מאמר שיטה

יישום העיצוב של דיקסון למעלה ולמטה כדי להעריך את הריכוז המכתשית המינימלי של סבופלורן בחולדות עם סיווג תנועה מעודן

DOI:

10.3791/68520

⸱

25 ביולי 2025

 ,  ,  , 
1Department of Anaesthesia, Intensive Care Medicine and Pain Medicine, Clinical Division of General Anaesthesia and Intensive Care Medicine, Medical University of Vienna

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הפרוטוקול המוצג כאן מבקש להעריך את עומק ההרדמה תוך שימוש בעיצוב למעלה ולמטה של דיקסון בחולדות מורדמות הנתונות לגירוי כאב סטנדרטי. יתר על כן, הוא מתאר סיווג של דפוסי התנועה השונים שנצפו.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כאשר משתמשים בחומרי הרדמה נדיפים, המדד הסטנדרטי לעוצמה הוא הריכוז המכתשית המינימלי (MAC), המוגדר כריכוז המכתשית שבו 50% מהנבדקים אינם מראים תגובה מוטורית לגירוי כואב. במחקרים קליניים וניסיוניים, הקונצנזוס הנוכחי קובע שרק "תנועות תכליתיות גסות" נחשבות כתגובה מוטורית חיובית ולכן יכולות להצביע על טשטוש קל מדי. עם זאת, רמת ההרדמה המתאימה, הן בבני אדם והן בבעלי חיים, משתנה באופן אינדיבידואלי בהתאם לגורמים משפיעים שונים, כגון תרופות אחרות הניתנות. שני מחקרים בבעלי חיים בחולדות נערכו כדי לבחון את ההשפעות של טטרה-הידרוקנבינול ואתנול על סבופלורן, אחד מחומרי ההרדמה הנדיפים הנפוצים ביותר. כדי להעריך את ה-MAC, נעשה שימוש בעיצוב למעלה ולמטה של דיקסון. עבור החיה הראשונה, נבחר מינון קבוע מראש של סבופלורן. לאחר תקופת שיווי משקל של 15 דקות, גירוי כאב סטנדרטי הופעל על השליש הדיסטלי של זנב החולדה באמצעות מהדק כירורגי. תגובת החיה לגירוי תועדה כחיובית או שלילית. אם התרחשה תגובה מוטורית חיובית, המינון עבור החיה הבאה הוגדל. לעומת זאת, אם החולדה לא הראתה תגובה מוטורית, המינון עבור החיה הבאה יורד. רגרסיה איזוטונית ושיטת האתחול שימשו להערכת מרווחי סמך MAC ו-95%. מאמר זה מתאר פרוטוקול מפורט להערכת עומק ההרדמה בחולדות באמצעות תכנון למעלה ולמטה. הוא גם מספק תיאור וסיווג חדשני ומפורט של דפוסי תנועה בחולדות מורדמות כאשר מופעל גירוי כואב סטנדרטי כדי לשפר את יכולת השחזור למחקרים עתידיים.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

סבופלורן הוא אחד מחומרי ההרדמה הנדיפים הנפוצים ביותר בשאיפה1. עוצמתו מוערכת באמצעות ריכוז המכתשית המינימלי (MAC), המוגדר כריכוז המכתשית שבו 50% מהחולים אינם מראים תגובה מוטורית לגירוי כואב 2,3,4. כדי לבסס את ה-MAC, חולדות יכולות לשמש כמודלים של בעלי חיים בשל ההומוגניות הגדולה יותר שלהן בהשוואה לבני אדם. גירוי הכאב מופעל בדרך כלל באמצעות מהדק כירורגי על השליש הדיסטלי של זנב החולדה2. שימוש בשיטות חלופיות לבדיקת כאב לא יבטיח השוואה למחקרים שנערכו בעבר ולכן יכול לייצר תוצאות שונות. בשל המגוון הגדול של דפוסי התנועה בתגובה לגירוי, הקונצנזוס הנוכחי קובע שרק "תנועות תכליתיות גסות" ייחשבו לתגובות מוטוריות חיוביות3. עם זאת, הגדרה זו חסרה חידוד נוסף לגבי אילו קטגוריות ספציפיות ייחשבו כ"תכליתיות גסה" ובאיזו מידה תנועה צריכה לעמוד בקריטריון זה. יש לכך חשיבות עליונה, שכן תגובה מוטורית לגירוי יכולה להעיד, בסביבה קלינית, על עומק לא מספיק של טשטוש.

גורמים שונים משפיעים על מצב ההרדמה, כולל גיל5, מחלות נלוות6, תפקוד כבד לקוי7 או היפותרמיה8. יתרה מכך, התרופות הניתנות יחד עם חומרי ההרדמה משפיעות באופן משמעותי על עומק ההרדמה. לדוגמה, פנטניל ופרופופול, המשמשים לעתים קרובות בשלב האינדוקציה, מפחיתים את הכמות הנדרשת של סבופלורן 9,10. בנוסף, הוכח כי לידוקאין או פרגבלין יכולים להוריד את ה-MAC של סבופלורן 11,12. יתר על כן, צריכה אחרונה של אלכוהול או חומרים כגון טטרה-הידרוקנבינול (THC) יכולה גם להפחית את ה-MAC, ובכך לשפר את עומק ההרדמה13,14. לעומת זאת, הוצע כי תרופות סימפתומימטיות עשויות להקל על הרגעה על ידי גירוי מערכת העצבים המרכזית15.

כדי לשפר את יכולת השחזור למחקרים עתידיים, מסופקים פרוטוקול מפורט ותיאורי וידאו להערכת ה-MAC בחולדות באמצעות העיצוב למעלה ולמטה של דיקסון16 . בניגוד למחקרי MAC קודמים, פרוטוקול זה מתאר צעדים פרוצדורליים מפורטים לתמיכה בשחזור במעבדות. יתר על כן, קטעי וידאו משני מחקרים שפורסמו בעבר נותחו מחדש, והתגובות המוטוריות סווגו על סמך היקפן ודפוסן (תנועות מתואמות - גלגול, מתיחה, מלח וסלסול תנועה לא מתואם). לכן, מחקר זה מציע גם תיאור וסיווג חדשני ויסודי של דפוסי תנועה בחולדות מורדמות בתגובה לגירוי כואב סטנדרטי, במטרה לשפר את יכולת השחזור למחקר עתידי.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל המחקרים בבעלי חיים אושרו על ידי הוועדה הפנימית לניסויים בבעלי חיים של האוניברסיטה הרפואית של וינה והרשות הרגולטורית המוסמכת (המשרד הפדרלי האוסטרי לנשים, מדע ומחקר). הניסויים נערכו בהרדמה מתמדת. בעלי החיים אינם תופסים כאב באופן מודע גם אם תתרחש תנועה17. נעשה שימוש בחולדות וויסטאר בוגרות בגילאי 81 עד 95 ימים.

1. חיות לימוד ודיור

  1. שכן את בעלי החיים לפי משקל ומין. הפרד זכרים ונקבות ושכן אותם למשך 14 יום לפחות לפני תחילת הניסוי כדי לאפשר התאקלמות. הניחו מקסימום שלוש חולדות מעל 400 גרם או ארבע חולדות מתחת ל-400 גרם לכלוב.
  2. שמור על תנאי הסביבה עם מחזור אור/חושך של 12 שעות, טמפרטורת סביבה של 22 מעלות צלזיוס ורמות לחות בין 45% ל-65%.
  3. שקלו כל בעל חיים באופן קבוע ורשמו את משקל הגוף לפני כל הליך.
  4. הובלת בעלי חיים בנפרד מאזור הדיור למתקן הבדיקה. כסו כל כלוב במטלית כדי להפחית את הלחץ הראייתי, ושיכנו בעלי חיים שלא נוסו בחדר נפרד כדי להימנע מחשיפה להליכי ניסוי.

2. הגדרת ציוד

  1. ודא שכל הציוד הנדרש פונקציונלי וזמין לפני תחילת הניסוי. בצע בדיקות ציוד על פי הנחיות מוסדיות או נהלי הפעלה סטנדרטיים, כולל בדיקת דליפות, כיול ובדיקות תפקוד חשמל במידת הצורך.
  2. השתמש בתא אטום ושקוף (15 ס"מ × 20 ס"מ × 9 ס"מ) להצבת החולדה. ודא שהתא מצויד בפתח של 15 מ"מ כדי להנחות חיצונית את הזנב תוך מזעור דליפת הגז.
  3. חבר את קו הזרימה למכשיר אידוי סבופלוראן ולמקור חמצן.
  4. חבר את קו הזרימה בצד הנגדי של החדר הן למערכת שאיבת גז והן למוניטור הרדמה כדי לתעד את ריכוזי הסבופלורן.
  5. ודא כי מדחום פי הטבעת, שמיכת החימום ומנורת החימום האינפרא אדום פועלים. בדוק את המדחום מול מכשיר ייחוס, בדוק ששמיכת החימום מגיעה לטווחי טמפרטורת היעד, וודא שמנורת האינפרא אדום נדלקת ושומרת על תפוקה יציבה. מקם את המנורה ישירות מעל תא הבדיקה במרחק בטוח בהתאם לנהלי הבטיחות המקומיים.
  6. הכן מהדק עורקי 25 ס"מ שישמש לגירוי הכאב הסטנדרטי.

3. הכנת תרופות

  1. הכנת THC (לא חובה)
    1. השתמש בפורמולציה של THC בריכוז של 25 מ"ג/מ"ל. חשב את הנפח הנדרש לכל בעל חיים על ידי הכפלת משקל הגוף בקילוגרמים ב-(10 מ"ג/ק"ג/25 מ"ג/מ"ל), וכתוצאה מכך 0.4 מ"ל לק"ג משקל גוף.
    2. השתמש בפיפטה עם תזוזה חיובית כדי לשרטט את הנפח המחושב המדויק עבור כל בעל חיים. אין לתת בשלב זה. הכן את הפיפטה והניח אותה בצד למתן מאוחר יותר במהלך שלב מתן התרופה (ראה שלב 4.6).
    3. השתמש בקצה פיפטה המתאים לגבאז', כגון כזה שיכול להכיל בבטחה עד 0.3 מ"ל נוזל. בצע את הגבאז' האוראלי ישירות באמצעות הפיפטה הטעונה. יש להשליך את קצה הפיפטה לאחר כל שימוש כדי למנוע זיהום צולב.
  2. הכנת אתנול (לא חובה):
    1. הכן אתנול בריכוז המינון הנדרש של 1 גרם/ק"ג או 2 גרם/ק"ג. השתמש בפורמולה מרוכזת מאוד של אתנול (למשל, 96-100%) כבסיס והמיס אותו במי מלח של 0.9% לנפח כולל של 10 מ"ל/ק"ג משקל גוף לכל בעל חיים בנפרד. השתמשו באותו נפח של מי מלח בלבד כמו הפלצבו המתאים. פעל לפי כל הנחיות הבטיחות המוסדיות, במיוחד אלה הקשורות לטיפול ואחסון של חומרים דליקים.
    2. השתמש במזרק מתאים (5 מ"ל או 10 מ"ל, תלוי במשקל החיה) כדי לשרטט את הנפח המחושב המדויק עבור כל חיה בודדת. אין לתת את החומר בשלב זה. הכן את המזרק והניח אותו בצד להזרקה תוך צפקית במהלך שלב מתן התרופה (ראה שלב 4.6). חבר מחט 23 גרם למתן וכסה אותה במכסה מתאים כדי למנוע פציעה עד השימוש.

4. יישום תרופות

  1. לגרום להרדמה למתן תרופות על ידי הנחת החולדה בתא והצפתה ב-3.5% נפח סבופלורן ב-100% חמצן ב-3 ליטר לדקה.
  2. המתן כ-3-5 דקות עד שהחיה תאבד את הכרתה מבחינה ויזואלית.
  3. בצע את בדיקת רפלקס היישור על ידי הטיה עדינה של החדר כדי לגלגל את החיה על גבה. אם הוא לא מנסה לתקן את עצמו תוך 10 שניות, הניח עומק הרדמה מתאים.
  4. הפחת זמנית את ריכוז הסבופלורן ל-0 ושטוף את התא ב-100% חמצן למשך 15 שניות כדי למזער את החשיפה לגז הרדמה עבור הנסיין.
  5. הסר את החיה מהתא והנח אותה מול צינור אספקת גז המספק את אותו ריכוז סבופלוראן כדי לשמור על הרדמה במהלך מתן הגז. דלג על שלב זה אם מתן חומר הבדיקה קצר מספיק כדי למנוע התאוששות מהרדמה.
  6. מתן חומרים לפי תכנון ניסוי: לספק 10 מ"ג/ק"ג THC דרך גבאז' קיבה או לתת 1 גרם/ק"ג או 2 גרם/ק"ג אתנול תוך צפק. עיין בסעיף 3 לפרטי הכנה ופעל לפי ההנחיות המוסדיות לביצוע הליכי גבאז' ומתן תוך-צפק.
  7. החזירו את החיה לכלוב שלה כדי להתאושש.
  8. המתן שעה אחת לאתנול ושעתיים ל-THC לפני שתמשיך בהליך.

5. השראת הרדמה לבדיקת MAC

  1. לאחר תקופת ההמתנה, החזירו את החולדה לתא הבדיקה האטום והציפו אותה בתערובת שנקבעה של סבופלורן וחמצן. הקפידו על זרימת חמצן קבועה של 3 ליטר לדקה. קבע את ריכוז הסבופלורן הבודד (שלב 9.1) עבור כל חיה, החל מ-2.6% נפח (או נקודת התחלה אחרת שנקבעה מראש על סמך תכנון סטטיסטי) עבור החיה הראשונה בכל קבוצה. תיאור מפורט של העיצוב למעלה ולמטה ניתן להלן.
  2. הפעל את מנורת החימום האינפרא אדום.
  3. המתן כ-3-5 דקות עד שהחיה תאבד את הכרתה מבחינה ויזואלית.
  4. בצע את בדיקת רפלקס היישור על ידי הטיה עדינה של החדר כדי לגלגל את החיה על גבה. אם הוא לא מנסה לתקן את עצמו תוך 10 שניות, הניח עומק הרדמה מתאים.
  5. הפחת זמנית את ריכוז הסבופלורן ל-0 ושטוף את התא ב-100% חמצן למשך 15 שניות כדי למזער את החשיפה לגז הרדמה עבור הנסיין.
  6. פתח במהירות את החדר והכנס את מדחום פי הטבעת. עקוב אחר טמפרטורת גוף הליבה לאורך כל ההליך והתאם את עוצמת מנורת החימום האינפרא אדום ושמיכת החימום בהתאם.
  7. הוביל את הזנב החוצה דרך הפתח הקטן בתא.
  8. סגור את החדר במהירות.
  9. קבע מחדש מיד את ריכוז הסבופלורן הרצוי לפני שתמשיך.

6. זמן שיווי משקל

  1. אפשר פרק זמן של 15 דקות לשיווי משקל.
  2. עקוב באופן רציף אחר טמפרטורת הליבה של החיה (37.2 מעלות צלזיוס ± 0.3 מעלות צלזיוס) והתאם את מכשירי החימום בהתאם לשמירה על נורמותרמיה.

7. גירוי כאב

  1. זהה את השליש הדיסטלי של הזנב.
  2. הפעל את גירוי הכאב על ידי נעילת המהדק במצבו השלישי (כ- 50 N של כוח).
  3. השאר את המהדק נעול במקומו השלישי עד שהחולדה תראה תגובת תנועה חיובית אך למשך דקה אחת לכל היותר.
  4. רשום בפרוטוקול נוכחות או היעדר תגובה מוטורית. ספק תיאור קצר של התנועה הנצפית מבחינת הדפוס וההיקף שלה. עיין בנקודה 11 לסיווג דפוסי תנועה.

8. התאוששות

  1. כבו את הוופורייזר ואת מנורת החימום והחזירו את החולדה לכלוב.

9. עיצוב למעלה ולמטה

  1. קבע את ריכוז הסבופלורן עבור הניסוי הבא באמצעות העיצוב למעלה ולמטה של דיקסון. אם החיה הקודמת הראתה תגובה מוטורית לגירוי, הגדל את הריכוז עבור החיה הבאה ב-0.2%pt. לעומת זאת, אם החיה הקודמת לא הראתה תגובה מוטורית כלשהי, הפחיתו את הריכוז ב-0.2%pt.

10. המתת חסד (אם רלוונטי)

הערה: המתת חסד אינה חלק הכרחי מהניסויים. יש להתייעץ עם הוועדה הפנימית המוסמכת לניסויים בבעלי חיים. עבור שני המחקרים המוזכרים, הוחלט לבצע שאיבות דם תוך לבביות ולהמית את בעלי החיים לאחר מכן. החיות לא הוחזרו לכלוב כמתואר בשלב 8.1, אלא במקום זאת, ההליך המשיך ישירות בשלב 9.1.

  1. הכן את תמיסת המתת החסד על ידי המסת 300 מ"ג פנטוברביטל ב -1 מ"ל מי מלח. משכו את התמיסה למזרק ושמרו אותה מוכנה לשימוש מיידי לאחר לקיחת הדם.
  2. הוציאו את החולדה מהקופסה והניחו אותה מול צינור נשימה המספק 3.5% נפח סבופלורן ב-100% חמצן כדי לשמור על הרדמה מתמדת. מקם את בעל החיים על גבו כדי לאפשר גישה ללא הפרעה לאזור בית החזה.
  3. בצע את שאיבת הדם התוך לבבית באמצעות מחט 23 גרם ומזרק 5 מ"ל. משש בעדינות את פעימות הלב באצבע כדי לאתר את הלב. הכנס את המחט רק לתהליך ה-xiphoid, מעט שמאלה מקו האמצע ובזווית רדודה.
  4. שאפו בעדינות תוך התאמת מיקום המחט עד לצפייה בזרימת הדם. אסוף את הנפח הנדרש.
  5. לאחר השלמת שאיבת הדם, הסר בזהירות את המזרק מהמחט והצמד את המזרק הטעון מראש המכיל את תמיסת הפנטוברביטל. נהל את כל 1 מ"ל של התמיסה תוך קרדיאלית כדי להבטיח המתת חסד בהתאם להנחיות האתיות המוסדיות.

11. המשך הניסויים

  1. חזור על הניסוי החל משלב 3 עבור כל חיית מחקר בנפרד.

12. סיווג דפוסי תנועה (לא חובה)

  1. סווג תגובות התנהגותיות לקטגוריות הבאות:
    1. גלגול: סווג כגלגול כאשר התגובה ההתנהגותית כוללת סיבוב צירי של הגוף, בדרך כלל לאורך ציר האורך.
    2. מתיחות: סווגו כמתיחות כאשר התגובה ההתנהגותית מאופיינת בהרחבה דו צדדית וסימטרית כלפי חוץ של הגפיים והגוף.
    3. תנועת מלח: סווג כתנועה מלוחה כאשר התגובה ההתנהגותית מורכבת מבעיטות או טלטולים פתאומיים ממוקדים בגפיים האחוריות הדומות להתפרצויות קצרות דמויות קפיצות של כל הגוף.
    4. סלסול: סווג כסלסול כאשר התגובה ההתנהגותית כוללת תנועה לא מתואמת ומכוונת פנימה בעוצמה משתנה, הגורמת לגוף להתכופף לכיוון מרכזו.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

במחקר THC, הערכת ה-bootstrap של ה-MAC הייתה 2.8% נפח בקבוצת הביקורת (95% CI: 2.7-2.9 vol%) ו-2.1% vol% בקבוצת 10 מ"ג/ק"ג THC (95% CI: 1.8-2.4 vol%)13.

במחקר האתנול, ה-MAC המשוער היה 2.24% נפח בקבוצת הביקורת (95% CI: 1.97-2.94 vol%). בקבוצת האתנול של 1 גרם/ק"ג, הוא היה 1.65% נפח (רווח בר-סמך 95%: 1.40-1.98 נפח), ובקבוצת אתנול של 2 גרם/ק"ג, 1.08% נפח (רווח בר-סמך 95%: 0.73-1.42% נפח)14. המספר השונה של מקומות עשרוניים משקף את מוסכמות הדיווח המקוריות...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה מחדד את הפרוטוקול לקביעת ה-MAC של סבופלורן בחולדות על ידי פירוט צעדים מתודולוגיים קריטיים והתמודדות עם אתגרים נפוצים כדי לתרום לגישה סטנדרטית וניתנת לשחזור יותר להערכת עומק ההרדמה.

קביעת MAC מדויקת חיונית לשיטות הרדמה ניסיוניות וקליניות כאחד. עבודה זו תורמת לספרות הקיימת על ידי מתן שיטה ברורה וניתנת לשחזור להערכת עוצמת סבופלוראן במודלים של בעלי חיים. הפרוטוקול המעודן הוא בעל ערך מיוחד למחקר פרמקולוגי ומדעי המוח, שבו שליטה מדויקת בעומק ההרדמה היא קריטית...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל המחברים מצהירים שאין ניגודי אינטרסים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה מומן על ידי האוניברסיטה הרפואית של וינה. המחברים רוצים להודות לד"ר תומאס המפ על עצתו המדעית ולצוות במרכז למחקר ביו-רפואי של האוניברסיטה הרפואית של וינה על תמיכתם בביצוע המחקרים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
תא שקוף אטוםלא ישיםלא ישיםכללי
מהדק עורקי KLS מרטין13-410-22-0725 ס"מ
ד"ר ואומל; גר פרימוסד"ר ואומל; ger אוסטריה GmbHפרימוס
ד"ר ואומל; גר אדים 2000ד"ר ואומל; ger אוסטריה GmbHאדים 2000
יחידת בקרת שמיכה Homeothermicמכשירי הרווארד, הוליסטון, מסצ'וסטס, ארה"ב50-7137230 וולט
מחמם תינוקות נייד ידניFisher/Paykle, Auckland, ניו זילנדIW9210/920

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sury, M. R. J., Palmer, J. H. M. G., Cook, T. M., Pandit, J. J. The state of UK anaesthesia: a survey of National Health Service activity in 2013. Br J Anaesth. 113 (4), 575-584 (2014).
  2. Quasha, A. L., Eger, E. I., Tinker, J. H. Determination and applications of MAC. Anesthesiology. 53 (4), 315-334 (1980).
  3. Eger, E. I., Saidman, L. J., Brandstater, B. Minimum alveolar anesthetic concentration: a standard of anesthetic potency. Anesthesiology. 26 (6), 756-763 (1965).
  4. Merkel, G., Eger, E. I. A comparative study of halothane and halopropane anesthesia including method for determining equipotency. Anesthesiology. 24 (3), 346-357 (1963).
  5. Eger, E. I. Age, minimum alveolar anesthetic concentration, and minimum alveolar anesthetic concentration-awake. Anesth Analg. 93 (4), 947-953 (2001).
  6. Hardt, K., Wappler, F. Anesthesia for morbidly obese patients. Dtsch Arztebl Int. 120 (46), 779-779 (2023).
  7. Toprak, H. I., et al. Bispectral index monitoring to guide end-tidal isoflurane concentration at three phases of operation in patients with end-stage liver disease undergoing orthotopic liver transplantation. Transplant Proc. 43 (3), 892-895 (2011).
  8. Liu, M., Hu, X., Liu, J. The effect of hypothermia on isoflurane MAC in children. Anesthesiology. 94 (3), 429-432 (2001).
  9. SingsankCoats, J., Seddighi, R., Rohrbach, B. W., Cox, S. K., Egger, C. M., Doherty, T. J. The anesthetic interaction of propofol and sevoflurane on the minimum alveolar concentration preventing motor movement (MACNM) in dogs. Can J Vet Res. 79 (2), 95-95 (2015).
  10. Katoh, T., Ikeda, K. The effects of fentanyl on sevoflurane requirements for loss of consciousness and skin incision. Anesthesiology. 88 (1), 18-24 (1998).
  11. Hamp, T., et al. The effect of a bolus dose of intravenous lidocaine on the minimum alveolar concentration of sevoflurane. Anesth Analg. 117 (2), 323-328 (2013).
  12. Müller, J., et al. The effect of pregabalin on the minimum alveolar concentration of sevoflurane: a randomized, placebo-controlled, double-blind clinical trial. Front Med. 9, 883181(2022).
  13. Müller, J., et al. The effect of oral Δ-9-tetrahydrocannabinol on the minimal alveolar concentration of sevoflurane. Eur J Anaesthesiol. 38 (1), 58-63 (2021).
  14. Müller, J., et al. Ethanol reduces the minimum alveolar concentration of sevoflurane in rats. Sci Rep. 12 (1), 280(2022).
  15. Ishiyama, T., Oguchi, T., Iijima, T., Matsukawa, T., Kashimoto, S., Kumazawa, T. Ephedrine, but not phenylephrine, increases bispectral index values during combined general and epidural anesthesia. Anesth Analg. 97 (3), 980-984 (2003).
  16. Dixon, W. J. Staircase bioassay: the up-and-down method. Neurosci Biobehav Rev. 15 (1), 47-50 (1991).
  17. Stoelting, R. K., Longnecker, D. E., Eger, E. I. Minimum alveolar concentrations in man on awakening from methoxyflurane, halothane, ether and fluroxene anesthesia. Anesthesiology. 33 (1), 5-9 (1970).
  18. D'Amour, F. E., Smith, D. L. A method for determining loss of pain sensation. J Pharmacol Exp Ther. 72 (1), 74-79 (1941).
  19. Dixon, W. J. The up-and-down method for small samples. J Am Stat Assoc. 60 (312), 967-967 (1965).
  20. Kashimoto, S., Furuya, A., Nonaka, A., Oguchi, T., Koshimizu, M., Kumazawa, T. The minimum alveolar concentration of sevoflurane in rats. Eur J Anaesthesiol. 14 (4), 359-361 (1997).
  21. Olofsen, E., Dahan, A. The dynamic relationship between end-tidal sevoflurane and isoflurane concentrations and bispectral index and spectral edge frequency of the electroencephalogram. Anesthesiology. 90 (5), 1345-1353 (1999).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Dixon Up Down DesignBootstrap Method

מאמרים קשורים