מאמר שיטה

פיתוח מכשיר תאורה חדשני מבוסס LED ליישום במבחנה של טיפול פוטודינמי עם רוז בנגל

DOI:

10.3791/68462

⸱

12 בספטמבר 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Inserm, CHU Lille, U1189-ONCO-THAI-Assisted Laser Therapy and Immunotherapy for Oncology, University of Lille, 2CNRS, Inserm, CHU Lille, UMR9020-U1277-CANTHER-Cancer Heterogeneity Plasticity and Resistance to Therapies, University of Lille

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כתב יד זה מציג מכשיר תאורה חדשני וחדשני בהדפסת תלת מימד לחקר טיפול פוטודינמי בתיווך רוז בנגל במבחנה.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מאמר זה מתאר מכשיר חדש לטיפול פוטודינמי (PDT) להערכת היעילות של PDT בתיווך רוז בנגל (RB) במבחנה. המכשיר, הנקרא CELL-LED-550/3, מורכב משני חלקים מודפסים בתלת מימד, האחד מייצר אור ירוק של 550 ננומטר מנורת LED בודדת (חלק מקור האור) והשני מפיץ אור זה לצלחת תרבית תאים של 96 בארות (החלק של מפיץ האור). חלק מקור האור נשלט על ידי דוחף עם שלושה מצבים שונים, המאפשרים לחלק מפיץ האור לספק שלוש רמות קרינה שונות למשטח החיצוני התחתון של הבארות: 0.02 mW/cm2, 0.23 mW/cm2 או 0.62 mW/cm2. חלק מפיץ האור תוכנן להאיר את הבארות בנפרד ובו זמנית. כדי להדגים את הרלוונטיות של מכשיר CELL-LED-550/3, הוערכה יכולתו לגרום למוות תאים על ידי PDT בתיווך RB על תאי קרצינומה הפטו-תאית HepG2. ראשית, תאי HepG2 טופלו במשך שעתיים עם ריכוזים הולכים וגדלים של רוז בנגל, רגיש לאור עם שיא ספיגה (הגבוה ביותר) בסביבות 550 ננומטר. לאחר מכן הוארו התאים המטופלים באמצעות מכשיר CELL-LED-550/3 שהוגדר לרמת הקרינה המקסימלית שלו במינוני אור של 0.3 J/cm2, 0.6 J/cm2 ו-1.2 J/cm2 (בהתאמה, עם זמני הארה של 8 דקות ו-4 שניות, 16 דקות ו-8 שניות, ו-32 דקות ו-16 שניות). לבסוף, הכדאיות נמדדה באמצעות Cell-Titer Glo ב-24 שעות לאחר PDT. תוצאות הניסוי מראות כי PDT בתיווך RB באמצעות מכשיר CELL-LED-550/3 מסוגל לגרום לירידה בכדאיות של תאי HepG2, באופן התלוי הן בריכוז רוז בנגל והן במינון האור הניתן. בהתבסס על הוכחת ההיתכנות המוצגת במאמר זה, התקן CELL-LED-550/3 מוסיף כלי נוסף לחקר PDT בתיווך RB.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עם יותר מ-905,000 מקרים חדשים ו-830,000 מקרי מוות בשנת 2020, סרטן הכבד העיקרי הוא הסרטן השביעי בשכיחותו והגורם השני המוביל למקרי מוות הקשורים לסרטן ברחבי העולם1. מבין סרטן הכבד הראשוני, קרצינומה של הכבד (HCC) היא הצורה הנפוצה ביותר, המהווה כ-90% מהמקרים2. בשל מחלת כבד כרונית שלא זוהתה והיענות לקויה למעקב, רק 25% מהחולים עם HCC מאובחנים בשלב מוקדם של המחלה3. חולים אלה שאובחנו מוקדם מטופלים בדרך כלל על ידי כריתת כבד, השתלת כבד או טיפולים אבלטיביים מקומיים עם כוונה לרפא ומפגינים פרוגנוזה טובה עם שיעור הישרדות של חמש שנים מעל 70%4,5. עבור 75% הנותרים של החולים (אלה עם HCC שאובחנו בינוני או מאוחר), למרות ששיטות טיפול חדשניות הכוללות טיפולים ממוקדים, אימונותרפיה ומשטרי טיפול משולבים מביאים ליתרון הישרדותי6, הפרוגנוזה נותרה גרועה מאוד: שיעור ההישרדות לחמש שנים למעשה אינו עולה על 30% עבור קבוצת חולים זו ויורד ל-2% עבור תת-קבוצה של חולים גרורתיים6. לפיכך, בחינת אפשרויות טיפול חלופיות היא חיונית לשיפור תוצאות הטיפול ולהאריך את ההישרדות בחולים עם HCC בשלב בינוני או מתקדם. טיפול פוטודינמי (PDT), שהוא טיפול אנטי סרטני הנהוג באופן נרחב ברפואת עור7, יכול להיות מועמד חלופי מתאים.

PDT הוא טיפול פוטוכימי המשלב שימוש בחומר רגיש לאור (PS), אורך גל מתאים של אור נראה וחמצן מולקולרי ליצירת מיני חמצן תגובתי ציטוטוקסיים (ROS)8. ההשפעות האנטי-סרטניות של PDT נגזרות משלושה מנגנונים המושרים על ידי ROS9: ראשית, השפעות ציטוטוקסיות ישירות על תאים ממאירים10, לאחר מכן נזק לכלי הדם של הגידול הגורם להיפוקסיה של רקמת הגידול, מחסור בחומרים מזינים ורגרסיה11, ולבסוף אינדוקציה של תגובה דלקתית באמצעות שחרור אותות סכנה ואנטיגנים של גידול מתאי גידול פגומים או גוססים12. במשך יותר משלושה עשורים, PDT היה נושא למחקר אינטנסיבי שמטרתו להעריך את הפוטנציאל שלו לטפל בסוגים וצורות שונות של סרטן 13,14,15,16,17,18. בהתבסס על יעילותו שהוכחה ממחקרים אלה 19,20,21, PDT משמש כיום ברפואת עור לטיפול בסרטן עור שאינו מלנומה 7. עבור האינדיקציות האחרות, מספר המחקרים הקליניים גדל בשנים האחרונות, מה שמדגים את המאמצים המשמעותיים להביא PDT, בשימוש לבד או בשילוב עם טיפולים סטנדרטיים, לפרקטיקה הקלינית 22,23,24.

קיים מגוון של חומרים רגישים לאור המשמשים ל-PDT25. ביניהם, רוז בנגל (RB) הוכח כחומר פוטודינמי יעיל כנגד תאי גידול גרון26, תאי מלנומה27, תאי סרטן שד28 ורקמות סרטן הערמונית29. העבודה המוצגת במאמר זה מבוססת על הצורך להעריך אם PDT בתיווך RB יעיל גם עבור תאי HCC.

הערכה כזו אכן דרשה פיתוח מוקדם של התקן מבוסס LED ירוק המוקדש להארה של 550 ננומטר של לוחות תרבית תאים של 96 בארות. עיצוב בשני חלקים יושם עבור מכשיר זה30: חלק מקור אור מייצר אור ירוק של 550 ננומטר מנורת LED בודדת, בעוד שחלק מפיץ אור מפיץ אור זה, באמצעות צרור סיבים אופטיים, ל-96 הבארות בנפרד והרחק מה-LED. עיצוב דו-חלקי זה מונע תחילה מהתאים השפעות תרמיות מזיקות שעלולות להיווצר עקב החום הבלתי מבוקר שנוצר בתוך ה-LED, ושנית, מאפשר להאיר את התאים בתוך חממת תרבית תאים תוך שמירה על חלק מקור האור עם הרכיבים האלקטרוניים שלו (כולל ה-LED) בחוץ. תכונות חדשניות אלו מעניקות למה שמכונה התקן CELL-LED-550/3 יתרונות גדולים על פני מערכות מבוססות LED שכבר פורסמו שתוכננו במיוחד עבור תאורת לוחות מרובי בארות 31,32,33,34,35.

במאמר זה, התקן CELL-LED-550/3 מתואר לראשונה בפירוט. לאחר מכן, כהוכחת רעיון, מחקר כדאיות תאים מדגים את היעילות של PDT בתיווך RB באמצעות CELL-LED-550/3 במודל תרבית תאים HCC דו-ממדית (HepG2)30. בנוסף להיותו זול ונייד, התקן CELL-LED-550/3 הוא גם כלי רלוונטי במיוחד עבור ניסויי PDT בתיווך RB.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרטי הריאגנטים והציוד המשמש במחקר זה מפורטים בטבלת החומרים.

1. בניית מכשירים

הערה: שני החלקים של מכשיר CELL-LED-550/3 מיוצרים בנפרד, ורק כשלב האחרון, הם מחוברים זה לזה.

  1. בניית חלק מקור האור
    1. חבר מכלול מפזר חום מאוורר בגודל מתאים לצד האחורי של לוח המעגלים המודפסים (PCB) שעליו מותקן נורית ה-LED של 550 ננומטר 3 וואט.
    2. כסו את הנורית בעדשת קולימציה שקופה PMMA (פולימתיל מתאקרילט) על מנת להומוגניזציה תחילה של אלומת האור ושנית להפחתת זווית האלומה מ-120° ל-10°. הפחתה כזו מאפשרת להגדיל את כמות האור המועברת לחלק מפיץ האור.
    3. חבר את ה-LED לדרייבר הנוכחי עם עמעום תלת-מצבי, המאפשר העברת רמות קרינה שונות.
    4. בנה בנפרד את המארז, חזית המארז וסגירת המארז בהדפסת תלת מימד (קופסאות אדומות באיור 1).
    5. התקן את הדרייבר ואת נורית ה-LED המצוידת הן בעדשה והן במכלול צלעות-הקירור של המאוורר במקומם הייעודי בבית (קופסאות כחולות באיור 1).
    6. התקינו את שקע החשמל ואת מתג הנדנדה במקומם הייעודי בסגירת המארז (קופסאות כחולות באיור 1).
    7. חבר את הדרייבר ואת מכלול גוף הקירור של המאוורר לשקע החשמל דרך מתג הנדנדה.
    8. הרכיבו את הדיור, סגירת הדיור וחזית הדיור.
    9. בדוק שהנורית מיושרת עם ציר הפתח הגלילי של חזית הדיור.
      הערה: הפתח הגלילי של חזית המארז מיועד לחיבור אופטי של חלק מקור האור (מחבר נקבה) עם חלק מפיץ האור (מחבר זכר).

figure-protocol-1
איור 1: תצוגות תלת-ממדיות קדמיות (A), אחוריות (B) ומפוצצות (C) של חלק מקור האור. מעובד מ- Lefebvre, A. et al.30. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה. 

  1. בניית חלק מפיץ האור
    1. בנו בנפרד את הסגירה התחתונה של המארז, את המארז ואת הסגירה העליונה בהדפסת תלת-ממד (יחד הם יוצרים קופסה חלולה) (קופסאות אדומות באיור 2).
    2. בנה את המרווח בן 96 הבארות בהדפסת תלת מימד לבנה (תיבה אדומה באיור 2) כך שיתאים בדיוק לקופסה החלולה המוזכרת ב-1.2.1. הצבע הלבן נועד למקסם את השתקפות האור ובכך לייעל את פיזור האור.
      הערה: הקוטר והמרווח המרכזי של הפתחים העגולים הקיימים במרווח 96 הבארות צריכים להיות שווים לקוטר ולמרווח המרכזי של הבארות של לוח 96 הבארות המשמש לבדיקות ביולוגיות.
    3. קדחו 96 חורים קטנים בסגירה העליונה של הקופסה החלולה כך שהם מיושרים עם מרכז 96 הפתחים העגולים במרווח 96 הבארות, כאשר האחרון מונח על הסגירה העליונה.
    4. הכנס סיב אופטי מפלסטיק בקוטר 0.5 מ"מ, מלמטה למעלה, בכל אחד מ-96 החורים הקטנים של הסגירה העליונה.
    5. החל שרף פוליאסטר בתחתית הסגירה העליונה כדי לחבר את 96 הסיבים האופטיים לסגירה העליונה.
    6. לאחר שהשרף מתייבש, יש ללטש את הגפיים הדיסטליות של הסיבים האופטיים עד שהם מסתגלים לחלק העליון של הסגירה העליונה.
    7. אסוף את הסיבים האופטיים בתוך הקופסה החלולה המוזכרת בשלב 1.2.1 לצרור יחיד המוגן על ידי נדן, המשתרע כשני מטרים מחוץ לקופסה.
      הערה: גובה הקופסה צריך להיות מספיק כדי למנוע כיפוף של הסיבים האופטיים והנחתה אופטית שעלולה להיגרם.
    8. הרכיבו את הקופסה החלולה כך שצרור הסיבים יעבור דרך הפתח הייעודי של הבית.
    9. הגדר את הקצוות הפרוקסימליות של הסיבים האופטיים יחד למחבר זכר מודפס בתלת מימד, המאפשר חיבור לחלק מקור האור (מחבר נקבה).
      הערה: מחבר זה לא אמור לדרוש צורך בדבק כדי למנוע הנחתת אור שדבק זה עלול לגרום.
    10. הנח את מרווח 96 הבארות על הקופסה החלולה.
    11. צור מסך על ידי הכנסת נייר מעקב בין לוחית PMMA שקופה (הפנים התחתונות) ליריעת מיילר חסינת שריטות (הפנים העליונות) על מנת לפזר את האלומה הצרה המועברת בכל קצה דיסטלי של סיב אופטי לקרן גדולה כמו קוטר הבאר של צלחת 96 הבארות המשמשת לבדיקות ביולוגיות.
    12. בנה את מסגרת המסך בהדפסת תלת מימד (תיבה אדומה באיור 2) כך שהפתח המרכזי שלה יתאים בדיוק לגודל של לוח 96 הבארות המשמש לבדיקות ביולוגיות, ובכך הבארות יתיישרו בצורה מושלמת עם הפתחים העגולים של מרווח 96 הבארות.
    13. תקן את המסך לחלק העליון של מרווח 96 הבארות עם מסגרת המסך.

figure-protocol-2
איור 2: תצוגות תלת מימדיות של חלק מפיץ האור. מעובד מ- Lefebvre, A. et al.30. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה. 

  1. מכלול חלק מקור האור עם חלק מפיץ האור
    1. חבר את המחבר הזכר של חלק מפיץ האור למחבר הנקבה של חלק מקור האור.
      הערה: ברגע שהמחבר הזכר מחובר לנקבה, אלומת האור המועברת על ידי חלק מקור האור צריכה לכסות קצת יותר משטח הפנים של האלמנט קולט האור של חלק מפיץ האור, ובכך להבטיח את אספקת האור ל-96 הסיבים האופטיים.

2. בדיקות ביולוגיות

  1. תהליך תרבית תאים
    1. לטפח קו תאי הפטוקרצינומה HepG2 במדיום RPMI 1640 בתוספת 10% סרום בקר מומת בחום ו-1% סטרפטומיצין ופניצילין.
    2. שמור על צלוחיות התרבית המכילות תאי HepG2 בחממת תרבית תאי CO2 של 5% בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס.
    3. החלף את מדיום התרבות כל 3 ימים על ידי שאיבת מדיום התרבות מהצלוחיות והחלפתו במדיום תרבית RPMI 1640 שחומם בעבר ל-37 מעלות צלזיוס.
    4. השתמש במיקרוסקופ כדי לבדוק את מפגש התאים בצלוחיות התרבית עד שהם מגיעים למפגש של 80%-90%.
  2. תהליך זריעה
    1. הסר את התאים מהחממה והנח אותם מתחת לתחנת הבטיחות המיקרוביולוגית שנוקה מראש.
    2. הסר את מדיום התרבות מצלוחיות התרבות.
    3. שוטפים את צלוחיות התרבות בתמיסת חיץ פוספט.
    4. מרחו 3 מ"ל טריפסין (0.25%, 0.53 מ"מ) על התאים והניחו את צלוחיות התרבות בחממה בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס למשך 5 דקות כדי לנתק את התאים.
    5. לאחר 5 דקות, יש לשחזר את הטריפסין מצלוחיות התרבות עם 7 מ"ל של מדיום תרבית ולשחזר את כל התמיסה של תאים בינוניים + טריפסין + בצינור של 15 מ"ל.
    6. ספור את התאים באמצעות מונה תאים. לשם כך, קח 20 מיקרוליטר מהתמיסה המכילה את התאים והניח אותה בצינור. הוסף 20 מיקרוליטר של תמיסה כחולה טריפן והנח את תמיסת התא + טריפן כחול על שקופית הספירה והכנס למונה התאים.
    7. לאחר ספירת התאים, יש לדלל אותם במדיום תרבית לקבלת תמיסה של 150,000 תאים/מ"ל ולזרוע את התאים בצלחת לבנה של 96 בארות עם תחתית שטוחה שקופה בקצב של 1.5x104 תאים/באר. הצבע הלבן נועד למקסם את השתקפות האור והפצתו בתוך הבארות.
      הערה: יש להתאים את מספר התאים לבאר בהתאם לקו התאים המשמש. ייתכן שתידרש בדיקת צפיפות מוקדמת כדי למצוא את המספר הנכון של תאים לזריעה.
    8. הכן שתי צלחות לכל זמן קריאת כדאיות. צלחת אחת תהיה מוארת ואחת תישאר חשוכה.
    9. דגרו את הצלחות למשך 24 שעות לפני הטיפול כדי לאפשר חיבור תאים.
  3. טיפול רוז בנגל
    1. הכן תמיסת מלאי של רוז בנגל על ידי הרכבה מחדש של אבקת ורד בנגל בתמיסת מלח של 10%. יש להכין תמיסה זו ממש לפני הטיפול בתאים כדי למנוע כל השפלה של הוורד בנגל בשל יציבותו.
    2. הכן תמיסות רוז בנגל בריכוזים הולכים וגדלים (0 מיקרומטר, 5 מיקרומטר, 10 מיקרומטר, 25 מיקרומטר, 50 מיקרומטר, 75 מיקרומטר, 100 מיקרומטר) על ידי דילול תמיסת המלאי של רוז בנגל שהוכנה בעבר במדיום תרבית התאים.
    3. לאחר הכנת התמיסות, הסר את מדיום התרבית מהצלחות המכילות את התאים והוסף 100 מיקרוליטר של תמיסות טיפול רוז בנגל.
    4. דגרו על התאים בטיפול רוז בנגל למשך שעתיים כדי לאפשר הפנמה של רוז בנגל.
      הערה: זמן הדגירה של תמיסת רוז בנגל עשוי להשתנות בהתאם לקו התאים בו נעשה שימוש. ייתכן שיהיה צורך לכוונן את הקינטיקה של שילוב רוז בנגל על ידי מדידת פלואורסצנטיות על מנת למצוא את זמן הדגירה הנכון עבור כל קו תאים שנחקר.
    5. לאחר שעתיים, הסר את תמיסות רוז בנגל, שטוף את התאים פעמיים עם PBS והוסף 100 מיקרוליטר/באר של מדיום תרבית ללא רוז בנגל.
      הערה: ייתכן שיהיה צורך בשטיפות נוספות עם PBS עבור ריכוזים גבוהים יותר של ורד בנגל. ניתן לבצע בדיקה ויזואלית כדי לוודא שהתאים נשטפו כהלכה. לאחר שטיפה מספקת, ה-PBS לא אמור לקבל צבע ורוד בגלל ה-Rose Bengal הקיים מחוץ לתאים.
    6. מכסים את לוחות המיקרו בנייר אלומיניום כדי להגן עליהם מפני חשיפה לאור. האירו מחצית מהלוחות לבדיקת PDT (ראה שלב 2.4). הלוחות הלא מוארים יספקו נתוני בקרה לתוצאות ה-PDT (מצב חשוך). הם גם יספקו נתונים על ההשפעה של רוז בנגל שאינה מופעלת באור על כדאיות התאים. שאר המיקרו-לוחות ישמשו לחשיפה לאור במכשיר (מצב PDT).
  4. נוהל הפעלה למכשיר CELL-LED-550/3
    1. חבר את המחבר הזכר במפיץ האור למחבר הנקבה של מקור האור. לאחר מכן חבר את מקור האור לשקע חשמל.
    2. הסר שתי מיקרו-פלטות (PDT + מצב כהה) מהחממה, הסר את האלומיניום למצב PDT והנח צלחת זו על מפיץ האור.
    3. הגדר את הדימר של הדרייבר לרמתו המקסימלית כדי למקסם את ההספק המסופק על ידי ה-LED וכדי להשיג קרינה ממוצעת של 0.62 mW/cm2 על פני 96 הבארות.
      הערה: יש להגדיר את העמעום של הנהג לערך המתאים ביותר עבור הבדיקות הביולוגיות (מבין שלושת הבדיקות הזמינות). לא משנה מה הדימר של הנהג מוגדר, הקרינה הנמוכה המועברת אינה מחייבת שימוש במשקפי בטיחות.
    4. האירו את הצלחת עד להגעה למינון האור הרצוי על התאים. כדי להשיג את מינון האור הרצוי, ניתן לכוונן שני פרמטרים, זמן וקרינה, המתייחסים למשוואה הבאה:
      מינון אור (J / cm2 ) = קרינה (W / cm2) × זמן (ים) (משוואה 1).
      ניתן לווסת את הקרינה על ידי כוונון דימר הדרייבר לקבלת 0.02 mW/cm2, 0.23 mW/cm2 או 0.62 mW/cm2, בהתאמה. מהקרינה שנבחרה, ניתן להשתמש במשוואה 1 כדי לחשב את זמן ההארה הנדרש להשגת מינון אור היעד.
    5. לאחר שהושג מינון האור הרצוי, כבה את המכשיר. החלף את המיקרו-פלטת PDT באלומיניום והחזיר אותה לחממה עם לוחית הבקרה עד לביצוע בדיקת הכדאיות.
    6. אופציונלי: האר את הלוחות האחרים במידת הצורך, באמצעות אותו הליך שתואר לעיל.
  5. בדיקת כדאיות תאים
    1. לאחר בדיקת ה-PDT, השאירו את הצלחת המוארת בחממה למשך 24 שעות לפני מדידת השפעת ה-PDT על התאים המוארים על ידי מדידת הכדאיות שלהם. ניתן לשנות את זמן הדגירה כדי לחקור את ההשפעות ארוכות הטווח פחות או יותר של PDT על התאים. עבור כל זמן דגירה לאחר PDT, יש לדגור צלחת לא מוארת (מצב כהה) לאותה תקופה.
    2. לאחר תקופת הדגירה, קח צלחת מוארת אחת ואחת לא מוארת והוסף 100 מיקרוליטר של מגיב מערכת בדיקת כדאיות התא בכל באר כדי למדוד את כדאיות התא על סמך חילוף החומרים המיטוכונדריאלי וייצור ATP על ידי תאים.
    3. דגרו את הרב-צלחת בחושך למשך 10 דקות לפני מדידת כדאיות התא.
    4. לאחר 10 דקות דגירה, קרא את הזוהר הנפלט בכל באר באמצעות קורא רב-מודאלי. הזוהר הנפלט פרופורציונלי לייצור ATP על ידי התאים החיים בזמן הוספת תמיסת בדיקת כדאיות התא.
    5. שקול את ערך הזוהר של המצב הלא מטופל (NT) כ-100% כדאיות, ונרמל את ערכי הזוהר של התנאים המטופלים למצב NT כדי להשיג את אחוז הכדאיות המושרה על ידי כל טיפול.
    6. חזור על אותו פרוטוקול קריאת כדאיות התא עבור כל זמן קריאה לאחר טיפול PDT (למשל, 24 שעות, 48 שעות ו-72 שעות לאחר הטיפול).

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כפי שמוצג באיור 3, התקן CELL-LED-550/3 מאפשר תאורה הומוגנית, מלמטה, של לוח 96 בארות עם אור ירוק של 550 ננומטר.

figure-results-1
איור 3: תמונות של התקן CELL-LED-550/3 במהלך תאורה להמחשה של לוח 96 בארות כאשר תאורת החדר דולקת (A) או כבויה (B). מעובד מ- Lefebvre, A. et al.30. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה. 

כל באר מוארת בנפרד והרחק מנורת ה-LED הבודדת (עד שני מטרים) באמצעות שימוש בצרור סיבים אופטיים (איור 4).

figure-results-2
איור 4: צרור הסיבים האופטיים מאפשר הארה אינדיבידואלית של הבארות של צלחת של 96 בארות הרחק מה-LED היחיד. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה. 

כדי לבסס את היעילות של מכשיר CELL-LED-550/3, הוערכה יכולתו לגרום ל-PDT בתיווך RB בקו תאי ההפטוקרצינומה HepG2. התאים טופלו בריכוזים הולכים וגדלים של ורד בנגל, שנעו בין 0-100 מיקרומטר למשך שעתיים לפני ההארה. השימוש בטווח כזה של ריכוזים שמטרתו לקבוע את המינון האפקטיבי (EC50) של רוז בנגל שיהרוג תאי HepG2 כאשר הם נחשפים לאור ירוק. נחקרה גם ההשפעה של מינון האור המסופק על ידי מכשיר CELL-LED-550/3 על השראת מוות תאים בתאי HepG2. לשם כך, התאים נחשפו לאור במשך 8 דקות ו-9 שניות, 16 דקות ו-18 שניות או 32 דקות ו-36 שניות בעוצמה של 0.62 mW/cm2 על מנת לקבל מינוני אור של 0.30 J/cm2, 0.60 J/cm2 ו-1.22 J/cm2, בהתאמה.

ראשית, נצפה כי להארה לבדה, בהיעדר רוז בנגל (מצב אור, איור 5), לא הייתה השפעה על הכדאיות של תאי HepG2, ללא קשר למינון האור שהתקבל. כמו כן, נצפה כי ורד בנגל לבדו, בהיעדר אור (מצב RB, איור 5), לא גרם לשינוי כלשהו בכדאיות התא עבור אף אחד מהמצבים שנבדקו. לעומת זאת, התוצאות מראות כי PDT בתיווך RB באמצעות CELL-LED-550/3 מסוגל להרוג תאי HepG2. יתר על כן, יעילות מוגברת נצפתה בקורלציה עם מינון אור מוגבר, עם ריכוז אפקטיבי מקסימלי (EC50) של 34.3 מיקרומטר למינון אור של 0.30 J/cm2, 26.6 מיקרומטר למינון של 0.60 J/cm2 ו-6.8 מיקרומטר למינון של 1.2 J/cm2.

תוצאות אלו אישרו את היעילות של התקן PDT חדש זה עבור PDT בתיווך RB (איור 5).

figure-results-3
איור 5: יעילות המכשיר ביחס לכדאיות קו התאים HepG2. אחוז כדאיות 24 שעות לאחר הטיפול ב- HepG2. NT, לא מטופל; RB, רגיש לאור בלבד (0 מיקרומטר, 5 מיקרומטר, 10 מיקרומטר, 25 מיקרומטר, 50 מיקרומטר, 75 מיקרומטר ו-100 מיקרומטר); אור, תאורה עבור 0.30 J/cm2, 0.60 J/cm2 ו-1.22 J/cm2; PDT, תאורה עם טיפול RB. התוצאות מוצגות כאמצעים ± SEM של שלושה ניסויים בלתי תלויים, המבוטאים כאחוז מה-NT. בוצעה בדיקת ANOVA דו-כיוונית, עם p ≤ 0.01 (**); p ≤ 0.0001 (****) נחשב מובהק סטטיסטית, ו-p ≥ 0.05 נחשב לא מובהק (NS). מעובד מ- Lefebvre, A. et al.30. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה. 

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מאמר זה מתאר הן את הפרוטוקול לפיתוח התקן תאורה חדשני המוקדש ל- PDT במבחנה בתיווך RB והן את הפרוטוקול למימוש הוכחת היתכנות עבור התקן CELL-LED-550/3, שפותח כך30.

CELL-LED-550/3 מורכב משני חלקים, כל אחד עם פונקציה ספציפית. מטרת החלק הראשון, המכונה חלק מקור האור, היא לייצר, מנורת LED בודדת, קרן אור ירוקה הומוגנית בקוטר גבוה מזה של צרור הסיבים האופטיים של החלק השני. אחרון זה, הנקרא חלק מפיץ האור, נועד להפיץ, דרך צרור הסיבים האופטיים, את האור המסופק על ידי חלק מקור האור לבארות של צלחת 96 בארות בנפרד והרחק מה-LED. במרחק של עד 2.5 מ' מה-LED, ניתן להאיר את התאים כל עוד יש צורך ללא כל סיכון להשפעות תרמיות מזיקות שעלולות להיווצר עקב החום הבלתי מבוקר שנוצר בתוך ה-LED.

תכונה זו מציעה יתרון משמעותי ראשון של CELL-LED-550/3 על פני מערכות אחרות מבוססות LED שתוכננו במיוחד עבור תאורת לוחות 96 בארות31,32,33,34,35,36. ואכן, כל המערכות האחרות כרוכות במיקום של נוריות ה-LED רק כמה סנטימטרים מתחת לתאים (בדרך כלל מתחת ל-5 ס"מ), וזה לא מספיק כדי למנוע את הסיכון להשפעות תרמיות מזיקות הקשורות ל-LED עבור התאים. כדי להגביל סיכון כזה, רוב המערכות האחרות הללו (למרבה הצער, חלקן לא) כוללות מערכת קירור LED 32,34,35 הממוקמת לפעמים קרוב מאוד (מדי) לתאים, אשר לאחר מכן יכולה להיות מושפעת באופן לא פרודוקטיבי מהתנודות התרמיות הנובעות מכך. התכנון של מכשיר CELL-LED-550/3 בשני חלקים מספק יתרון משמעותי נוסף על פני רוב המערכות האחרות הקיימות מבוססות LED 31,32,33,35,36: זה מאפשר להאיר את התאים בתוך חממת תרבית תאים ללא כל סיכון למכשיר. חלק מפיץ האור, שאינו כולל רכיבים אלקטרוניים, אכן ניתן למקם בתוך החממה, בעוד שחלק מקור האור, הכולל רכיבים אלקטרוניים הרגישים לסביבות לחות, נשמר בחוץ כדי למנוע סכנת קורוזיה או כשל. חלק מהמערכות הקיימות מבוססות LED, כולל רכיבים אלקטרוניים, מאפשרות תאורה בתוך חממה, אך שימוש כזה, ראשית, אינו מומלץ על ידי המתכננים/יצרנים, ושנית, דורש ייבוש "הולם" לאחר השימוש33,34. היכולת להאיר את התאים בתוך אינקובטור ובכך לשמור על התאים באותם תנאים פיזיולוגיים (טמפרטורה, לחות וריכוזCO2) במהלך הפרוטוקול היא חיונית כדי למנוע הטיות פוטנציאליות בהערכת כדאיות התא לאחר PDT, במיוחד עבור פרוטוקולים הדורשים זמני תאורה ארוכים. כמו כן, יש להדגיש כי מכשיר CELL-LED-550/3 כולל נורית LED אחת להארת כל 96 הבארות בנפרד ובו זמנית. תכונה מקורית וחדשנית זו אינה זמינה באף אחת מהמערכות האחרות מבוססות LED שהוזכרו לעיל 31,32,33,34,35,36. רוב המערכות הללו כוללות 96 נוריות LED, כאשר נורית LED אחת ממוקמת מתחת לכל באר, ולכן מספקות 96 אלומות בודדות 31,33,34,36 בעוד שהמערכות הנותרות מספקות, בין 6 ל-25 נוריות LED הממוקמות סנטימטרים ספורים מלוח הבאר, אלומה גלובלית המכסה את כל הבארות או חלקן 31,32,35 . בהתבסס על הספרות, יצירת 96 אלומות בודדות מ-LED יחיד, כפי שעושה CELL-LED-550/3 באמצעות חבילת סיבים אופטיים, מעולם לא הוצעה בעבר.

חלק מקור האור כולל נורית LED של 550 ננומטר 3 וואט שנבחרה על פי שני קריטריונים עיקריים. ראשית, ספקטרום הפליטה של ה-LED (ולכן אורך הגל המרכזי שלו) צריך לחפוף את ספקטרום הקליטה של רגיש האור RB. חפיפה כזו, המושגת בצורה מושלמת עם הנורית שנבחרה (אורך גל מרכזי: 554.4 ננומטר; FWHM: 106.4 ננומטר; שניהם מוערכים בהתאם למתודולוגיה המתוארת ב-Lefebvre et al.30) (איור 6), חיוניים להפעלת האור של RB ובכך לאינדוקציה של PDT בתיווך RB. שנית, ההספק האופטי של ה-LED צריך להיות נמוך מ-5 וואט. מגבלת הספק זו מוטלת על ידי הכוח הקביל של עדשת הקולימציה הכלולה בחלק מקור האור ועל ידי זה של צרור הסיבים האופטיים הכלול בחלק מפיץ האור.

figure-discussion-1
איור 6: ספקטרום הספיגה של ורד בנגל במים. ספקטרום הספיגה המנורמל המקסימלי של רוז בנגל במים משורטט לפי הציר השמאלי, והקרינה הספקטרלית הממוצעת של CELL-LED-550/3 מותאמת לפי הציר הימני. הפרופיל של הקרינה הספקטרלית הממוצעת תואם את זה של ה-LED הזמין באתר היצרן. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה. 

הצימוד האופטי בין שני חלקי המכשיר הוא גורם קריטי. צימוד זה נועד, מצד אחד, לאסוף את מקסימום האור הנפלט מה-LED 3 W לאלומה צרה, ומצד שני, להזריק קרן זו לצרור הסיבים האופטיים. לגבי המטרה הראשונה, עדשת קולימציה אספרית עם אורך מוקד קצר, שתוכננה במיוחד עבור LED המותקן על PCB (לוח מעגלים מודפסים), מאפשרת ריכוז של אלומת LED של 120 מעלות לקורה צרה של 10 מעלות עם פיזור אחיד מרחבי. יתר על כן, הקרן המתקבלת מקרינה תמונות של שבב ה-LED המרובע, המציגים בהירות משופרת וסטיות אופטיות מופחתות בהשוואה לאלו המתקבלות עם האלומה הראשונית. בכל הנוגע להזרקת קרן צרה זו לצרור הסיבים האופטיים, יש להתייחס לארבע נקודות חשובות. ראשית, הגפיים הפרוקסימליות של 96 הסיבים האופטיים PMMA (פולימתיל מתאקרילט) בקוטר 0.5 מ"מ (צמצם מספרי: 0.2) נאספים יחד למחבר תוצרת בית כך שהם יוצרים משטח מרובע קולט-אור של צלעות 5 מ"מ (איור 7). צורה מרובעת, בהתאם להקרנות המרובעות של שבב ה-LED על ידי הקורה, הועדפה על פני הצורה העגולה הרגילה עבור המחבר כדי להגביל את אובדן האור. שנית, המחבר הביתי תוכנן כך שלא ידרוש דבק וגם הודפס בתלת מימד באמצעות שרף שקוף על מנת להגביל את ספיגת האור ובכך למנוע התחממות יתר/פחמן של החומר. שלישית, המשטח קולט האור כמו גם המשטח הסופי של המחבר מלוטשים באמצעות גלגל ליטוש כך שהאור המרבי יעבור דרכם. רביעית ואחרונה, המרחק בין העדשה למשטח קולט האור המרובע נקבע באופן תיאורטי ולאחר מכן הותאם על ספסל אופטי כך שהחלק המרכזי ההומוגני ביותר של הקרנת ה-LED המרובעת חופף מעט יותר מהמשטח קולט האור.

עם צימוד כזה מתקבל הספק של 1.25 וואט עבור הקרן הצרה של 10 מעלות, ואילו ההספק הכולל המועבר על ידי צרור 96 סיבים אופטיים הוא 0.12 וואט (נעשה שימוש בחיישן פוטודיודה המתאים לאור LED (OPHIR).

figure-discussion-2
איור 7: משטח קולט-אור מרובע המתקבל על ידי איסוף 96 הסיבים האופטיים יחד למחבר תוצרת בית. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה. 

CELL-LED-550/3 מספק קרינה ממוצעת של 0.62 mW/cm2 (סטיית תקן: 0.09 mW/cm2) (איור 8) במשטח החיצוני התחתון של הבארות. ערך ממוצע זה, שלוקח בחשבון את יעילות הצימוד שהוזכרה לעיל, הוערך והוכח כיציב לאורך זמן (מקדם שונות נמוך מ-0.6%) על פי המתודולוגיות המתוארות בפירוט ב-Lefebvre ו-al.30. עם קרינה כה נמוכה (נמוכה מאלה המסופקות על ידי מערכות מבוססות LED אחרות שנדונו לעיל שתוכננו במיוחד עבור תאורת לוחות 96 בארות), הוכח כי לתאורה לבדה אין השפעה על כדאיות תאי HepG2 בעוד שהושגה יעילות גבוהה מאוד עבור PDT בתיווך RB. עבור פרוטוקולי PDT הדורשים קרינה גבוהה יותר כדי להבטיח יעילות, ניתן להשתמש במספר נורות LED, ולכן ניתן ליישם מספר חלקי מקור אור, בתנאי שעוצמת האור המוזרקת לכל סיב אופטי אינה עולה על ההספק המותר של כמה עשרות מילי-וואט.

figure-discussion-3
איור 8: היסטוגרמה המייצגת את התפלגות הקרינה המועברת ל-96 הבארות של לוח. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה. 

החלפת ה-LED בחלק מקור האור בלבד בחלק מתאים אחר מאפשרת להשיג מכשיר CELL-LED נוסף. נורית LED תיחשב מתאימה אם היא פולטת הספק אופטי נמוך מ-5 וואט (מהסיבות שהוזכרו לעיל) בטווח הנראה (בהתאם למפרט של צרור הסיבים האופטיים). מכיוון שקיים מספר משמעותי של נוריות LED כאלה, ניתן לפתח מגוון רחב של התקני CELL-LED ובכך ניתן להעריך פרוטוקולי PDT רבים במבחנה. בהינתן פרוטוקול PDT, ברור שיש להעדיף את ה-LED המספק את החפיפה הטובה ביותר עם ספקטרום הספיגה של הרגיש לאור הנחשב מבין כל נוריות ה-LED המתאימות. במקרה של החלפת LED, יש להקדיש תשומת לב מיוחדת למכלול גוף הקירור של המאוורר. למעשה, מכלול זה צריך להיות בגודל מתאים כדי למנוע התחממות יתר והשפלה לאחר מכן הן של ה-LED והן של הנהג. יתר על כן, יידרש אפיון אופטי ותרמי חדש לכל שינוי LED.

גם האפשרות להפעיל את רוב רגישי האור על ידי החלפה פשוטה של נורית LED בודדת, וגם האפשרות להאיר את התאים בתוך חממה מספקים ערך מוסף אמיתי למכשיר זה בהשוואה לקיימים.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים מצהירים שאין ניגודי אינטרסים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים רוצים להודות לבית החולים המרכזי של ליל, צרפת, ול-INSERM על תמיכתם במחקר שלנו.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
550  נ"מ 3  W LED מותקן על לוח מעגלים מודפסים אוסראםאוסטאר KP CSLPM1. פורמולה 1
75 ס"מ 2 בקבוק תאי תרביתסרשטדט3911002
צרור של 100 סיבים אופטיים מפלסטיק (קוטר 0.5 מ"מ)ARCENCIEL LEDסיבים אופטיים05eGקצה זוהר PMMA קוטר 0,5 - Lng  200 מטרים        http://arcenciel-led.fr/accueil/193-fibre-optique-end-glow-05mm-prix-au-m.html
מונה תאיםתרמו-פישרAMQAF2000אופציונלי, אתה יכול לספור תחת מיקרוקוסקופ
חממת תרבית תאיםPHCI (דוטשר)MCO-170AICUVD-PE
טיטר תאים גלופרומגהG7571
עדשת קולימציה שקופה PMMAחנות Gleccעדשת 14 מ"מ 10°Aliexpress - עדשת קולימציה DEL עם תמיכה ב-14 מ"מ
צבע שחורקולורפאב  מק"ט 020014תאימות למגע עם מזון של ה-FDA
צבע לבןקולורפאב  מק"ט 020013תאימות למגע עם מזון של ה-FDA
מנהל התקן נוכחי עם עמעום תלת-מצבי (מנהל התקן CDM)מנהל התקן CDMב.ד392200 מיליאמפר
שרף אפוקסי Clé אופטרהקריסטל'דיאמונדיהלום קריסטל 150 מ"ל
מכלול צלעות-קירור למאווררבויד
תאי HepG2ATCCHB-8065
קורא רב-מודאלי (CLARIOstar Plus)ב.מ.ג. לאבטק430-2927
תמיסת חיץ פוספטתרמו-פישר20012-068
סיבים אופטיים PMMA (פולימתיל מתאקרילט) (צמצם מספרי: 0.2)גואנגג'ואו מייקי תאורה בע"מ
שקע חשמלRSpro907-5680
RMPI 1640תרמו-פישר21875-091
מתג נדנדה RSpro419-744
רוז בנגלתרמו-פישר / מרקA17053.14 / 330000-1G
יריעת מיילר חסינת שריטותRSproRS: 785-0802
נדןAUPROTECTואוסלאש; 8,5 מ"מ / &אוסלאש; ext 11 מ"מPP פוליפרופיל ואגרייב; ne נדן גלי שחור עמיד בפני UV לא מפוצל
SVFיורוביוCVF SVF00-01
נייר מעקבקנסון79368730
לוחית PMMA שקופהRSproRS: 284-6269
טריפן כחולתרמו-פישר15250061
טריפסיןתרמו-פישר25200-072
אולטימייקר 2+אולטימייקר
צלחת תחתונה שקופה לבנה 96 בארותדוצ'ר655098

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sung, H., et al. Global Cancer Statistics 2020: GLOBOCAN Estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA Cancer J Clin. 71 (3), 209-249 (2021).
  2. Llovet, J. M., et al. Hepatocellular carcinoma. Nat Rev Dis Primer. 7 (1), 1-28 (2021).
  3. Erstad, D. J., Tanabe, K. K. Hepatocellular carcinoma: Early-stage management challenges. J Hepatocell Carcinoma. 4, 81-92 (2017).
  4. Tabori, N. E., Sivananthan, G. Treatment options for early-stage hepatocellular carcinoma. Semin Intervent Radiol. 37 (5), 448-455 (2020).
  5. Tsuchiya, N., et al. Biomarkers for the early diagnosis of hepatocellular carcinoma. World J Gastroenterol. 21 (37), 10573-10583 (2015).
  6. Puisieux, M. F., et al. Therapeutic management of advanced hepatocellular carcinoma: An updated review. Cancers. 14 (10), 2357(2022).
  7. Morton, C. A., et al. European dermatology forum guidelines on topical photodynamic therapy 2019 Part 1: treatment delivery and established indications - actinic keratoses, Bowen's disease and basal cell carcinomas. Eur Acad Dermatol Venereol. 33 (12), 2225-2238 (2019).
  8. Plaetzer, K., Krammer, B., Berlanda, J., Berr, F., Kiesslich, T. Photophysics and photochemistry of photodynamic therapy: Fundamental aspects. Lasers Med Sci. 24 (2), 259-268 (2009).
  9. Agostinis, P., et al. Photodynamic therapy of cancer: An update. CA Cancer J Clin. 61 (4), 250-281 (2011).
  10. Castano, A. P., Demidova, T. N., Hamblin, M. R. Mechanisms in photodynamic therapy: Part two-cellular signaling, cell metabolism and modes of cell death. Photodiagnosis Photodyn Ther. 2 (1), 1-23 (2005).
  11. Krammer, B. Vascular effects of photodynamic therapy. Anticancer Res. 21 (6B), 4271-4277 (2001).
  12. Falk-Mahapatra, R., Gollnick, S. O. Photodynamic therapy and immunity: An Update. Photochem Photobiol. 96 (3), 550-559 (2020).
  13. Mosaddad, S. A., et al. Photodynamic therapy in oral cancer: A narrative review. Photobiomodul Photomed Laser Surg. 41 (6), 248-264 (2023).
  14. Guidolin, K., et al. Photodynamic therapy for colorectal cancer: A systematic review of clinical research. Surg Innov. 29 (6), 788-803 (2022).
  15. Osuchowski, M., Bartusik-Aebisher, D., Osuchowski, F., Aebisher, D. Photodynamic therapy for prostate cancer - A narrative review. Photodiagnosis Photodyn Ther. 33, 102158(2021).
  16. Gustalik, J., Aebisher, D., Bartusik-Aebisher, D. Photodynamic therapy in breast cancer treatment. J Appl Biomed. 20 (3), 98-105 (2022).
  17. Domka, W., et al. Photodynamic therapy in brain cancer: mechanisms, clinical and preclinical studies and therapeutic challenges. Front Chem. 11, 1250621(2023).
  18. Crous, A., Abrahamse, H. Photodynamic therapy of lung cancer, where are we. Front Pharmacol. 13, 932098(2022).
  19. Calzavara-Pinton, P. G., et al. Methylaminolaevulinate-based photodynamic therapy of Bowen's disease and squamous cell carcinoma. Br J Dermato. 159 (1), 137-144 (2008).
  20. Basset-Seguin, N., et al. Topical methyl aminolaevulinate photodynamic therapy versus cryotherapy for superficial basal cell carcinoma: A 5 year randomized trial. Eur J Dermatol. 18 (5), 547-553 (2008).
  21. Szeimies, R. M., et al. A clinical study comparing methyl aminolevulinate photodynamic therapy and surgery in small superficial basal cell carcinoma (8-20 mm), with a 12-month follow-up. J Eur Acad Dermatol Venereol. 22 (11), 1302-1311 (2008).
  22. The IMmunotherapy Pleural 5-ALA PDT. , ClinicalTrials.gov. At https://clinicaltrials.gov/study/NCT04400539 (2025).
  23. Blue-Light Photodynamic Therapy and Sonidegib for Multiple Basal Cell Carcinomas. , ClinicalTrials.gov. At https://clinicaltrials.gov/study/NCT06623201 (2025).
  24. Neoadjuvant PDT in the Treatment of Cholangiocarcinoma. , ClinicalTrials.gov. At https://clinicaltrials.gov/study/NCT04824742 (2025).
  25. Correia, J. H., Rodrigues, J. A., Pimenta, S., Dong, T., Yang, Z. Photodynamic therapy review: principles, photosensitizers, applications, and future directions. Pharmaceutics. 13 (9), 1332(2021).
  26. Bartusik-Aebisher, D., Ożóg, Ł, Domka, W., Aebisher, D. Rose Bengal and future directions in larynx tumor photodynamic therapy. Photochem Photobiol. 97 (6), 1445-1452 (2021).
  27. Srivastav, A. K., et al. Photosensitized rose Bengal-induced phototoxicity on human melanoma cell line under natural sunlight exposure. J Photochem Photobiol. B, Biology. 156, 87-99 (2016).
  28. Uddin, M. M. N., et al. Encapsulated Rose Bengal enhances the photodynamic treatment of triple-negative breast cancer cells. Molecules (Basel, Switzerland). 29 (2), 546(2024).
  29. Osuchowski, M., et al. Photodynamic therapy-adjunctive therapy in the treatment of prostate cancer. Diagnostics (Basel, Switzerland. 12 (5), 1113(2022).
  30. Lefebvre, A., et al. Photodynamic therapy using a Rose-Bengal photosensitizer for hepatocellular carcinoma treatment: Proposition for a novel green LED-based device for in vitro investigation. Biomedicines. 12 (9), 2120(2024).
  31. Bounds, A. D., Bailey, R. D., Adams, C. T., Callaghan, D. C., Girkin, J. M. LightBox: A multi-well plate illumination system for photoactive molecule characterization. J Biophotonics. 14 (5), e202000481(2021).
  32. Zhang, K., Timilsina, S., Waguespack, M., Kercher, E. M., Spring, B. Q. An open-source LED array illumination system for automated multi-well plate cell culture photodynamic therapy experiments. Sci Rep. 12 (1), 1-10 (2022).
  33. optoWELL. , opto biolabs. at https://optobiolabs.com/products/optowell/ (2025).
  34. Repina, N. A., et al. Engineered illumination devices for optogenetic control of cellular signaling dynamics. Cell Rep. 31 (10), 107737(2020).
  35. Hopkins, S. L., et al. An in vitro cell irradiation protocol for testing photopharmaceuticals and the effect of blue, green, and red light on human cancer cell lines. Photochem Photobiol Sci. 15 (5), 644-653 (2016).
  36. Hadis, M. A., et al. Development and application of LED arrays for use in phototherapy research. J Biophotonics. 10 (11), 1514-1525 (2017).

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

LED Illumination DeviceIn Vitro PDTHepG2 CellsCell Viability Assay96 Well PlatePhotosensitizer ApplicationGreen Light IrradiationCancer Cell Treatment

מאמרים קשורים