פרוטוקול זה מפרט את השימוש בזחלי דרוזופילה לזיהוי תרכובות נוגדות פרכוסים ייחודיות לטיפול באפילפסיה.
הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.
מאמר שיטה
פעילות התקפים הנגרמת על ידי שוק חשמלי בזחלי דרוזופילה
במאמר זה
סיכום
תקציר
אפילפסיה מהווה נטל בריאותי משמעותי שמחמיר על ידי מספר גבוה של אנשים עמידים לתרופות. בעוד שחלק מהמטופלים העמידים לתרופות מגיבים לטיפולים שאינם תרופתיים (למשל, גירוי עצב הנרתיק, דיאטה קטוגנית וכו'), המוצא האחרון עבור רבים הוא ניתוח מאתגר ויקר כדי לספק הקלה מהתקפים. בעוד שבדרך כלל מכירים בכך שנדרשות תרופות נגד פרכוסים עם מגוון רחב יותר של מטרות, המכשול בהשגת מטרה זו הוא זיהוי מטרות תרופתיות חדשות. חיות מודל הניתנות למעקב גנטי מציעות הבטחה בהקשר זה. זבוב הפירות, Drosophila melanogaster, הפך למודל רב עוצמה לחקירת הבסיס המכניסטי של התקפים וטיפולים טובים יותר בהם. מוטציות זבובים רבות שזוהו גורמות לזחלים ולמבוגרים להפגין פעילות דמוית התקף בתגובה לגירוי חזק (חשמלי, מכני ו/או תרמי). רבות מהמוטציות הללו הן בגנים הומולוגיים לאלה התורמים לאפילפסיה גנטית אנושית (למשל, ערוץ Na+ מגודר מתח). כעת ניתן גם להחליף גן זבוב במקבילו האנושי הנושא בנוסף מוטציה הקשורה למחלה. לפיכך, הזבוב הצנוע הפך לאווטאר למודל מחלות אנושיות. מחקר זה מתאר שיטה מתאימה לשימוש בזחלי דרוזופילה עבור מסכי תרופות בתפוקה נמוכה עד בינונית כדי לזהות תרכובות ייחודיות, ואת המטרות שלהן, בעלות פוטנציאל נגד פרכוסים.
מבוא
אפילפסיה נותרה נטל בריאותי משמעותי, המשפיע על כ-1% מהאוכלוסייה ברחבי העולם. למרות שקיימות כיום למעלה מ-30 תרופות נגד פרכוסים (ASMs) לטיפול קליני, כשליש מהאנשים עם אפילפסיה נשארים עמידים לתרופות, כלומר הם אינם מגיבים היטבלטיפול תרופתי. התרופות הזמינות הן גם פליאטיביות בלבד, וככאלה, אינן מונעות אפילפטוגנזה, ואינן מספקות תרופה3. לפיכך, יש צורך קריטי לזהות טיפולים טובים יותר באפילפסיה. מחסום לפיתוח טיפולים יעילים יותר הוא זיהוי מטרות תרופתיות חדשות. ואכן, כמעט כל ה-ASMs הנוכחיים משפיעים על מטרות דומות: תעלות יונים, כולל תעלת הנתרן מגודרת המתח (Nav), והעברה עצבית מעכבת המתווכת על ידי חומצה γ-אמינו-בוטירית (GABA)4,5. מקובל כי המשך השימוש בשיטות מסורתיות לפיתוח תרופות לא צפוי לשנות תרחיש זה באופן קיצוני.
לחיות מודל מעבדה, כולל, אך לא רק, זבוב הפירות Drosophila melanogaster, ודג הזברה Danio rerio, יש תועלת לזיהוי ASMs חדשים 6,7,8. ואכן, חיפוש PubMed עבור 'דרוזופילה + התקף' מחזיר 342 תוצאות, בעוד שאותו חיפוש אחר דג הזברה מחזיר 578 תוצאות (שני החיפושים נערכו ב-29בינואר 2025). בעוד שמתגמד לעומת מספר המחקרים הדומים בעכברים (~15,000), מספר המחקרים המשתמשים במערכות מודל ממשיך לגדול. מחקרים אלה אפשריים בשל השימור המכניסטי של תפקוד מערכת העצבים המרכזית על פני פילה. יתר על כן, התקפים מושרים בזבובים ובדגים מטופלים ביעילות באמצעות ASMs בשימוש קליני, מה שמראה שבעוד שהניואנסים של התנהגות ההתקפים עשויים להיראות שונים כלפי חוץ, למנגנונים הבסיסיים יש הרבה במשותף 7,9,10.
זבוב הפירות, דרוזופילה, תרם תרומות מכוננות רבות להבנת הביולוגיה האנושית. ביחס לאפילפסיה, מערכת מודל זו מספקת ארגז כלים גנטי שאין שני לו בשילוב עם נוירונים ניתנים לזיהוי ונגישים לניסוי7. יתר על כן, החיבורים הן למערכת העצבים המרכזית של הזחל והן למערכת העצבים המרכזית הבוגרת פורסמו כעת, וזוהו קווי מניע גנטיים ספציפיים לתאיםרבים 11,12. באופן משמעותי, סוג של מוטציה זוהה באופן אקראי לפיו זבובים בוגרים מגיבים לגירוי מכני חזק על ידי אובדן יציבה ופעילות דמוית התקף (למשל, זמזום כנפיים, רעידות רגליים וכו'). סוג זה של מוטציות נקרא 'רגיש למפץ'13,14,15,16. מאז זוהתה סוג שני של מוטציה בהתקפים המגיבה לעלייה בטמפרטורה, המשקפת פרכוסי חום אנושיים17,18. עם זאת, יכולת המשיכה הניסיונית של זבובים בוגרים מופחתת במקצת בהשוואה לשלב הזחל של אותו מודל חרקים. לדוגמה, זה יכול להיות קשה להאכיל זבובים בוגרים באמצעות תרופות, וטכניקות פולשניות יותר כמו אלקטרופיזיולוגיה ואופטוגנטיקה יכולות להיות מאתגרות יותר. לעומת זאת, זחל הדרוזופילה אוכל כל הזמן כדי להגדיל את נפח גופו פי ~100 תוך 5 ימים בלבד כדי לאפשר התגלמות. לכן, אנו יכולים להיות בטוחים בהזנה תרופתית מספקת בשלבי הזחל. אמבריוגנזה מתועדת היטב וניתנת לבימוי מדויק, והיא זיהתה אבני דרך מרכזיות בהתפתחות מערכת העצבים המרכזית, כולל הרכישה הראשונה של תכונות חשמליות עצביות עד להיווצרות מעגלים19. לאחר הבקיעה, הזחל עובר 3 נמסים (או אינסטארים) עד שביום החמישי הוא הופך ל'נודד', ואז הוא עוזב את המזון כדי למצוא מקום בטוח להתגלם. אחרי ~100 שעות של התגלמות, זבוב בוגר מגיח עם גוף חדש ומערכת העצבים המרכזית (איור 1).
טכניקות לגרימת התקפים אצל מבוגרים אינן מתאימות היטב לשלבי הזחל. לזחלים חסרות שערות חושיות, שהפעלתן המסונכרנת במהלך גירוי מכני עלולה להוביל להתקף. לפיכך, כדי להתגבר על קשיים אלה, פותחה טכניקת הלם חשמלי כדי לגרום להתקפים בשלב הזחל הנודד. הניתוח ההשוואתי הבא של טכניקות אינדוקציה של התקפים הן בקרב זחלים והן בקרב מבוגרים מגלה כי הלם חשמלי של זחלים תלוי הרבה פחות בסוג המוטציה (למשל, רגישות למפץ לעומת טמפרטורה). לפיכך, אנו מציעים שטכניקה זו צריכה להיות השיטה המועדפת לבדיקת מוטציות חדשות שבהן שיטת השראת ההתקפים האופטימלית אינה ידועה20. טכניקת ההלם החשמלי של הזחלים היא פשוטה, מהירה ודורשת ציוד מינימלי. טכניקה זו מספקת אמצעי יעיל לסינון תרכובות חדשות, או טיפולים גנטיים, ליעילות נגד פרכוסים על פני מגוון מוטציות המשקפות את המגוון הגנטי של אפילפסיה אנושית.
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
פרוטוקול
במחקר זה נעשה שימוש בזבוב הפירות, Drosophila melanogaster. טכניקה זו מתאימה ביותר לזחלי כוכב שלישי נודדים (L3). פרוטוקול הניסוי פשוט יחסית אך דורש תרגול כדי לשכלל אותו. מניסיוננו, סטודנטים חדשים דורשים כשבועיים כדי לשלוט בבדיקה ולהפיק תועלת רבה מצפייה בחוקרים אחרים, מנוסים יותר, מבצעים את הבדיקה בזמן אמת באמצעות מיקרוסקופ דיסקציה המופעל על ידי מצלמה או דומה. הריאגנטים והציוד המשמשים במחקר זה מפורטים בטבלת החומרים.
1. בחירת זחלים
- יש לאסוף זחלים מדפנות בקבוקונים/בקבוקים המכילים מזון סטנדרטי (5 ליטר מים, 390 גרם גלוקוז, 360 גרם תירס, 250 גרם שמרים, 40 גרם אגר, 135 מ"ל ניפגין, 15 מ"ל חומצה פרופיונית).
- השתמש רק בזחלים שנעים באופן פעיל והשאירו את המזון לזחול במעלה דפנות המיכל (כוכב שלישי נודד, L3). אין לבחור טרום-גלמים, המציגים תנועה מופחתת מאוד.
2. הליך הלם חשמלי
- הסר L3 נודד בודד והעביר אותו לצלחת פטרי קטנה מפלסטיק (הגודל לא משנה), ושטוף אותו בעדינות עם ddH2O כדי להסיר שאריות מזון. מברשת קטנה (000) מתאימה לכך.
- העבירו את הזחל שנשטף יחיד, בעזרת מברשת, לכלי פלסטיק ריק (שוב, הגודל לא משנה). יבש את הזחל עם שבר קטן של מגבת נייר המוחזק במלקחיים. הסר עודפי ddH2O, אך אל תייבש לחלוטין את הזחלים כדי למנוע מהם להידבק לצלחת הפלסטיק.
- אפשר לזחל להתאושש במשך 30 שניות. זה יקל על מיקום קל של בדיקת ההלם החשמלי (ראה להלן).
- צפו בזחלים תחת מיקרוסקופ דיסקציה בעל הספק נמוך (15-20x), וברגע שהתנהגות הזחילה הרגילה מתחדשת, הניחו בעדינות את בדיקת ההלם החשמלי (ראו שלב 3 לפרטים ואיור 2A) על פני השטח הגביים הקדמיים של הזחל מעל המיקום המשוער של מערכת העצבים המרכזית (ראו איור 2C).
הערה: שלב זה הוא קריטי, יש להפעיל מספיק לחץ כדי לספק מוליכות טובה בין חוט הבדיקה לציפורן אך יש להקפיד לא לפגוע בזחלים. לפיכך, מועכים את הזחל בכשליש עד מחצית מעומקו. - הפעילו פולס של 2 שניות של מתח קבוע, שעוצמתו נקבעה מראש באמצעות עקומת טיטרציה (איור 3). כל ממריץ מתח מבודד מתאים כאן. זה שמשמש כאן מוצג באיור 2B.
- לאחר ההתחשמלות, הפעל טיימר. בתגובה להלם, הזחלים יוזמים שיתוק חולף ואחריו עוויתות מזדמנות של פעילות שרירי דופן הגוף והתנהגות גלגול, ועוצרים התנהגות זחילה רגילה.
- עצור את הטיימר כאשר הזחל התרחק בבירור ממיקומו המקורי על הצלחת. משך ההתקף, או זמן ההתאוששות (RT), מוגדר כתקופה שבין תחילת הגירוי לחידוש התנהגות הזחילה הרגילה (למשל, גל פריסטלטי מלא קדימה המביא לתנועה קדימה).
- בסוף כל יום, נקו בזהירות את חוטי הבדיקה על ידי שטיפתם תחילה ב-100% אתנול ואחריו ddH2O. בדוק בזהירות את החוטים בהגדלה ובמידת הצורך השתמש במלקחיים כדי לגרד בעדינות שאריות מהחוטים. היזהר מאוד לא לשנות את המרחק בין שני החוטים בעת ביצוע פעולה זו.
3. בניית בדיקת הלם חשמלי
- יידרשו אורכי חוט חשמל בגודל 2 x 1 מ' (צריכים להיות דקים וגמישים, כלומר מדורגים ל-~3 A). עד לקצה כל חוט, הלחמו חוט טונגסטן באורך 5 ס"מ (כדי למקסם את המגע, סובבו את חוט הטונגסטן סביב קצה חשוף של חוט החשמל לפני ההלחמה). מחברי הלחמה בדחיפה (למשל, תקעי בננה) לקצה השני של החוטים, מתאימים לחיבור קל לממריץ המתח.
- אבטח את שני חוטי הטונגסטן למחזיק אלקטרודה כך שהחוטים יהיו מקבילים זה לזה (איור 2). חלקים קטנים של נימי זכוכית (באורך ~2 ס"מ) משמשים להחזקת החוטים במקומם מתחת לבורג נעילת הבדיקה.
- השתמש במלקחיים כדי לכופף את החוטים כך שהם יגיעו לטווח של 1-2 מ"מ קרוב למקום שבו הם יוצאים ממחזיק החוט. כיפוף חוטי טונגסטן אינו קל מכיוון שהחוטים שומרים על 'זיכרון' - ולכן נדרשת התמדה. טיפים שיעזרו לתהליך זה כוללים שימוש בסרט בידוד חשמלי ו/או בלו-טאק (או שפכטל דוגמנות דומה) כדי לסייע בשמירה על החוטים בכיוון/מרחק הנכונים.
4. כיול בדיקה
- ודא שיש מלאי של L3 נודד מסוג בר מתאים (שליטה שלילית) ומוטציה של התקף (שליטה חיובית). יהיה צורך ב~100 מכל אחד.
- הכן זחלים, אחד בכל פעם, כמתואר לעיל.
- השתמש בבדיקה כדי להפעיל טווח מתחים על מספיק זחלים מכל גנוטיפ עבור כל מתח שנבדק. מוצע להחיל 0 וולט, 2 וולט, 4 וולט, 6 וולט, 8 וולט, 10 וולט ו-12 וולט למשך 2 שניות בין 10-15 זחלים למתח. חשמלו כל זחל פעם אחת בלבד.
- מדוד את זמן ההתאוששות עבור כל זחל וחשב את הממוצע עבור כל שלב מתח המופעל על שני הגנוטיפים.
- התווה את הממוצעים בגרף והתאם את הנתונים בקו ישר.
- בחר מתח עם הבדל ברור ומשמעותי בין מוטנט הבקרה לתפיסה. היזהר לא לבחור מתח המייצר זמן התאוששות ארוך מדי; אחרת, הפרודוקטיביות תיפגע בגלל זמן ההמתנה הארוך להתאוששות.
הערה: מחקר זה השתמש לעתים קרובות במתח גירוי המביא לזמן התאוששות של 50-100 שניות עבור סוג פרא ו-200-300 שניות עבור parabss. עקומות כיול לדוגמה מוצגות באיור 3. חשוב להשתמש ב-0 וולט כדי להסביר את פעולת לחיצת הגשושית על פני הגב של הזחל. זה יגרום למידה מסוימת של שיתוק, שהוא ככל הנראה מנגנון הגנה של הזחל.
5. ביצוע ניסויים
- זחל הלם חשמלי של הגנוטיפ הרצוי או חשיפה לתרופות ומדידת זמן ההחלמה מהתקף.
הערה: עבור זחלי בדיקה, n = 20 בדרך כלל מספיק, אך חישוב הספק המבוסס על ניתוח פיילוט יספק מספר n סופי יותר. - הפעל תמיד בקרה שלילית (למשל, סוג פראי) וחיובי (למשל, parabss) במהלך כל ניסוי. מספרי n לא צריכים להיות גבוהים; n = 5 מספיק. זה יספק ביטחון שהבדיקה עבדה כצפוי (למשל, אין בעיות עם הבדיקה או הממריץ).
- החל חתך (למשל, 300 שניות) כדי להימנע מזמני החלמה ארוכים מדי והתייחס רק להתקפים הניתנים לכימות כאלו עם זמני החלמה מעל 30 שניות.
6. בדיקת סמים
- מוסיפים תרופות, מומסות בממס מתאים, ישירות למשטח המזון ומניחים להיספג פנימה (ואם משתמשים באתנול, זמן לאידוי ממס). לחלופין, אפשר להוסיף תרופה (בממס מתאים) למזון זבובים מומס. עיין בסעיף התוצאות לפרטים.
- כדי להוסיף את התרופה למזון המומס, מוציאים מזון מבקבוקונים, ממיסים מחדש, וכשהמזון מתקרר ל-40 מעלות צלזיוס, מוסיפים את התרופה, מערבבים במיקסר מערבולת, ולאחר מכן מחזירים 5 מ"ל של מזון מומס בחזרה לבקבוקונים ומניחים להתקרר לפני השימוש.
- הפעל שיפוע ריכוז כדי לזהות את ריכוז התרופה האופטימלי.
הערה: נקודת התחלה טובה היא להוסיף תמיסת תרופות של 3 מ"מ ישירות למשטח המזון (200 מיקרוליטר לבקבוקון דרוזופילה סטנדרטי) או ליצור ריכוז של 3 מ"מ במזון מומס. ניתן לאפשר לנקבות בוגרות להטיל ביצים ישירות במזון זה, או להוסיף זחלים בשלבים נבחרים לפי הצורך. יש להוסיף את הממס/ים המשמשים לבד לבקבוקונים נבחרים כבקרות רכב.
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
תוצאות
מוטציות רבות של דרוזופילה מציגות התנהגות דמוית התקף מוגברת 7,20. הבסיס הגנטי של מוטציות אלה מגוון, מה שמחקה לטובה את הגורמים הגנטיים המגוונים באופן דומה לאפילפסיה אנושית. שלוש מהמוטציות הנחקרות ביותר בדרוזופילה הן parabangsenseless (parabss), התקף יוליוס (jus) ו-cal-shocked (eas). מוטציית parabss מביאה לעלייה בתפקוד של ערוץ Na+ משותק
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
דיון
שיטת ההלם החשמלי לגרימת התקף בזחלי דרוזופילה מספקת מסך פשוט אך יעיל לזיהוי תרכובות נוגדות פרכוסים חדשות או מניפולציות גנטיות. עם זאת, מכיוון שמדובר בבדיקה איכותית, המגבלה העיקרית שלה היא שהשיטה אינה יכולה לזהות בקלות גדלי אפקט קטנים. עם זאת, התפוקה הבינונית שהיא מאפשרת, המתאימה לסינון של עד ~5 תרכובות בשבוע, לכל חוקר, מספקת בדיקה חזקה מאוד של בעלי חיים שלמים. הפשטות של הטכניקה מתאימה גם לפרויקטי מעבדה ברמת תואר ראשון. לפיכך, 3-4 חוקרים יכולים לסנן תרכובות רבות בפרק זמן קצר יחסית...
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
גילויים
המחברים מצהירים שאין ניגודי אינטרסים.
תודות
אנו מודים לאנשי המעבדה הרבים של ביינס שפיתחו במשותף את הטכניקה הזו במשך שנים רבות, ובמיוחד לריצ'רד מארלי, שהשקיע מאמצים רבים כדי להפוך את הטכניקה הזו לחזקה ואמינה. אנו מודים ל-Anna Munro על ציור הזחלים, שמוצג באיור 2. העבודה במעבדת ביינס שתרמה לפיתוח טכניקה זו נתמכה בנדיבות על ידי BBSRC, MRC וקרן וולקאם. עבודה זו נתמכת כיום על ידי מימון מפרס החוקר של Wellcome Trust ל-R.A.B. (מענק 217099/Z/19/Z). פיתוח טכניקה זו נהנה גם ממתקן הזבוב של מנצ'סטר, שהוקם באמצעות כספים מהאוניברסיטה וקרן וולקאם (מענק 087742/Z/08/Z).
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
חומרים
| שם | חברה | מספר קטלוג | הערות |
|---|---|---|---|
| מחזיק אלקטרודות | מכשירי דיוק עולמיים | M3301 | |
| נימי זכוכית | הרווארד אינסטרומנטס | GC100F-10 | |
| חוט טונגסטן (99.95%) | גודפלו קיימברידג', בריטניה | קוטר 0.1 מ"מ | |
| ממריץ מתח | דיגיטימר בע"מ, בריטניה | DS2A mkII | ממריץ מבודד במתח קבוע |
מקורות
- Fiest, K. M., et al. Prevalence and incidence of epilepsy: A systematic review and meta-analysis of international studies. Neurology. 88 (3), 296-303 (2017).
- Knezevic, C. E., Marzinke, M. A. Clinical use and monitoring of antiepileptic drugs. J Appl Lab Med. 3 (1), 115-127 (2018).
- Denton, A., et al. Definitions and risk factors for drug-resistant epilepsy in an adult cohort. Front Neurol. 12, 777888(2021).
- Meldrum, B. S., Rogawski, M. A. Molecular targets for antiepileptic drug development. Neurotherapeutics. 4 (1), 18-61 (2007).
- Sanchez, J. D., Gomez-Carpintero, J., Gonzalez, J. F., Menendez, J. C. Twenty-first century antiepileptic drugs: An overview of their targets and synthetic approaches. Eur J Med Chem. 272, 116476(2024).
- Cunliffe, V. T., et al. Epilepsy research methods update: Understanding the causes of epileptic seizures and identifying new treatments using non-mammalian model organisms. Seizure. 24, 44-51 (2015).
- Baines, R. A., Giachello, C. N. G., Lin, W. H. Drosophila. In Models of seizures and epilepsy. (2nd ed.). , 345-358 (2017).
- Burrows, D. R. W., et al. Imaging epilepsy in larval zebrafish. Eur J Paediatr Neurol. 24, 70-80 (2020).
- Reynolds, E. R., et al. Treatment with the antiepileptic drugs phenytoin and gabapentin ameliorates seizure and paralysis of Drosophila bang-sensitive mutants. J Neurobiol. 58 (4), 503-513 (2004).
- Baraban, S. C., Dinday, M. T., Hortopan, G. A. Drug screening in SCN1A zebrafish mutant identifies clemizole as a potential Dravet syndrome treatment. Nat Commun. 4, 2410(2013).
- Scheffer, L. K., et al. A connectome and analysis of the adult Drosophila central brain. Elife. 9, e57443(2020).
- Winding, M., et al. The connectome of an insect brain. Science. 379 (6636), eadd9330(2023).
- Ganetzky, B., Wu, C. F. Drosophila mutants with opposing effects on nerve excitability: Genetic and spatial interactions in repetitive firing. J Neurophysiol. 47 (3), 501-514 (1982).
- Song, J., Tanouye, M. A. From bench to drug: Human seizure modeling using Drosophila. Prog Neurobiol. 84 (2), 182-191 (2008).
- Parker, L., Howlett, I. C., Rusan, Z. M., Tanouye, M. A. Seizure and epilepsy: Studies of seizure disorders in Drosophila. Int Rev Neurobiol. 99, 1-21 (2011).
- Parker, L., Padilla, M., Du, Y., Dong, K., Tanouye, M. A. Drosophila as a model for epilepsy: BSS is a gain-of-function mutation in the para sodium channel gene that leads to seizures. Genetics. 187 (2), 523-534 (2011).
- Schutte, R. J., et al. Knock-in model of Dravet syndrome reveals a constitutive and conditional reduction in sodium current. J Neurophysiol. 112 (4), 903-912 (2014).
- Das, A., Smith, M. A., O'Dowd, D. K. A behavioral screen for heat-induced seizures in mouse models of epilepsy. J Vis Exp. (173), e62846(2021).
- Baines, R. A., Bate, M. Electrophysiological development of central neurons in the Drosophila embryo. J Neurosci. 18 (12), 4673-4683 (1998).
- Mituzaite, J., Petersen, R., Claridge-Chang, A., Baines, R. A. Characterization of seizure induction methods in Drosophila. eNeuro. 8 (4), (2021).
- Pavlidis, P., Ramaswami, M., Tanouye, M. A. The Drosophila easily shocked gene: A mutation in a phospholipid synthetic pathway causes seizure, neuronal failure, and paralysis. Cell. 79 (1), 23-33 (1994).
- Horne, M., et al. julius seizure, a Drosophila mutant, defines a neuronal population underlying epileptogenesis. Genetics. 205 (3), 1261-1269 (2017).
- Menezes, L. F. S., Sabia Junior, E. F., Tibery, D. V., Carneiro, L. D. A., Schwartz, E. F. Epilepsy-related voltage-gated sodium channelopathies: A review. Front Pharmacol. 11, 1276(2020).
- Kuebler, D., Tanouye, M. Anticonvulsant valproate reduces seizure-susceptibility in mutant Drosophila. Brain Res. 958 (1), 3642(2002).
- Marley, R., Baines, R. A. Increased persistent Na+ current contributes to seizure in the slamdance bang-sensitive Drosophila mutant. J Neurophysiol. 106 (1), 18-29 (2011).
- Lin, W. H., Giachello, C. N., Baines, R. A. Seizure control through genetic and pharmacological manipulation of Pumilio in Drosophila: A key component of neuronal homeostasis. Dis Model Mech. 10 (2), 141-150 (2017).
- Mulroe, F., et al. Targeting firing rate neuronal homeostasis can prevent seizures. Dis Model Mech. 15 (10), dmm049703(2022).
- Saras, A., Wu, V. V., Brawer, H. J., Tanouye, M. A. Investigation of seizure-susceptibility in a Drosophila melanogaster model of human epilepsy with optogenetic stimulation. Genetics. 206 (4), 1739-1746 (2017).
- Giachello, C. N., Baines, R. A. Inappropriate neural activity during a sensitive period in embryogenesis results in persistent seizure-like behavior. Curr Biol. 25, 1-5 (2015).
- Baraban, S. C., Taylor, M. R., Castro, P. A., Baier, H. Pentylenetetrazole-induced changes in zebrafish behavior, neural activity and c-fos expression. Neuroscience. 131 (3), 759-768 (2005).
- Gauthier, M. State of the art on insect nicotinic acetylcholine receptor function in learning and memory. Adv Exp Med Biol. 683, 97-115 (2010).
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
הדפסות חוזרות והרשאות
