מאמר שיטה

השתלת מכשירי טלמטריה אלקטרואנצפלוגרמה ואלקטרוקרדיוגרמה בערכות ארנב יילודים

DOI:

10.3791/67740

⸱

28 בפברואר 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of Michigan, Ann Arbor, 2Unit for Laboratory Animal Medicine, University of Michigan, Ann Arbor, 3Department of Pharmacology, University of Michigan, Ann Arbor, 4Department of Neurology, University of Michigan, Ann Arbor

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מנגנונים של מוות פתאומי בלתי צפוי באפילפסיה (SUDEP) אינם מובנים היטב ומאתגרים לתרגום מהמודלים הנוכחיים. ארנבים טרנסגניים עשויים להציע תובנות לגבי מנגנונים אלה. אנו מתארים שיטה להקלטות אלקטרואנצפלוגרפיה ואלקטרוקרדיוגרפיה ארוכות טווח בערכות ארנבים טרנסגניות כדי להעריך אירועים חמורים שעלולים להוביל למוות.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

וריאנטים פתוגניים בגנים של תעלות יונים קשורים לשיעור גבוה של מוות פתאומי בלתי צפוי באפילפסיה (SUDEP). מנגנוני SUDEP אינם מובנים היטב אך עשויים לכלול הפרעות בתפקוד אוטונומי והפרעות קצב לב בנוסף להתקפים. חלק מהגנים של תעלות יונים באים לידי ביטוי הן במוח והן בלב, מה שעלול להגביר את הסיכון ל-SUDEP בחולים עם תעלות יונים הקשורות לאפילפסיה והפרעות קצב לב. ארנבים טרנסגניים המבטאים גרסאות אפילפסיה מספקים אורגניזם שלם לחקר הפיזיולוגיה המורכבת של SUDEP. חשוב לציין, ארנבים משכפלים יותר את הפיזיולוגיה של הלב האנושי מאשר מודלים של עכברים. עם זאת, למודלים של ארנבים יש שיקולי בריאות והרדמה נוספים כאשר הם עוברים הליכי ניטור פולשניים. פיתחנו שיטה חדשנית להשתלה כירורגית של מכשיר טלמטריה לניטור ארוך טווח של אלקטרואנצפלוגרמה סימולטנית (EEG) ואלקטרוקרדיוגרמה (ECG) בערכות ארנב יילודים. כאן, אנו מדגימים שיטות כירורגיות להשתלת מכשיר טלמטריה בערכות P14 (טווח משקל 175-250 גרם) עם תשומת לב מפורטת לגישה כירורגית, הרדמה וניטור מתאימים וטיפול לאחר הניתוח, וכתוצאה מכך שיעור סיבוכים נמוך. שיטה זו מאפשרת ניטור רציף של אלקטרופיזיולוגיה עצבית ולבבית בנקודות קריטיות בהתפתחות הפרעות קצב לב, התקפים ו-SUDEP פוטנציאלי במודלים של ארנבים של אפילפסיה גנטית או נרכשת.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מוות פתאומי בלתי צפוי באפילפסיה (SUDEP) הוא גורם מוביל למוות בחולי אפילפסיה. המנגנונים של SUDEP אינם מובנים היטב אך עלולים לכלול הפרעות בתפקוד אוטונומי, דום נשימה והפרעות קצב לב בנוסף להתקפים 1,2,3,4,5,6,7. לחולים עם אפילפסיה גנטית הקשורה לתעלה יש את השיעורים הגבוהים ביותר של SUDEP. לדוגמה, SUDEP מתרחש אצל עד 20% מהחולים עם וריאנטים בגן תעלת הנתרן SCN1A8, הגן האחראי לתסמונת דרבט, אפילפסיה גנטית עם הופעה בשנה הראשונה לחיים. גנים רבים הקשורים לאפילפסיה מתבטאים הן במוח והן בלב, כאשר נתוני מעבדה וקליניים מצביעים על כך שהפרעות קצב לב עשויות להיות קיימות בחולים עם אפילפסיות גנטיות הקשורות לתעלה7, 9,10,11,12, מה שעלול להגביר את הסיכון שלהם ל-SUDEP עקב הפרעת קצב לב קטלנית הנגרמת על ידי התקפים או התרחשות בו-זמנית של התקפים והפרעות קצב. הערכת SUDEP במסגרת המעבדה מציבה אתגרים רבים. מנקודת מבט לבבית, פוטנציאל הפעולה הלבבית בעכברים שונה מאוד מאשר בבני אדם13, ומודלים אנושיים של iPSC-מיוציטים לבביים14 אינם יכולים לשכפל את המורכבות של האורגניזם כולו. מודלים של ארנב טרנסגני של אפילפסיה גנטית מספקים מערכת אידיאלית לחקר SUDEP, שכן פיזיולוגיה של לב ארנב משכפלת יותר את זו של האדם13,15, תוך מתן אורגניזם שלם לחקר פתופיזיולוגיה מורכבת. מכיוון ש-SUDEP עשוי להתרחש כבר בהתקף הראשון, הערכת מודלים של בעלי חיים אלה מנקודת זמן מוקדמת חיונית להבנת הופעת ההתקפים והפרעות קצב הלב. הקלטת וידאו בתקופת היילוד היא מאתגרת, מכיוון שערכות ארנב עדיין נמצאות לעתים קרובות בקן. הקלטת אלקטרואנצפלוגרמה רציפה (EEG) או אלקטרוקרדיוגרמה (ECG) עם מערכת קווית מסורתית אינה אפשרית כאשר הערכות נמצאות עם הסכר. הקלטה לסירוגין לא צפויה ללכוד אירועים נדירים וסופיים הקשורים ל-SUDEP. לכן פנינו לניטור טלמטריה מושתל אלחוטי כדי לספק רישום EEG ו-ECG לטווח ארוך, רציף ובו זמנית בערכות ארנבות.

המפתחות להצלחה בפרוטוקול זה הם הרדמה מתאימה ותמיכה לאחר הניתוח לבעלי חיים פגיעים אלה. ארנבים נמצאים בסיכון גבוה בהרבה למוות בהרדמה (1.39%-4.8%) בהשוואה לכלבים וחתולים (0.17%-0.24%) בשל מאפיינים אנטומיים ופיזיולוגיים ייחודיים16,17. התורמים העיקריים לסיכון הרדמה מוגבר זה כוללים ניהול דרכי נשימה לא אופטימלי וסיבוכים חריפים לאחר הניתוח. גורמים מרובים תורמים לקושי באינטובציה אצל ארנבים, כולל פה ארוך וצר עם לשון רחבה, זווית חדה בין הפה לגרון, תזוזה גבית של האפיגלוטיס, רגישות מוגברת לטראומה גרונית ונטייה מוגברת לעוויתות גרון 18,19,20. לאחר פרק ההרדמה המיידי, ארנבים נמצאים בסיכון לפתח תסמונת קיפאון במערכת העיכול מסכנת חיים. זוהי בעיה מורכבת ורב-גורמית, וההרדמה מניחה כתורמת באמצעות השפעות תרופתיות ישירות המעכבות את תנועתיות הקיבה ו/או אנורקסיה משנית לאחר ההליך מכל סיבה שהיא (כאבים ללא הקלה, בחילות וכו').21.

הפיזיולוגיה הייחודית של יילודים ותינוקות של ארנבים מחמירה את האתגרים הקשורים להרדמה וניתוח. לארנבים יש צעירים שנולדו עם מנגנונים לא מפותחים להומאוסטזיס פיזיולוגי ושיקולים אנטומיים מיוחדים. גישה וניטור תוך ורידי קשים מכיוון שרוב המוצרים המסחריים אינם מותאמים לגודל כלי הדם הקטן, קצב הלב הגבוה במנוחה והעור הפיגמנטי של ערכות ארנב צלב לבן הולנדי וניו זילנדי. מכיוון שתפוקת הלב תלויה בקצב הלב ביילודים22, ובאופן כללי, פינוי התרופה בדרך הכליות או הכבד יורד בהשוואה למבוגרים23, שיקולים לבחירת תרופות ומינון מתאימים הם קריטיים. הגורם העיקרי למוות בהרדמה אצל ארנבים נחשב משני לדיכאון נשימתי ודום נשימה. בנוסף לבעיות ניהול דרכי הנשימה שכבר נדונו עבור כל הארנבים, ליילודים יש דחף נשימתי מדוכא לנוכח היפוקסמיה והיפרקפניה, מה שהופך את ההיבט המאתגר ממילא של ההרדמה למסוכןיותר.

בפרוטוקול הזה אנו מתארים שיטה מוצלחת להשתלת טלמטריה של EEG ו-ECG (איור 1) במודל של ארנב יילוד של אפילפסיה עם שיעור הישרדות גבוה של ניתוח והרדמה. מידע זה יאפשר לחוקרים אחרים להתמודד עם מודלים מאתגרים של ארנבות יילודים כדי לקדם את המחקר על אפילפסיה, הפרעות קצב לב והפרעות נוירו-התפתחותיות קשורות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל העבודה המתוארת נבדקה ואושרה על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת מישיגן כחלק מפרוטוקול שימוש בבעלי חיים מאושר ועולה בקנה אחד עם החוקים וההנחיות הפדרליים הרלוונטיים, כולל חוק רווחת בעלי החיים של USDA ומדיניות שירותי בריאות הציבור של NIH. אוניברסיטת מישיגן היא מוסד מוסמך AAALACi.

1. הכנת בעלי חיים

  1. ערכות גילוח גס (גיל P14-P19, משקל >175 גרם) 1-2 ימים לפני ההליך כדי למזער את זמן ההרדמה ביום הניתוח באמצעות קוצץ.
  2. חיטוי או גז מעקרים את כל הכלים והחומרים הכירורגיים (ככל האפשר) לקראת ההליך.
  3. השראת הרדמה עם קטמין (10 מ"ג/ק"ג IM), בופרנורפין הידרוכלוריד (0.01 מ"ג/ק"ג IM) 0.3 מ"ג/מ"ל מדולל ל-0.03 מ"ג/מ"ל, וסבופלורן וחמצן באמצעות הרדמה במסכה באמצעות מעגל ללא נשימה חוזרת.
  4. הנח קטטר תוך-ורידי (IV) בגודל 26 גרם 3/4 אינץ' בווריד האפרכסת (מועדף) או בווריד הצפאלי ושטוף עם מי מלח הפריניים 10 יחידות/מ"ל.
  5. גלח את הבטן, החזה, הגב, הצוואר והראש קרוב ככל האפשר לעור באמצעות להב #40 או #50.
  6. יש למרוח משחת עיניים סיכה ללא תרופות למניעת כיב בקרנית.
  7. מתן משככי כאבים (קרפרופן 4 מ"ג/ק"ג SQ - מדולל ל-25 מ"ג/מ"ל) ואנטיביוטיקה סביב הניתוח (צפזולין 20 מ"ג/ק"ג IV מדולל ל-50 מ"ג/מ"ל). יש לתת מחדש אנטיביוטיקה כל 90-180 דקות מזמן הניתוח.

2. הכנה כירורגית (איור 2)

  1. העבירו את ערכת ההרדמה לשולחן הניתוחים והניחו אותה על כרית חימום אינפרא אדום הנשלטת באמצעות מדחום רקטלי.
  2. הנח את האף והפה במסכת פנים מודפסת בתלת מימד מותאמת אישית המחוברת עם מחבר מסתובב למעגל ג'קסון-ריס שאינו נושם מחדש (שקית 0.5 ליטר) ושמור על הרדמה סבופלורן (1.5%-7% לביצוע) עם זרימת חמצן ב-2 ליטר לדקה.
  3. שמרו על הרדמה עם סבופלורן ועקבו אחר עומק ההרדמה באמצעות אוקסימטר דופק על האוזן או הכפה ו/או דופלר על עורק הירך או ישירות על הלב.
  4. התאם את ההרדמה לאורך כל ההליך כדי לשמור על דופק (HR) בין 180-260, ריווי חמצן >85% וקצב נשימה בין 10-50 נשימות לדקה (הדמיה ישירה של טיולים או תנועה של שקית הנשימה מחדש).
    הערה: יש תרופות חירום זמינות (גליקופירולאט, אפינפרין, דוקספרם).
  5. אבטח את הערכה למסכת הפנים על ידי הדבקה עדינה של הגפיים הקדמיות למסכה.
  6. מקם את הערכה במצב מעט ימני-צדדי על ידי הצמדת הרגל האחורית השמאלית לשולחן הניתוחים.
  7. הכינו את כל הבטן עם קרצוף כירורגי מחומם לסירוגין בטדין ומי מלח סטריליים.
    הערה: ניתן להשתמש בתמיסה כירורגית נוספת לסיום השפשוף אם רוצים. המנתח, לובש קרצוף ייעודי, מצנפת שיער וכיסויי נעליים, ישפשף באופן אספטי וילבש חלוק וכפפות סטריליות כדי לבצע את ההליך בתנאים סטריליים.
  8. הניחו מגבות כירורגיות דביקות משני צידי הערכה וכסו אותה בווילון כירורגי גדול. חותכים חור בגודל מתאים כדי לחשוף את הבטן והחזה.
  9. פתח את השתל על השדה הניתוחי והנח תפרי עיגון שאינם נספגים בכל אחד מחורי העיגון של השתל. השאירו את התפר מחובר עם זנב של 5-6 ס"מ (איור 3A). מניחים את השתל בקערה של מי מלח סטריליים מחוממים.

3. מיקום השתל בבטן

  1. לאחר הקפדה על הרדמה מספקת, בצע חתך של 3 ס"מ דרך העור לאורך הלינאה אלבה בעזרת אזמל.
  2. בצע חתך זהיר דרך השריר כדי לפתוח את חלל הצפק.
  3. הנח את השתל בחלק הגולגולתי של חלל הבטן ומקם אותו משמאל לחתך.
  4. השתמש בטרוקר כדי להוציא את חוט האק"ג השלילי מחלל הצפק והעור כ-2 ס"מ מימין לחתך. מנהרה את 3 החוטים הנותרים 3-4 ס"מ משמאל לחתך כדי לאפשר לשתל לשבת בנוחות בתוך חלל הצפק.
  5. אבטח את השתל עם תפרי העיגון לדופן הגחון של חלל הצפק, כדי להבטיח שלא יילכד מעיים (איור 3B).
  6. סגור את דופן הבטן בתפר נספג בתבנית רציפה.
  7. סגור את חתך העור עם תפר שאינו נספג בתבנית מופרעת.

4. מיקום מובילי האק"ג

  1. מנהרה את עופרת האק"ג השלילית תת עורית לחזה העליון הימני בגובה הצלע הראשונה.
  2. נתח בצורה בוטה כיס תת עורי כדי לסלסל באופן רופף כ -10 ס"מ חוט.
    הערה: סלילים הדוקים מתחת לעור עלולים להוביל לשחיקת העור ולחשיפה לחוטים.
  3. חותכים את החוט העודף ויוצרים לולאה עם החוט החשוף על ידי קשירת הקצה לחוט המבודד בתפר שאינו נספג.
  4. אבטח את הלולאה לשריר עם 2 תפרים שאינם נספגים.
  5. סגור את שריר הצפק מימין סביב החוט עם 1-2 תפרים נספגים בתבנית מופרעת.
  6. סגור את העור בחזה העליון הימני ובבטן הימנית עם 2-3 תפרים שאינם נספגים בתבנית מופרעת.
  7. מנהרה את כבל האק"ג החיובי לצלע התחתונה השמאלית וחזור על השלבים לעיל כדי להדק אותו לשריר ולסגור את החתך.
  8. מנהרה ה-EEG מוביל תת עורית לצד הצדדי השמאלי ככל האפשר בשדה הניתוח.
  9. הוסף תפר נספג אחד לשריר הצפק משמאל סביב החוטים המתהווים. סגור את העור עם תפר שאינו נספג בתבנית מופרעת.
  10. עטפו את חוטי ה-EEG החשופים בנייר אלומיניום סטרילי.

5. הכנת משטח הגב

  1. לאחר מכן עוזר לא סטרילי יסיר את הווילון הסטרילי ואת עניבת הרגליים.
  2. סובב את הערכה למצב שכיבה (איור 2B) תוך הקפדה על מסכת הפנים להישאר במקומה היטב על ידי סיבוב באמצעות מחבר המסתובב בין מסכת הפנים למעגל. התאם את צגי הדופק ו/או הדופלר לפי הצורך כדי להבטיח ניטור הרדמה רציף.
  3. הכן את שדה הניתוח עם קרצוף בטדין שיכלול את הראש, הצוואר והגב כולו תוך הקפדה על קרצוף סביב אזור החוטים היוצאים בצד שמאל.
  4. לאחר מכן המנתח יניח מגבת דבק סטרילית מתחת לצד שמאל בעוד חבילת חוטי נייר האלומיניום מוחזקת על ידי עוזר לא סטרילי.
  5. הסר בצורה סטרילית ובעדינות את החוטים מחבילת האלומיניום והנח אותם על השדה הסטרילי. מסיימים את העטיפה במגבות סטריליות.
  6. מכסים בווילון סטרילי וחותכים חלון גדול מספיק כדי לחשוף את כל השדה הסטרילי.

6. מיקום מוליכי EEG

  1. בצע חתך של 3 ס"מ דרך הקרקפת בקו האמצע כדי לחשוף את הגולגולת.
  2. השתמש בטרוקאר כדי לחפור באופן תת עורי את מובילי ה-EEG מהצד השמאלי לגולגולת.
  3. נקו וגרדו את הפריאוסטאום מהעצמות הקודקודיות החשופות בעזרת אזמל.
  4. הכנס מקדחה כף יד לכיסוי אולטרסאונד סטרילי. הכנס מקדחה 1.0 מ"מ למקדחה.
  5. קדחו חורי קוצים דו-צדדיים לעצמות הקודקודיות כ-0.5 ס"מ לפני הלמבדה ו-0.5 ס"מ לרוחב התפר הסגיטלי.
    הערה: היזהר עם כמות הלחץ המופעלת על הגולגולת הגבית מכיוון שהדבר יכול לחסום את דרכי הנשימה הגחוניות, ולכן ניטור נשימתי הוא המפתח בשלב זה של ההליך. ירידה קבועה או משמעותית בקצב הלב עשויה להצביע על חסימה נשימתית (ברדיקרדיה משנית לדום נשימה) ואמורה לעורר הערכה ופעולה מיידית.
  6. השתמש במלקחיים עדינים כדי להכניס בורג לתוך חור הבור. השתמש במברג כדי להכניס בערך באמצע הדרך (איור 3C).
  7. נתח בצורה בוטה כיס תת עורי לאורך החלק האחורי של הצוואר כדי לסלסל באופן רופף כ -10 ס"מ של חוט.
  8. חותכים את החוט העודף. הפשיט את הבידוד מהקצה ומתח את החוט.
  9. צור לולאה בקצה החוט החשוף על ידי קשירת קשר, תוך שמירה על לולאה קטנה. הנח את הלולאה מעל הבורג והדק את הבורג לגולגולת, וודא שהחוט נוגע בבורג. הנח את חוט ההארקה משמאל ואת חוט ההקלטה מימין.
  10. הערך את אותות הטלמטריה בתוכנת הניתוח לנאמנות לאחר שכל החוטים נמצאים במקומם. אות ה- EEG יופיע במשרעת נמוכה בזמן שהערכה מורדמת.
  11. אבטח את הברגים והחוטים לגולגולת בעזרת אקריליק דנטלי ואפשר לה להתקשות לחלוטין.
  12. סגור את העור עם תפר שאינו נספג על הראש והצד השמאלי.
  13. יש להזריק בופיבקאין (מינון מקסימלי של 2 מ"ג/ק"ג של 5 מ"ג/מ"ל מדולל ל-2.5 מ"ג/מ"ל) תת עורית בכל חתך. יש לכסות כל חתך בכמות קטנה של דבק עור הניתן באמצעות מזרק טוברקולין.

7. התאוששות בהרדמה

  1. כבה את הרדמת הסבופלוראן וספק רק חמצן למשך 5 דקות לפחות תוך הסרת הסרט שנותר, העטיפה וניטור ההרדמה.
  2. יש לבדוק את רמות הגלוקוז בדם באמצעות גלוקומטר ולתת נוזלים תת עוריים מחוממים ב-10% ממשקל הגוף (ק"ג).
  3. ברגע שהחיה מגיבה לגירוי כואב (צביטת הבוהן), עברו לאינקובטור התאוששות המוגדר ל-37-38 מעלות צלזיוס.
    הערה: לעתים קרובות, טמפרטורת הערכה תרד משמעותית במהלך העברה זו. זה עשוי להיות מועיל להחזיר את הערכה לכרית החימום האינפרא אדום של הביופידבק או לספק חום משלים נוסף.
  4. עקוב חזותית באופן רציף ורשום את טמפרטורת פי הטבעת, קריאות אוקסימטר דופק, דופק וקצב נשימה כל 10-15 דקות.
  5. ברגע שהחיה אמבולטורית וערנית באופן עקבי, הסר את הקטטר התוך ורידי והפעל לחץ על המקום עד שהדימום ייפסק.

8. טיפול וניטור לאחר הניתוח

  1. החזר את הערכה לסכר ולחברי המלטה. ודא שחומרי קינון ותזונה משלימה (טבלת חומרים) זמינים בכלוב כדי לסייע בוויסות חום והתאוששות.
  2. בדקו את הערכה מדי יום במשך 7-10 ימים לאחר הניתוח, שקלו מדי יום וספקו תזונה משלימה בכלוב.
  3. ביומיים הראשונים לאחר ההחלמה (D1 ו-D2), יש לתת משככי כאבים נוספים כל 24 שעות (קרפרופן 4 מ"ג/ק"ג רבוע - מדולל ל-5 מ"ג/מ"ל) ונוזלים תת עוריים (5-7 מ"ל).
  4. בשלושת הימים הראשונים לאחר ההחלמה (D1, D2 ו-D3), בדקו את הערכה פעמיים ביום, והעריכו אם יש עדויות לכאב, אמבולציה, מראה חתך והידרציה. פעם ביום במהלך פרק זמן זה, יש למדוד את טמפרטורת הערכה כדי להבטיח שאין עדות לזיהום וויסות חום מתאים.
  5. הסר תפרים אם החתכים נרפאים כראוי לאחר 7-10 ימים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

התוצאה המוצלחת של פרויקט זה דרשה פיתוח של פרמטרים מרובים בהליך השתל ופרוטוקול ההקלטה. ניתוח השתלה נוסה או בוצע ב-16 ערכות ארנבות, כאשר 14 שרדו בהצלחה את ההליך. מתוכם, 12 שרדו עד לנקודת הסיום של הניסוי. הסיבות למוות במהלך הניתוח או לאחר הניתוח מודגשות בטבלה 1, יחד עם שינויים בהליכים שאפשרו הצלחה עתידית בהשגת נקודת הסיום של הניסוי. הסיבוך הניתוחי השכיח ביותר היה דיכוי נשימתי, שהוביל להיפוקסיה וברדיקרדיה. הפרוטוקול שונה כך שיכלול שיטות ניטור מרובות, כולל 2 מדי דופק ומוניטור דופלר. זה מאפשר ניטור גיבוי אם צג...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הפרוטוקול המתואר לזירוז הרדמה, ניטור ותמיכה מאזן את צרכי המחקר לגישה כירורגית וקלות עם תקני הזהב של טיפול וטרינרי. לפני שהמעבדה אימצה את הפרוטוקול המתואר כנוהל סטנדרטי, נוסו מספר שיפורים פוטנציאליים אחרים, כולל מיקום שתל תת עורי גבי, שימוש בצינור אנדוטרכיאלי או בדרכי הנשימה של מסכת הגרון, ושימוש בחיבור סטטוסקופ הוושט לניטור דופק. עם זאת, כולם ננטשו בסופו של דבר מסיבות שונות. אמנם יש מספיק מקום תת עורי למיקום טלמטריה, אך חוסר היכולת לסגור שטח מת עקב גוף הטלמטריה ותכנון יציאת החוטים, האתגר...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים אסירי תודה על המימון של NIH R61NS130070 ל-LLI.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
עטיפה אלסטית 1 אינץ' - Coban או Vetwrap3Mhttps://www.3m.com/3M/en_US/p/d/b00003186/
4-0 PDS תפר מונופילמנטEthicon
5-0 Ethilon מחשב
Acquisitionמחשב Dell
מגבות כירורגיות דביקותN/AN/A
מעגל הרדמה - Jackson-Reevs עם שקית הנשמה 0.5 ליטרJorVetJ0248GA
פילינג בטדיןN/AN/A
Bupivicaine (0.5%)N/AN/Aמדולל ל-2.5 מ"ג/מ"ל לפני מתן
בופרנורפין (0.3 מ"ג/מ"ל)N/AN/Aמדולל ל-0.03 מ"ג/מ"ל לפני המתן 
בר - 1.00 מ"מCell Point Scientific60-1000לקידוח גולגולת
קפזולין (1 גרם ליפולד)N/AN/Aמדולל ל-50 מ"ג/מ"ל
קרפרופן (50 מ"ג/מ"ל)MWIוטרינרימדולל ל-25 מ"ג/מ"ל לפני מתן
אפליקטורים עם קצה כותנהN/AN/A
מסכת פנים מודפסת תלת מימד מותאמת אישיתN/A
אקריליק דנטליN/AN/A
ג'ל דיאט CriticareClear H2O72-05-5042תמיכה תזונתית 
דופר ג'ל - AquasonicPatterson 07-890-5542
דופלר - Vet-Dop2Patterson07-888-8986
Doxapram (20 מ"ג/מ"ל)MWI וטרינריN/Aחירום בלבד
Dumont #5 מלקחיים עדיניםכלי מדע עדינים11254-20להחזקת ברגים
Duraprep3M8630Final skin prep
ecgAuto Data Analysis Softwareemka technologiesN/A
אפינפרין (1:1000)MWI וטרינריN/Aחירום בלבד
גזהN/AN/A
גלוקומטר ipet ProMWI וטרינרי63867ניטור אם התאוששות לקויה
גליקופירולאט (0.2 מ"ג/מ"ל)MWIוטרינריN/Aחירום בלבד
סולם גרםN/AN/A
HemostatsFine Science Tools13008-12החזק לולאות תיל תוך כדי קשירת הלולאה במקומה
מיקרו-מקדחה אידיאליתCell Point Scientific67-1204לקידוח גולגולת
אינקובטורDRE-וטרינרי (אינפנטיה - NB1)N/A
תיבת אינדוקציהVetEquip941444
כרית חימום Infared - RightTemp JrKent Scientific CorporationRT-0502
תוכנת קליטת נתונים IOX2EMKA טכנולוגיותN/A
IV קטטר - Covidein Monoject 26 G, 3/4 אינץ' PTFE פטרסון 07-836-8494
קטמין (100 מ"ג/מ"ל)MWI וטרינריN/A
סרט רפואיN/AN/A
מלקחיים בתבנית צרה - ישר/12 ס"מFine Science Tools11002-12
סטסקופ יילודיםאולטרסקופN/A
Olsen-Hegar מחזיק מחט עם מספריים - 12 ס"מFine Science Tools12002-12לתפירה
משחה עיניים PuralubeMWI וטרינריN/Aניתן לשתי העיניים בזמן ההרדמה
חומר סיכה אופטלמולוגי - Paralube Veterson 07-888-2572
אוקסימטר דופק (AccuWave נייד)פטרסון07-892-9128להכנה והתאוששות; קורא דופק עד 400
אוקסימטר דופק (SDI - Vet/Ox plus 4700)HeskaN/Aתוך ניתוחי; כבר לא מיוצר
מקלט טכנולוגיות emkaN/Aמקלט 1 לכל 4 שתלי טלמטריה
מדחום רקטליN/AN/A
אזמלFine Science Tools10003-12
מספרייםכלי מדע עדינים14002-12לחיתוך וילונות
מברג - 1.0 מ"מN / AN / Aמסט מיני מברגים לאלקטרוניקה
ברגים 00-96 x 3/32 (2.4 מ"מ)Protech International8L0X3905202F
SevofluraneMWI תחזוקה וטרינרית הרדמה
Sevoflurane ומכונת הרדמהN/AN / A
דבק עור, GlutureMWI וטרינרי34207למרוח במשורה עם מזרק
מספריים קטניםFine Science Tools14084-08
רדיד אלומיניום סטריליN/AN/Aלעטוף חוטים לפני סיבוב בעלי חיים 
מברשת צבע סטריליתN/AN/Aלמריחת אקריליק דנטלי 
מלח סטרילייםN/AN/A
כפפות כירורגיות סטריליותN/AN/A
כיסוי אולטרסאונד סטריליN/AN/Aלכיסוי המקדחה
מים סטרילייםN/AN/Aלהבנה מחדש של cefazolin
להב כירורגי מס' 15N/AN/A
חלוק כירורגיN/AN/A
- Jorgensen LabsPatterson 07-802-2349לחיבור מעגל הרדמה למסכת פנים
שתל טלמטריהטכנולוגיות emka  easyTEL+_M1_EETA_B_35
TrocarSAITRO-10-6לחוטי מנהרה
https://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products Ethicon https://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products https://www.dell.com/en-ushttps://www.thingiverse.com/thing:923725מי וילון כירורגי N/A N/A מחבר מסתובב

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bagnall, R. D., Crompton, D. E., Semsarian, C. Genetic Basis of Sudden Unexpected Death in Epilepsy. Front Neurol. 8, 348(2017).
  2. Surges, R., et al. Pathologic cardiac repolarization in pharmacoresistant epilepsy and its potential role in sudden unexpected death in epilepsy: a case-control study. Epilepsia. 51 (2), 233-242 (2010).
  3. Surges, R., Thijs, R. D., Tan, H. L., Sander, J. W. Sudden unexpected death in epilepsy: risk factors and potential pathomechanisms. Nat Rev Neurol. 5 (9), 492-504 (2009).
  4. Shorvon, S., Tomson, T. Sudden unexpected death in epilepsy. Lancet. 378 (9808), 2028-2038 (2011).
  5. Schuele, S. U., et al. Video-electrographic and clinical features in patients with ictal asystole. Neurology. 69 (5), 434-441 (2007).
  6. Massey, C. A., Sowers, L. P., Dlouhy, B. J., Richerson, G. B. Mechanisms of sudden unexpected death in epilepsy: the pathway to prevention. Nat Rev Neurol. 10 (5), 271-282 (2014).
  7. Sahly, A. N., Shevell, M., Sadleir, L. G., Myers, K. A. SUDEP risk and autonomic dysfunction in genetic epilepsies. Auton Neurosci. 237, 102907(2022).
  8. Cooper, M. S., et al. Mortality in Dravet syndrome. Epilepsy Res. 128, 43-47 (2016).
  9. Negishi, Y., et al. SCN8A-related developmental and epileptic encephalopathy with ictal asystole requiring cardiac pacemaker implantation. Brain Dev. 43 (7), 804-808 (2021).
  10. Meisler, M. H., et al. SCN8A encephalopathy: Research progress and prospects. Epilepsia. 57 (7), 1027-1035 (2016).
  11. Watanabe, H., et al. Sodium channel β1 subunit mutations associated with Brugada syndrome and cardiac conduction disease in humans. J Clin Invest. 118 (6), 2260-2268 (2008).
  12. Goldman, A. M., Glasscock, E., Yoo, J., Chen, T. T., Klassen, T. L., Noebels, J. L. Arrhythmia in heart and brain: KCNQ1 mutations link epilepsy and sudden unexplained death. Sci Transl Med. 1 (2), 2ra6(2009).
  13. Nerbonne, J. M. Mouse models of arrhythmogenic cardiovascular disease: challenges and opportunities. Curr Opin Pharmacol. 15, 107-114 (2014).
  14. Frasier, C. R., et al. Channelopathy as a SUDEP Biomarker in Dravet Syndrome patient-derived cardiac myocytes. Stem Cell Rep. 11 (3), 626-634 (2018).
  15. Camacho, P., Fan, H., Liu, Z., He, J. -Q. Small mammalian animal models of heart disease. Am J Cardiovasc. 6 (3), 70-80 (2016).
  16. Brodbelt, D. Perioperative mortality in small animal anaesthesia. Vet J. 182 (2), 152-161 (2009).
  17. Lee, H. W., Machin, H., Adami, C. Peri-anaesthetic mortality and nonfatal gastrointestinal complications in pet rabbits: a retrospective study on 210 cases. Vet Anaes Anal. 45 (4), 520-528 (2018).
  18. Comolli, J., et al. Comparison of endoscopic endotracheal intubation and the v-gel supraglottic airway device for spontaneously ventilating New Zealand white rabbits undergoing ovariohysterectomy. Vet Rec. 187 (10), e84-e84 (2020).
  19. Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits. Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).
  20. Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).
  21. Quesenberry, K. E., Orcutt, C. J., Mans, C., Carpenter, J. W. Gastrointestinal Diseases of Rabbits. Ferrets, Rabbits, and Rodents. , Elsevier. MO. (2020).
  22. Desai, A., Macrae, D. Cardiovascular Physiology in Infants, Children, and Adolescents. Pediatric and Congenital Cardiology, Cardiac Surgery and Intensive Care. , Springer. London. (2020).
  23. Bansal, N., Momin, S., Bansal, R., Venkata, S. K. R. G., Ruser, L., Yusuf, K. Pharmacokinetics of drugs: newborn perspective. Pediatr Med. 7, 19(2024).
  24. Trachsel, D., Erb, T. O., Hammer, J., von Ungern-Sternberg, B. S. Developmental respiratory physiology. Paediat Anaesth. 32 (2), 108-117 (2022).
  25. Benito, S., Hadley, S., Camprubí-Camprubí, M., Sanchez-de-Toledo, J. Blind endotracheal intubation in neonatal rabbits. J Vis Exp. 168, e61874(2021).
  26. Okamoto, S., Matsuura, N., Ichinohe, T. Effects of volatile anesthetics on oral tissue blood flow in rabbits: A comparison among isoflurane, sevoflurane, and desflurane. J Oral Maxillofac Surg. 73 (9), 1714.e1-1714.e8 (2015).
  27. Elshalakany, N. A., Salah, A. M. Comparative study: evaluation of the effect of sevoflurane versus isoflurane in general anesthesia for pediatric patients undergoing cardiac catheterization. Egypt J Anaesth. 38 (1), 409-414 (2022).
  28. Anjana, R. R., Parikh, P. V., Mahla, J. K., Kelawala, D. N., Patel, K. P., Ashwath, S. N. Comparative evaluation of isoflurane and sevoflurane in avian patients. Vet World. 14 (5), 1067-1073 (2021).
  29. Johnson, R. A., Striler, E., Sawyer, D. C., Brunson, D. B. Comparison of isoflurane with sevoflurane for anesthesia induction and recovery in adult dogs. Am J Vet Res. 59 (4), 478-481 (1998).
  30. Campbell, C., Nahrwold, M. L., Miller, D. D. Clinical comparison of sevoflurane and isoflurane when administered with nitrous oxide for surgical procedures of intermediate duration. Can J Anaesth. 42 (10), 884-890 (1995).
  31. TerRiet, M. F., et al. Which is most pungent: isoflurane, sevoflurane, or desflurane. Br J Anaesth. 85 (2), 305-307 (2000).
  32. Khanna, V. K., Pleuvry, B. J. A study of naloxone and doxapram as agents for the reversal of neuroleptanalgesic respiratory depression in the conscious rabbit. Br J Anaesth. 50 (9), 905-912 (1978).
  33. Flecknell, P. A., Liles, J. H., Wootton, R. Reversal of fentanyl/fluanisone neuroleptanalgesia in the rabbit using mixed agonist/antagonist opioids. Lab Anim. 23 (2), 147-155 (1989).
  34. Shafford, H. L., Schadt, J. C. Respiratory and cardiovascular effects of buprenorphine in conscious rabbits. Vet Anaesth Analg. 35 (4), 326-332 (2008).
  35. Feldman, E. R., Singh, B., Mishkin, N. G., Lachenauer, E. R., Martin-Flores, M., Daugherity, E. K. Effects of cisapride, buprenorphine, and their combination on gastrointestinal transit in New Zealand white rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 60 (2), 221-228 (2021).
  36. Harcourt-Brown, F. M., Harcourt-Brown, S. F. Clinical value of blood glucose measurement in pet rabbits. Vet Rec. 170 (26), 674-674 (2012).
  37. Rivera, D. A., Buglione, A. E., Ray, S. E., Schaffer, C. B. MousePZT: A simple, reliable, low-cost device for vital sign monitoring and respiratory gating in mice under anesthesia. PLoS One. 19 (3), e0299047(2024).
  38. Nicou, C. M., Passaglia, C. L. Characterization of intraocular pressure variability in conscious rats. Exp Eye Res. 239, 109757(2024).
  39. Sadko, K. J., Leishman, D. J., Bailie, M. B., Lauver, D. A. A simple accurate method for concentration-QTc analysis in preclinical animal models. J Pharmacol Toxicol Methods. 128, 107528(2024).
  40. Vuong, J. S., Garrett, J. J., Connolly, M. J., York, A. R., Gross, R. E., Devergnas, A. Head mounted telemetry system for seizures monitoring and sleep scoring on non-human primate. J Neurosci Methods. 346, 108915(2020).
  41. Bosinski, C., Wagner, K., Zhou, X., Liu, L., Auerbach, D. S. Multi-system monitoring for identification of seizures, arrhythmias and apnea in conscious restrained rabbits. J Vis Exp. (169), e62256(2021).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

SUDEPEEG

מאמרים קשורים