מאמר שיטה

טכניקה כירורגית להחדרת קטטר עמוד השדרה המותני בחזירים המאפשרת גישה רציפה לשק ה-thecal במערך מסוף

680 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/67907

⸱

28 בפברואר 2025

 ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Aalborg University Hospital, 2Department of Infectious Diseases, Aalborg University Hospital, 3Department of Radiology, Aalborg University Hospital

במאמר זה

סיכום

אנו מציגים טכניקה להחדרת קטטר עמוד שדרה מותני ברמת L4-L5 בחזיר דני בן 3 חודשים כחלק מפרוטוקול מחקר טרמינלי, המאפשר עירוי רציף או דגימת CSF מהשק.

תקציר

חזירים משמשים יותר ויותר כמודל של בעלי חיים גדולים למחקר פרמקולוגי של מערכת העצבים המרכזית בשל הדמיון האנטומי והפיזיולוגי בין מערכת העצבים המרכזית של החזיר למערכת העצבים המרכזית האנושית (CNS). עם זאת, גישה לנוזל המוח השדרתי (CSF) בגזעי חזירים גדולים יותר על ידי טכניקות ניקוב מותני קונבנציונליות יכולה להיות מאתגרת בשל אוריינטציה אלכסונית של התהליכים הקוצניים בעמוד השדרה ומרחב בין-שכבתי מוגבל. בהתאם לכך, הליך כירורגי פתוח להחדרת קטטר עמוד שדרה מותני לדגימת CSF רציפה ברמת L4/L5 בחזירים מתואר ביסודיות בעבודה זו. לאחר מיקום החזיר וזיהוי ציוני הדרך האנטומיים, נעשה חתך כירורגי בקו האמצע הגבי כדי לחשוף את התהליכים הקוצניים. על ידי קידום מחט ההיכרות, קטטר עמוד השדרה מוחדר לתוך השק של תעלת עמוד השדרה תוך השארת מבני העצם של עמוד השדרה שלמים. שיטה זו מאפשרת עירוי רציף או דגימה מהשק החזירי עם מינימום דימום או דליפת CSF. ההליך פשוט, חסכוני בזמן וניתן לשחזור על פני מערכי ניסוי שונים, ומציע פוטנציאל משמעותי למחקרים פרה-קליניים שונים, כולל מחקר פרמקוקינטי, הכשרה כירורגית ומודלים של פגיעות בחוט השדרה.

מבוא

מודלים של בעלי חיים חיוניים כאשר מגבלות אתיות או מעשיות מונעות את השימוש בנבדקים אנושיים לחקירת מחלות או לבדיקת שיטות כירורגיות. בעוד שמכרסמים נמצאים בשימוש נפוץ בשל עלותם הנמוכה, הרלוונטיות התרגומית שלהם מוגבלת על ידי הבדלים משמעותיים מבני אדם1. חזירים, לעומת זאת, מציעים מספר יתרונות בהשוואה למכרסמים, כולל דמיון אנטומי ופיזיולוגי לבני אדם - במיוחד בהקשר של מחקר מערכת העצבים המרכזית 1,2. מודלים של כלבים שימשו לאורך ההיסטוריה כמודלים ניסיוניים למחקר במערכת העצבים המרכזית, אך שיקולים אתיים הגבילו את השימוש בכלביםבשנים האחרונות. יתר על כן, הגודל הדומה של איברי חזיר לבני אדם משפר את השימוש בהם במחקר כירורגי ובהכשרה פרוצדורלית4. מערכת העצבים המרכזית ועמוד השדרה החזיריים משקפים באופן הדוק את אלה של בני אדם, עם קווי דמיון בארכיטקטורה ובתפקוד של המוח וחוט השדרה 1,5,6. חשוב לציין, הממדים של עמוד השדרה ותעלת עמוד השדרה בחזירים הופכים אותם למתאימים למחקרים פרה-קליניים שונים 7,8, כולל אימון פרוצדורלי כירורגי 9,10, חדירת תרופות 11,12,13 ופגיעות בחוט השדרה 14.

גישה ל-CSF במודלים של חזירים היא קריטית במערכי ניסוי רבים. בעוד שניקור מותני מספק שיטה לדגימת CSF בודדת או מתן תרופות תוך-תקליות, ניקור מותני חוזר ונשנה אינו מעשי. הם מהווים סיכון פוטנציאלי להמטומה תוך שדרתית, נזק עצבי וזיהום CSF בדם. בחולים אנושיים, מיקרו-צנתרים בעמוד השדרה משמשים בדרך כלל לניקוז CSF מותני רציף בדימומים תת-עכבישיים מפרצתיים וצריכים, בשל דמיון בגודל, להתאים באותה מידה לדגימת CSF רציפה בחזירים. עם זאת, הבדלים אנטומיים ספציפיים למין בחזירים מהווים אתגרים ייחודיים לגישה ל-CSF. לדוגמה, נוכחותן של למינות חופפות, רצועות מאובנות ורקמת שומן אפידורלית בשפע הופכת את טכניקות הניקוב המותני המלעוריות לפחות אמינות15. במיני-חזירים בגטינגן, נעשה שימוש בשיטה מלעורית זעיר פולשנית, המאפשרת דגימת CSF סדרתית16. שיטה זו מסתמכת על זיהוי ידני של החללים הבין חולייתיים המותניים, והצנתור עצמו מבוצע ללא הדמיה של המציג. עם זאת, טכניקה זו פחות מתאימה לחזירים גדולים יותר, שכן שינויים אנטומיים בגודל החוליות, תהליכים קוצניים וכמות רקמת השומן האפידורלית מקשים על צנתור מלעורי15. לכן, ייתכן שיידרשו שיטות פולשניות יותר הכרוכות בחשיפת עמוד השדרה במודלים חזיריים גדולים יותר כדי להבטיח מיקום קטטר אמין.

מטרת כתב היד הזה היא לתאר את ההליך הכירורגי להחדרת קטטר עמוד השדרה לשק החזירי ברמת L4/L5. ההליך כולל מיקום הנבדק, תכנון החתך הניתוחי על סמך ציוני דרך אנטומיים, וגישה למבני העצם האחוריים של עמוד השדרה לפני הצנתור.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

הנבדקים שוכנו בהתאם לתקנות המקומיות באישור הפיקוח הדני על ניסויים בבעלי חיים (רישיון מס' 2020-15-0201-00401). מידע על הנושא: חזירי בית, נקבה, כ-40 ק"ג, גיל 3 חודשים.

1. נושא דיור וצום טרום ניתוחי

  1. נבדקים בקבוצות במחזורי אור/חושך של 12 שעות במכלאות דיור מאושרות לפחות 14 יום לפני ההליך כדי להבטיח התאקלמות נכונה ולהפחתת מתח17.
  2. ודא שהנבדקים היו במשטר גמילה ממזון במשך 12 שעות לפני ההרדמה המתוכננת כדי להפחית את הסיכון לרגורגיטציה. אם התזונה של הנבדקים כוללת אספסת או סוגים אחרים של חציר, יש להוציא זאת מהתזונה 2-3 ימים לפני ההליך, מכיוון שהדבר יכול לעכב את זמן ריקון הקיבה עוד18.

2. הרדמה וניטור

  1. יש להרדים את הנבדק באמצעות הזרקה תוך שרירית של 2 מ"ל/10 ק"ג משקל גוף של תערובת של קטמין 6.25 מ"ג/מ"ל, זולאזפם 6.25 מ"ג/מ"ל, טילטמין 6.25 מ"ג/מ"ל, בוטאורפנול 1.25 מ"ג/מ"ל וקסילזין 6.25 מ"ג/מ"ל (זולטיל).
  2. הנח את הנבדק במצב שכיבה על גבי שמיכת חימום כדי לתמוך בוויסות חום.
  3. יש להחדיר את הנבדק עם צינור19 בגודל 6.5, ולאוורר אותו מכנית עם אוויר לא לח, נפח גאות של 8-10 מ"ל/ק"ג, וקצב נשימה של 16-22 נשימות לדקה בהתאםלריכוזי CO 2 בסוף הגאות < 6.0 kPa.
    הערה: קריאות CO2 מאשרות את המיקום התוך-קנה הנכון של הצינור.
  4. שמור על הרדמה על ידי שאיפה של 3%-4% סבופלורן מאודה18.
  5. מרחו משחות עיניים בזהירות דו צדדית כדי למנוע יובש במהלך ההרדמה.
  6. ודא מידה מספקת של הרדמה על ידי בדיקת הרפיית שרירים והיעדר תנועת פלפברל כל10 דקות 18.
  7. הכנס קטטר שלפוחית השתן עם מדחום לשלפוחית השתן של הנבדק דרך השופכה19 כדי לנטר את הטמפרטורה ולאסוף שתן בשקית קטטר מתאימה.
  8. הכנס קטטר ורידי היקפי לווריד אוזן שטחי מתאים על ידי ניקוב מלעורי והשתמש בו לעירוי מי מלח רציף (NaCl, 0.9%), עירוי תרופות והמתת חסד בסוף המחקר.
  9. הכנס קטטר עורק הירך (גיליון 6 Fr) לעורק הירך הימני דרך ניקוב מלעור. השתמש בגישה זו לניטור לחץ דם פולשני מתמשך.
  10. עקוב אחר הסימנים החיוניים של הנבדק כל 5 דקות לאורך כל ההליך.
    הערה: סימנים חיוניים כוללים דופק, לחץ דם עורקי פולשני מתמשך, טמפרטורה תוך שלפוחית וריכוזCO2 בסוף הגאות.

3. מיקום בעלי חיים

  1. הנח את הנבדק במצב נוטה במרכז שולחן הניתוחים. ודא שעמוד השדרה של הנבדק ישר כדי למנוע עקמת.
  2. הניחו שק חול מתחת להיבט המותני של עמוד השדרה כדי להגביר את הזווית בין הלמינות.
  3. לגלח את השיער מאתר הניתוח בעזרת גוזם.
  4. מרחו תמיסת יוד על אתר הניתוח בדפוסים צנטריפוגליים. חזור על תהליך זה עד שכל אתר הניתוח מכוסה.
  5. הטה מעט את הנושא למצב זקוף.

4. הכנת ציוד כירורגי

  1. הכן את הציוד הכירורגי המפורט בטבלת החומרים.

5. זיהוי ציוני דרך אנטומיים מרכזיים

  1. זהה את פסגת הכסל בכל צד של עמוד השדרה המותני של הנבדק ועקוב אחר קווי המתאר באופן מדיאלי עד לזיהוי העצה (איור 1).
  2. זהה את החלל הבין חולייתי בקו האמצע בין ההיבט הגולגולתי של העצה לתהליך הקוצני של L6.
  3. זהה את התהליכים הקוצניים של L6, L5 ו-L4 (איור 1, איור 2).

6. חשיפת התהליכים הקוצניים

  1. בצע חתך בקו האמצע לאורך התהליכים הקוצניים L4-L6 באמצעות אזמל מס' 24, חותך את העור ואת תת העור.
  2. השתמש בחד-קוטבי כדי לצרוב דימום קטן מוורידים ועורקים שטחיים.
  3. נגב את הדם עם ביצה כירורגית ובדוק אם יש דימום פעיל; השתמש בחד-קוטבי בהתאם.
    הערה: חשוב להפסיק אפילו דימום קל כדי למנוע המטומות.
  4. הכנס את המפסק הכירורגי והרחיב את הפתח.
  5. זהה את הרצועה העל-ספינית הגבית לתהליכים הקוצניים.
  6. הרחב את החתך בהדרגה עם החד-קוטבי לאורך ההיבט הצדדי של התהליכים הקוצניים עד שנראה כ-1 ס"מ מהתהליכים הקוצניים (איור 3).
    הערה: אם האדם שמבצע את ההליך הוא ימני, יש לשקול לעקוב אחר ההיבט הצדדי הימני של הנבדק בתהליך הקוצני כדי להקל על הכנסת המציג מאוחר יותר.
  7. זהה את הרצועה הבין-קוצנית בין L4/L5 (איור 3).
  8. בדוק אם יש דימום פעיל והחל את החד-קוטבי לצריבה בהתאם.

7. גישה לשק ה-thecal

  1. זהה את החלל הבין חולייתי L4/L5 בין הלמינה של התהליכים הקוצניים על ידי מישוש ידני.
  2. הנח את המבוא עם השיפוע והלומן שלו מכוונים לכיוון הגולגולת בזווית לכיוון החלל התוך-למינרי L4/L5 (איור 2, איור 4, איור 5).
  3. ודא שהמבוא נשמר בנטייה אופקית של 30° ו-45° (איור 5).
    הערה: כוון לעבר החלל התוך-למינרי בין L4/L5.
  4. קדם בהדרגה את המציג עד שתורגש התנגדות עדינה; זה מייצג את הרצועה flavum.
    הערה: התחושה של התנגדות קהה מצביעה על כך שהמציג נעצר על ידי התהליך הקוצני. אם זה קורה, החזר את המציג 1 ס"מ והתקדם שוב בנטייה מעט שונה.
  5. הפעל לחץ יציב אך זהיר מאוד וקדם את המכניס מילימטר אחר מיליליטר דרך רצועת הפלבום עד שמורגש אובדן התנגדות פתאומי.
    הערה: אם הנבדק מפגין רפלקסים מוטוריים בשרירי המותניים או ברגליים האחוריות, הדבר נובע ממגע ישיר עם שורשי העצבים ולא הרדמה לא מספקת.
  6. עקוב אחר כל התקדמות של המציג על ידי הסרת הטרוקר כדי לבדוק אם יש זרימת CSF גלויה.
  7. אשר את המיקום הנכון של המביא בתוך תעלת עמוד השדרה על ידי אישור חזותי של זרימת CSF מהמכניס לאחר שחדר ל-ligamentum flavum ובהמשך לדורה מאטר.
    הערה: זרימה ספונטנית של CSF עשויה להיות איטית. ניתן לזרז את האישור על ידי מילוי המכניס במי מלח סטריליים והתבוננות בפעימות.
  8. הכנס מחדש את הטרוקר לתוך המכניס כדי למנוע אובדן מוגזם של CSF בזמן הכנת הקטטר.

8. החדרת קטטר לשק ה-thecal

  1. הכנס את חוט ההנחיה לתוך הצנתר.
  2. הסר את הטרוקר מהמציג.
  3. הכנס את הקטטר, המכיל את חוט המנחה, לתוך המכניס עד שתורגש התנגדות עדינה.
  4. מדוד 5 ס"מ רחוק מהמבוא וקבע סימן עם הסמן הכירורגי.
  5. הפעל לחץ עדין אך יציב כאשר הצנתר מתקדם לתוך השק עד שהסימן שנמדד קודם לכן מגיע למכניס.
    הערה: עקב רפלקסים מדולריים, הנבדק עלול להתעוות/לזוז למרות שהוא מורדם מספיק.
  6. החזר את המכניס בזהירות תוך שמירה על הצנתר במקומו.
    הערה: יש לאחוז בחוזקה בצנתר ברגע שהוא נראה מעל העור כדי למנוע מיקום שגוי בעת הסרת המציג.
  7. הסר את חוט ההנחיה תוך שמירה על אחיזה איתנה בצנתר בגובה העור (איור 6).
  8. חבר מזרק פלסטיק חד פעמי בנפח 2 מ"ל לצנתר.
  9. אשר מיקום בתוך תעלת עמוד השדרה על ידי CSF שאיפה מהצנתר.
  10. במקרה של חוסר CSF במזרק, החזר בעדינות את הקטטר כמה מילימטרים כדי להחזיר את הסבלנות.
  11. אבטח את קטטר עמוד השדרה למחזיר הניתוח ואת העור באמצעות סרט כדי למנוע מיקום שגוי.

9. מתן ליפופוליסכריד

  1. יש לתת 400 מיקרוגרם של E. coli lipopolysaccharide (LPS) (OH:143) לתוך היריעה הוורידית המרכזית.
  2. הפעל טיימר.

10. דגימת CSF

  1. השג דגימות CSF מדי שעה במשך 24 השעות הבאות כדי למדוד את ספירת הלויקוציטים הכוללת, CSF-אלבומין ו-CSF IgG. צייר מקסימום 0.5 מ"ל CSF בכל דגימה.

11. המתת חסד

  1. יש לתת בולוס של פנטוברביטל (50 מ"ג/ק"ג) דרך הצנתר הוורידי ההיקפי.
  2. התבונן בעקומות הדופק, לחץ הדם וריכוזה-CO2 בסוף הגאות במכונת ההנשמה לקו שטוח כאישור לדום הלב.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

מיקום הנטייה של החזיר מייעל את הגישה הכירורגית לחוליות המותניות. השימוש בשקי חול תומכים מגביר את הזווית בין תהליכים קוצניים מותניים סמוכים, ובכך משפר את הגישה לתעלת עמוד השדרה.

המחקר הנוכחי נועד לחקור את התגובה הדלקתית בתוך תא ה-CSF לאחר חיסון תוך חדרי עם E. coli lipopolysaccharide. בסך הכל עברו 10 חזירים את ההליך, וניתוחי CSF שלאחר מכן חשפו עלייה בממוצע הכולל של לויקוציטים CSF מ-30 x 106/L (טווח 17-39) ב-0 שעות ל-19,720 x 106/L (11,353-30,546) ב-12 שעות ועלייה ב...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

ההליך המודגם להחדרת קטטר מותני לדגימת CSF רציפה בחזירים כולל מספר שלבים מכריעים. ראשית, יש לחשוף את רמת החוליות הנכונה כדי להבטיח תנאים אופטימליים לצנתור מוצלח. חוט השדרה החזירי משתרע עוד יותר בזנב בהשוואה לבני אדם, ומגיע לרמה S2-S315, בניגוד לקונוס מדולריס האנושי, שמסתיים ברמה L1-L220. כתוצאה מכך, הגישה לבור המותני לדגימת CSF מאתגרת יותר אצל חזירים, במיוחד ברמות מותניות גבוהות יותר בהן חוט השדרה תופס יותר מהחלל התוך-תקלי. מניסיוננו, רמות L...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין ניגודי אינטרסים להצהיר עליהם.

תודות

המחברים מבקשים להביע את תודתנו הכנה על הניסיון המשותף לצוות המעבדה הביו-רפואית, בית החולים האוניברסיטאי אלבורג, דנמרק.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
שולחן ניתוחים מתכוונן לא ישים
מחמם Bair Hugger3M 
שמיכת חימום B5005241003 Bair Hugger3MB5005241003
צינור אנדוטרכיאלי גודל 6.5DVMedDVM-107860צינור אנדוטרכיאלי אזוק 
Euthasol Vet Dechra מוצרים וטרינריים A/S 380019פנטוברביטל להמתת חסד, 400 מ"ג/מ"ל 
קטטר פולי 12F בקטון, דיקינסון ושות'D175812Eקטטר עם חיישן תרמי מובנה 
קטטר היקפי תוך ורידיAvantor BDAM381344מידה G18
מעטפת תוך ורידית Coris Avanti AvantiCordis מעטפת עצם הירך 6F
חד קוטבית, מערכת ForceTriadמדטרוניק
, 2 מ"ל בקטון, דיקינסון ושות'300928
מכונת הנשמה פרימוס ד"ר ואומל; ger מכונת הנשמה עם וופורייזר מובנה להרמת סבופלורן 
מפסק שמירה עצמיתWorld Precission Instruments501722מפסק Weitlander, שמירה עצמית, 14 ס"מ קהה 
קטטר מותני סיליקון כולל תמיסתIntegra
Fresnius Kabi8055411000 מ"ל 
החלפות כירורגיות
אזמל כירורגי מס' 24סוואן מורטון5.03396E+12אזמל חד פעמי סטרילי של סוואן מורטון מס' 24
Zoletil Vet Virbacלזירוז הרדמה
מזרק פלסטיק מלח סטרילית NL8508330 סטריליותתערובת רפואית של

מקורות

  1. Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: A model for human infectious diseases. Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).
  2. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin Appl. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  3. Yaksh, T. L., Rudy, T. A. Chronic catheterization of the spinal subarachnoid space. Physiol Behav. 17 (6), 1031-1036 (1976).
  4. Lunney, J. K., et al. Importance of the pig as a human biomedical model. Sci Transl Med. 13 (621), eabd5758(2021).
  5. Lind, N. M., et al. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).
  6. Hoffe, B., Holahan, M. R. The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases. Front Physiol. 10, 838(2019).
  7. Toossi, A., et al. Comparative neuroanatomy of the lumbosacral spinal cord of the rat, cat, pig, monkey, and human. Sci Rep. 11 (1), 1955(1955).
  8. Busscher, I., Ploegmakers, J. J. W., Verkerke, G. J., Veldhuizen, A. G. Comparative anatomical dimensions of the complete human and porcine spine. Eur Spine J. 19 (7), 1104-1114 (2010).
  9. Säteri, T., et al. Ex vivo porcine models are valid for testing and training microsurgical lumbar decompression techniques. World Neurosurg. 155, e64-e74 (2021).
  10. Yamanouchi, K., et al. Validation of a surgical drill with a haptic interface in spine surgery. Sci Rep. 13 (1), 598(2023).
  11. Hanberg, P., Bue, M., Birke Sørensen, H., Søballe, K., Tøttrup, M. Pharmacokinetics of single-dose cefuroxime in porcine intervertebral disc and vertebral cancellous bone determined by microdialysis. Spine J. 16 (3), 432-438 (2016).
  12. Hvistendahl, M. A., et al. Cefuroxime concentrations in the anterior and posterior column of the lumbar spine - an experimental porcine study. Spine J. 22 (9), 1434-1441 (2022).
  13. Mariager, T., et al. Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: a novel porcine model. J Antimicrob Chemother. 79 (6), 1313-1319 (2024).
  14. Thygesen, M. M., et al. A 72-h sedated porcine model of traumatic spinal cord injury. Brain Spine. 4, 102813(2024).
  15. Pleticha, J., et al. Pig lumbar spine anatomy and imaging-guided lateral lumbar puncture: A new large animal model for intrathecal drug delivery. J Neurosci Methods. 216 (1), 10-15 (2013).
  16. Bergadano, A., et al. A minimally-invasive serial cerebrospinal fluid sampling model in conscious Göttingen minipigs. J Biol Methods. 6 (1), e107(2019).
  17. Maxwell, A. R., Castell, N. J., Brockhurst, J. K., Hutchinson, E. K., Izzi, J. M. Determination of an acclimation period for swine in biomedical research. J Am Assoc Lab Anim Sci. 63 (6), 651-654 (2024).
  18. Costea, R., Ene, I., Pavel, R. Pig Sedation and anesthesia for medical research. Animals. 13 (24), 3807(2023).
  19. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. J Vis Exp. 52, e2652(2011).
  20. Grogan, J. P., Daniels, D. L., Williams, A. L., Rauschning, W., Haughton, V. M. The normal conus medullaris: CT criteria for recognition. Radiology. 151 (3), 661-664 (1984).
  21. Bessen, M. A., et al. Characterising spinal cerebrospinal fluid flow in the pig with phase-contrast magnetic resonance imaging. Fluids Barriers CNS. 20 (1), 5(2023).
  22. Weber-Levine, C., et al. Porcine model of spinal cord injury: A systematic review. Neurotrauma Rep. 3 (1), 352-368 (2022).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

CNSCSR
הסרטון יגיע בקרוב

מאמרים קשורים