכון באמצעות האוטוסקופ. יתר על כן, ודא את המיקום הנכון של הצינור על ידי התחשבות בכך שקנה הנשימה מספק פחות התנגדות במהלך המיקום מאשר הוושט. שימו לב שבמיקום המתאים, הצינור האנדוטרכיאלי נמצא ~5 מ"מ מעבר לקפלי הקול. חפש אור ממקור הסיבים האופטיים המאיר דרך עור הצוואר כדי לאמת שוב שהמיקום נכון.
    הערה: טריז הבטיחות של האינטובציה אמור למנוע החדרת הצינור האנדוטרכיאלי רחוק מדי. טריז הבטיחות מונע טראומה לקרינה; עם זאת, זה לא חייב למנוע התקדמות. יש להשתמש בו כתכונת בטיחות והעומק האופטימלי הוא לרוב רדוד יותר ממה שמותר על ידי הטריז.
  2. לאחר מכן, תוך כדי החזקת הצינור האנדוטרכאלי במקומו, הסר את האור הסיבי. ודא מיקום מתאים של הצנתר באמצעות "שיטת הבועה" (המפורטת להלן) ולא ערפול מראה.
  3. אחזר את צינור הבועות שהוכן בשלב 1.3. הכינו אותו לפני ההליך ועשו בו שימוש חוזר לכל בעלי החיים.
    זהירות: אין לשאוב את 200-300 מיקרוליטר המים או הדיו בצינור הבועה. כדי להימנע מכך, ודא שהנוזל רחוק ממנעול Luer.
  4. כשהצינור האנדוטרכיאלי במקומו, אבטח את צינור הבועות במקומו באמצעות מנעול Luer. נפח הגאות צריך להיות ברור מיד. אם לא, הצינור האנדוטרכיאלי אינו במקומו. הסר אותו במהירות ואפשר לקצב הנשימה הרגיל של העכבר לחזור.
    זהירות: מיקום לא נכון של הקטטר בוושט ידחוס את קנה הנשימה וימנע נשימה מספקת. מיקום לא נכון ילווה לעתים קרובות בנשימה מאומצת (כולל תרומה ניכרת של השרירים הבין-צלעיים) ו/או ירידה דרמטית בקצב הנשימה. יתר על כן, קנולציה של הוושט עלולה להוביל להתכווצות שרירים המקשה על אינטובציה לאחר מכן; מסיבה זו אנו ממליצים להשתמש במספר בעלי חיים בזמן האימון.

5. אספקה תוך קנה הנשימה

זהירות: בדומה לשיטת משיכת הלשון ללידה אורו-לועית, לידה באמצעות אינטובציה מסתכנת בטביעת החיה. בעכברים מתבגרים ובוגרים, 50 מיקרוליטר הוא נפח נוזלים בטוח בדרך כלל לאספקה ומספיק כדי להתפשט בכל הריאות.

  1. אם אתה משתמש במזרק לניהול: נתק את צינור הבועות ואת מנעול ה-Luer מהצנתר, חבר מזרק החלקה טעון של Luer ולחץ על הבוכנה כדי לספק את הנפח הרצוי (מקסימום 50 מיקרוליטר).
  2. אם משתמשים בפיפטה למתן פיפטה: הכניסו את הנפח הרצוי (50 מיקרוליטר לכל היותר) ישירות לתוך הצנתר ואפשרו לעכבר לשאוף את התמיסה.
    הערה: אם מתאמנים, שקול להשתמש במחוון כגון דיו הודי מדולל, מסונן או כחול מתילן.
  3. כדי להבטיח אספקה מפוזרת לריאות, שטפו את הנוזל המועבר לריאות עם עד 500 מיקרוליטר אוויר20. ניתן לעשות זאת באמצעות מזרק נעילת Luer טעון מראש של 0.5 מ"ל, או פיפטור P1000 המצויד בקצה מסנן, שניהם הוכחו כאמינים. אם תרצה, ניתן לבצע שקעים מרובים של הפיפטור מבלי להסתכן בשאיפה שלילית של הנוזל המועבר.
    זהירות: אם מחסנים את בעל החיים בשיטה זו, יש לשקול להפחית את ריכוז החיסון עקב יעילות אספקה מוגברת ביחס לשאיפה אורו-לוע או ללידה תוך-אף.
    הערה: ייתכן שיהיה צורך בשימוש ביותר מנפח הגאות (~200 מיקרוליטר) בעת שטיפת החיסון באוויר. עם זאת, השימוש ב-500 מיקרוליטר אינו מסתכן בברוטראומה מכיוון שהוא מהווה רק כמחצית מהקיבולת החיונית21. לעכברים בוגרים יש קיבולת רזרבה שאיפה של כ~800 מיקרוליטר, כך שגם אם העכבר קיבל השראה מיד לפני ההדחה, ברוטראומה אינה מתרחשת21. שקול אם נפחי שטיפת אוויר נמוכים יותר עשויים להתאים לצרכים שלך להפצת החיסון (הוצע 100-200 מיקרוליטר).

6. הערכת לידה

הערה: זה נעשה רק אם אתה מתאמן או מתרגל את ההליך.

  1. המתת חסד של בעל החיים באופן הומני על פי פרוטוקול IACUC המאושר. חנק CO2 כשיטה עיקרית להמתת חסד ופריקת צוואר הרחם כשיטה מאשרת להמתת חסד שימשו כאן.
  2. פתח את דופן החזה והסר את הריאות. עשו זאת על ידי פתיחת הצפק, גישה לסרעפת מהצד הזנבי וניקובה במספריים קטנים בהם ניתן לראות את הלב. זה יגרום לריאות לסגת ולתת יותר מקום לפתיחת חלל החזה על ידי חיתוך הצלעות.
    הערה: אם נדרש זלוף להפחתת הדם בריאות, בצע את ההליך דרך החדר הימני של הלב בשלב זה.
  3. שטפו את הריאות בקצרה עם 1 מ"ל PBS סטרילי לאחר ההסרה. הנח אותם שטוחים על משטח לבן (כמו ספוג כירורגי) כדי לחשוף את השטח המרבי תוך שמירה על מיקום האונה היחסי.
  4. צלמו את הריאות ex vivo (השתמשנו בטלפון נייד), פתחו את התמונות ב-ImageJ וכימתו את האזורים המוכתמים והלא מוכתמים על ידי התחקות אחר קווי המתאר של חזית הצבע. כמת את האזור המוכתם באמצעות חוקר עיוור עצמאי כדי למנוע הטיה.
    הערה: אם משתמשים בלומינסנציה וב-IVIS, כפי שמוצג באיור 3, יש לבצע הדמיה חיה in vivo במקום שלב 6.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כפי שניתן לראות באיור 1 ובאיור 3, חיסון תוך ריאתי בשיטת משיכת הלשון המסורתית (משלוח פה ולוע) הביא לפיזור דיו לא עקבי ושונות גדולה יותר בין החוקרים. לעומת זאת, החדרת IT לאחר אינטובציה הובילה לאספקה עקבית יותר לריאות ימין ושמאל והייתה פחות משתנה (איורים 1C ואיור 3D). בריאות של חיות שקיבלו דיו על ידי שאיבת הפה והלוע באמצעות משיכת לשון, הדיו עדין ונוכח רק ליד דרכי הנשימה הגדולות של חיות (איור 1A). לעומת זאת, כאשר נעשה שימוש באינטובציה מונחית להעברת דיו, הוא התפשט הרבה יותר לתוך הרקמה וסימן אזור גדול בהרבה של הריאות. כאשר שטח פני הפנים של הריאה המוכתם בדיו הושווה בין השיטות, שיטת האינטובציה הוכיחה את עצמה כעדיפה בהרבה על משיכת הלשון (איור 1B). השונות בכמות אספקת הדיו הייתה נמוכה באופן דרסטי גם במצב האינטובציה (איור 1C). אזור הריאות המוכתם והשונות הנמוכה יותר בכמות הנוזל המגיעה לריאות הצביעו על כך שאספקת IT עדיפה על משיכת הלשון.

כפי שניתן לראות בסרטון 1, לאנדוסקופים מסורתיים (כפי שפורסם בעבר) יש אורך מוקד ארוך מדי, כדי להעריך את קפלי הקול ולהנחות את מיקום הצינור האנדוטרכיאלי 6,19. לעומת זאת, לתמונות וידאו שצולמו באמצעות אוטוסקופ צרכני (איור S1 וחותמות זמן: 6:34 ו-7:05 בסרטון) הייתה רזולוציה טובה בהרבה מה שהוביל להדמיה משופרת של הגלוטיס.

שיטת אינטובציה זו כוללת אימותים מרובים של מיקום הצינור בקנה הנשימה. נפח הגאות והשפל של העכבר היה ברור בקלות בעת שימוש בשיטת הבועות (איור S2 וחותמת זמן: 8:25) ומשמש כהבטחה סופית שכל נוזל שנמסר ייכנס לריאות.

כדי להעריך עוד יותר את השונות של שתי שיטות המסירה, הערכנו את ביטוי הטרנסגנים ברקמת הריאה לאחר שעכברים חוסנו ב-1 x 1011 vg של AAV6.2-Luciferase באמצעות שתי השיטות השונות (החדרת פה ולוע בשיטת משיכת הלשון או אספקה תוך קנה הנשימה לאחר אינטובציה מודרכת). שבעה ימים לאחר מתן וקטור, נלקחו מדידות זוהר באמצעות מערכת הדמיה in vivo (IVIS) (איור 3A). לאחר מכן, חישבנו את הקרינה הממוצעת בשתי הריאות. 10 דקות לפני ההדמיה (חשיפה של 30 שניות), הוזרקו להם (תת עורית) 200 מיקרוליטר לוציפרין (15 מ"ג/מ"ל). כפי שמוצג באיור 3B, לבעלי חיים שקיבלו את הווקטור על ידי החדרת פה ולוע היה אות זוהר שהיה מפוזר באופן נרחב הן באזור החזה והן באזור האף. לעומת זאת, בעלי חיים שקיבלו את הווקטור על ידי אספקה תוך-קנה באמצעות אינטובציה מודרכת הראו זוהר מרוכז בריאות. הקרינה הממוצעת בבעלי חיים שעברו אינטובציה הייתה גדולה משמעותית בהשוואה ללידה אורו-לועית, מה שמצביע על יעילות משופרת של העברת וקטור לריאות וירידה בשונות במסירה, המחושבת באמצעות הפרש מהממוצע (איור 3C ואיור 3D).

התוצאות החיוביות של שיטת האינטובציה היו החדרה ניתנת לשכפול של עד 50 מיקרוליטר לריאות העכבר (נערכה באיור 1 ובאיור 3), עם פיזור מפוזר בכל הריאה (כפי שניתן לראות באיור 1) ולא באזורים אחרים (כמו דרכי הנשימה העליונות/האף כפי שניתן לראות באיור 3).

כל נזק שנגרם לבעל החיים, לחץ מיותר, נפח נוזלים מופחת המגיע לריאות, פיזור לקוי של החיסון בריאות או צורך באימונים ממושכים היו מהווים תוצאה שלילית, אך לא התרחשו.

סרטון 1: תצוגה אנדוסקופית מסורתית של אורו-לוע העכבר וקפלי הקול אינה ממוקדת וקשה לשימוש יעיל. אורך המוקד של 3 ס"מ של אנדוסקופ זה פירושו שקשה להעריך את קפלי הקול והאוריינטציה. לשון בפינה השמאלית התחתונה. אנא לחץ כאן להורדת סרטון זה.

figure-results-1
איור 3: אינטובציה מניבה אספקה גדולה יותר לריאה עם פחות שונות ביחס לשאיפת O.P. (A) עכברי BALB/c נקבות בנות 6-10 שבועות קיבלו מינון של 1x1011 vg של AAV6.2-Luciferase, (Penn Vector Core), ולאחר מכן הוערכו עם הדמיה ביולוגית in vivo (IVIS) 7 ימים לאחר מכן. 10 דקות לפני ההדמיה (חשיפה של 30 שניות) הוזרקו להם (תת עורית) 200 מיקרוליטר לוציפרין (GoldBio, 15 מ"ג/מ"ל). (נוצר עם biorender.com) (B) תמונות IVIS מייצגות של עכברים שקיבלו AAV6.2-Luciferase על ידי שאיבת OP (משיכת לשון, משמאל) או העברת IT (אינטובציה, מימין). אזורי העניין הם באותו גודל, והבהירות הממוצעת בתוך האזור מוצגת בתמונה. (C) כימות אות לוציפראז בשאיבת זרחנים אורגניים (n=7) לעומת אינטובציה (n=5) בעכברים. p<0.0001 על ידי מבחן t וולשי לא מזווג עם טרנספורמציה לאחר יומן של נתוני לוציפראז גולמיים. (D) סטייה מהממוצע כאחוז מהקרינה הממוצעת. (p=0.0381, מבחן ה-T של וולש) אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

איור S1: מוצגות תמונות לדוגמה מהאוטוסקופ הצרכני המשמש בפרוטוקול המתואר לאינטובציה מודרכת (משמאל) ואנדוסקופ בעל עלות וזמינות דומות (מימין). שימו לב להבדלים הברורים במיקוד בין התמונות. אנא לחץ כאן להורדת קובץ זה.

איור S2: תמונה לדוגמה שמראה את שפופרת הבועות בשימוש. נפח הגאות והשפל מזיז במהירות את הטיפה בצינור הבועה כמה סנטימטרים. הטיפה זזה מעט מאוד אם הצינור נמצא בוושט. ניתן להעריך את קצב הנשימה ונפח הגאות בשיטה זו. אנא לחץ כאן להורדת קובץ זה.

איור S3: מכלול תאורה בסיסי המבטל את הצורך ברכישת ערכת תאורה סיבים אופטיים יקרה. מחט של 20 גרם נדחפה דרך כבל סיבים אופטיים חרוטי של 50 מ"ל 0.75 מ"מ נרכש בזול (ובתפזורת) ונחתך לאורך (~1 מ') עם סכין גילוח והודבק במקום. אבטחת הקטטר במקומו הייתה מיותרת בגלל ההתאמה הצמודה לכבל הסיב האופטי. אבטחת המכסה החרוטי מעל פנס טלפון נייד מביאה להעברת אור מספקת לביצוע אינטובציה בחדר חשוך. הרכבה זו מפחיתה עוד יותר את העלויות שנוטלת מעבדה המשלבת טכניקה זו. אנא לחץ כאן להורדת קובץ זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אינטובציה והחדרה תוך-קנה הן השיטות הטובות ביותר לאספקת נוזלים לריאות, אך האתגרים הרבים שמציגה האנטומיה של העכברים מנעו אימוץ נרחב במעבדות מחקר ריאתיות15. למרות שזה מבטיח אספקה יעילה של חיסון לריאות, חיסרון פוטנציאלי של אספקת IT על ידי טכניקות אינטובציה זו ואחרות הוא עקיפת דרכי הנשימה העליונות. אספקה תוך-אף היא שיטה מוכחת שאינה עוקפת את דרכי הנשימה העליונות. למרות שאספקה תוך-אף משמשת לעתים קרובות במעבדות וירולוגיה ריאתית ועשויה להיות יעילה יותר במקרים מסוימים22, היא אינה משקפת את מסלול החשיפה הטבעי23 עבור חלק מהחומרים הנשאבים, מביאה לכמויות משתנות יותר של חיסון בריאה24, והיא פחות יעילה בעת שימוש באיזופלורן כחומר הרדמה5. ככזה, נעשתה עבודה נרחבת על מכשירי אירוסוליזציה והשוואתם לטכניקות אחרות של מתן ריאות25, אך שיטות אלה מציגות סכנות הקשורות לאירוסול ונוטות להיות יקרות. כל הקשיים הללו הובילו להחדרת פה ולוע על ידי משיכת לשון26, בהיותה השיטה המועדפת לאספקת נוזל ריאתי במעבדות רבות. כפי שהראנו, שיטה זו משתנה הרבה יותר מהחדרה תוך-קנה הנשימה לאחר אינטובציה. יתר על כן, לא ניתן להעריך את המסירה בשיטת משיכת הלשון במהלך המתן, ועלולה להיגרם טראומה מיותרת ללשון העכבר עקב המתח הדרוש למניעת בליעה. הלשון מוחזקת גם באינטובציה מודרכת ובטכניקת החדרת IT. עם זאת, מכיוון שהזנת הווידיאו מראה גלוטיס, חוקר המשתמש בשיטה שלנו אינו צריך לכפות מיקום גרון על ידי הפעלת מתח משמעותי על הלשון. ירידה זו במתיחה גורמת לפחות טראומה לרקמות. עם זאת, למרות היתרונות הניכרים שמציגים אינטובציה והחדרת IT, אתגרים עמדו בדרך לשימוש בו בחלק מהמעבדות. לדוגמא: דחיסה של קנה הנשימה עקב קנולציה שגויה של הוושט עלולה לחסום את הנשימה ולהגביר את התמותה; החדרת הצינור האנדוטרכיאלי עמוק מדי עלולה להוביל לפגיעה בקרינה או בסמפונות הגזע הראשי; ולבסוף, אינטובציה של עכברים בשיטות מסורתיות אורכת זמן רב מה שהופך אותה לבלתי מעשית עבור רוב החוקרים המחפשים אספקה תוך-ריאתית אמינה. השיטה שלנו מטפלת בקשיים הקשורים לאינטובציה של עכברים, ואפילו מתגברת על המחסומים האנטומיים לעכברים.

הוצעו מספר שיטות להתגבר על האתגרים האנטומיים של אינטובציה של עכברים על ידי יישום עזרים חזותיים. לדוגמא, השימוש באנדוסקופ מסורתי הוצע6. עם זאת, עומק המוקד הארוך של המכשיר אינו מתאים לשימוש עבור אינטובציה של עכברים (איור S1). זה ניכר גם בסרטון 1, שבו ניתן לראות את קפלי הקול אך מטושטשים. אוטוסקופים קליניים שימשו גם ללרינגוסקופיה ישירה12. עם זאת, העלות של אוטוסקופים קליניים והיעדר הזנת וידאו הופכים אותם לבלתי נגישים עבור רוב המעבדות ואינם מתאימים לאימונים. השימוש באוטוסקופ צרכני זמין שיפר מאוד את המעשיות של אינטובציה מודרכת. אורך המוקד הקצר יותר, הגוף הקטן יותר ושפת הדיכאון המורחבת מאפשרים הזנת וידאו ברורה יותר, יכולת תמרון ומיקום טובים יותר, וניתן להשתמש בשפת האוטוסקופ כדי להפעיל לחץ על בסיס הלשון, מה שמשפר את הגישה לרימה גלוטידיס. מעבר לעזרים חזותיים אלה, נעשה שימוש בטרנס-הארה גם כדי לדמיין בהצלחה את עכברי הגלוטיס והאינטובציה 7,13,14. עם זאת, גישות מבוססות טרנס-תאורה עשויות לדרוש חומרי אפילציה על האזור המכסה את צוואר העכבר, קרבה למקור אור חם, שימוש במחט בתוך הצנתר, החדרת מכשירים חדים לפה העכבר ו/או חתך קטן שיבוצע מעל קנה הנשימה כדי לאשר את המיקום. השיטה המתוארת כאן נמנעת מסיכונים אלה ומתבססת על ההיבטים הטובים ביותר של שיטות אלה שפורסמו. בנוסף להתגברות על מחסומים אנטומיים לאינטובציה, שיקולי עלות נלקחו בחשבון בשיטה שלנו.

יחד השימוש בידיים עוזרות, מעמד עכבר, אוטוסקופ ואור סיב אופטי הופכים את האינטובציה לקלה יותר ללמידה והרבה יותר מהירה לביצוע, בהוצאה מופחתת למעבדות. ניתן להימנע מהעלות של עמדת האינטובציה הזמינה מסחרית על ידי שימוש בעמדת אינטובציה בעבודת יד27. ניתן לשלם את עלות מכלול האור הסיבי האופטי על ידי רכישת כבל הסיבים האופטיים בנפרד (בעלות נמוכה בהרבה, ~ 9 דולר לעומת 218 דולר מדעי - בזמן כתיבת שורות אלה). כדי להשלים את מקור האור הסיבי האופטי, ניתן להשתמש במכסה חרוטי של 50 מ"ל עם חור בתוכו וסרט לאיסוף אור מפנס טלפון נייד (ראה איור S3, וטבלת החומרים). Das et. כל אחד מתאר מכשיר דומה11. עבור מעבדות מסוימות, העלות המופחתת של פתרון זה עשויה להפוך את השיטה שלנו להליך נגיש הרבה יותר. מעבר לעלויות, הקושי לאשר את מיקום הצינור האנדוטרכיאלי הפך את האינטובציה של עכברים למרתיעה.

בעבר, כדי לאשר שהצינור האנדוטרכיאלי ממוקם כראוי, חוקרים הסתמכו על ערפול מראה על ידי החזקת מראה דנטלית מעל הצינור האנדוטרכיאלי18. עם זאת, נפח הגאות והשפל הקטן והשינויים בטמפרטורת החדר מונעים לעתים קרובות ערפול מראה ומובילים לטעויות בשיפוט. במקרה של אינטובציה של עכברים, הדבר מהווה סיכון חמור לפציעה. אחרים פנו לגרימת מצוקה נשימתית על ידי חסימת הצינור האנדוטרכיאלי10. זה גורם ללחץ נרחב על החיה ומספק פחות מידע מאשר "שיטת הבועה". יתר על כן, החדרת טיפולי ריאות ואוויר לקיבה עקב אישור לא מספק של מיקום הצינור האנדוטרכיאלי עלולה לגרום למצוקה בנוסף לפגיעה ביעילות החומר הניתן. השימוש ב"שיטת הבועה" מספק אישור חזותי מהיר ואמין יותר למיקום הצינור האנדוטרכיאלי ומהווה שיפור קל לעומת שיטה דומה שתוארה קודם לכן28. "שיטת הבועה" גם מאפשרת לחוקר להעריך בערך את קצב הנשימה ונפח הגאות של החיה.

מיקום בעלי חיים והדמיה של קפלי הקול הם המפתח לטכניקה זו. מצאנו שספקולת האף בילדים הייתה גדולה ומסורבלת מכדי להחזיק את הפה פתוח ואת הלחיים במהלך האינטובציה, אך הם עזרו מאוד במהלך האימון מכיוון שהם אפשרו לחוקר להדגים מיקום אוטוסקופ. קשה להדריך מתאמן לזהות את האנטומיה הרלוונטית, ושיפור הראות בפה העכבר היה המפתח, מה שנעזר משמעותית בשימוש באוטוסקופ המסחרי. בימוי באמצעות זכוכית מגדלת מוארת וידיים עוזרות הם חלק בלתי נפרד מסיוע למפעילים חסרי ניסיון באינטובציה, אם כי הם עשויים להיות פחות קריטיים עבור מפעילים מנוסים.

בזמן אימון בשיטה זו, ייתכן שיהיה צורך בפתרון בעיות. אם הצינור האנדוטרכיאלי נכנס לוושט שוב ושוב, ייתכן שהגלוטיס התכווץ, החך הרך עלול להיות מודלק ומיקום נכון עשוי להיות קשה יותר. בנסיבות אלה, אפשר לבעל החיים להתאושש במשך מספר דקות לפני שתנסה שוב אינטובציה. יש לציין את מספר הניסיונות החוזרים בפרוטוקול IACUC ותמיד להקפיד עליו. אם אתה מתקשה לראות את קפלי הקול, קצב הנשימה עלול להיות מדוכא עקב הרדמה רבה מדי, או שמיקום העכבר עשוי להיות לא מתאים (לרוב הראש מוטה לאחור יותר מדי). במקרה זה, מקם מחדש את החיה ואפשר לה להתאושש מההרדמה לפני שתנסה שוב. צינור הבועות אמור להדגים בבירור את נפח הגאות של החיה. אם הבועה זזה רק מעט, התנשמות עקב לחץ המופעל על קנה הנשימה על ידי צינור אנדוטרכיאלי שאינו במקומו עלולה לגרום לתנועה זו. במקרה זה, עיין בחותמת זמן: 8:25 ובאיור S3 כדי לראות עד כמה נפח הגאות ניכר בעת שימוש ב"צינור הבועה" על צינור אנדוטרכיאלי הממוקם כהלכה. אם הצינור האנדוטרכיאלי שלך אינו במקומו, הסר אותו מיד ואפשר לבעל החיים להתאושש לפני שתנסה שוב את ההליך.

למרות שאינטובציה והחדרה תוך-קנה עדיפות בהרבה על שיטות אחרות, הן היו קשות מדי מבחינה טכנית מכדי לאמץ אותן באופן נרחב. השיטות המתוארות כאן הופכות את ההחדרה התוך-קנה והאינטובציה של העכברים לנגישות ומעשיות. למרות שיישומים עתידיים של טכניקה זו תלויים מאוד במה שמועבר לריאות ובאיזה הקשר הם ניתנים, שיטה קלה ואמינה סוללת את הדרך להתקדמות רבה בביולוגיה של הריאות.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אין לנו גילויים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אבגיל בויד (אוניברסיטת דרום אלבמה) סיפקה הדרכה מרכזית להתאמת פרוטוקול האינטובציה שלנו על סמך הניסיון שלה. לארקין קולס חשף את הכותבים לטכנולוגיית אוטוסקופ ביתית. Penn Vector-Core יצרה את הווקטור הנגיפי ששימש בניסוי. קנדיס פישר היא מנהלת המעבדה שלנו; היא חלק בלתי נפרד מהעבודה שאנו עושים. מדיסון רובין שמרה על סדר העבודה, הסטריליות והארגון של הוויווריום שלנו לאורך כל הניסויים הללו.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
סיבים אופטיים LightiFiber Optic ערכת תאורה, עכברקנט סיינטיפיק ETI-12ETI-MSE-02רכיב של מכלול הסיבים האופטיים, תואם לאורות אחרים ולכבל הסיבי האופטי החלופי מתחת
למכלול סיבים אופטיים חלופיBraintree ScientifucRW-A37 47חלופה, לא נדונה (אך איננו רואים סיבה שזה לא יעבוד)
מכלול סיבים אופטיים חלופימכשיר הרווארד72-9075חלופה, לא נדונה (אך איננו רואים סיבה שזה לא יעבוד)
מכלול סיבים אופטיים חלופייםבעבודת יד על ידי מעבדהN/Aהוראות שנמצאות כאן באמצעות פקק גומי: DOI 10.3791/50318
מכלול סיבים אופטיים חלופיבעבודת יד בעבודת יד על ידי מעבדהN/A (החומרים המפורטים להלן)עשוי ממכסה חרוטי של 50 מ"ל, סרט ומעמד אינטובציה סיבים סיבים אופטיים 0.75 מ"מ
, עכברקנט סיינטיפיק ETI-MSE-01מעמד מתכוונן לאינטובציה, גרסאות רבות מתוצרת עצמית זמינות, מדפי טיפים ופלטפורמות עץ בשימוש, כמה חלופות רשמו חלופות מתאימות רבות זמינות.
עמדות אינטובציה חלופיותBraintree ScientifucRIS 100אלטרנטיבה, לא נדונה (אבל אנחנו לא רואים סיבה שזה לא יעבוד)
עמדות אינטובציה חלופיותNatsume SeisakushoKN-1014אלטרנטיבה, לא נדונה (אבל אנחנו לא רואים סיבה שזה לא יעבוד)
אינטובציה חלופית עומדתVetland000A3467אלטרנטיבה, לא נדונה (אבל אנחנו לא רואים סיבה שזה לא יעבוד)
עמדות אינטובציה אלטרנטיביותבעבודת יד על ידי מעבדהN/Aעשוי מקלסר 3 טבעות כאן: DOI 10.3791/60844 (פורסמו מספר שיטות חלופיות)
תפר משי קלוע שאינו נספג, גודל 0כלי מדע עדין 18020-00כל יותר מ-1 אינץ' יפגע בקרינה 
צנתר Safelet IV 20G x 1 אינץ'NiproNPRCI+2025או דומה
RS-5358 מיקרו מלקחייםFisherRS-5358או דומה, כולל ידיים עוזרות 
זכוכית מגדלת עם אור ומעמד, יד מגנטית גמישה EOOKU, 5X& 10X 12V 108 יחידות מנורת מגדלת חרוזי LED, 3 מצבים מתכוונן מסתובב צוואר אווז זרועות & צלחת בסיס כבדהאמזוןhttps://www.amazon.com/Magnifying-
EOOKU-Flexible-Adjustable-Gooseneck
/dp/B0C5MC6QNW/ref=sr_1_5?crid=F4
PZY6UOCEE9& dib=eyJ2IjoiMSJ9.
gj5cKLw4v3CDSkrQKcs73kXqVtnJl
JpBKEp_FcTCIEQSO3EirxEYoH
ySohcPg0ZDhmnFwGeLit22nM
SJxpz1MPP0
q6-PwbPzzMT0RWB_pXkmSBiAo5xB
J4QSf8_BoLZ4u8S8lfIo5WI9-VuXj75X
eo0LQfygagaSMgW58XO2bbasOfaw
cwxZXs5cTqCUmKh5bRn7A19_
cY2a0-x_ly-27RXXPinVbBNW00Ww8jY55x
fnWFCaK5lnPb4VxSV6iTCOhMnkm
TopFiA3rCLNXcBDGCwfLdw22w
17T0c_rRhh-MREW
. TtsVr89Bo5YLvaXvarcbKxJ07GK
zMMVSg5op4U5eyvA& dib_tag=
se& מילות מפתח=הגדלה+זכוכית+עם
+אור+EOOKU+3+ב+1& qid=1709661
709& קידומת=הגדלה + זכוכית + עם+
אור + eooku + 3 + ב + 1% 2 כובעים %2C98 & sr=8-5		או דומה, כל מלקחיים משוננים מכופפים דק יעבדו 
הסרת שעוות אוזניים - כלי להסרת שעוות אוזניים עם סט אוזניים 8 יחידות - מנקה אוזניים עם מצלמה - ערכה להסרת שעוות אוזניים עם אור - מצלמת אוזניים עם 6 כפות אוזניים - מנקה אוזניים עבור iOS & אנדרואיד (שחור)אמזוןhttps://www.amazon.com/Ear-Wax-
הסרה-מסיר-אנדרואיד%EF%
BC%88Black%EF%BC%89/dp/B0
9KZ8TS7L/ref=pd_lpo_sccl_1/147
-1203879-4147304?pd_rd_w=Lt8
Ta& content-id=amzn1.sym.1ad20
66f-97d2-4731-9356-36b3edf1ae
04& pf_rd_p=1ad2066f-97d2-4731
-9356-36b3edf1ae04& pf_rd_r=
MDQ3AHH4AC8T2KFX1RBE&
pd_rd_wg=ja4H2& pd_rd_r=52d9
372c-b34b-4f6a-93f6-974754d96
3d9& pd_rd_i=B09KZ8TS7L& PSC=1		או דומה, מספר מותגים זמינים 
AZIMOM PMMA פלסטיק קצה זוהר כבל סיבים אופטיים 0.75 מ"מ (0.02 אינץ') 100 מ' (328 רגל) / גליל לתקרת שמי כוכב כל סוג הוביל אור מנוע נהג מקוראמזוןhttps://www.amazon.com/AZIMOM
-פלסטיק - ניתן לחיתוך-תקרה-1 יחידות0-00
98in328ft/dp/B07WC9JV5N/ref=sr
_1_9?dib=eyJ2IjoiMSJ9.K7NmvB
hJOux4zdNBKSPo-ac4HYPDPUS
F85Qlra7o7G2FQl9MQLj1D7QtPJ
cxnAeDiYm_yNWPhwj44nhSfwqM
vs1AtulruHGEsfjLEAjRGSFpNLgN
H-Ewc190MluERArk91lR9Od6ceB
Hkz2AJad11hVUkWEOb0-emUWW
b2U4fNN0upQKgyD1vE
eU0DtClQ73tDe22z4CXrSLP7vC
D9jF2APfz1liHou_zdiAyCSFb1Df
bC8Ymce6zXV0qOD3gQFkm6j
NV5bN1DG8SH_BaV4vofzj98T
JVRnNElEzUzjx0rY. AMHl3h-jIz
GTeGjvej0Nq8FTPLEPmfiQ
UDPz_U6ctI0& dib_tag=se&
keywords=fiber%2Boptic%2Blight
%2Bstrands& qid=1722619884& sr
= 8-9& th=1		או דומה, סיבים משמשים לבניית מכשיר בקו 7
צינור חרוטי 50 מ"לCell Treat229421כל מכסה חרוטי מפלסטיק אטום 50 מ"ל אמור לתפקד. אינו בא במגע או קרוב לבעל חיים ולכן אין צורך בסטריליות 
IsofluraneVetOneהתייעץ עם צוות
Innoculum N/Aספציפי לניסוי
טיפים לפיפטה (מסנן)N/Aמסנן סטרילי p100 ו-p1000 טיפים בשימושמותג/ספק לא רלוונטי 
תא אינדוקציהלא ישיםכפי שזמין במוסד שלךמותג/ספק לא רלוונטי 
רפידות הכנה איזופרופנולN/Aלניקוי מכשיריםמותג/ספק לא רלוונטי 
צינורות צינורות גמישים בקוטר קטן יעבדו לבניית "צינור בועה"  (שלנו בקוטר ~3 מ"מ ונלקח מקו IV)
מנעול LuerN / Aכדי להתאים את הצינור שלך למעלהלבניית "צינור בועה"
3M חצי מסכת פנים3M17-986-9Bלהגבלת החשיפה לגז
טוויסט עניבהN/AN/Aכדי לשמור על צורת ה-U של צינור הבועה
וטרינרישלך

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. The Pneumonia Etiology Research for Child Health (PERCH) Study Group. Causes of severe pneumonia requiring hospital admission in children without HIV infection from Africa and Asia: the PERCH multi-country case-control study. Lancet. 394 (10200), 757-779 (2019).
  2. Shiels, M. S., Haque, A. T., Berrington de González, A., Freedman, N. D. Leading causes of death in the US During the COVID-19 pandemic, March 2020 to October 2021. JAMA Intern Med. 182 (8), 883-886 (2022).
  3. Egger, C., et al. Administration of bleomycin via the oropharyngeal aspiration route leads to sustained lung fibrosis in mice and rats as quantified by UTE-MRI and histology. PLOS ONE. 8 (5), e63432(2013).
  4. Nielsen, T. B., Yan, J., Luna, B., Spellberg, B. Murine oropharyngeal aspiration model of ventilator-associated and hospital-acquired bacterial pneumonia. J Vis Exp. (136), e57672(2018).
  5. Seo, Y., et al. Optimizing anesthesia and delivery approaches for dosing into lungs of mice. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 325 (2), L262-L269 (2023).
  6. Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Lab Anim. 37 (3), 204-206 (2003).
  7. Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Lab Anim. 43 (4), 399-401 (2009).
  8. Samsamshariat, S. A., Movahed, M. R. Using a 0.035-in. straight-tip wire and a small infant laryngoscope for safe and easy endotracheal intubations in rats for cardiovascular research. Cardiovasc Revasc Med. 6 (4), 160-162 (2005).
  9. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Lab Anim. 42 (2), 222-230 (2008).
  10. Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Contemp Top Lab Anim Sci. 44 (2), 52-55 (2005).
  11. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. J Vis Exp. (73), e50318(2013).
  12. Thomas, J. L., et al. Endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope. J Vis Exp. (86), e50269(2014).
  13. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J Appl Physiol. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  14. Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C., Nelson, A. M. Repeated Orotracheal Intubation in Mice. J Vis Exp. (157), e60844(2020).
  15. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J Appl Physiol (1985). 106 (3), 984-987 (2009).
  16. Controlled Substance Schedules. , US Department of Justice Diversion Control Division. https://www.deadiversion.usdoj.gov/schedules/schedules.html (2025).
  17. Cesarovic, N., et al. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anaesthesia in laboratory mice. Lab Anim. 44 (4), 329-336 (2010).
  18. Balloy, V., Huerre, M., Latgé, J. -P. Differences in patterns of infection and inflammation for corticosteroid treatment and chemotherapy in experimental invasive pulmonary aspergillosis. Infect Immun. 73 (1), 494-503 (2005).
  19. Clary, E. M., O'Halloran, E. K., de la Fuente, S. G., Eubanks, S. Videoendoscopic endotracheal intubation of the rat. Lab Anim. 38 (2), 158-161 (2004).
  20. Silva, P. L., Scharffenberg, M., Rocco, P. R. M. Understanding the mechanisms of ventilator-induced lung injury using animal models. Intensive Care Med Exp. 11 (1), 82(2023).
  21. Schulz, H., et al. Respiratory mechanics in mice: strain and sex specific differences. Acta Physiol Scand. 174 (4), 367-375 (2002).
  22. Americo, J. L., Cotter, C. A., Earl, P. L., Liu, R., Moss, B. Intranasal inoculation of an MVA-based vaccine induces IgA and protects the respiratory tract of hACE2 mice from SARS-CoV-2 infection. PNAS. 119 (24), e2202069119(2022).
  23. Belser, J. A., Gustin, K. M., Katz, J. M., Maines, T. R., Tumpey, T. M. Comparison of traditional intranasal and aerosol inhalation inoculation of mice with influenza A viruses. Virology. 481, 107-112 (2015).
  24. Pelgrim, C. E., et al. Intratracheal administration of solutions in mice; development and validation of an optimized method with improved efficacy, reproducibility and accuracy. J Pharmacol Toxicol Methods. 114, 107156(2022).
  25. Kunda, N. K., Price, D. N., Muttil, P. Respiratory tract deposition and distribution pattern of microparticles in mice using different pulmonary delivery techniques. Vaccines. 6 (3), 41(2018).
  26. Driscoll, K. E., et al. Intratracheal instillation as an exposure technique for the evaluation of respiratory tract toxicity: uses and limitations. Toxicol Sci. 55 (1), 24-35 (2000).
  27. Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. J Vis Exp. (51), e2702(2011).
  28. Hattori, T., et al. Gene expression profiling of IL-17A-treated synovial fibroblasts from the human temporomandibular joint. Mediators Inflamm. 2015, 436067(2015).

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Endotracheal Tube

מאמרים קשורים