מאמר שיטה

פעולה פשוטה למודל עכברי ניקוב אנדווסקולרי של דימום תת-עכבישי

DOI:

10.3791/67783

⸱

13 ביוני 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Spine Institute, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 3Key Laboratory of Theory and Therapy of Muscles and Bones, Ministry of Education (Shanghai University of Traditional Chinese Medicine), 4School of Traditional Chinese Medicine, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כאן אנו מציגים פעולה פשוטה למודל עכברי ניקוב אנדווסקולרי של דימום תת-עכבישי בשילוב עם ניקוד נוירולוגי.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מודל הניקוב האנדווסקולרי משמש בדרך כלל כשיטה לדמות דימום תת-עכבישי (SAH) במחקרים ניסיוניים. מקיף ואמין ככל שיהיה, הוא דורש טכניקות מסובכות. פרוטוקול זה מפשט את המודל בפירוט מסוים, בשילוב עם ניקוד נוירולוגי. אנו משתמשים בתפר ניילון כדי ללולאה ולמשוך את עורק הצוואר המשותף (CCA) כדי לחסום את זרימת הדם באופן זמני מלבד קשירה מסורתית, המציעה שדה ניתוחי ברור. השימוש בעט האלקטרו-צריבה לאיחוי כלי הדם מפחית את הסיכון לדימום. יתר על כן, אנו משתמשים בחוט עם סימן שחור כדי להקל על קביעת עומק הפנצ'ר.

ההתקדמות ללא הפרעה של הסמן השחור מעבר לפיצול הצוואר, שבו עורק הצוואר המשותף (CCA) מתפצל לעורק הצוואר הפנימי (ICA), מלווה בהתנגדות מינימלית, מצביעה על כך שהחוט עבר בהצלחה לצומת התוך גולגולתי של עורק המוח הקדמי (ACA) ועורק המוח האמצעי (MCA). תופעה זו מסמלת את מיקום החוט בנקודת התכנסות מוחית קריטית. לאחר מכן, קידום קל של החוט קדימה כדי לנקב את כלי הדם מאפשר פעולה קלה יותר לניקוב אנדווסקולרי בעכברים, ובכך מקל על יישום מודל הניקוב האנדווסקולרי בעכברים מהונדסים גנטית. זה יכול להיות חיוני מאוד למחקר מולקולרי ולמחקר ופיתוח תרופות.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

דימום תת-עכבישי (SAH), תת-סוג חמור של שבץ מוחי, קשור לשיעורים גבוהים של תחלואה ותמותה, במיוחד משפיע על אנשים באמצע שנות החמישים לחייהם. SAH ספונטני נגרם בעיקר על ידי קרע של מפרצת תוך גולגולתית, המתרחשת בעיקר במעגל וויליס 1,2. מבחינה קלינית, חולים מציגים לעתים קרובות כאבי ראש רעמים, תפקוד נוירולוגי לקוי וירידה מהירה בהכרה3. למרות ההתקדמות בטיפול נוירו-קריטי, כמעט 40% מהחולים מתים תוך חודש לאחר הדימום4. מספר סיבוכים משניים יכולים להתרחש לאחר SAH מפרצתי, מה שמוביל להידרדרות נוירולוגית מתקדמת. עם זאת, הפתופיזיולוגיה והמאפיינים הקליניים של SAH עדיין אינם מובנים היטב.

לפיכך, כדי להבין טוב יותר את המנגנונים הבסיסיים ולשפר את האסטרטגיות הטיפוליות, מודלים מקיפים ואמינים בבעלי חיים קטנים הם הכרחיים. עד כה הוצעו פרוטוקולים רבים להקמת מודלים של SAH. לדוגמה, גישה אחת כוללת הזרקת דם אוטולוגי לבור המים. פרוטוקול שונה נוסף כרוך בשתי זריקות נפרדות, כאשר האחת לבור המים והשנייה לבור הכיאזם האופטי. הזרקת הדם האוטולוגית זכתה לאימוץ נרחב בשל פשטותה הטכנית ושיעור התמותה החיובישלה 5,6. כדי להשיג את האפשרות להשתמש בחיית מעבדה קטנה יותר וזולה יותר, בארי ועמיתיו תיארו את מודל ה-SAH הראשון על חולדות ב-1979 שכלל ניקוב העורק הבסיסי עם מיקרו-אלקטרודות טונגסטן לאחר הסרת הגולגולת7.

בשנת 1995 הוצג מודל ניקוב אנדווסקולרי נוסף, גרסה שונה של מודל Zea-Longa של איסכמיה מוחית, שצורתו הנוכחית התבררה מאוחר יותר כמודל הנפוץ ביותר לחקר SAH8. מחקרים קודמים הראו כי לעכברים ולבני אדם יש מבנה כלי דם תוך גולגולתי דומה, המכונה מעגל וויליס, שבו המפרצת התוך גולגולתית מתרחשת בעיקר9. שיטה זו שאינה קרניוטומיה משכפלת מנגנוני קרע במפרצת אנושית באמצעות ניקוב התפצלות ICA מדויק10. יתר על כן, העכבר המהונדס גנטית משמש לעתים קרובות בחקר מנגנונים מולקולריים. עם זאת, בשל הטכניקות המסובכות שלו בבעלי חיים קטנים, מודל הניקוב האנדווסקולרי משמש בעיקר בחולדות או בארנבות ואילו יישומו בעכברים פחות נפוץ יחסית. לכן, יש חשיבות רבה לפשט את מודל העכברים לנקב אנדווסקולרי ולהפחית את שיעור התמותה הגבוה שלו.

כאן, אנו מציגים שינוי פשוט של מודל עכברי הניקוב האנדווסקולרי, המשלב גרסה שונה של סולם ההערכה הנוירולוגית של גרסיה11. השינוי שלנו מספק מודל קל, נוח ואמין למחקרים ניסיוניים עתידיים של SAH.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עכברים זכרים C57BL/6 (בני 6-8 שבועות), ללא פתוגנים ספציפיים, הוחזקו במתקן בעלי חיים עם טמפרטורה מווסתת ותנאי התאקלמות, שנשמרו במחזור אור/חושך של 12 שעות. לעכברים ניתנה גישה בלתי מוגבלת לתזונת מכרסמים סטנדרטית ומי ברז מעוקרים. תקופת הסתגלות של שבועיים הותרה לפני תחילת הניסויים. כל ההליכים הקשורים לבעלי חיים אושרו על ידי ועדת האתיקה של בעלי חיים של בית החולים לונגהואה ונוהלו בהתאם להנחיות הוועדה הלאומית למדע וטכנולוגיה של סין לטיפול ושימוש בחיות מעבדה.

1. הכנת בעלי חיים

  1. הנח את העכבר על כרית חימום שחוממת מראש ל-37 מעלות צלזיוס והמשיך לשמור על טמפרטורה זו עד לסיום הניתוח.
  2. להרדים את העכבר בשאיפה של 2-2.5% איזופלורן. שמור על 1-1.5% איזופלורן במהלך הפעולה בקצב זרימה של 0.4-0.6 ליטר לדקה.
  3. מקם את העכבר על שולחן הניתוחים, ייצב את ראשו, שמור אותו במצב שכיבה ואבטח את גפיו בעזרת סרט.

2. אינדוקציה SAH

  1. חתכו את העור עם מספריים לאורך אמצע הצוואר הקדמי (איור 1A).
  2. נתח את רקמת החיבור וחשוף את עורק הצוואר המשותף השמאלי (CCA) ואת ההתפצלויות שלו.
    הערה: הגן על עצב התועה ועל הבלוטות הסמוכות בזהירות (איור 1B).
  3. לולאה את ה-CCA עם תפר ניילון 6-0 והשאיר את שני הקצוות חופשיים ללא קשירה (איור 1C).
  4. חבר את שני קצוות התפר לסרט ומשוך בעדינות את התפר כלפי מטה וימינה בזווית של 45 מעלות למישור האופקי. אבטח את הסרט לשולחן הניתוחים כדי לחסום זמנית את ה-CCA (איור 1D).
    הערה: כאשר זרימת הדם בתוך הכלי החסום הופכת דמוית חוט, זה מעיד על חסימה מוצלחת.
  5. קשרו את עורק הצוואר החיצוני (ECA) עם תפר ניילון (איור 1E).
    הערה: אתר הצריבה צריך להיות קרוב ככל האפשר לקצה העליון, באורך של כ -2 מ"מ מהתפצלות הצוואר.
  6. התיך את ה-ECA הדיסטלי לאתר הקשירה באמצעות עט צריבה חשמלית (איור 1F).
  7. משוך את ה-ECA כלפי מטה לאט עד שעורק הצוואר הפנימי (ICA) נחשף. יישר את ה-ECA וה-ICA בקו ישר, תוך הבטחת המיקום הנכון עבור ההליך הבא (איור 1G).
  8. מחדדים את החלק העליון של הנימה. נקודת סימון על החוט ממוקמת 8 מ"מ מלמעלה.
  9. בצע חתך קטן עם מספריים להחדרת החוט לתוך ה- ECA. הכנס את החוט באמצעות זוג מלקחיים (איור 1H).
  10. קדם את החוט בזהירות בעזרת מלקחיים עד שהסימן השחור עובר לחלוטין דרך ההסתעפות של CCA ו-ICA. התקדמו מעט 2 מ"מ כדי לנקב את כלי הדם (איור 1I).
    הערה: מורגשת התנגדות משמעותית, מה שמעיד על כך שהושגה התפצלות עורק המוח הקדמי (ACA) - עורק המוח האמצעי (MCA).
  11. משוך את החוט מיד לאחר הניקוב.
  12. נתיך את ה-ECA באמצעות עט צריבה חשמלית (איור 1J).
  13. הסר את הסרט ומשוך את תפר הניילון של ה-CCA כדי להחזיר את זרימת הדם. שימו לב לפעימות הברורות של ה-CCA (איור 1K).
  14. סגור את חתך הצוואר עם תפרים נספגים 5-0.

3. קבוצה מזויפת

  1. בקבוצת הדמה, בצע את אותה פעולה כירורגית פרט לכך שהחוט מתקדם חלקית ב-ICA ונסוג מבלי לנקב12.

4. סוף הניסוי

  1. עשרים וארבע שעות לאחר הניתוח, העריכו את הביצועים הנוירולוגיים על פי הגרסה המעודכנת של מערכת הניקוד שדווחה על ידי Sugawara et al.11 (מ-Garcia et al.13 המקורי). בצע את שש ההערכות הבאות בצורה עיוורת: פעילות ספונטנית, תנועה של כל הגפיים, תנועת הגפיים הקדמיות, טיפוס על קיר כלוב התיל, תגובה למגע משני צידי הגזע ותגובה לגירוי ויבריזה. להעריך את התפקוד הנוירולוגי באמצעות טבלת ניקוד ההתנהגות (טבלה 1).
  2. להרדים את העכבר עם איזופלורן בשאיפה. הניחו את העכבר במצב שכיבה ואבטחו אותו לשולחן הניתוחים בעזרת סרט, וקבעו את גפיו. לאחר מכן, השתמש במספריים כדי לבצע חתך לאורך קו האמצע של הבטן, לחתוך את דופן הבטן ולחשוף את חלל בית החזה. חותכים בזהירות את עצם החזה כדי לחשוף את הלב.
  3. הכנס בזהירות מחט עירוי לחדר השמאלי, וודא שהמחט יציבה ואינה חודרת ללב.
  4. התחל להזרות עם 1x PBS מקורר מראש (4 מעלות צלזיוס) בקצב זרימה מתאים (כ-10 מ"ל/דקה) עד שהנוזל היוצא הופך צלול ושקוף, מה שמעיד על כך שהדם הוחלף במלואו.
  5. לאחר השלמת הזילוף, הסר את מחט העירוי והפסק את עירוי הנוזלים. המשך באיסוף רקמות המוח.

5. ניהול לאחר הניתוח

  1. בעת סגירת העור, יש לתת זריקה תוך שרירית של לורנוקסיקם כדי להקל על כאבי העכברים.
  2. במהלך הניתוח יש למרוח משחת עיניים אריתרומיצין על שתי העיניים כדי להקל על יובש העיניים.
  3. לאחר הניתוח, בהתבסס על כמות איבוד הדם במהלך התהליך הכירורגי, יש להזריק 0.2-0.4 מ"ל מי מלח לעכבר תוך צפקית להחלפת נוזלים.
  4. הזרקה תוך שרירית של פניצילין במינון של 40,000 יחידות ליום במשך 3 ימים רצופים למניעת זיהום.
  5. בדוק את בעלי החיים באופן קבוע לנשימה ספונטנית במהלך השעות הראשונות לאחר הניתוח ועקוב פעמיים ביום אחר נקודות קצה הומאניות מוגדרות מראש. המתת חסד של העכברים עם CO2 מיד אם נמצא שיש להם בעיות נשימה שנגרמו על ידי הניתוח או עומדים בנקודות קצה כלשהן, כולל ירידה של >20% במשקל מנקודת ההתחלה, חוסר יכולת מתמשכת לגשת למזון/מים או ליקויים נוירולוגיים חמורים.
    הערה: החיה לא נשארת ללא השגחה עד שהיא חוזרת להכרה מספקת כדי לשמור על שכיבה על החזה ואינה מוחזרת לחברת בעלי חיים אחרים עד להחלמה מלאה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ציונים נוירולוגיים
תשעה עכברים מכל קבוצה הוערכו 24 שעות לאחר הניתוח באמצעות שינוי של מערכת הניקוד שדווחה על ידי Sugawara et al.11 כדי להעריך SAH. הציון המקסימלי שניתן להשיג הוא 18. ביניהם, n = 9 בעלי חיים בקבוצת הדמה קיבלו כולם ציון 18. בקבוצת SAH, הציון הממוצע היה 11 (p < 0.0001) (איור 2).

שינויים פתולוגיים במוח
קרישי דם נראו בבסיס המוח והצטברו במעגל של וויליס, בעוד שלא זוהו ממצאים כאלה בקבוצת הדמ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

לסיכום, מחקר זה מציג מודל עכברי פשוט ואמין של דימום תת-עכבישי (SAH) הנגרם על ידי החדרת חוטים אנדווסקולריים, המציע גישה נוחה ויעילה. בהשוואה למודל הניקוב האנדווסקולרי הקיים, פרוטוקול זה זהה בשלב הניקוב: החוט מוחדר לעורק הצוואר החיצוני (ECA), מתקדם דרך עורק הצוואר המשותף (CCA), ולאחר מכן מכוון לעורק הצוואר הפנימי (ICA), שם הוא מתקדם עוד יותר כדי לנקב את עורק המוח הקדמי (ACA). אנו משתמשים בתפר כדי למשוך את ה-CCA כדי לחסום את זרימת הדם באופן זמני מלבד קשירה. בניגוד לחולדות, השדה הניתוחי בעכב...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין ניגודי אינטרסים להצהיר עליהם.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה מומן על ידי הקרן הלאומית למדעי הטבע (82305281 ל-CJM), תוכנית הפעולה לחדשנות במדע וטכנולוגיה בשנחאי (23YF1447900 עד CJM), תוכנית צ'נגואנג של הקרן לפיתוח החינוך בשנחאי, וועדת החינוך העירונית של שנגחאי (23CGA53 עד CJM).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
עכברי C57BL/6   שנחאי Jiesjie מעבדה בעלי חיים ושות'
  עט צריבה חשמליתZhuoyu Angel ציוד רפואי ושות', בע"מGermanV50מתאים לשימוש בניתוחים קלים שטחיים, קרישת רקמות וצריבה של צמחייה.
איזופלורנס RWD R650-IEאיזופלורן הוא חומר הרדמה כללי בשאיפה. יש לו מקדם חלוקת דם/גז קטן. כאשר משתמשים בו להרדמה של בעלי חיים, הוא יכול לגרום להרדמה חלקה, מהירה ונוחה, עם התאוששות מהירה, הרפיית שרירים טובה וללא השפעה מעוררת על מערכת העצבים הסימפתטית. קצב חילוף החומרים של איזופלורן בכבד נמוך, ולכן יש לו רעילות מועטה לכבד, ואין תופעות לוואי ברורות אפילו בשימוש חוזר. כדי למנוע את ההשפעות השליליות של גז פסולת הרדמה על הסביבה ואנשי המעבדה, מומלץ להשתמש בו יחד עם מערכת השבת גז.
נימה MACOBeijing CinontechCo.LTD 1620-A2משמש בעיקר לעכברים במשקל 20-25 גרם, קצה התפר נמס לצורה חצי כדורית, ללא ציפוי פוליליזין או סיליקון, מסומן במרחק של 9-10 מ"מ מהקצה, מחוטא וניתן להשתמש בו ישירות. לדגם זה שלושה מפרטי אריזה. מומלץ לבצע ניסוי מקדים לפני הניסוי הפורמלי כדי לקבוע את המודל המתאים.
מיקרוסקופאולימפוסBX61VSמיקרוסקופ זקוף ממונע לחלוטין המצויד במערכת האופטית UIS2, המיועד להדמיה ברזולוציה גבוהה ודיוק גבוה. התכונות כוללות אף ממונע, במה ומיקוד, כמו גם יכולות שקופיות וירטואליות ליצירת תמונות דיגיטליות גדולות ברזולוציה גבוהה של דגימות. מתאים ליישומי מחקר מתקדמים בפתולוגיה, ביולוגיה של התא, מדעי המוח ומדעי החומרים.
תפר ניילוןHuawei ציוד רפואי ושות', בע"מ  J1110תפר כירורגי שאינו נספג העשוי מחומרים בעלי חוזק גבוה ותואמים ביולוגית. 
, בע"מ

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Spontaneous subarachnoid haemorrhage. Lancet. 389 (10069), 655-666 (2017).
  2. Van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
  3. Yonekawa, Y., Marugg, R., Imhof, H. J., Ogata, N. Current treatment concepts in patients in the acute stage of subarachnoid hemorrhage due to rupture of an intracranial aneurysm. Praxis. 84 (22), 667-674 (1995).
  4. Abraham, M. K., Chang, W. -T. W. Subarachnoid hemorrhage. Emerg Med Clin of North Am. 34 (4), 901-916 (2016).
  5. Delgado, T. J., Brismar, J., Svendgaard, N. A. Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries. Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).
  6. Piepgras, A., Thoḿe, C., Schmiedek, P. Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model. Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).
  7. Barry, K. J., Gogjian, M. A., Stein, B. M. Small animal model for investigation of subarachnoid hemorrhage and cerebral vasospasm. Stroke. 10 (5), 538-541 (1979).
  8. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).
  9. Xu, Z., Rui, Y. N., Hagan, J. P., Kim, D. H. Intracranial aneurysms: Pathology, genetics, and molecular mechanisms. Neuromolecular Med. 21 (4), 325-343 (2019).
  10. Veelken, J. A., Laing, R. J. C., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke. 26 (7), 1279-1284 (1995).
  11. Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. J Neurosci Methods. 167 (2), 327-334 (2008).
  12. Kumagai, K., et al. New endovascular perforation subarachnoid hemorrhage model for investigating the mechanisms of delayed brain injury. J Neurosurg. 134 (1), 84-94 (2019).
  13. Garcia, J. H., Wagner, S., Liu, K. F., Hu, X. J. Neurological deficit and extent of neuronal necrosis attributable to middle cerebral artery occlusion in rats. Statistical validation. Stroke. 26 (4), 627-635 (1995).
  14. Liu, S., et al. Endovascular perforation model for subarachnoid hemorrhage combined with magnetic resonance imaging (MRI). J Vis Exp. (178), e63150(2021).
  15. He, H. Y., Ren, L., Guo, T., Deng, Y. H. Neuronal autophagy aggravates microglial inflammatory injury by downregulating CX3CL1/fractalkine after ischemic stroke. Neural Regen Res. 14 (2), 280-288 (2019).
  16. Ran, Y., et al. Splenectomy fails to provide long-term protection against ischemic stroke. Aging Dis. 9 (3), 467-479 (2018).
  17. Park, I. S., et al. Subarachnoid hemorrhage model in the rat: modification of the endovascular filament model. J Neurosci Methods. 172 (2), 195-200 (2008).
  18. Egashira, Y., Shishido, H., Hua, Y., Keep, R. F., Xi, G. New grading system based on magnetic resonance imaging in a mouse model of subarachnoid hemorrhage. Stroke. 46 (2), 582-584 (2015).
  19. Mutoh, T., et al. Value of three-dimensional maximum intensity projection display to assist in magnetic resonance imaging (MRI)-based grading in a mouse model of subarachnoid hemorrhage. Med Sci Monit. 22, 2050-2055 (2016).
  20. Fujimoto, M., et al. Deficiency of tenascin-C and attenuation of blood-brain barrier disruption following experimental subarachnoid hemorrhage in mice. J Neurosurg. 124 (6), 1693-1702 (2016).
  21. Liu, L., et al. Deficiency of tenascin-C alleviates neuronal apoptosis and neuroinflammation after experimental subarachnoid hemorrhage in mice. Mol Neurobiol. 55 (11), 8346-8354 (2018).
  22. Marbacher, S., et al. Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: Species, standard parameters, and outcomes. Transl Stroke Res. 10 (3), 250-258 (2019).
  23. Jackowski, A., Crockard, A., Burnstock, G., Russell, R. R., Kristek, F. The time course of intracranial pathophysiological changes following experimental subarachnoid haemorrhage in the rat. J Cereb Blood Flow Metab. 10 (6), 835-849 (1990).
  24. Solomon, R. A., Antunes, J. L., Chen, R. Y., Bland, L., Chien, S. Decrease in cerebral blood flow in rats after experimental subarachnoid hemorrhage: a new animal model. Stroke. 16 (1), 58-64 (1985).
  25. Titova, E., Ostrowski, R. P., Zhang, J. H., Tang, J. Experimental models of subarachnoid hemorrhage for studies of cerebral vasospasm. Neurol Res. 31 (6), 568-581 (2009).
  26. Suzuki, H., et al. Heme oxygenase-1 gene induction as an intrinsic regulation against delayed cerebral vasospasm in rats. J Clin Invest. 104 (1), 59-66 (1999).
  27. Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. Br J Neurosurg. 24 (4), 415-434 (2010).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

הסרטון יגיע בקרוב

מאמרים קשורים