מאמר שיטה

מידול זיהום מתמשך של Pseudomonas aeruginosa בזחלי דג זברה פצועים

DOI:

10.3791/68464

⸱

13 ביוני 2025

 , 
1Laboratory of Pathogens and Host Immunity (LPHI), CNRS, Inserm, Université de Montpellier

במאמר זה

הודעת תיקון

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כיום חסרים מודלים in vivo המתאימים לבדיקת תרופות נגד זיהומים חיידקיים כרוניים. כאן, אנו מתארים פרוטוקול לזיהום פצע על ידי מבודד קליני של Pseudomonas aeruginosa כדי ליצור זיהום מתמשך בזחלי דג הזברה.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pseudomonas aeruginosa הוא פתוגן אנושי עיקרי, במיוחד בזיהומים כרוניים בפצעים וזיהומים ריאתיים כרוניים (במיוחד בחולים עם סיסטיק פיברוזיס (CF)). זיהומים חיידקיים כרוניים עמידים לטיפולים אנטיביוטיים ויש צורך דחוף במודלים של זיהומים כרוניים in vivo הניתנים לבדיקת תרופות כדי לפתח טיפולים יעילים. כאן, אנו מתארים פרוטוקול של זיהום על ידי מבודד קליני של P. aeruginosa מחולה CF, המבטא באופן מכונן את החלבון הפלואורסצנטי הירוק (GFP), ליצירת זיהום פצע מתמשך בזחלי דג הזברה. עוברים שנפגעו מסנפיר הזנב טובלים בתרחיף חיידקי למשך שעה וחצי, נשטפים ומנוטרים לעומס חיידקי במשך 3 ימים. עומס החיידקים כומת מדי יום על ידי ספירת יחידות יוצרות מושבה פלואורסצנטית (CFU) מזחלים נגועים שעברו ליזה, מה שאפשר זיהום מתמשך. יתר על כן, חיידקי P. aeruginosa מתמידים היו עמידים לטיפול אנטיביוטי. מודל חדשני זה של זיהום מתמשך ב-P. aeruginosa מציע הזדמנויות להעריך את יעילותם של טיפולים חדשניים נגד זיהומים כרוניים.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pseudomonas aeruginosa הוא חיידק פתוגני גרם שלילי האחראי על קולוניזציה כרונית בחולים עם סיסטיק פיברוזיס (CF) ופצעים 1,2. P. aeruginosa שייך לקבוצת הפתוגנים של ESKAPEE ומוכר על ידי ארגון הבריאות העולמי כעדיפות קריטית לטיפולים חדשים3. קשה לטפל בזיהומים חיידקיים כרוניים באמצעות אנטיביוטיקה עקב עמידות לתרופות אדפטיביות, הקשורה למספר גורמים, כולל אורח חיים ביופילם, צמיחה מופחתת, פעילות מטבולית נמוכה4, כמו גם מחזור חיים תוך-תאי5. מודלים in vivo חיוניים להבנה טובה יותר וטיפול בזיהום כרוני של P. aeruginosa.

בעוד שמספר מודלים in vivo שימשו להערכת אלימות P. aeruginosa , מעט מאוד מודלים אפשרו לחקות קולוניזציה מתמשכת ולבדוק את יעילות הטיפולים בזיהום כרוני6. מודלים של בעלי חיים לחקר פתוגנזה כרונית של P. aeruginosa מסתמכים בעיקר על מתן החיידקים המוטבעים בחרוזי אגר לריאות7. פותח גם מודל זיהום עורי כרוני של עכברים8. דג הזברה (Danio rerio), שיש לו יתרונות רבים (בעיות אתיות מתונות, עלות נמוכה, ייצור ביציות גבוה), הוא מודל מושך של בעלי חוליות in vivo לבדיקת תרופות, המאפשר גם הדמיה ברזולוציה גבוהה בזמן אמת של P. aeruginosa ותאי מארח הודות לשקיפות העובר9.

כפי שדווח בסקירה, במחקרים קודמים שימשו זני מעבדה של P. aeruginosa (PAO1, PA14 ו-PAK) בעיקר במודל הזיהום של דג הזברה, שם הם גרמו לזיהום חריף9. לאחרונה פיתחנו פרוטוקול זיהום פצע המבוסס על טבילה של עוברים קטועים בסנפיר הזנב עם זן P. aeruginosa PAO1, שגרם לזיהום חריף10. ההדבקה על ידי טבילה של עוברים פצועים, המשקפת מצב זיהום טבעי של P. aeruginosa, היא צורת זיהום הניתנת לשחזור וקלה יותר ממיקרו-הזרקה.

המטרה שלנו הייתה לבסס פרוטוקול של זיהום מתמשך של P. aeruginosa בדגי זברה. למטרה זו, האסטרטגיה שלנו הייתה להשתמש בזנים קליניים של P. aeruginosa, אשר נלקחו בחשבון לעתים רחוקות במודל דג הזברה11,12, בשילוב עם מסלול הזיהום של הפצע. כאן, אנו מתארים את הפרוטוקול שפיתחנו כדי לדגמן את ההתיישבות המתמשכת של עוברי דג הזברה על סמך זיהום פצע על ידי מבודדים קליניים של P. aeruginosa CF. מודל in vivo חדשני זה עונה על הציפיות שלנו ומציע הזדמנויות חדשות להעריך את יעילות הטיפולים בהקשר של קולוניזציה מתמשכת, כמתואר כאן ובמאמר נלווה13.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל הניסויים בדגי הזברה המתוארים במחקר הנוכחי נערכו באוניברסיטת מונפלייה על פי עקרונות 3Rs - החלפה, הפחתה ועידון - בהתאם להנחיות האיחוד האירופי לטיפול בחיות מעבדה ואושרו על ידי Direction Sanitaire et Vétérinaire de l'Hérault ו- Comité d'Ethique pour l'utilisation d'animaux à des fins scientifiques תחת התייחסות CEEA-LR-B4-172-37. כל ניסויי ההדבקה בוצעו בעוברים עד 5 ימים לאחר ההפריה. גידול דג הזברה הבוגר (Danio rerio) מדגי AB או Golden Lines עמד בהנחיות הבינלאומיות המפורטות בהנחיית הגנת בעלי החיים של האיחוד האירופי 2010/63/EU. מתקן דג הזברה של אוניברסיטת מונפלייה עם תנאים סטנדרטיים המוגדרים כאור של 12 שעות: מחזור חושך, מיכל פוליקרבונט 3.5 ליטר (מקסימום 22 דגים לכל מיכל) המחובר למערכת מחזור עם מליחות של 4% / מוליכות 400 מיקרוש וטמפרטורת מים של 28 מעלות צלזיוס. הדגים הוזנו פעמיים ביום במזון דגים.

1. הכנת פתרונות

  1. הכן פתרון עבודה 1x למי דגים עם או בלי מתילן כחול לגידול עוברי דג זברה (ראה טבלה 1).
  2. הכן 20x מלאי (0.4%) ו-1x תמיסת הרדמה טריקאין עובדת כמתואר בטבלה 1. כדי למנוע הקפאה והפשרה חוזרות ונשנות של תמיסת המלאי, הכינו 10 מ"ל מנות של 20x טריקאין ואחסנו בטמפרטורה של -20 מעלות צלזיוס.
  3. הכן תמיסת טריטון 2% מדוללת בתמיסת מלח חוצצת פוספט 1x (PBS; טבלה 1).

2. הכנת חיסון של  P. aeruginosa פלואורסצנטי המבטא GFP באופן קונסטרוקטיבי

הערה: כל העבודה עם P. aeruginosa נעשית עם אמצעי זהירות BSL-2 בארון בטיחות ביולוגית. יש לשנות גנטית את זני P. aeruginosa כדי לבטא באופן מכונן מדווח פלואורסצנטי, כגון GFP (כפי שמשמש כאן ומתוארב-13). מומלץ מאוד להשתמש בזנים עם מדווח פלואורסצנטי מקודד כרומוזומלי כדי למנוע אובדן פלסמיד במקרה של מדווח פלואורסצנטי מקודד פלסמיד.

  1. יומיים לפני ההדבקה, יש לצאת מ-80 מעלות צלזיוס מלאי של P. aeruginosa מהונדס גנטית המבטא GFP על לוחות אגר LB (טבלה 1) ולדגור למשך הלילה ב-37 מעלות צלזיוס.
  2. בדוק את הקרינה של המושבות באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי (הגדלה 6x) כדי לחסן מושבת GFP+P. aeruginosa ב-1 מ"ל של מרק LB (טבלה 1) ולגדול בן לילה ב-37 מעלות צלזיוס עם טלטול (180 סל"ד).
  3. ביום ההדבקה, יש לדלל את תרבית הלילה הנ"ל של P. aeruginosa בשעה 1:20 ל-5 מ"ל של מרק LB טרי. מגדלים את החיידקים בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס עם ניעור (180 סל"ד) עד שהתרבית מגיעה ל-OD600 = 0.8. זה אמור לקחת בערך 2-3 שעות.
  4. צנטריפוגה את תרבית החיידקים למשך 10 דקות בטמפרטורת החדר (RT) ב 3584 x גרם. הסר את הסופרנטנט והשהה מחדש את הגלולה ב-4 מ"ל מי דגים ללא מתילן כחול.
  5. התאם את נפח התרבות עם מי דגים כך שיהיה 7 x 107 עד 1 x 108 CFU/mL. זה מתאים ל-OD600 של כ-0.15 (שיותאם לכל זן).
  6. כדי לכמת את החיסון, בצע דילול סדרתי של תרחיף החיידקים, צלחת 20 מיקרוליטר של דילול 10-4 על צלחת אגר LB, ודגירה למשך הלילה ב-37 מעלות צלזיוס.
  7. ספרו מושבות GFP+ תחת מיקרוסקופ פלואורסצנטי כדי לקבוע את ה-CFUs של החיסון.

3. איסוף והכנה של עוברי דג הזברה

  1. 3 ימים לפני ניסוי טבילת החיידקים, הקימו זוגות רבייה של דגי זברה. הניחו זכר ונקבה רבייה במיכל הכלאה.
  2. למחרת בבוקר, אוספים את הביצים לאחר ההפריה בעזרת מסננת דקה. מניחים את הביצים שנאספו בצלחת פטרי המכילה מי דגים עם מתילן כחול.
  3. כדי למנוע זיהום, הוסף טיפה אחת של אקונומיקה לצלחת הפטרי. לאחר 5 דקות, החלף את מי הדגים בכחול מתילן כדי להסיר את האקונומיקה.
  4. השליכו ביציות עם התפתחות עוברית לא תקינה (ביציות לא מופרות דומות לשלב ביצית של תא אחד) או ביציות מתות (מראה לבן).
  5. בבוקר ההדבקה (ב-2 dpf), יש לפרק את העוברים בשני מלקחיים דקים מאוד תחת מיקרוסקופ סטריאו (הגדלה פי 11). קרעו את הכוריון בעזרת מלקחיים מבלי לצבוט את העובר על מנת לשחרר אותו.
  6. מניחים את העוברים המפורקים בצלחת פטרי המכילה דגים עם מתילן כחול. דוגרים את הכלים בחום של 28 מעלות צלזיוס עד לזיהום.

4. פגיעה בעובר

  1. להרדים עוברי דג זברה במי דגים ללא מתילן כחול, המכילים 0.02% טריקאין, כ-5 דקות לפני הפציעה בצלחת תרבית תאים (35 מ"מ על 10 מ"מ). העוברים כבר לא זזים ואינם מגיבים לגירויים.
  2. הנח מחטים של 25 גרם על גבי שני מקלות אכילה כדי להקל על הטיפול במחטים.
  3. תחת מיקרוסקופ סטריאו, הסר עוברים עם התפתחות לא תקינה או מתים. בעזרת תנועה מעגלית של המנה, אספו את כל העוברים במרכז.
  4. בודד עוברים בזה אחר זה באמצעות שתי מחטים במצב אנכי (ראש למטה - זנב למעלה) והנח את המחט השמאלית בזנב כדי לשמור עליה ישרה. חותכים את הסנפיר בקצה החריץ בעזרת המחט הימנית. בצע את החיתוך במכה אחת. אין לחרוג מ-10 דקות בין חיתוך לטבילה בתמיסת החיידקים.

5. זיהום של עוברים פצועים

  1. מתחת לארון הבטיחות הביולוגי מסוג II, מערבל והוסף את תמיסת P. aeruginosa בערך 1 x 107 CFU/mL לצלחת של 6 בארות.
  2. אסוף את העוברים הפגועים עם פיפטת זכוכית פסטר חד פעמית והוסף אותם לתמיסת החיידקים מתחת לעמדת הבטיחות המיקרוביולוגית. דגרו את הצלחת בטמפרטורה של 28 מעלות צלזיוס למשך שעה וחצי.
    הערה: אם יש צורך במספר רב של זחלים נגועים, הכינו קבוצות של כ-50 זחלים, צרו את הפצע, טבלו אותם וחזרו על הפעולה עבור הקבוצה הבאה.
  3. לאחר ההדבקה יש לשטוף את העוברים תחת עמוד הבטיחות המיקרוביולוגי כמתואר להלן.
    1. מעבירים את העוברים בעזרת פיפטת זכוכית לשטיפה ל -10 מ"ל מי דגים ללא מתילן כחול, ומוסיפים כמה שפחות נוזלים, למשך 30 דקות בטמפרטורת החדר.
    2. העבירו שוב את העוברים הנגועים באמצעות פיפטת זכוכית לשטיפה שנייה ל-4 מ"ל מי דגים ללא מתילן כחול למשך מספר דקות.
    3. העבירו 24 עוברים נגועים בנפרד לצלחת מרובת בארות עם 1 מ"ל מי דגים ללא מתילן כחול.
  4. מניחים את הצלחות בקופסת פלסטיק בחממה בטמפרטורה של 28 מעלות צלזיוס. הרטיבו את הקופסה (עם מגבות נייר לחות, למשל) כדי להגביל את האידוי.

6. הישרדות של עוברים נגועים

  1. עבור מחקרי הישרדות עוברים, בדוק את הכדאיות במיקרוסקופ סטריאו ב-18 שעות, 24 שעות ו-48 שעות לאחר ההדבקה (hpi). עובר נחשב מת כאשר הלב וזרימת הדם נפסקים.
  2. ייצוג שיעורי תמותה/הישרדות באמצעות ייצוגים גרפיים של גרם מדרגות קפלן-מאייר (GraphPad Prism 8.3.0) וניתוח הנתונים באמצעות דירוג לוג או מבחנים סטטיסטיים מתאימים אחרים.

7. ספירת עומס חיידקים בעוברים נגועים (איור 1)

  1. בצע קביעת CFU מעוברים נגועים בארבע נקודות זמן שונות: 1.5 hpi, כלומר מיד לאחר ההדבקה, ולאחר כל שטיפה ב-24, 48 ו-72 hpi עם 5 עוברים לנקודת זמן. בצע את כל השלבים תחת עמדת הבטיחות המיקרוביולוגית.
  2. התכוננו לכל זחל נגוע 1.5 מ"ל צינורות מיקרו-צנטריפוגה המכילים 95 מיקרוליטר של 1x PBS. נפח הזחלים הוא בסביבות 5 מיקרוליטר.
  3. העבירו את הזחלים לצלחת של 6 בארות עם 4 מ"ל מי דגים ללא מתילן כחול כדי לבצע שטיפה ולחסל חיידקים פלנקטוניים.
  4. מניחים כל עובר בצינור מיקרו-צנטריפוגה המכיל PBS, ומוסיפים כמה שפחות נוזלים. פשוט געו בפיפטת הזכוכית המכילה את הזחלים על פני השטח של ה-PBS כדי לאפשר לזחלים לשקוע לתוך צינור המיקרו-צנטריפוגה מבלי להוסיף נוזל.
  5. מועכים את העוברים בנפרד באמצעות עלי בצד צינור המיקרו-צנטריפוגה. שמור את העלי בתוך הצינור. קבע את נקודת הקצה כאשר לא נותר עובר שלם.
  6. מרימים את העלי ומוסיפים 100 מיקרוליטר PBS-Triton 2% כדי לשטוף את כל החיידקים שנותרו מהעלי (הריכוז הסופי הוא 1%). מערבולת ומחכה 10 דקות. אין לעבד יותר מחמישה עוברים בו זמנית.
  7. זרוק 3x, 10 מיקרוליטר של ליזטים לא מדוללים על צלחות אגר LB עבור כל עובר. בצע דילול סדרתי של הליזטים בצלחת של 96 בארות עד שמגיעים לדילול של 10-3 באמצעות פיפטה רב ערוצית. זרוק 3x, 10 מיקרוליטר של דילול 10-1, 10-2 ו-10-3 ליד הלא מדוללים על צלחות אגר LB ודגירה על הצלחות למשך הלילה ב-37 מעלות צלזיוס.
  8. ספרו מושבות פלואורסצנטיות של כל דילול תחת המיקרוסקופ וחישבו את ה-CFU לכל עובר נגוע.

figure-protocol-1
איור 1: ציר זמן ניסיוני להערכת אלימות והתמדה חיידקית בעובר דג הזברה. קיצורים: CFU = יחידות יוצרות מושבה, hpi = שעות לאחר ההדבקה. הציור נוצר עם BioRender.com. הנתון שונהמ-13. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

8. בדיקת טיפול כנגד זיהום מתמשך (איור 2)

  1. הכן תמיסות אנטיביוטיות בריכוז מעכב מינימלי (MIC) פי 40 לזן P. aeruginosa . לפני הניסוי יש לבדוק שריכוז האנטיביוטיקה הנבחר אינו רעיל לעובר.
  2. בצע את שלבים 7.1 ו- 7.2. מניחים 1 מ"ל מי דגים עם אנטיביוטיקה בצלחת של 24 בארות ומבצעים בקרה ללא אנטיביוטיקה.
  3. העבירו חמישה עוברים משלב הכביסה בכל טיפול לצלחת של 24 בארות, והוסיפו כמה שפחות נוזלים.
  4. דגירה עם האנטיביוטיקה למשך 30 דקות בטמפרטורת החדר. חזור לשלב 7.3. לכמת את העומס החיידקי לאחר הטיפול.

figure-protocol-2
איור 2: הליך ניסיוני המשמש להערכת היעילות של טיפולים אנטיביוטיים על עוברים נגועים. קיצורים: ATB 30' = טיפול אנטיביוטי למשך 30 דקות, CFU = יחידות יוצרות מושבה, hpi = שעות לאחר ההדבקה. הציור נוצר עם BioRender.com. הנתון שונהמ-13. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עובר דג הזברה הוא מודל מתאים לניטור זיהום מתמשך עם מבודדי P. aeruginosa CF
השתמשנו במצב טבילה של עוברים פצועים כדי להעריך in vivo את האלימות של שלושה מבודדי CF (A6520, B6513 ו-C6490)9. הערכנו גם את ההתנהגות של מבודד CF מאוחר המאופיין היטב, RP73, הידוע בקולוניזציה ארוכת טווח בדרכי הנשימה של עכברים14,15. כל ארבעת מבודדי ה-CF היו מוחלשים מאוד בהשוואה לזן הייחוס PAO1 (

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מידול זיהום כרוני חיידקי in vivo חיוני להבנת פתוגנזה ולהערכת יעילות הטיפול. כאן, הקמנו מודל זיהום פצע מתמשך בדגי זברה המתאים לבדיקת תרופות נגד P. aeruginosa. זה ממלא את הפער במתודולוגיה הנוכחית עם היעדר מודלים in vivo המתאימים לסריקת תרופות נגד זיהומים חיידקיים כרוניים. יש לציין כי מודל זה מחקה מאפיין עיקרי של כרוניות, כלומר עמידות לאנטיביוטיקה אדפטיבית, ומאפשר חיפוש אחר תרכובות/אנטיביוטיקה אופטימליות. מודל זה של זיהום מתמשך של P. aeruginosa בדגי זברה ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים מצהירים שאין ניגודי אינטרסים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנו מודים לסטפן פונט (LPHI, מונפלייה), שתרם במידה רבה להגדרת המתודולוגיה והפיק תוצאות שמוצגות באיור 3, כפי שמתואר במאמר הנלווה13. אנו מודים ל-P. Plésiat (מרכז הייחוס הלאומי הצרפתי לעמידות לאנטיביוטיקה, בזאנסון, צרפת) על אספקת הזנים הקליניים A6520, B6513 ו-C6490, ול-A. Bragonzi (מילאנו, איטליה) על אספקת הזן RP73. אנו מודים ל-C. Gonzalez ו-V. Goulian על מתקן המודל הימי ZEFIX מבית LPHI. עבודה זו נתמכה על ידי Vaincre La Mucoviscidose (RF20200502703, RF20210502864, RF20220503060) ואגודת גרגורי למרשל. המתקן הימי נתמך על ידי תוכנית H2020 של הקהילה האירופית [Marie-Curie Innovative Training Network Inflanet: Grant Agreement n° 955576].

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
אתיל-3-אמינובנזואט מתאן סולפונאטסיגמאE50521
גלולת בוכנהEppendorf, Dutscher33522
מלחי יםאינסטנט אוקיינוס, מערכות אקווריום   218035
טריטוןיורומדקס2000-ב

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Garcia-Clemente, M., et al. Impact of Pseudomonas aeruginosa Infection on Patients with Chronic Inflammatory Airway Diseases. J Clin Med. 9 (12), 3800(2020).
  2. Serra, R., et al. Chronic wound infections: the role of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus. Expert Rev Anti-Infect. 13 (5), 605-613 (2015).
  3. Tacconelli, E., et al. Discovery, research, and development of new antibiotics: the WHO priority list of antibiotic-resistant bacteria and tuberculosis. Lancet Infect Dis. 18, 318-327 (2018).
  4. La Rosa, R., Johansen, H. K., Molin, S. Persistent Bacterial Infections, Antibiotic Treatment Failure, and Microbial Adaptive Evolution. Antibiotics. 11 (3), 419(2022).
  5. Kember, M., Grandy, S., Raudonis, R., Cheng, Z. Y. Non-Canonical Host Intracellular Niche Links to New Antimicrobial Resistance Mechanism. Pathogens. 11 (2), 220(2022).
  6. Lorenz, A., Pawar, V., Häussler, S., Weiss, S. Insights into host-pathogen interactions from state-of-the-art animal models of respiratory Pseudomonas aeruginosa infections. FEBS Lett. 590, 3941-3959 (2016).
  7. Reyne, N., McCarron, A., Cmielewski, P., Parsons, D., Donnelley, M. To bead or not to bead: A review of Pseudomonas aeruginosa lung infection models for cystic fibrosis. Front Physiol. 14, 1104856(2023).
  8. Pletzer, D., Mansour, S. C., Wuerth, K., Rahanjam, N., Hancock, R. E. W. New Mouse Model for Chronic Infections by Gram-Negative Bacteria Enabling the Study of Anti-Infective Efficacy and Host-Microbe Interactions. mBio. 8, e00140-e00217 (2017).
  9. Pont, S., Blanc-Potard, A. B. Zebrafish Embryo Infection Model to Investigate Pseudomonas aeruginosa Interaction With Innate Immunity and Validate New Therapeutics. Front Cell Infect Microbiol. 11, 745851(2021).
  10. Nogaret, P., El Garah, F., Blanc-Potard, A. B. A Novel Infection Protocol in Zebrafish Embryo to Assess Pseudomonas aeruginosa Virulence and Validate Efficacy of a Quorum Sensing Inhibitor In Vivo. Pathogens. 10 (4), 401(2021).
  11. Phennicie, R. T., Sullivan, M. J., Singer, J. T., Yoder, J. A., Kim, C. H. Specific resistance to Pseudomonas aeruginosa infection in zebrafish is mediated by the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator. Infect Immunity. 78 (11), 4542-4550 (2010).
  12. Kumar, S. S., et al. Dual Transcriptomics of Host-Pathogen Interaction of Cystic Fibrosis Isolate Pseudomonas aeruginosa PASS1 With Zebrafish. Front Cell Infect Microbiol. 8, 406(2018).
  13. Pont, S., et al. Intracellular Pseudomonas aeruginosa persist and evade antibiotic treatment in a wound infection model. PLoS Pathogens. 21 (2), e1012922(2025).
  14. Facchini, M., De Fino, I., Riva, C., Bragonzi, A. Long Term Chronic Pseudomonas aeruginosa Airway Infection in Mice. J Vis Exp. (85), e51019(2014).
  15. Bianconi, I., et al. Comparative genomics and biological characterization of sequential Pseudomonas aeruginosa isolates from persistent airways infection. BMC Genom. 16, 1105(2015).
  16. Buyck, J. M., Tulkens, P. M., Van Bambeke, F. Pharmacodynamic evaluation of the intracellular activity of antibiotics towards Pseudomonas aeruginosa PAO1 in a model of THP-1 human monocytes. Antimicro Agents Chemother. 57 (5), 2310-2318 (2013).
  17. Volpe, D. A. Permeability classification of representative fluoroquinolones by a cell culture method. Aaps Pharmsci. 6 (2), 1-6 (2004).
  18. Pang, Z., Raudonis, R., Glick, B. R., Lin, T. J., Cheng, Z. Y. Antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa: mechanisms and alternative therapeutic strategies. Biotechnol Adv. 37 (1), 177-192 (2019).
  19. Lamberti, Y., Surmann, K. The intracellular phase of extracellular respiratory tract bacterial pathogens and its role on pathogen-host interactions during infection. Curr Opin Infect Dis. 34 (3), 197-205 (2021).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תיקון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formal Correction: Erratum: Modeling Persistent Pseudomonas aeruginosa Infection in Wounded Zebrafish Larvae
Posted by JoVE Editors on 7/21/2025. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/68464

תגיות

מאמרים קשורים