הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

מודל עכבר של פגיעה כירורגית ברחם ותוצאות הריון לאחר מכן

1.8K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/67977

⸱

27 ביוני 2025

 , 
1Department of Physiology and Membrane Biology, University of California, Davis, 2Department of Obstetrics and Gynecology, University of California, Davis

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מתאר הליך לגרימת פגיעה ברחם במודל עכבר, ואחריו ניתוחים במורד הזרם במהלך הריון עוקב.

תקציר

פגיעה ברחם מניתוחים קיסריים (ניתוחים קיסריים) ופרוצדורות אחרות (הרחבה וגרידה, כריתת שרירים וכו') עלולה להוביל למספר תחלואה בהריונות הבאים, כולל שליה פרביה, ספקטרום השליה (PAS), הריון צלקת קיסרית וקרע ברחם. ניתוחים קיסריים מהווים כ-30% מהלידות בארה"ב, כאשר השיעורים צפויים לעלות. לכן, הבנה מעמיקה יותר של המנגנונים שבאמצעותם מתעוררות הפרעות הריון הקשורות לפציעה ופלטפורמה לבדיקת התערבויות אפשריות הן חיוניות. כדי להשיג מטרות אלה, יש צורך קריטי במודלים של בעלי חיים של פגיעה ברחם, במיוחד אלה המתייחסים להשפעת הפציעה על תוצאות הרחם הבאות. פרוטוקול זה מתאר הליך כירורגי חדשני למודל של פגיעה ברחם הנגרמת מכנית בעכבר המעבדה (Mus musculus). מודגמים צעדים שננקטו לקראת הניתוח, זירוז הפגיעה ברחם עצמה והליכי התאוששות לאחר הניתוח. מידע נוסף מסופק לגבי נתיחה במורד הזרם של עכברים שאינם בהריון ושל עכברים בהריון. בסך הכל, על ידי פירוט מערך נהלים לגרימת פגיעה ברחם במודל in vivo , פרוטוקול זה מציג שיטה ניתנת להבהרת האירועים המולקולריים והתאים של ריפוי פצעי רחם והשפעותיו על ההריון שלאחר מכן.

מבוא

למרות ש-1 מכל 3 לידות בארה"ב מבוצעות בניתוח קיסרי (ניתוח קיסרי), מעט ידוע על האופן שבו הרחם מתרפא וכיצד רחם פגוע מוביל לסיבוכים בהריונות הבאים 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12, 13. סיבוכים אלה כוללים קרע ברחם, שליית פרביה, PAS והריון צלקת קיסרי, אשר יחד משפיעים על ~2.5% מהמטופלות שעברו ניתוח קיסרי אחד או יותר 1,2,6,8,12,14,15,16,17. שליה פרביה מאופיינת במיקום לא תקין של השליה בחלק התחתון של הרחם 4,16. זה לא רק גורם לחסימה פיזית של צוואר הרחם ולסיכון מוגבר לדימום במהלך ההריון, אלא גם גורם סיכון משמעותי למצב החמור והפולשני יותר של PAS 8,12. PAS מוגדר על ידי פלישת יתר של השליה עמוק מדי לרקמות האימהיות, אפילו עד לשלפוחית השתן או פי הטבעת, ולעתים קרובות דורש כריתת רחם בניתוח קיסרי כדי למנוע דימום אימהי מסכן חיים12,17. הריונות צלקות קיסריים, למרות שהם נדירים, נושאים שיעור גבוה של תחלואה קשורה, כולל הפלה, מוות עוברי ולידה מוקדמת 18,19. בנוסף לסיבוכים הקשורים להיסטוריה של ניתוחים קיסריים קודמים, פרוצדורות רחם אחרות כגון כריתת שריר או הרחבה וגרידה (D&C) מובילות גם הן לתחלואה של המטופלות. לדוגמה, ~30% מהמטופלות שעוברות D&C לאחר הפלה ספונטנית מאוחרת ועד 46% מהמטופלות שעוברות כריתה היסטרוסקופית שנייה לליומיומה מפתחות הידבקויות תוך רחמיות האופייניות לתסמונת אשרמן (AS)20,21. AS משפיע על ~2% מהנקבות, גורם לאמנוריאה, דיסמנוריאה, כישלון השתלת עוברים, אובדן הריון חוזר, לידה מוקדמת ו/או PAS21,22. לכן, בהתחשב בתחלואה והתמותה העיקריות המשמעותיות הקשורות לטראומה רחמית קודמת, מודל ניסיוני של בעלי חיים הוא קריטי לא רק להבהרת המנגנונים שבאמצעותם פצעי רחם נרפאים וכיצד פגיעה ברחם משפיעה על תוצאות ההריון שלאחר מכן, אלא גם כפלטפורמה לפיתוח אבחון וטיפולים חדשים23,24.

מספר מחקרים פיתחו אפוא מודלים עכבריים של פגיעה ברחם. עם זאת, מחקרים מוקדמים לא בחנו את ההשלכות של פגיעה ברחם על הריונות עוקבים25 או הגבילו את הנזק למשטח הלומינלי של הרחם כדי לחקור השתלת עוברים מחוץ לחלון קליטת רירית הרחם בעכברים שעברו כריתת שחלות26. כדי להתמודד עם פערי ידע אלה, המודל המתואר בפרוטוקול זה, יחד עם מחקרים אחרונים אחרים, מציג מתודולוגיה כירורגית חדשה להחדרת פגיעה ברחם לעכברים27,28. פרוטוקול זה משתמש בעכבר המעבדה הנפוץ כאורגניזם המודל בשל הנגישות הרחבה שלו, יכולת המעקב הגנטית, ההריון הקצר, הזמן המהיר מלידה ועד גיל ההתבגרות, גודל המלטה הגדול והעלות-תועלת שלו. בנוסף, התכונה האנטומית של שתי קרני רחם בעכברים מאפשרת בקרה פנימית עם קרן לא פגועה בכל חיית ניסוי, כמו גם יכולת להפריד פגמים מקומיים ישירות בצלקת לעומת פגמים גלובליים בכל סביבת הרחם. הגישה המתוארת בפרוטוקול זה כרוכה בלפרוטומיה גבית פשוטה, ואחריה שימוש במחט קבורה ליצירת חתך הן בשכבת רירית הרחם והן בשכבת השריר של קרן רחם אחת. מתודולוגיה זו מחקה בצורה הטובה ביותר פציעות שנראו במהלך ניתוחים קיסריים וכריתת שריר, אם כי ניתן לשנות אותה בקלות כדי לחקור פציעות שאינן חתכים כגון D&Cs, הקודמות ל-AS29,30. לאחר הפציעה, מותר לבעלי חיים להתאושש ולאחר מכן להזדווג עם זכרים הרבעים להריונות מתוזמנים כדי לבחון את השלכות הפציעה על תוצאות הרחם הבאות27,28.

למרות שהוא דומה באסטרטגיה הכוללת למחקרים אחרים שנערכו לאחרונה, ישנם היבטים של פרוטוקול זה המספקים יתרונות ברורים. לדוגמה, גם Li et al. וגם Burke et al. ניגשו לרחם דרך הבטן בניגוד לגב כפי שמתואר כאן31,32. גישה גבית היא גם פשוטה יותר לביצוע וגם תורמת יותר להתאוששות מהירה לאחר הניתוח של בעל החיים. עבור העכברים הלא בהריון במחקר של Burke et al., נעשה שימוש במחטים כפופות או קורטים כדי לגרד את רירית הרחם, ובכך לחקות יותר D&Cs, בניגוד לפגיעות חתך בעובי מלא בפרוטוקול זה שמדמות יותר ניתוחים קיסריים וכריתת שרירים32. בעכברים סביב הלידה, ברק ועמיתיו הכניסו חתכים על ה-mesometrial בניגוד למשטח האנטי-מזומטרי שבו מושתלים העוברים, כמתואר כאן. על ידי שימוש במחט קבורה בניגוד למספריים המשמשות את Li et al.31, ניתן לשנות גישה זו ביתר קלות מעובי מלא לפציעות מוגבלות ברירית הרחם כדי לדגמן הן D&C והן ניתוחים קיסריים וכריתת שריר. גם לי ואחרים וגם ברק ואחרים סגרו פצעי רחם עם תפרים, שלמרות שהם נאמנים יותר לאירועים במהלך ניתוח קיסרי, מכניסים שונות נוספת לתהליך הריפוי כמו גם את הפוטנציאל להשפעות גוף זר 31,32,33,34,35,36. מחקרים דומים בחולדות השתמשו במסלולי הבטן כדי ליצור פצעי רחם בעובי מלא37,38 אוכריתה 39 פצעי רחם שנסגרים באמצעות תפרים 37,38,39 הןב-38,39 והןב-37 בעלי חיים בהריון. לכן, הפרוטוקול המוצג כאן מתאים במיוחד לחוקרים המעוניינים בגישה קלה וניתנת לשחזור הדורשת ניסיון כירורגי מינימלי, מתייחסת לאירועים הקשורים להשתלת עוברים ושליה לאחר פגיעה ברחם בעובי מלא, וניתנת להתאמה בקלות למגוון רחב של שאלות, כולל פגיעות דמויות D&C ברירית הרחם27,28.

שלב 1 של פרוטוקול זה מתאר שלבים לפני הניתוח. שלב 2 מתאר את ההליך הכירורגי לגרימת פגיעה בקרן רחם. לבסוף, שלב 3 מפרט את הדיסקציה של סכר בהריון כדי לחקור את ההשפעות של ניתוח רחם על הריון עוקב. בסך הכל, מחקר זה מציג מודל כירורגי מכרסמים ייחודי של ריפוי פצעי רחם ותוצאות הריון נלוות שהוא מהיר לביצוע וקל לאימוץ.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל ההליכים המודגמים בפרוטוקול זה אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) של אוניברסיטת קליפורניה, דייוויס (פרוטוקול IACUC #23985). ההליכים המתוארים בפרוטוקול זה מבוצעים בדרך כלל על נקבות C3H בין גיל 7-10 שבועות למשקל 19-25 גרם, אם כי פרוטוקול זה מתאים לעכברים נקבות מכל הזנים, הגילאים והמשקלים, בהתאם לשאלת החוקר. עקוב אחר בעלי חיים לפני הניתוח כדי לוודא שרק בעלי חיים בריאים ללא סימני פציעה או מצוקה משמשים למחקרים. פרטי הריאגנטים והציוד המשמש מפורטים בטבלת החומרים.

1. הכנת אזור הניתוח

  1. לפני יום הניתוח, הנח את כל המכשירים הכירורגיים (מלקחיים עדינים (#5 או #55), מחזיק מחט, מספריים מעוקלים לקשתית ואפליקטור קליפ עור (עמוס בקליפסים)) בשקיות עיקור ובחיטוי.
  2. אם משתמשים בחומר הרדמה להזרקה, הכינו דילול עבודה של 10 מ"ג/מ"ל קטמין ו-1 מ"ג/מ"ל קסילזין במי מלח נתרן כלורי 0.9%.
    הערה: לחלופין, איזופלורן המועבר באמצעות nosecone הוא צורת הרדמה מקובלת40.
  3. מיד לפני הניתוח, יש ללבוש ציוד מגן אישי (PPE): מעיל מעבדה, כובע שיער כירורגי, מסכת פנים כירורגית וכפפות.
  4. הכן את האזור שלפני הניתוח.
    הערה: זה עשוי להיות מורכב מכרית ספסל סופגת אחת מרופדת במגבות נייר וכלוב שבו בעל החיים יכול לנוח לאחר קבלת הרדמה לפני הניתוח. מרפדים את כלוב החיות במגבות נייר ומניחים אותו ליד כרית הספסל לפני הניתוח.
  5. שקלו את החיה המיועדת לניתוח בכוס פלסטיק מזופתת או במיכל דומה על גבי משקל (איור 1A). רשום את המשקל כדי לחשב את הכמויות המתאימות של חומרי הרדמה, משכך כאבים ומי מלח.
  6. מתן הרדמה בהזרקה לבעל החיים באמצעות השלבים הבאים:
    1. מלאו מזרק אינסולין בנפח המתאים של דילול העבודה של קטמין/קסילזין (ראה שלב 1.1) כדי להשיג מינון של 100 מ"ג/ק"ג קטמין ו-10 מ"ג/ק"ג קסילזין (איור 1B).
      הערה: לדוגמה, בעל חיים במשקל 22 גרם ידרוש 0.22 מ"ל של 10 מ"ג/מ"ל קטמין ו-1 מ"ג/מ"ל קסילזין.
    2. יש להזריק את המינון המתאים של קטמין/קסילזין תוך צפקי (I.P.) לאחר שפשוף מאובטח והיפוך החיה למצב שכיבה41 (איור 1C).
      הערה: ניתן להשתמש במגן שפשוף לפי הצורך.
  7. עקוב אחר החיה במשך כ -3 דקות. הזריק 0.02 מ"ל נוסף של תמיסת קטמין/קסילזין I.P.41 אם נצפתה תנועה במהלך חלון זמן זה.
  8. בדוק אם יש טשטוש הולם על ידי ביצוע צביטה בבוהן הקדמית ~ 10 דקות לאחר מתן ההרדמה40,42.
    הערה: בעלי חיים בדרך כלל משיגים מישור כירורגי של הרדמה תוך 10-15 דקות. עכברי C3H דורשים בדרך כלל ~20% יותר חומרי הרדמה מאשר בעלי חיים C57BL/6 או BALB/c (למשל, 0.24 מ"ל תמיסת קטמין/קסילזין עבור בעל חיים של 20 גרם). ייתכן שיהיה צורך לקבוע את המינון באופן אמפירי על סמך כל זן בנפרד.
  9. לאחר הפסקת התנועה, הזריקה תת-עורית (SC) לחיה 0.5 מ"ג/ק"ג בופרנורפין בשחרור מושהה (איור 1D).
    הערה: בהתחשב בנפח הקטן והאופי הצמיגי של הבופרנורפין בשחרור מורחב, מומלץ להזריק אותו ליד השכמות תוך כדי אוהל העור ביד השנייה.
  10. כדי להגן על עיני החיה, מרחו משחה עיניים באמצעות צמר גפן סטרילי (איור 2A).
  11. הנח את החיה המורדמת על כרית הספיגה לפני הניתוח מרופדת במגבות נייר.
  12. גלחו בזהירות את מקום החתך בגב התחתון עד האמצעי באמצעות גוזם פרווה (איור 2B). הסר את הפרווה העודפת בעזרת מגבות נייר, ולאחר מכן גלגלת מוך (איור 2C).1.12
    הערה: ניתן למרוח קרם להסרת שיער באמצעות צמר גפן סטרילי להסרת פרווה מלאה.
  13. יש לחטא את מקום החתך באמצעות רפידות הכנה לאלכוהול וספוגיות פובידון-יוד באופן הבא:
    1. החל ממרכז מקום החתך המיועד, נגב החוצה עם פד הכנת האלכוהול בתנועה סיבובית (איור 2D).
    2. לאחר מכן, נגב את מקום החתך עם ספוגית פובידון-יוד באופן דומה (איור 2E).
    3. לסירוגין בין רפידות הכנה לאלכוהול טרי לבין מקלות פובידון-יוד בסך הכל 3 סבבים.
  14. הכן את אזור הניתוח באופן הבא (ראה איור 3A):
    1. הניחו פד סופג שני מתחת לתאורה, ואחריו וילון כירורגי סטרילי מעל כרית הסופגת.
    2. עקר כפפות ומאיר עם 70% אתנול.
    3. הניחו כלי ניתוח סטריליים בשולי וילון הניתוח והניחו את בעל החיים במרכז אזור הניתוח.
  15. צרו שדה סטרילי על ידי הנחת וילון סטרילי (למשל Glad Press 'n Seal) מעל החיה, והשאירו רק את החוטם חשוף (איור 3B).
    הערה: במהלך השימוש, ניתן להניח כלים כירורגיים נקיים על משטחים סטריליים כגון הווילון הסטרילי באזור הניתוח.
  16. חותכים ריבוע קטן מעל האזור המגולח כהכנה ליצירת חתך באותו אתר (איור 3C,D). ראה הערה לשלב 2.1 (להלן) למיקום הספציפי של אתר החתך.

2. אינדוקציה כירורגית של פגיעה ברחם

הערה: סעיף זה מתאר את הניתוח וההליך להחדרת פציעה לקרן רחם בודדת של עכברה שאינה בהריון. ראשית, מבוצעת לפרוטומיה גבית כדי לחשוף את החלק העליון של קרן הרחם. לאחר מכן, מחט 25 גרם מוחדרת ללומן הרחם כדי לפגוע ברירית הרחם ואם רוצים, לחתוך את שריר הרחם. זה יוצר פצע אורך בקרן הרחם הפגועה, ומאפשר ניסויים נוספים כדי לענות על שאלות כמו כיצד הרחם מתרפא וכיצד הפציעה משפיעה על הריון עוקב. חשוב שבעל החיים יקבל הרדמה נכונה לפני ביצוע הניתוח. כפי שמתואר בשלב 1, מספר פרמטרים מצביעים על כך שבעל חיים מורדם כראוי. אלה כוללים הפסקת תנועה, ירידה בקצב הנשימה והיעדר רפלקס בגפיים הקדמיות. בנוסף, רפלקס הגפיים האחוריות במגע קל אמור להיעדר, אם כי רפלקס זה נשאר לפעמים נוכח למרות הרדמה מספקת אם מופעל לחץ מספיק40,42.

  1. חותכים חתך של 2-3 מ"מ בעור הגב של העכבר בעזרת מספריים (מספריים ישרים או מעוקלים) תוך החזקת העור במלקחיים עדינים (#5 או #55).
    הערה: חתוך ~1/3 מרחק בין בסיס הזנב והצוואר ו~0.5 ס"מ מקו האמצע. ראה איור 4A.
  2. חותכים חתך של 2-3 מ"מ בפאשיה המכסה מיד את כרית השומן בשחלות (איור 4B).
  3. אחזו בעדינות בכרית השומן השחלתי עם זוג מלקחיים וחלצו אותה מהחתכים בפאשיה ובעור (איור 4C).
    הערה: ייתכן שיהיה צורך לחתוך חלקים מכרית השומן כדי שניתן יהיה להסיר את השחלה והרחם מחלל הגוף. הימנע מפגיעה בחלק כלשהו של מערכת הרבייה הנשית עצמה, כמו גם בטחול ובכל כלי הדם הגדולים ליד כרית השומן.
  4. לאחר חשיפת השליש העליון של הרחם, בצעו את הפעולות הבאות (איור 4D):
    1. אבטח בעדינות את קשירת הרחם בעזרת מלקחיים (איור 5A,B).
    2. השתמשו בקצה החד של מחט קבורה כדי ליצור חור קטן בחלק העליון של הרחם (איור 5A,B).
    3. הכנס את המחט בזהירות והתחל לגרד את פני השטח האנטי-מזומטריים של קרן הרחם (איור 5C).
    4. המשיכו לגרד עד להשגת ניקוב מלא של שכבות רירית הרחם ושריר הרחם (איור 5D).
      הערה: לחץ מוגזם עם מלקחיים ו/או החדרת מחט עלול לקרוע את הרחם בקשירת הרחם, מה שגורם להפרדת קרן הרחם מצינור הביצית והשחלה. אם קשה ליצור חור כניסה לרחם עם המחט הקבורה ללא נזק לקשירת הרחם, ניתן להשתמש במחט 25 גרם או 27 גרם לא קבורה כחלופה. לאחר מכן ניתן להכניס את המחט הקבורה לתוך חור זה כדי ליצור את החתך כמתואר לעיל. בגישה המתוארת כאן, מוחדרים חתכים בעובי מלא בקרן הרחם. עם זאת, אם רוצים נזק פחות נרחב לרחם, ניתן להשתמש במחט 25 גרם קבורה כדי לגרד רק את השכבות הפנימיות ביותר של הרחם, כגון רירית הרחם. בנוסף, הליך זה אינו משתמש בתפרים לסגירת הרחם כדי להימנע מהכנסת תגובות גוף זר כמשתנה נוסף; עם זאת, תפירת רחם היא אלטרנטיבה מקובלת להליך זה.
  5. החזר בעדינות את קרן הרחם הפגועה לחלל הגוף באמצעות מלקחיים (איור 6A,B).
  6. תפר43 הפאשיה נסגרה בתפר בגודל 4-0 והסר כל חוט עודף (איור 6C-E).
    הערה: תפר בודד מספיק בדרך כלל כדי לסגור את החתך בפאשיה.
  7. סגור את חתך העור בעזרת קליפסים באמצעות מוליך קליפ העור (איור 6F).
    הערה: יש צורך בקליפס אחד עד שניים כדי לסגור את החתך.
  8. יש להזריק תת עורית41 10 מ"ג/ק"ג קרפרופן כמשכך כאבים ו-0.5 מ"ל מי מלח (0.9% NaCl) לטיפול תומך לאחר הניתוח. ראה איור 7A.
  9. השתמש באגרוף אוזניים או בתגי אוזניים ממתכת ממוספרים כדי לזהות את החיה44.
  10. הניחו את החיה בכלוב מחומם להתאוששות לאחר הניתוח (איור 7B).
    הערה: ברגע שהחיה מסוגלת להרים את ראשה, החזירו אותה לכלוב דיור רגיל עם מצעים. ראה שלב 2.12 להלן.
  11. אם מבצעים ניתוחים נוספים עם אותם כלים כירורגיים, בצע את השלבים הבאים:
    1. ראשית, נקו עם 70% אתנול ומגבות נייר.
    2. לאחר מכן, עקר מחדש את הכלים על ידי הנחתם במעקר חרוזי זכוכית יבש למשך 30 שניות.
    3. הניחו לכלים להתקרר לטמפרטורת החדר לפני שימוש נוסף.
  12. החזרת בעלי חיים לשיכון במתקן בעלי החיים לאחר חידוש התנועה, ~1-2 שעות לאחר ההחלמה מהניתוח אם נעשה שימוש בקטמין/קסילזין או ~5 דקות לאחר הרדמה עם איזופלורן.
  13. יש לעקוב אחר בעלי חיים מדי יום לאיתור סימני כאב ומצוקה ולספק זריקות יומיות של 10 מ"ג/ק"ג קרפרופן לפי הצורך עד 3 ימים לאחר הניתוח.
    הערה: סולם העוויתות45 וציון מצב הגוף46 הם הערכות וטרינריות סטנדרטיות לרווחת בעלי חיים.

3. הזדווגות ודיסקציה של עכברים בהריון כדי להעריך את ההשלכות של פגיעה ברחם

הערה: בהתאם לשאלת המחקר הספציפית, ניתן לבצע ניתוחי קצה שונים של פגיעה לאחר הרחם. לדוגמה, ניתן לנתח בעלי חיים שאינם בהריון בנקודות זמן שונות לאחר הפציעה כדי לבחון את הקינטיקה של ריפוי פצעים27. בנוסף, בעלי חיים פצועים עשויים להיות מופרים באמצעות הזדווגות טבעית או העברת עוברים כדי לבחון את השפעת הפציעה על הריונות עוקבים27. שלב זה מתאר את הערכת ההתפתחות העוברית והשליה בסביבת רחם פגומה. בפרט, שלב זה מספק פרטים על הגדרת הזדווגות מתוזמנת ונתיחה של בעלי חיים ביום העוברי 12.5 להריון (E12.5, כאשר בוקר הפקק הנרתיק מוגדר כ-E0.5; מידע נוסף על זיהוי פקקים בנרתיק בשלב 3.2 להלן). בסך הכל, שלב 3 מספק דוגמה לניתוחים במורד הזרם שניתן לבצע לאחר פציעה כדי לבחון קבוצה ספציפית של שאלות ניסוי.

  1. לאחר ההתאוששות לאחר הניתוח, בצע הזדווגות מתוזמנת47 על ידי שיכון משותף של הנקבה הפצועה עם זכר הרבעה בן 11 שבועות ומעלה.
    הערה: משך ההחלמה לאחר הפציעה ייקבע על ידי שאלת המחקר הספציפית. מחקרים המשתמשים בפרוטוקול זה מאפשרים בדרך כלל 30 יום של התאוששות (עם טווח של 5-105 ימים שנבדקו) לפני התחלת הזדווגות מתוזמנת. הזדווגות טריו או הרמון מפחיתה את עלות הדיור ומגבירה את היעילות של גישה ניסיונית זו. עם זאת, שימו לב שתצורות הזדווגות כאלה דורשות אישור מוסדי ומיועדות אך ורק למטרות נתיחות במהלך ההריון; לידות חי מהזדווגות שלישייה או הרמון גורמות ללחץ על בעלי החיים ואינן מומלצות או מותרות בדרך כלל.
  2. בצע בדיקות פקק נרתיקי בכל בוקר עד לזיהוי פקק (ראה איור 8), ואז ניתן לשכן את הנקבה בנפרד מהזכר הרבעה.
    הערה: פקקים יופיעו כמסה לבנה בתעלת הנרתיק (איור 8A) או כבליטה של כל אזור הנרתיק. אם לא נראה סימן לתקע חיצונית, ניתן להחדיר מחפש בדיקה לאט לתוך תעלת הנרתיק (איור 8C,D). כל התנגדות לפני החדרה מלאה של הקצה עד לעיקול במחפש הגשושית היא אינדיקציה לתקע. יש לבצע בדיקות תקעים בשעה ~7 בבוקר או מוקדם ככל האפשר בבוקר מכיוון שהתקעים נושרים במהלך היום. לפרטים נוספים על בדיקת פקקים בנרתיק, ראה Behringer et al.48. לאישור נוסף ואמין יותר של הריון, ניתן להשתמש באולטרסאונד בתדר גבוה49,50. אם אולטרסאונד אינו זמין או לא רצוי, הוכח כי עלייה במשקל מנבאת הריון בדיוק סביר על ידי E7.7551.
  3. להקריב את בעל החיים (בהתאם לפרוטוקולים שאושרו על ידי המוסד) בגיל ההריון הרצוי. עיין בהערה למטה לפרטים על אופן ביצוע המתת חסד של בעלי חיים וכיצד לבחור גיל הריון לדיסקציה.
    הערה: תאריך התקע מסומן כ-E0.5. בחר גיל הריון בזמן ההקרבה על סמך שאלת הניסוי המטופלת. לדוגמה, E4.5-E5.5 מתאים לחקירת ביולוגיה סביב ההשתלה. E11.5-E14.5 מומלץ לחקירת מומים בשליה באמצע ההריון, כולל נוכחות של שליה מאוחדת. פעל לפי ההנחיות המוסדיות להמתת חסד של בעלי חיים. הליך מקובל הוא תקופת דגירה של 8 דקות CO2 , ולאחריה תקופת המתנה והשגחה של 2 דקות, ולבסוף, אישור משני של המתת חסד באמצעות פריקת צוואר הרחם.
  4. לאחר המתת חסד, התכוננו לנתיחה באופן הבא (ראו איור 9A):
    1. הנח את החיה במצב שכיבה על משטח חתך.
    2. השג את כלי החיתוך הדרושים (מלקחיים, מספריים), יחד עם צלחות פטרי במילוי 1× PBS.
    3. כדי למנוע קווצות פרווה רופפות להיצמד לאתר הדיסקציה, הרטיבו תחילה את פרוות הבטן עם 70% אתנול, מים או 1× PBS לפני הדיסקציה.
  5. בצע חתך בבטן התחתונה על ידי החזקת עור הבטן בעזרת מלקחיים וחיתוך צורת V לאורך הבטן במספריים עד להגעה לתחתית כלוב הצלעות (חתך של ~2 ס"מ לכל משיכה של האות "V"). ראה איור 9B-D.
  6. ליצור חתך בצורת V בדופן שריר הבטן הבסיסי (חתך של ~2 ס"מ לכל משיכה של האות "V") תוך החזקתו במלקחיים וחיתוך בצורת V עד שחלל הבטן נראה לעין. ראה איור 9E,F.
  7. חשפו את הרחם על ידי הזזת המעיים בעדינות הצידה ותכולת בטן אחרת. משוך את הרחם המכיל עוברים מחוץ לחלל הבטן ולעין. ראה איור 9G.
  8. הסר את הרחם יחד עם העוברים הסגורים מחלל הבטן. מניחים את הרחם בצלחת פטרי ממולאת מראש ב-1× PBS. ראה איור 9H.
    הערה: השתמש במלקחיים כדי לתפוס תחילה את כרית השומן השחלתי. לאחר מכן, השתמש במספריים כדי להפריד את הרחם משאר חלל הגוף על ידי ניתוק השומן השחלתי תחילה, ולאחר מכן עורקי השחלות, הנרתיק, עורקי השחלה לאורך קרן הרחם השנייה, ולבסוף, כרית השומן השחלתית השנייה. ניתן לבצע דיסקציה נוספת לפי הצורך לניתוח הרצוי במורד הזרם, כגון מיקרוסקופיה או היסטולוגיה. ראה איור 10 לדוגמא נתונים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

לאחר ניתוח עם שימוש בקטמין/קסילזין כחומר הרדמה, בעלי חיים בדרך כלל ניידים חלקית תוך ~1 שעות וניידים לחלוטין תוך ~4-6 שעות. התאוששות מהרדמה איזופלורן מתרחשת בדרך כלל תוך דקות. כל סיבוך שעלול להתעורר, כגון פירוק פצע או כאב, ניכר בדרך כלל תוך 1-3 ימים לאחר הניתוח. בצע בדיקות רווחה יומיות כדי לעקוב אחר כאבים או סיבוכים עד שהחתך בעור נרפא וקליפס העור מוכן להסרה.

ניתן להקריב בעלי חיים בנקודות זמן שונות לאחר הניתוח כדי להעריך את ריפוי פצעי הרחם. לדוגמה, איור 10A ממחיש רח...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

ניתוחים קיסריים מהווים ~33% מהלידות בארה"ב, ועד 55%-65% מהלידות במדינות כמו ברזיל ומצרים12,52, ועדיין מעט ידוע על האופן שבו הרחם מחלים לאחר פציעה או כיצד פציעות אלו משפיעות על ההריונות הבאים. בעוד שניתוח קיסרי קודם הוא גורם סיכון עיקרי להפרעות הריון כמו ספקטרום השליה האקרטה (PAS) והשליה הקודמת, המנגנונים שבאמצעותם הם מתעוררים אינם ברורים 3,6,14,17.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין ניגודי אינטרסים להצהיר עליהם.

תודות

אנו מודים לשירותי ההוראה והמחקר לטיפול בבעלי חיים באוניברסיטת קליפורניה דייוויס (TRACS) על התמיכה המתמשכת, הפרוצדורלית והלוגיסטית שלהם. אנו מודים ל-Animal Model Core של המכון לחקר הלב וכלי הדם של אוניברסיטת קליפורניה דייוויס (CVRI) ולמנהל הליבה ד"ר יי-ג'ה (ג'יי) צ'ן, D.V.M., Ph.D. על הדרכה טכנית ותמיכה כמו גם שימוש בסוויטה כירורגית לצילומים. אנו מודים לכל חברי מעבדת ג'אנג על תמיכתם בעבודה זו. איור 5A נוצר עם BioRender.com (https://BioRender.com/ig9sfon).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
0.9% NaCl להזרקה, סטריליפרסניוס קאבי63323-186-10
25 גרם x 5/8 אינץ' BD PrecisionGlide ו-trade; מחטב.ד.305122
70% אתנולפישר סיינטיפיקBP82031GAL
תפר 4-0 ויקריל נספגאתיקוןJ214
כלובי בעלי חייםVWR10712-110 ו-10715-323כלובים המסופקים על ידי מתקן בעלי החיים של החוקר מקובלים
אגרוף אוזניים של בעלי חייםפישר סיינטיפיק13-812-201
מערכת סגירת פצעים AutoClipכלים מדעיים עדינים12020-00
מזרק אינסולין U-100פישר סיינטיפיק14-826-79מותג BD
מקלות בטדיןמדלייןMDS093901
בופרנורפין בשחרור מושהה, 1.3 מ"ג/מ"ל (Ethiqa XR)פידליס פרמצבטיקה099114בופרנורפין או בופרנורפין הידרוכלוריד חלופיים בשחרור מושהה מקובלים
קרפרופן (RIMADYL) 50 מ"ג/מ"ל אנונימיRIM-00284R1
מספריים קשתית מעוקלתמכשירי דיוק עולמייםברקוד 501759 גרם
מעקר כלי כירורגי חרוז זכוכית יבשVWR בינלאומי75999-324
מילוי חרוזי זכוכית יבשהVWR בינלאומי75999-332
עכברים נקבות, בדרך כלל בגילאי 8 עד 12 שבועות, למשל, זן C3HCharles נהר025
מספריים עדינים - מעוקלים 10.5 ס"מכלים מדעיים עדינים14370-23
גוזם פרווהפישר סיינטיפיק50-195-4544
עיתונות שמחה ' n חותםפישר סיינטיפיקNC1089054
כפפות, ניטרילפישר סיינטיפיק19-130-1597ג
H2O, מזוקק סטריליכלים מדעיים עדינים15230170
תאורה לניתוחיםAmScopeHL150-AY
קטמין, 100 מ"ג/מ"ל (זטמין)דצ'רה501072
מעיל מעבדהUlineS-15376W-50
מיקרוסקופ אורפישר סיינטיפיקS13039
רולר מוךפישר סיינטיפיק17-018-329
קרם להסרת שיער Nairיעד049-06-3304
מחזיק מחטכלים מדעיים עדינים12500-12
מגבות ניירסקוט1804
צלחת פטריפישר סיינטיפיק08-757-100
תמיסת מלח חוצצת פוספט (PBS)תרמו פישר סיינטיפיק10010023
פלסטיקתרמו פישר סיינטיפיק12010250
מחפש בדיקה עם קצה כפוףפישר סיינטיפיק08-995
פישרברנד וסחר; שקיות עיקור איטום מיידי 9 ס"מ (רוחב) x 13.3 ס"מ (H)פישר סיינטיפיק181250
פישרברנד וסחר; שקיות עיקור איטום מיידי 9 ס"מ (רוחב) x 23 ס"מ (H)פישר סיינטיפיק181251
מלקחיים, עדין, #5כלים מדעיים עדינים11254-20
מלקחיים, עדין, #55 כלים מדעיים עדינים11295-51
סולםפישר סיינטיפיקS93805
מספריים, כירורגיכלים מדעיים עדינים14060-09
בקבוק ריסוספישר סיינטיפיקS413505P
רפידות הכנה סטריליות לאלכוהולפישר סיינטיפיק22-363-750
משחה וטרינרית עיניים סטריליתPuralubePH-פורלובה-וטרינר
ספוגיות סטריליות למריחת משחת עינייםפישר סיינטיפיק18-366-472
שקיות עיקורפישר סיינטיפיק19-910-673
וילון כירורגיפישר סיינטיפיק50-209-1792
כובע שיער כירורגיUlineS-10480BLU
מסכות כירורגיותפישר סיינטיפיק18-048-010
כרית תחתונה לספסל סופג של Thomas Scientic, רפידות ספסל, 42 x 58 ס"מפישר סיינטיפיקNC1588452
תא חימום/אינדוקציה עם חימום רצפה מלאפישר סיינטיפיק14-370-302
מילוי קליפס פצעכלים מדעיים עדינים12022-09
100 מ"ג/מ"ל קסילזיןדצ'רהרומפון 100 מ"ג/מ"ל קסילזין

מקורות

  1. Bowman, Z. S., et al. Risk factors for placenta accreta: A large prospective cohort. Am J Perinatol. 31 (9), 799-804 (2014).
  2. Miller, D. A., Chollet, J. A., Goodwin, T. M. Clinical risk factors for placenta previa-placenta accreta. Am J Obstet Gynecol. 177 (1), 210-214 (1997).
  3. Solheim, K. N., et al. The effect of cesarean delivery rates on the future incidence of placenta previa, placenta accreta, and maternal mortality. J Matern Fetal Neonatal Med. 24 (11), 1341-1346 (2011).
  4. Biswas, R., Sawhney, H., Dass, R., Saran, R. K., Vasishta, K. Histopathological study of placental bed biopsy in placenta previa. Acta Obstet Gynecol Scand. 78 (3), 173-179 (1999).
  5. Cramer, S. F., Heller, D. s Placenta accreta and placenta increta: An approach to pathogenesis based on the trophoblastic differentiation pathway. Pediatr Dev Pathol. 19 (4), 320-333 (2016).
  6. Khong, T. Y., Robertson, W. B. Placenta creta and placenta praevia creta. Placenta. 8 (4), 399-409 (1987).
  7. Khong, T. Y., Cramer, S. F., Heller, D. S. Chorion laeve accreta - Another manifestation of morbid adherence. Placenta. 74, 32-35 (2018).
  8. Silver, R. M., Barbour, K. D. Placenta accreta spectrum: Accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 42 (2), 381-402 (2015).
  9. Stanek, J., Drummond, Z. Occult placenta accreta: The missing link in the diagnosis of abnormal placentation. Pediatr Dev Pathol. 10 (4), 266-273 (2007).
  10. Tantbirojn, P., Crum, C. P., Parast, M. M. Pathophysiology of placenta creta: The role of decidua and extravillous trophoblast. Placenta. 29 (7), 639-645 (2008).
  11. Zhang, E. T., et al. PRG2 and AQPEP are misexpressed in fetal membranes in placenta previa and percretadagger. Biol Reprod. 105 (1), 244-257 (2021).
  12. Wortman, A. C., Alexander, J. M. Placenta accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 40 (1), 137-154 (2013).
  13. Wu, S., Kocherginsky, M., Hibbard, J. U. Abnormal placentation: Twenty-year analysis. Am J Obstet Gynecol. 192 (5), 1458-1461 (2005).
  14. Chazotte, C., Cohen, W. R. Catastrophic complications of previous cesarean section. Am J Obstet Gynecol. 163 (3), 738-742 (1990).
  15. Jurkovic, D., et al. First-trimester diagnosis and management of pregnancies implanted into the lower uterine segment cesarean section scar. Ultrasound Obstet Gynecol. 21 (3), 220-227 (2003).
  16. Fitzpatrick, K. E., et al. Incidence and risk factors for placenta accreta/increta/percreta in the UK: A national case-control study. PLoS One. 7 (12), e52893(2012).
  17. Jauniaux, E., Gronbeck, L., Bunce, C., Langhoff-Roos, J., Collins, S. L. Epidemiology of placenta previa accreta: A systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 9 (11), e031193(2019).
  18. Silva, B., Viana Pinto, P., Costa, M. A. Cesarean scar pregnancy: A systematic review on expectant management. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 288, 36-43 (2023).
  19. Kaelin Agten, A., et al. First-trimester cesarean scar pregnancy: A comparative analysis of treatment options from the international registry. Am J Obstet Gynecol. 230 (6), 669.e1-669.e9 (2024).
  20. Gilman, A. R., Dewar, K. M., Rhone, S. A., Fluker, M. R. Intrauterine adhesions following miscarriage: Look and learn. J Obstet Gynaecol Can. 38 (5), 453-457 (2016).
  21. Smikle, C., Yarrarapu, S. N. S., Khetarpal, S. Statpearls. , Treasure Island (FL). (2024).
  22. Dreisler, E., Kjer, J. J. Asherman's syndrome: Current perspectives on diagnosis and management. Int J Womens Health. 11, 191-198 (2019).
  23. Hanuman, S., Pande, G., Nune, M. Current status and challenges in uterine myometrial tissue engineering. Bioengineered. 14 (1), 2251847(2023).
  24. Hanuman, S., B, H. K., Pai, K. S. R., Nune, M. Surface-conjugated galactose on electrospun polycaprolactone nanofibers: An innovative scaffold for uterine tissue engineering. ACS Omega. 9 (32), 34314-34328 (2024).
  25. Buhimschi, C. S., Zhao, G., Sora, N., Madri, J. A., Buhimschi, I. A. Myometrial wound healing post-cesarean delivery in the MRL/MPJ mouse model of uterine scarring. Am J Pathol. 177 (1), 197-207 (2010).
  26. Cowell, T. P. Implantation and development of mouse eggs transferred to the uteri of non-progestational mice. J Reprod Fertil. 19 (2), 239-245 (1969).
  27. Zhang, E. T., et al. Uterine injury during diestrus leads to placental and embryonic defects in future pregnancies in mice. Biol Reprod. , (2024).
  28. Zhang, E. T. Mouse surgical model of mechanical uterine injury and subsequent embryo defects. Curr Protoc. 4 (4), e1044(2024).
  29. Freedman, M. F., Schlaff, W. D. Avoiding Asherman's syndrome: Refining our approach to uterine evacuation. Fertil Steril. 116 (4), 961-962 (2021).
  30. Jensen, P. A., Stromme, W. B. Amenorrhea secondary to puerperal curettage (Asherman's syndrome). Am J Obstet Gynecol. 113 (2), 150-157 (1972).
  31. Li, Z., et al. Uterine scarring leads to adverse pregnant consequences by impairing the endometrium response to steroids. Endocrinology. 161 (11), bqaa174(2020).
  32. Burke, S. D., Zsengeller, Z. K., Karumanchi, S. A., Shainker, S. A. A mouse model of placenta accreta spectrum. Placenta. 99, 8-15 (2020).
  33. Anderson, J. M., Rodriguez, A., Chang, D. T. Foreign body reaction to biomaterials. Semin Immunol. 20 (2), 86-100 (2008).
  34. Carnicer-Lombarte, A., Chen, S. T., Malliaras, G. G., Barone, D. G. Foreign body reaction to implanted biomaterials and its impact in nerve neuroprosthetics. Front Bioeng Biotechnol. 9, 622524(2021).
  35. Klopfleisch, R., Jung, F. The pathology of the foreign body reaction against biomaterials. J Biomed Mater Res A. 105 (3), 927-940 (2017).
  36. Itoga, R., et al. Delayed onset of infectious foreign body granuloma for nonabsorbable sutures after open Achilles tendon repair: A case report. J Foot Ankle Surg. 60 (6), 1297-1300 (2021).
  37. Bowers, D., Mckenzie, D., Dutta, D., Wheeless, C. R., Cohen, W. R. Growth hormone treatment after cesarean delivery in rats increases the strength of the uterine scar. Am J Obstet Gynecol. 185 (3), 614-617 (2001).
  38. Kuramoto, G., et al. Human mesenchymal stem cell sheets improve uterine incision repair in a rodent hysterotomy model. Am J Perinatol. 39 (11), 1212-1222 (2022).
  39. Lin, N., et al. The effect of collagen-binding vascular endothelial growth factor on the remodeling of scarred rat uterus following full-thickness injury. Biomaterials. 33 (6), 1801-1807 (2012).
  40. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  41. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  42. Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. Ilar Journal. 62 (1-2), 238-273 (2021).
  43. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1 (Unit 1), 12-14 (2008).
  44. Stewart, K., Schroeder, V. A. Rodent identification I. J Vis Exp. , e10189(2023).
  45. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  46. Ullman-Cullere, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: A rapid and accurate method for assessing health status in mice. Lab Anim Sci. 49 (3), 319-323 (1999).
  47. Stewart, K., Schroeder, V. A. Fundamentals of breeding and weaning. J Vis Exp. , e10293(2023).
  48. Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harb Protoc. 2016 (8), prot092387(2016).
  49. Phoon, C. K. L., Ren, M. Is my mouse pregnant? High-frequency ultrasound assessment. J Vis Exp. (169), e61893(2021).
  50. Greco, A., et al. High-frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), e77205(2013).
  51. Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (4), 368-371 (2015).
  52. Boerma, T., Ronsmans, C. Global epidemiology of use of and disparities in cesarean sections - Authors' reply. Lancet. 394 (10192), 25(2019).
  53. Alawadhi, F., Du, H., Cakmak, H., Taylor, H. S. Bone marrow-derived stem cell (BMDSC) transplantation improves fertility in a murine model of Asherman's syndrome. PLoS One. 9 (5), e96662(2014).
  54. Park, M., et al. Perivascular stem cell-derived cyclophilin A improves uterine environment with Asherman's syndrome via hif1alpha-dependent angiogenesis. Mol Ther. 28 (8), 1818-1832 (2020).
  55. Kim, J. H., et al. Intrauterine infusion of human platelet-rich plasma improves endometrial regeneration and pregnancy outcomes in a murine model of Asherman's syndrome. Front Physiol. 11, 105(2020).
  56. Feng, Q., et al. Establishment of an animal model of intrauterine adhesions after surgical abortion and curettage in pregnant rats. Ann Transl Med. 8 (4), 56(2020).
  57. Mansouri-Kivaj, N., et al. Homogenous subpopulation of human mesenchymal stem cells and their extracellular vesicles restore function of endometrium in an experimental rat model of Asherman syndrome. Stem Cell Res Ther. 14 (1), 61(2023).
  58. Gan, L., et al. Human amniotic mesenchymal stromal cell transplantation improves endometrial regeneration in rodent models of intrauterine adhesions. Cytotherapy. 19 (5), 603-616 (2017).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

ניתוח קיסרישליה במיקום לא תקין (Placenta Accreta)שליה קדמית (Placenta Previa)ריפוי פצע ברחםהשתבשות עוברהליך כירורגיצלקת ברחם
מודל עכבר של פגיעה כירורגית ברחם ותוצאות הריון לאחר מכן
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.