שיטה ייחודית לכריתה כירורגית של גידולי קרצינומה של תאי קשקש אוראליים שנוצרו בחלל הפה מוצגת כאן.
הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.
מאמר שיטה
מודל כריתת גידול רלוונטי לתרגום עבור מודלים פרה-קליניים של עכברים של קרצינומה של תאי קשקש בפה
במאמר זה
סיכום
תקציר
נכון להיום, הטיפול הקו הראשון לסוג הנפוץ ביותר של קרצינומה של תאי קשקש בראש ובצוואר (HNSCC), קרצינומה של תאי קשקש חלל הפה (OSCC), הוא כריתה כירורגית, ואחריה טיפולים מותאמים לסיכון, כגון כימורתרפיה. עם זאת, עם רמת הטיפול הנוכחית ואפילו הופעת טיפולים חדשים, כגון חסימת מחסומים, שיעור ההישרדות הכולל של מחלות מתקדמות וחוזרות נשאר גבוה, וצפוי כי שכיחות סרטן הראש והצוואר תמשיך לעלות בשנים הקרובות. לכן, חקירה מעמיקה יותר של שיטות הטיפול הסטנדרטיות הנוכחיות, בנוסף לטיפולים חדשניים, נחוצה כדי לתרגם אפשרויות טיפול פוטנציאליות ומבטיחות למטופלים עם HNSCC. מודלים פרה-קליניים משמשים להערכת הבטיחות והיעילות של התערבויות טיפוליות פוטנציאליות. למרבה הצער, מודלים פרה-קליניים עכשוויים אינם מגלמים במלואם את ההליך הכירורגי שמטופלים רבים עוברים, שכן הם כוללים בעיקר טיפולים לא כירורגיים, כמו קרינה, כימותרפיה או אימונותרפיה. יתרה מזאת, מודלים כירורגיים קיימים מוגבלים על ידי תגובות נוספות הנדרשות לתמיכה בהקמת גידולים באתרים אורתוטופיים ובצורך במיקרוכירורגיה להסרת גידול. דבר זה מחייב יצירת מודלים פרה-קליניים משופרים ומפושטים לחקור טיפולים ולהבנת הישנות גידולים אזוריים ועמידות לטיפול. מאמר זה מתאר מודל חדש ורלוונטי קלינית סינגני לכריתה תת-כוללת של עכברים, שמסכם את סטנדרט הטיפול ב-OSCC. מודל זה מפשט מודלים קיימים ומוביל להישנות מדידה לאחר כריתה כירורגית של גידולי רירית הבוקליים. שימוש במודל זה עשוי להוביל לתובנות חשובות לגבי הישנות הגידול ועמידות לטיפול אצל מטופלים עם OSCC. הקמת המודל הפרה-קליני הזה סוללת את הדרך למחקר נוסף לחקירת האופן שבו OSCC מגיב לטיפולים אדג'ובנטיים לאחר כריתה, תוך לכידת מצב הגידול בחלון הקליני הרלוונטי שבו המטופלים בדרך כלל מתחילים טיפולים כאלה.
מבוא
ממאירות שמקורן בגרון, הלוע, היפופרינקס, חלל האף, בלוטות הרוק וחלל הפה מסווגות כסרטן ראש וצוואר. קרצינומה של תאי קשקשי בראש ובצוואר (HNSCC), שמהווה למעלה מ-90% מהמקרים הללו, מתפתחת מתאי האפיתל הקשקשיים שמקיפים את האתרים האנטומייםהללו. באופן מדויק יותר, קרצינומה של תאי קשקש חלל הפה (OSCC) היא ממאירות המוגבלת לאזור חלל הפה. בשנת 2022, סרטן הראש והצוואר היה הסרטן השישי בשכיחותו בעולם, עם הערכה של 947,000 מקרים חדשים שנרשמו ברחבי העולם ו-482,000 מקרי מוות בשנה2.
כריתה כירורגית היא בדרך כלל שיטת הטיפול הקו הראשון לסרטן ראש וצוואר, כולל OSCC, ולעיתים מלווה בכימורתרפיה 1,3,4. בעוד שטיפולים סטנדרטיים אלו עשויים לרפא במקרים מקומיים מוגבלים או בשלבים מוקדמים, עדיין יש שיעור גבוה של חזרה מקומית ומרוחקת אצל חולים עם OSCC. למעשה, פחות משני שלישים מהמטופלים עם OSCC שורדים מעבר לחמש שנים וסובלים מתופעות לוואי משמעותיות 5,6,7. ישנן עדויות גוברות לכך שהלחץ הטראומטי שנגרם במהלך הניתוח מפעיל את התהליכים הפיזיולוגיים המעורבים בנזק לרקמות ולהחלמת פצעים 8,9. יתרה מזאת, מחקרים דיווחו גם כי כריתה כירורגית תורמת לתפקוד אימונולוגי לקוי שיכול, בתורו, לתרום לפוטנציאל להישנות10.
למרות שרוב המטופלים עוברים כריתה כירורגית כטיפול קו ראשון ל-OSCC, כיום קיימת צורך במודלים מתאימים לכריתה פרה-קלינית אורתוטופית ל-OSCC, שמסטנדרטים את הקמת הגידולים והכריתה התת-טוטאלית ושומרים על המנגנונים האימונולוגיים הנלווים להישנות הגידול, במטרה לספק הקשר קריטי למחקר בתחום זה11, 12, 13. מחקרים קודמים שדיווחו על מודלים של כריתה בבעלי חיים כוללים מודל כריתת גידול בשד 4T1 ששימש לחקר ההשפעות המדכאות חיסון של ניתוח14. למחקרים ב-OSCC, דווח שימוש במודל כריתה תת-כוללת של גידול MOC1-OVA הטרוטופי בצלע העכברו15. באתרים אורתוטופיים, השימוש בקו תאי ה-HPV של SCC אורופרינגיאלי, mEERL95, שימש ליצירת גידולים תת-מנטליים למידול כריתה וחזרה, תוך העברת קשרי הלימפה המנקזים לעכברים תמימים למחקר נוסף16. דווחו גם מחקרים אורתוטופיים רלוונטיים החוקרים חזרה עם עכברים חסרי מערכת חיסונית13.
כאן מוצג פרוטוקול חדש למודל פרה-קליני של OSCC אורתוטופי אימונוכשרי, סינגני, אורטופי של ניתוח הישרדות והישנות סטנדרטי של כריתת גידול, שנצפה בתוך שבוע לאחר הכריתה. הליך זה מפשט עוד יותר את המודלים הקיימים על ידי ביצוע הסרת גידול ללא מיקרוכירורגיה ושימוש בקו תאי גידול סרטן הפה של עכברים (MOC2), שאינו דורש הוספת מטריצת תאים או ממברנה בסיסית ליצירת גידולים.
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
פרוטוקול
ההליך הבא, כמו גם מגורים ותחזוקת בעלי חיים, בוצע במרכז לרפואה וטיפול בבעלי חיים במעבדה במרכז מדעי הבריאות של אוניברסיטת טקסס ביוסטון (UTHealth), בתיאום עם ועדת רווחת בעלי החיים המוסדית. הפרוטוקול הנלווה אושר על ידי ועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים מוסדית (IACUC) והוא תואם את העקרונות וההנחיות האתיות המפורטים במדיניות שירות הבריאות הציבורי של ארה"ב בנוגע לטיפול ושימוש הומני בבעלי חיים במעבדה. אנא ודאו שמירה על כל המדיניות שנקבעה על ידי ה-IACUC המקומי וודאו שיש פרוטוקול שימוש בבעלי חיים (או שווה ערך) מאושר על ידי IACUC לפני המשך עם הסעיפים הבאים. החומרים והציוד בהם משתמשים מופיעים בטבלת החומרים.
1. קביעת גידולים אורטופיקיים של רירית הפה הבוקלית
הערה: בפרוטוקול הספציפי הזה, תאי MOC2 שימשו לקביעת גידולים17. עם זאת, ניתן להשתמש גם בקווי תאים או סוגים אחרים. כמות תאי הגידול הנדרשת להקמת גידולים ב-vivo תלויה בקו התאים ויש לייעל אותה לפני החיסון לניתוח.
- כאשר תרבית תאי הגידול מגיעה לכ-80% מפגש (מפגש של כ-80%), קצור תאים על ידי שאיפת ושליכת מדיום תרבית.
- כדי להסיר את שארית הסרום, שטפו תאים עם מי מלח עם בופר פוספט (PBS) ללא מגנזיום וסידן, בנפח מספיק כדי לכסות במלואו את פני הכלי (למשל, בקבוק) עם התאים המחוברים.
- הוסף 0.05% טריפסין לבקבוק התרבית כדי לכסות מספיק את תחתית הבקבוקון. דגרו תאים בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס עם 5%CO2 למשך כ-5 דקות לניתוק התאים.
הערה: תקופת הדגירה הנדרשת (2-15 דקות) לניתוק התאים עשויה להשתנות בהתאם לתאים (כלומר, קו התאים) שבו משתמשים. עם זאת, חשיפה ממושכת לטריפסין עלולה להזיק לתאים. אם נדרש זמן נוסף לניתוק תאים מספק, יש לעקוב אחרי התאים באופן תקופתי ומקרוב. - לאחר שנצפתה ניתוק התא, יש לכבות לפחות פי 2 בנפח הטריפסין ששימש עם מדיה מלאה (למשל, עבור 5 מ"ל טריפסין, כיבוי עם לפחות 10 מ"ל מדיה מלאה).
- צנטריפוגה את מתלי התא ב-350 x g למשך 5 דקות בטמפרטורת החדר, ושאיפת הסופרנאנט.
- תשעה מחדש ב-PBS קר ותקח אליקו לספירה. חזור על השלבים 1.5-1.6 לשטיפה נוספת להסרת כל מדיה שנותרה.
- באמצעות PBS נוספים, יש להתאים את עצמו לריכוז האופטימלי של התאים לצורך החיסון (כלומר, 3 x 104 MOC2 לנפח של 30 מיקרוליטר). השאירו את המתלים על הקרח עד שיהיו מוכנים לשימוש.
- הרדימו את העכבר באמצעות 1%-3% איזופלורן, בתוספת 1.5 ליטר לדקה חמצן בתא של בעל חיים קטן.
הערה: הסרת שיער אינה הכרחית אך מומלצת בשלב זה כדי לסייע בהמחשת אתר החיסון ושיפור עקביות ההעברה. אם מסירים בשלב זה, עקוב אחרי ההוראות בשלבים 3.3-3.5. - ערבבו היטב את תליית התא כדי להבטיח פיזור אחיד של התאים ואספו במזרק אינסולין בנפח 0.3 מ"ל.
- הרסן את העכבר המורדם על ידי ליטוף צווארו האחורי ביד אחת כך שהצד הקדמי של העכברוש פונה אל המטפל והראש פונה כלפי מעלה כדי שהפה יהיה פתוח ונגיש.
- הכנס בזהירות את המזרק לפה הפתוח, בזווית כלפי מטה לכיוון הווסטיבול התחתון השמאלי של הלסת התחתונה. המשך להכניס את המחט דרך הרירית התחתונה של הבוקלי.
- העבירו 30 מיקרול של תליון תא לאזור זה והוציאו בזהירות את המזרק, החזיקו את המצב הזה במשך 5 שניות, ואז משכו את המזרק לאט כדי למנוע מעקב אחר תליית תא נוספת בעת ההסרה.
- ודא שהעכבר במצב פיזי והתנהגותי תקין לאחר החיסון.
- עקוב אחרי משקל העכבר וצמיחת הגידול עם איזון וקליפר דיגיטלי, בהתאמה. יש לעקוב באופן קבוע אחר התפתחות הגידול, פעמיים בשבוע או לפי פרוטוקול מוגדר.
2. הכנת חומרים לניתוח
הערה: מומלץ מאוד שלפחות מנתח או עוזר כירורגי נוסף יהיה נוכח כדי לסייע בהקמה ובארגון לאורך כל ההליך, כדי להבטיח שמירה על הסטריליות.
- בחר חדר טיפול נקי עם דלת נסגרת ותנועה מוגבלת.
- חממו מראש כלוב חדש, הכולל מצעים נקיים ויבשים וקן של מגבות נייר, על ידי הנחתו חלקית על גבי מחמם חשמלי.
- חממו חיטוי חרוזים לטמפרטורת פעולה (250-265 מעלות צלזיוס).
- התקן את תא ההשראה של איזופלוראן ואת מכשיר ההרדמה הנייד, עם חרוט האף המתאים, וחבר לאיזופלורן, חמצן ולמערכת האיסוף הרלוונטית.
הערה: בעת שימוש בתא ההשראה, יש להרדים עכברים עם ההגדרה של כ-3% איזופלורן. כאשר משתמשים בקונוס האף, יש להרדים עכברים עם איזופלורן של 1%-2%. - הפעל את כרית הניתוח המחוממת במים לטמפרטורה של 38.9 מעלות צלזיוס ואבטח את מקור האיזופלוראן בראש הפד.
- חטא את משטח העבודה ומשטח הניתוח המיועד עם חומר חיטוי וכסה את מקום העבודה במשטח שולחן נקי.
איור 1: כלים וכירורגיים נבחרים לכריתת גידול. (1) כפפות ניתוחיים, (2) וילון, (3) רפידת גזה, (4) מזרק אינסולין 0.3 מ"ל, (5) כיסוי מגבת, (6) משטח אלכוהול איזופרופיל, (7) להב סכין, (8) סכין ללא להב, (9) המוסטט הרטמן, (10) מלקחיים המוסטטיים של יתושים, (11) מספריים מיקרו-ניתוחים, (12) מלקחיים מיקרו-ניתוחים (13) מלקחיים בראון-אדסון (14) מלקחיים מיקרו-ניתוחים, (15) משטחי כותנה, (16) גוזם, (17) תפר ויקריל מצופה 4-0, (18) 0.25% בופיבקאין, ו-(19) משחת סיכה לעיניים. אנא לחצו כאן כדי לצפות בגרסה מוגדלת של הדמות הזו.
3. הכנת החיה לניתוח
- שקלו את העכבר 24 שעות לפני ההליך כדי לקבוע מינון מתאים של הרדמה ותרופות להקלה על כאב, בהתאם לפרוטוקול שנקבע.
- הרדימו את העכבר בתא ההשראה למשך כ-2 דקות, ואז מתן משככי כאבים לפחות 30 דקות לפני הניתוח. יש להזריק אותו תת-עורית בעורף צוואר העכברו.
- אם לא עשו זאת קודם בזמן החיסון או אם השיער שנקרה קודם לכן החל לגדול מחדש, הוסף כמות קטנה של קרם הסרת שיער באמצעות אפליקטור כותנה ישירות לשיער באתר כריתת הגידול, עם שוליים מספקים כדי למנוע מהשיער להיכנס לחלל החתך במהלך ההליך.
- תן לקרם לעמוד בערך 10 שניות ומנגב את השיער עם גזה יבשה ונקייה.
- הסר את שאר הקרם מהאתר עם גזה הרטובה במי מלח או מים, ואז ייבש את האזור עם גזה יבשה ונקייה.
הערה: הסרת שיער באמצעות מכונת תספורת אלקטרונית היא שיטה מקובלת אך פחות מועדפת, שכן העור סביב הראש והצוואר יכול להיות דק ועדין. אם משתמשים בגוזם, הקפידו להימנע מאזורים רגישים כמו העיניים, ולשמור על עור רפוי מתוח כדי למנוע פגיעה לא רצויה בעכבר. - נתנו משכך כאבים מערכתיים תת-עורית ומשכך כאבים מקומי לאתר החתך.
- הנח את העכבר המורדם על כרית חימום, שוכב על הגב כשהצד הקדמי פונה כלפי מעלה. האף שלו צריך להיות ממש בתוך כיסוי חרוט האף.
- יש להניח כמות קטנה (כלומר, מספיקה לכיסוי העין) של משחה סטרילית לעיניים על כל עין של העכבר כדי למנוע ייבוש עיניים במהלך ההליך.
- באמצעות מאפליקטור נקי עם קצה כותנה, יש לשטוף את אזור הכריתה עם אלכוהול איזופרופיל של 70% ואז 10% יוד 3 פעמים, תוך הקרבה להסיר את היוד לאחר המעבר האחרון עם אלכוהול איזופרופיל של 70%.
- לבישת כפפות סטריליות וציוד מגן אישי מתאים (חלוק, כיסוי שיער), הכין את שדה הסטרילי של לפחות 18" רוחב X 26"L, ופרוס את כל הכלים והחומרים המתאימים (גזה כותנה סטרילית, מקלות אוזניים סטריליות, סליין סטרילי, מפעילי אלכוהול איזופרופיל, כלי ניתוח) (איור 1).
- כסו את העכבר בווילון סטרילי וחתוך חור גישה מיד מעל אתר הכריתה באמצעות מספריים סטריליים.
4. כריתה כירורגית של גידולים אוראליים מוכרים
הערה: לאורך כל ההליך, המנתח או העוזר צריכים לבדוק את הנשימה והרפלקס של העכבר כדי להבטיח חמצון מתאים בזמן שהעכבר תחת הרדמה. להתאים את האיזופלוראן בהתאם להנחיות הווטרינריות ולמדיניות המוסדית לפי הצורך.
- באמצעות סכין ניתוח חדש, צור חתך תת-לסתית, ממש מתחת לגידול ולאורך קו הלסת השמאלית, תוך אורך הגידול (איור 2A,B).
- השתמשו בזהירות בהמוסטטים של הרטמן כדי להרחיב את הפתח לכיוון הגידול. לפי הצורך, מרחי כל דם עם גזה סטרילית.
- אתר את הגידול והשתמש במלקחיים כדי להחזיק אותו במקום (איור 2ב').
הערה: עוזר עשוי לסייע בשלב זה בשימוש במלקחיים כדי לשמור על גישה לאתר הגידול (כלומר, למשוך את העור). - באמצעות מספריים כירורגיים, גזמו סביב בסיס הגידול כדי לכרות את כל החלקים הנראים (איור 2C). ממקמים מחדש את העור מעל אתר הגידול שנלקח וסגרו את החתך עם ארבעה עד שישה תפרים מופרעים, תוך שימוש בתפרי ויקריל ארוכי טווח של 4-0 (איור 2D).
הערה: יש להיזהר לא לקבע תפרים חזק מדי כדי לשמור על העור מבלי לפגוע בעכברים, וכן למנוע פציעות אפשריות לאחר הסרת התפרים מאוחר יותר. - להמשך ניתוחים נוספים, נקו את משטחי כלי הניתוח עם אלכוהול איזופרופיל של 70% והניחו אותם בחומר חיטוי החרוזים המחומם למשך 10-15 שניות לפני כל שימוש נוסף. אותו סט כלים יכול לשמש לניתוח על עד 5 עכברים או, כפי שמוגדר בהנחיות ושיטות מוסדיות.
הערה: גידולים שנחתכו עשויים להיות מושלכים או נלקחים לעיבוד וניתוח נוסף (כלומר, קיבוע להיסטולוגיה ודימות; ניתוק רקמות וצביעה חיסונית לניתוח פנוטיפינג של ציטומטריית זרימה, בהתאם לתוכניות הניסוי הספציפיות של מחקר18,19 (איור 2E).
איור 2: גידולים בפה, שנוצרו דרך הפה דרך הרירית התחתונה, ניתנים לכריתה בגישה תת-לסתית ללא סיבוכים מחלים. (א) גידול שנמצא (חץ אדום) בחלל הפה. (ב) חתך תת-לסתית החושף את הגידול. (C) הגידול שנכרת. (ד) סגירת פצע עם מספר תפרי ויקריל מופרעים. (ה) גידול שנכרת. (ו) סכמת סיכום לחיסון טרנסאורלי. תמונה נוצרה ב-BioRender. אנא לחצו כאן כדי לצפות בגרסה מוגדלת של הדמות הזו.
5. טיפול לאחר כריתה
- לאחר סגירת החתך, כבו את זרם ההרדמה ל-0% והמשיכו רקO 2 ב-1.5 ליטר לדקה עד שהעכבר מתחיל להתעורר (פחות מ-5 דקות). אם העכבר נשאר ללא תנועה וללא תגובה לאחר מספר דקות, יש לעיין במדיניות מוסדית לגבי התערבות וטרינרית.
- העבר בעדינות את העכבר לכלוב המחומם מראש. המשך לעקוב אחרי העכבר למודעות וניידות לאחר הניתוח. הוא אמור לשוב להכרה מלאה ולניידות תוך 10 דקות.
- לבצע ניטור יומי לאחר הניתוח בהתאם לפרוטוקול המאושר ולמדיניות המוסדית.
- מיד לאחר הניתוח, יש לספק מזון "רך" לעכבר על ידי הכנסת כדורים שהיו מושרים במים במיכל נגיש (כלומר, סירת שקילה מפלסטיק) ישירות לתוך הכלוב. אם לא מתעוררים סיבוכים, העכבר יכול לחזור לאכול מזון מוצק רגיל בהאכלה השגרתית הבאה.
- מעקב אחרי עכברים פעמיים ביום במשך 48 השעות הראשונות (2 ימים) ופעם ביום לפחות 96 שעות (4 ימים) לאחר הניתוח. לאחר מכן, חזרו ללוח זמנים רגיל למעקב (כלומר, פעמיים בשבוע).
- ביום השביעי לאחר הניתוח, יש להסיר תפרים תחת הרדמה, תוך זהירות שלא לחתוך או לפגוע בעכברים.
- המשך לנטר עכברים וכאשר הם מגיעים לנקודת הסיום ההומאנית שלהם, בצע המתת חסד לבעלי חיים באופן הומאני בהתאם לקריטריוני המתת חסד מאושרים בפרוטוקול ולאגודה האמריקאית לווטרינריה.
הערה: ניתוח סטטיסטי של קינטיקת צמיחת הגידולים והישרדות בעלי חיים הם מדדים רלוונטיים למתודולוגיה זו. בעקומות הישרדות של קפלן-מאייר, בוצעו ניתוחים סטטיסטיים באמצעות מבחן log-rank/Mantel-Cox באמצעות תוכנת ניתוח סטטיסטי. בעקומות גדילה של גידול, נעשה שימוש במבחן ההשוואות המרובות של שידאק באמצעות ניתוח ANOVA דו-כיווני להשוואת גודל גידולים בין קבוצות שלא נכרתו לקבוצות שלא נכרתו. ערכי P נמוכים מ-0.05 נחשבו משמעותיים.
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
תוצאות
תצפיות מרירית הבוקול של עכברו MOC2
באמצעות קו התאים MOC2, הוכחו גידולים ברירית הבוקלית של העכברים בחלל הפה (איור 2A-F). הגידולים הראשוניים שנמצאו נלקחו בגודל גידול של 25-36מ"מ רבוע. לאחר כריתת הניתוח, העכברים בדרך כלל השיבו לניידות מלאה תוך 5-10 דקות. העכברים נבדקו לאחר מכן לטיפול לאחר הניתוח לאישור החלמה והתאוששות ולצפייה בהישנות הגידול. במהלך תקופה זו, עכברים הראו סימנים של התנגשות בתפרים ואד...
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
דיון
כאן, מאמר זה מתאר הליך פשוט להקמת וכריתה תת-מלאה של גידולים ברירית הבוקלית של חלל הפה בעכברים. מחקרים קודמים הוכיחו גם הם את האפשרות לאתר גידולים דרך לשון העכברו, רירית הבוקלית או רצפת הפה לניתוח המשך של גידולים שנלקחו, וכן לחקור חזרה מקומית מאוחרת וגרורות אזוריות ומרוחקות, שלכל אחתמהן מגבלות משלה. עם זאת, השיטה החדשה הזו מספקת מודל אורתוטופי תרגומי מאוד לכריתת גידולים בפה, שמפשט את המודלים הכירורגיים. כאן, הגידולים מתבססים בעקבי...
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
תודות
עבודה זו מומנה על ידי 1R21DE034543 (NIH-NIDCR). אנו גם מודים לצוות המנהלי, הווטרינרי והתחזוקה של מרכז UTHealth לרפואה וטיפול בבעלי חיים במעבדה על תמיכתם וטיפולם.
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
חומרים
| שם | חברה | מספר קטלוג | הערות |
|---|---|---|---|
| 0.05% טריפסין | קורנינג | 25-052-Cl | 0.53 mM EDTA, 1 x [-] נתרן ביקרבונט |
| 0.25% הזרקת בופיבאקאין HCl | מקסון | 1077280 | 2.5mg/kg-1mg/kg, ID/SC 20-30uL |
| 0.9% נתרן כלוריד, ייחוד ייחודי | מקסון | 161736 | 5 מ"ל/ק"ג, SC, 1.5 מ"ל |
| מחט 23 G | בקטון, דיקינסון ושות' [מקסון] | 402 | |
| 4-0 ויקריל מצופה | מקסון | 100700 | |
| צינורות קוניים של 50 מ"ל | תרמו-סיינטיפיק | 33965 | |
| רפידות ספג ספיגות | VWR | 115-0684 | |
| אלכוהול איזופרופיל אלכוהול 70% | בקטון, דיקינסון ושות' [VWR] | 326895 | |
| כיס אוטוקלאב איטום עצמי 5 & frac14; ” x 10" | מקסון | 960944 | |
| איזון | אוהאוס [VWR] | 30253019 | |
| ביוקלייב מיני | Benchmark Scientific | B4000-M | |
| מלקחיים בראון-אדסון | רובוז [VWR] | RS-5231 | |
| אפליקטור עם קצה כותנה סטרילי 6 אינץ' | מקסון | 999736 | |
| הפופט של דולבקו עם סליין/מודיפייד | ציטיבה | SH30028.02 | [-] סידן, [-] מגנזיום |
| אתיקה XRÒ* | פידליס בריאות בעלי חיים | NDC 86084-100-30 | 3.25 מ"ג/ק"ג SC |
| וילון רב-שימושי | מקסון | 68107 | |
| חיטוי חרוזי זכוכית | VWR | 75999-324 | |
| חרוזי זכוכית | VWR | 75999-332 | |
| המוסטטים של הרטמן | כלי מדע מדויק [VWR] | 13003-10 | |
| מכשיר הרדמה נייד ואיכותי | פטרסון וטרינרי | 07-8915662 | |
| איזופלורן, USP | מקסון | 803250 | 4-5% השראה, 1-3% תחזוקה |
| MedLEDÒ כרום (פנס קדמי) | KLS מרטין | ML-MC7-HT-HK-X21 | |
| מלקחיים מיקרו-ניתוחים | רובוז [VWR] | RS-5174 | |
| מספריים מיקרו-ניתוחים | רובוז [VWR] | RS-5914 | |
| מזרקי אינסולין מונוג'קטיים | קרדינל הלת' [מק'קסון] | 8881600145 | |
| מלקחיים המוסטטיים של יתושים | רובוז [VWR] | RS-7100 | |
| מסיר שיער קרם גוף של נייר | כנסייה & חברת דווייט, בע"מ | ||
| מחזיק המחט | רובוז [VWR] | RS-7154 | |
| תמיסת PVP Prep 10% פובידון יוד | מקסון | 911740 | |
| סכין מנתח | רובוז [VWR] | RS-9843 | |
| להבי סכין פחמן מס' 10 | מקסון | 862685 | |
| משטח חימום לבעלי חיים קטנים | ק & H Pet Products [אמזון] | 9 X 12 אינץ' 20W | |
| תא עכבר קטן | פטרסון וטרינרי | 07-893338 | |
| חרוט אף קטן | פטרסון וטרינרי | 78909681 | |
| סטרי-דראפ | מקסון | 5713 | |
| פדי גזה סטריליים 2" x2" – 12 פליי | דוקאל קורפוריישן [אמזון] | מקור: 1212 | |
| משחת עיניים סטרילית לסיכה | מקסון | 730979 | |
| כפפות ניתוח | מקסון | 20-2070N | |
| מזרק 1 סמ"ק | מקסון | 1065984 | |
| קליפרים דיגיטליים של סיבי פחמן ניתנים למעקב | מותג פישר | 15-077-957 | |
| ערכת טרימר | וואהל [אמזון] | ברבמיני |
מקורות
- Klein, J. D., Grandis, J. R. The molecular pathogenesis of head and neck cancer. Cancer Biol Ther. 9 (1), 1-7 (2010).
- Lee, A. M., Weaver, A. N., Acosta, P., Harris, L., Bowles, D. W. Review of current and future medical treatments in head and neck squamous cell carcinoma. Cancers (Basel). 16 (20), 3488(2024).
- Liu, Y., Zhang, N., Wen, Y., Wen, J. Head and neck cancer: Pathogenesis and targeted therapy. MedComm (Beijing). 5 (9), e702(2024).
- Qiao, X., et al. The evolving landscape of PD-1/PD-L1 pathway in head and neck cancer. Front Immunol. 11, 1721(2020).
- Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. -H. Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity. J Immunother Cancer. 6 (1), 86(2018).
- Chaves, P., et al. Preclinical models in head and neck squamous cell carcinoma. Br J Cancer. 128 (10), 1819-1827 (2023).
- International Agency for Research on Cancer. Estimated number of new cases from 2022 to 2050, both sexes, age [0-85+]. Globocan. , World Health Organization. (2022).
- Bonomi, M., Patsias, A., Posner, M., Sikora, A. The role of inflammation in head and neck cancer. Adv Exp Med Biol. 816, 107-127 (2014).
- Tang, F., Tie, Y., Tu, C., Wei, X. Surgical trauma-induced immunosuppression in cancer: recent advances and the potential therapies. Clin Transl Med. 10 (1), 199-223 (2020).
- Tai, L. -H., et al. A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of post-operative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies. J Vis Exp. (85), e51253(2014).
- Kansal, V., Kinney, B. L. C., Schmitt, N. C. Characterization of the tumor microenvironment in the mouse oral cancer (MOC1) model after orthotopic implantation in the buccal mucosa. Head Neck. 46 (5), 1056-1062 (2024).
- Oweida, A. J., et al. Intramucosal inoculation of squamous cell carcinoma cells in mice for tumor immune profiling and treatment response assessment. J Vis Exp. (146), e59195(2019).
- Behren, A., et al. Development of an oral cancer recurrence mouse model after surgical resection. Int J Oncol. 36 (4), 849-855 (2010).
- Tai, L. -H., et al. Preventing post-operative metastatic disease by inhibiting surgery-induced dysfunction in natural killer cells. Cancer Res. 73 (1), 97-107 (2013).
- Sharon, S., et al. A platform for locoregional T-cell immunotherapy to control HNSCC recurrence following tumor resection. Oncotarget. 12 (13), 1201-1213 (2021).
- Mermod, M., et al. Mouse model of postsurgical primary tumor recurrence and regional lymph node metastasis progression in HPV-related head and neck cancer. Int J Cancer. 142 (12), 2518-2528 (2018).
- Judd, N. P., Allen, C. T., Winkler, A. E., Uppaluri, R. Comparative analysis of tumor-infiltrating lymphocytes in a syngeneic mouse model of oral cancer. Otolaryngol Head Neck Surg. 147 (3), 493-500 (2012).
- Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (third edition). Eur J Immunol. 51 (12), 2708-3145 (2021).
- Gurina, T. S., Simms, L. Histology, staining. , StatPearls Publishing. (2025).
- Cognetti, D. M., Weber, R. S., Lai, S. Y. Head and neck cancer: An evolving treatment paradigm. Cancer. 113 (7 Suppl), 1911-1932 (2008).
- Anderson, G., et al. An updated review on head and neck cancer treatment with radiation therapy. Cancers (Basel). 13 (19), 4912(2021).
- Johnson, D. E., et al. Head and neck squamous cell carcinoma. Nat Rev Dis Primers. 6 (1), 92(2020).
- Friedman, J., et al. Neoadjuvant PD-1 immune checkpoint blockade reverses functional immunodominance among tumor antigen-specific T cells. Clin Cancer Res. 26 (3), 679-689 (2020).
- Zhou, S., et al. Neoadjuvant and adjuvant immunotherapy in the treatment of oral squamous cell carcinoma. J Biochem Mol Toxicol. 39 (3), e70199(2025).
- Shibata, H., Saito, S., Uppaluri, R. Immunotherapy for head and neck cancer: a paradigm shift from induction chemotherapy to neoadjuvant immunotherapy. Front Oncol. 11, 727433(2021).
- Saddawi-Konefka, R., et al. Lymphatic-preserving treatment sequencing with immune checkpoint inhibition unleashes cDC1-dependent antitumor immunity in HNSCC. Nat Commun. 13 (1), 4298(2022).
- Darragh, L. B., et al. Elective nodal irradiation mitigates local and systemic immunity generated by combination radiation and immunotherapy in head and neck tumors. Nat Commun. 13 (1), 7015(2022).
- Saddawi-Konefka, R., et al. Defining the role of immunotherapy in the curative treatment of locoregionally advanced head and neck cancer: Promises, challenges, and opportunities. Front Oncol. 11, 738262(2021).
הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.
הדפסות חוזרות והרשאות
תגיות
