הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

שיטות אלקטרופיזיולוגיות להערכת חסימת כאב היקפית בעכברוש מונשם

547 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/68740

⸱

21 בנובמבר 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physical Medicine and Rehabiliation, The MetroHealth System, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Case Western Reserve University School of Medicine

במאמר זה

סיכום

כאן אנו מציגים שיטה להערכת הפעלה וחסימת אקסונים סנסוריים בעצבים היקפיים בניסויים חריפים ומורדמים בחולדות בחיים באמצעות שני סוגי מדידות אלקטרופיזיולוגיות של עמוד שדרה שיכולות להבחין בפעילות תת-סוגים של סיבי עצב: פוטנציאלי שדה מקומיים והקלטות נוירונים בודדים בטווח דינמי רחב.

תקציר

ניתן להשתמש בהקלטות אלקטרופיזיולוגיות ב-vivo מהאזור המותני של עמוד השדרה של העכברוש כדי לחקור הפעלת אותות עצביים חושיים בגפיים האחוריות, וכן את יעילות ההתערבויות הטיפוליות שמפריעות לאותות הכאב העולים.

כאן, אנו מתארים את ההליכים הכירורגיים (למינקטומיה וחשיפה לעצב סיאטי), איסוף נתונים וניתוח של שני אותות אלקטרופיזיולוגיים משלימים: הקלטות פוטנציאל שדה מקומי והקלטות נוירון בודד בטווח דינמי רחב. שניהם מבחינים בין הפעלת תת-מחלקות סיבי עצב בהתבסס על מהירות ההולכה ביחס לפולס גירוי חשמלי.

פוטנציאלי שדה מקומיים (LFP) יכולים להבחין בין סיבי עצב A α/β וסיבי C אך אינם יכולים לזהות פעילות Aδ. הם מספקים מידע על ההפעלה הגלובלית של כל הסיאטיק. לאחר גירוי חשמלי ישיר של עצב הסיאטי באמצעות אלקטרודה דו-קוטבית בסגנון J-cuff, מחושבת מדידות שטח מתחת לעקומה של שני השוקלות המתאימים לכל רכיב.

הקלטות נוירון בודד בטווח דינמי רחב (WDR) מעריכות את פעילות תת-קבוצה של הפעלה סיאטית, ויכולות להבדיל סוגי סיבי Aα/β, Aδ ו-C. גירוי חשמלי יכול להיות מופעל ישירות על הסיאטיקה כמו ב-LFP, או באמצעות אלקטרודות מחט המונחות על פני כף הרגל האחורית. אות בתדר גבוה זה מניב קפיצות פוטנציאל פעולה של אות לרעש גבוהות. ספירות הקוצים בתוך חלונות השהיה מוגדרים מראש משקפות את רמת הפעילות של סוגי הסיבים השונים.

עד כה, טכניקות אלו שימשו להערכת התכונות הטמפורליות של שלוש מודאליות שונות של חסימת כאב: חסימת עצבים חשמלית בזרם ישר באמצעות אלקטרודת ממשק עצב מופרדת פחמן (CSINE) מותאמת אישית, זרם חילופין בתדר קילוהרץ, ופוטוביומודולציה באמצעות לייזר 830 ננומטר. הכנה כירורגית זו שימשה להתערבויות חסימת עצבים למשך עד 5 שעות.

מבוא

חסימה ישירה של אותות כאב בעצבים היקפיים לפני הגעה לחוט השדרה יכולה להוביל למספר יישומים לטיפול בכאב, כגון אוסטיאוארתריטיס בברך ותסמונת גפה פנטום לאחר כריתה 1,2,3,4. באופן כללי, התערבויות כאלה בטיפול בכאב יפחיתו/יבטלו את תופעות הלוואי המערכתיות שנראות בתרופות ההרדמה והכאבים 1,2.

ניתן להקליט שני סוגים של מדידות אלקטרופיזיולוגיות משלימות מחוט השדרה המותני כדי להעריך את ההפעלה החושית ההיקפית: פוטנציאלי שדה מקומיים (LFP)3,4 והקלטות טווח דינמי רחב (WDR)5,6,7 של נוירונים בודדים. ניתן לרשום LFP מהעמודים הגביים של עמוד השדרה. הם משמשים למדידת הפעלת כל עצב הסיאטיקה; ה-LFP מייצג את התגובות של תאים רבים, כולל פוטנציאלים פוסט-סינפטיים מעוררים בדנדריטים ופוטנציאלי פעולה שנרשמו מהטרמינלים של הסומה והאקסון. הם שימשו לחקר נוירופלסטיות של חוט השדרה3 וההשפעות המפחיתות כאב של גירוי חשמלי של חוט השדרה8. מאותות ה-LFP ניתן למדוד את המשרעת של Aα/β מיאליני גדול וכן את המשרעת של סיבי C לא מיאליניים3. נוירוני WDR נמצאים בקרן הגבית של חוט השדרה L4 ו-L5. נוירונים אלה הם רב-קולטים; הם מקבלים ומעבירים בנאמנות קלט מכל תת-הסוגים של נוירונים חושיים: סיבי Aδ ו-C נוציספטיביים, וסיבי Aα/β שאינם נוציספטיביים 7,9,10,11. לכן, בהתבסס על ההשהיה ביחס לגירוי החושי, פעילות נוירוני WDR מספקת מידע מפורט על פעילות חושית פריפרית5. הקלטות כאלה שימשו בעבר להערכת חסימת חישה באמצעות זרם ישר (DC)9 וזרם חילופין בתדר קילוהרץ (KHFAC)10. שתי הטכניקות משתמשות בהשהיה של האותות המוקלטים כדי להבחין בין תת-הסוגים השונות של סיבי עצב היקפיים חושיים; הסיבה לכך היא מהירויות ההולכה השונות של תת-הקבוצות של סיבי עצב12. האותות משלימים זה את זה כי הקלטות LFP משקפות את פעילות כל עצב הסיאטי אך יכולות להבחין רק בין Aα/β לסיבי C ואינן מזהות Aδ13,14. במקביל, הקלטות WDR משקפות את פעילות תת-אוכלוסיית סיבי העצב הסיאטיים אך מסוגלות להבחין בין סיבי Aα/β, Aδ ו-C 7,9,10,11. חיסרון זה ניתן להתגבר על ידי מערכי אלקטרודות מרובי מגעים להקליט בו-זמנית מספר נוירוני WDR15.

תת-סוגים שונים של סיבי עצב היקפיים מעבירים סוגים שונים של אותות חושיים או מוטוריים. לדוגמה, סיבי חישה גדולים ומיאלינים משדרים אותות מישוש בעוד סיבים קטנים יותר ללא מיאלין משדרים אותות כאב 16,17,18. בעת הערכת טכנולוגיות חסימת עצבים, חשוב להבין אילו תת-סוגים של סיבים מושפעים בעיקר, שכן יהיה יתרון קליני לחסום אותות כאב תוך שמירה על תחושת מישוש. יתרה מזאת, נצפו תכונות זמן מורכבות של חסימת עצב היקפית. לדוגמה, הלידוקאין ההרדמה המקומית חוסם בתחילה רק סיבי C ללא מיאלין, ואז ממשיך לחסום סיבים מיאלינייםמאוחר יותר. לאחר חסימה מלאה של כל סיבי העצב בלידוקאין, נצפו גם הבדלים בסוג הסיבים בהתאוששות מחסימת20. הטכניקה האלקטרופיזיולוגית המתוארת כאן מאפשרת לחוקרים להבהיר את התכונות הטמפורליות של שיטות חסימת עצבים פריפריאליים על תת-האוכלוסיות השונות של סיבי עצב חושיים. עד כה, השתמשנו בשיטה זו להערכת בלוק באמצעות בלוק חשמלי זרם ישר21,22, בלוק חשמלי23 בתדר קילוהרץ, ופוטוביומודולציה באמצעות אורכי גל קרובים באינפרא-אדום24,25. טכניקות אלו יתאימו גם לחקר התערבויות נוספות הפועלות מקומית על עצב פריפרי, כגון קור, חום והזרקות כימיות 26,27,28.

הערכת טיפולים עצביים היקפיים עושה לעיתים שימוש במודלים של מחלה דלקתית29 או כאב נוירופתי30 בשילוב עם בדיקות התנהגות של רגישות מכנית וחרמית31. השיטות האלקטרופיזיולוגיות המתוארות כאן יכולות לכמת את השינויים בפעילות העצבית שיתרמו להפחתת תחושת הכאב. יתרה מזאת, הם יכולים לספק נתונים שימושיים על השפעות לא רצויות של חסימת עצבים פריפריאלית, כגון חסימת סיבי חישה גדולים המעורבים בתחושת מישוש.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

פרוטוקול זה, הכולל ניסויים בבעלי חיים, אושר על ידי ועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים מוסדית (IACUC) של אוניברסיטת קייס ווסטרן ריזרב (CWRU). אוניברסיטת קייס ווסטרן ריזרב היא מוסד מוסמך על ידי AAALAC ועומדת בדרישות החוקים והתקנות הפדרליים, המדינתיים והמקומיים המתאימים, וכן במדיניות מוסדית. קבוצת המחקר שלנו עברה הכשרה והוסמכה על ידי צוות CWRU. בעת עבודה על פרוטוקולים שאושרו על ידי IACUC, אנו פועלים לפי מדיניות שירות הבריאות הציבורית ומדריך לטיפול ושימוש בבעלי חיים במעבדה (מהדורה 8)32.

הערה: הפרמטרים של הנשמה, הרדמה ומתן תרופות אחרים המתוארים כאן שימשו בהצלחה לעכברים בוגרים מכל מין במשקל של 350-500 גרם.

1. הרדמה והנשמה

  1. השרה הרדמה בקופסת אקריליק אטומה עם 5% איזופלורן. ברגע שהעכברוש מחוסר הכרה מוחלט, עברו לקונוס אף לגילוח. באמצעות קוצץ חשמלי, הסר פרווה מהגב ומהרגל האחורית השמאלית מהקצה האיליאקי למפרק הברך.
    הערה: העכברוש מוכן לאינטובציה כאשר הנשימה הספונטנית מתרחשת בקצב של 15-30 נשימות בדקה.
  2. יש להטמיע את העכברוש במצב שכיבה עם הנרתיק מקטטר אנגיוקת' IV של 14 גרם (קטטר 16G עשוי להתאים יותר לבעלי חיים קטנים) וללרינגוסקופ עם להב בגודל מילר 0 או 00.
  3. כדי לשפר את נראות מיתרי הקול, הנח בעדינות את הלשון כלפי מעלה באמצעות מלקחיים שאינם מעיקים. אימות האינטובציה באמצעות יציאת חזה וקצב הנשמה, התואם לקצב העלאת החזה.
  4. השתמש באוורור בלחץ חיובי בקצב מהלך של 60 לדקה ונפח מהלך של 3-5 סמ"ק לפעולה, תוך שמירה על ריכוז איזופלוראן של 1%-3%.
  5. קטטר וריד זנב צדדי עם קטטר תוך-ורידי של 22 G. כדי לשפר את הראות, נקה את וריד הזנב בצד הלטרלי של הזנב במים פושרים ו-70% אלכוהול איזופרופיל.
  6. הזרקו כ-1 מ"ל של תמיסת מלח סטרילית תוך ניטור מדויק של הזרימה דרך הקטטר. כל בצקת מצביעה על מיקום שגוי של הקטטר.
  7. באמצעות צינורות פוליאתילן, מחברים את הקטטר המוכנס למזרק של תמיסת רוקורוניום (2 מ"ג/מ"ל) המותקן בדרייבר מזרק. אל תתחילו את העירוי עד שאתם מוכנים לבצע הקלטות עמוד שדרה.

2. ניתוח

הערה: כל ההליכים הכירורגיים צריכים להתבצע על בסיס הבסיס של מכשיר סטריאוטקסי של בעלי חיים קטנים. שאר הציוד הסטריוטקסי יכול להיות מורכב בשלבים ככל שהניתוח מתקדם.

  1. ניתוח עמוד שדרה
    1. למנתח ימני, מקמו את העכבר עם הזנב ימינה והראש שמאלה. מנתח שמאלי עשוי להעדיף למקם את העכברוש כשהראש מונח ימינה.
    2. מישוש את הצלע הזנבית ביותר בצד שמאל של העכברוש ועקוב אחריה עד עמוד השדרה. באמצעות סכין מנתח, יש לבצע חתך בקו האמצע באורך של כ-60 מ"מ במרכז הנקודה הזו.
    3. השתמשו בסקלפל כדי לגרד את הרקמה מהתהליכים הקוצניים. השתמש במספריים כדי לחשוף את הצלעות ולאתר את הצלע הזנבית ביותר.
    4. באמצעות טכניקת הכריכה הקהה (הכנסת מספריים סגורים, ואז מספריים פתוחים להפרדת רקמות), יש לאשר את הצלע הזנבית חזותית ומישושית. בשלב זה השתמש במיקרוסקופ כירורגי (הגדלה של 3.5x-45x). הצלע הזנבית מצטרפת לצד הרוסטרלי של חוליית T13. סמן את תהליך ה-Spine T13 באמצעות טוש קבוע.
    5. ייצוב את עמוד השדרה באמצעות מהדקים בעמוד השדרה בחוליות T11 ו-L4. לשם כך, השתמש בדיסקציה קהה כדי ליצור כיס משני צידי כל חוליה.
    6. החליק את שני העמודים האנכיים עם תושבות בסיס אל מסילת ה-T בפלטפורמת הסטריאוטאקס, יישר עם חוליות T11 ו-L4, אך אל תהדק. הכנס את הצירים הצילינדריים של מהדקי החוליות לתוך הקליפסים, אך אל תהדק.
    7. מתחילים ב-T11, החזקו את עמוד השדרה באמצעות מלקחיים משוננים, הכניסו את לסתות המהדקים משני צידי החוליות, בזווית של כ-45° מהחוליה T13, והדקו את לסתות מהדק עמוד השדרה. לאחר מכן מהדק את הציר של מהדק עמוד השדרה בתוך ה-post clamp. חזור על התהליך הזה עבור חוליות L4.
    8. הרימו את שני המהדקים כדי להרים את עמוד השדרה כך שפלג הגוף של העכברוש יתמוך באמצעות הקלפסי עמוד השדרה (איור 1A). דבר זה מפחית ארטיפקטים של תנועה הקשורים לנשימה בהקלטות האלקטרופיזיולוגיות.
    9. סמן את מיקום הרוסטרו-קאודלי של תהליכי הקוץ T13 ו-L1 באמצעות תפרים בודדים על פני השריר בצד עמוד השדרה.
      הערה: סימני התהליך הקוצניים יוסרו במהלך הלמינקטומיה.
  2. למינקטומיה
    1. מקם זמנית את המסגרת הסטריאוטקסית בצורת U כך שהמסילה האופקית תוכל לשמש למנוחה על עקבי הידיים בזמן ביצוע ההליך העדין הזה (איור 1B). יש להסיר אותו לפני ניתוח העצב הסיאטי.
    2. ניקוי שריר ורקמת חיבור מפני השטח של הלמינות החוליות בין T12 ל-L3 באמצעות מלקחיים משוננים, מספריים וגרד עם סכין מנתח. מתחת למיקרוסקופ כירורגי, השתמשו ב-Friedman-Pearson Rongeurs להסרת הלמינאות החוליותיות מ-L2 עד T13.
    3. כדי להתחיל, מקם את הרונג'ור קרוב לאופק וקח נשיכות קטנות מהחלק הזנבי של L2, שם הוא חופף ל-L3. הארכי את הלמינקטומיה לכיוון הרוסטרי כדי לחשוף את קו האמצע של חוט השדרה, תוך שמירה על מזעור הלחץ על חוט השדרה, וניקוי קבוע של שברי עצם מהשומרים.
    4. לבסוף, הארכי את הלמינקטומיה לרוחב 2 מ"מ בכל צד של קו האמצע. הסר את הדורה מטר מהחוט השדרה החשוף באמצעות מלקחיים דקים ומספריים קפיציים.
    5. הכניסו את הדורה מטר לפני שמבצעים חיתוכים. כמות קטנה של נוזל מוחי-שדרתי תזרום מהדורה מאטר לאחר החיתוך הראשון. ספוג בעדינות את זה עם חתיכת טישו מסובכת ללא סיבים לפני הסרת החלק הנותר של דורה מאטר.
    6. כסו את הלמינקטומיה בחתיכת רקמה מרוככת במי מלח עד לתקופת ההקלטה האלקטרופיזיולוגית.
  3. ניתוח עצב סיאטי
    1. הסר את המסגרת הסטריאוטאקסית בצורת U כדי לגשת לרגל של החיה. חשפו את העצב הסיאטי בגובה אמצע הירך על ידי ביצוע חתך באמצעות סכין (איור 1C). ניקוי רקמת חיבור מהעצב באמצעות דיסקציה קהה. כמות העצב החשוף תלויה בשאלה האם העצב מופעל חשמלית.
    2. הניחו את המכשיר לחסימת עצב סמוך לעצב החשוף. ודא שאלקטרודת הגירוי ומכשיר חסימת העצב נמצאים שניהם קרובים לנקודת הסניף שבה הסיאטי מתפצל לעצבים טיביאליים, סורליים ופרונאליים33. החלפת מסגרת הסטריאוטאקס והוסיפה את זרוע הסטריאוטאקס כדי להתכונן להקלטות אלקטרופיזיולוגיות (איור 1D).
    3. לבצע גירוי להקלטות נוירון WDR, בין אם על פני כף הרגל האחורית או באמצעות גירוי ישיר של הסיאטיק באמצעות אלקטרודת שרוול עצב. להקלטות LFP, יש לבצע גירוי באמצעות גירוי ישיר של העצב, כי הפעלה באמצעות גירוי בכף הרגל גורמת לחריץ סיב C להיות מפוזר מדי לגילוי.
    4. אם הגירוי החושי מיושם ישירות על עצב הסיאטיקה, יש להניח אלקטרודת פלטינה דו-קוטבית בסגנון J-cuff מותאמת אישית סביב עצב34, בגודל מגע חשוף 1 מ"מ על 3 מ"מ (אלקטרודות חזף עצב דומות יכולות להיות מיוצרות בהתאמה אישית על ידי MicroProbes for Life Science, גיית'רסבורג, מרילנד, או World Precision Instruments, סרסוטה, פלורידה).
    5. לגירוי עצבי ישיר ויעיל ביותר, ודא שהאלקטרודה ממוקמת קרוב לנקודת הסניף שבה הסיאטי מתפצל לעצבים טיביאליים, סורליים ופרונאליים33.
    6. לגירוי כף הרגל, הכניסו שתי אלקטרודות מחט מפלדת אל-חלד בקוטר 13 מ"מ,בתוך האצבעות החמישיות ומחוץ לאצבעות הרביעיות, קרוב לפני השטח של כף הרגל.

3. גירוי חשמלי

  1. אם משתמשים בגירוי שרוול עצב, התחל עירוי מערכתית של תמיסת רוקורוניום (2 מ"ג/מ"ל בקצב של 1-1.4 מ"ל לשעה). עירוי מערכתית של רוקורוניום אמור להתחיל להשפיע תוך 30-60 שניות. חפשו תנועה הקשורה לגירוי בכף האחורית והתאימו את קצב ההזלפה לפי הצורך כדי להבטיח שכל התנועה תיפסק.
  2. יש להחיל גירוי חשמלי מבוקר זרם על פני כף הרגל או על העצב הסיאטי באמצעות מגרה פולסים מלבני דו-פאזי מבודד, תוך שימוש בפרמטרי גירוי: רוחב פולס 1-5 מילישניות, קצב דופק 0.1-0.2 הרץ, משרעת 1-10 מ"אמפר מקסימום-שיא.
  3. כוונן את פרמטרי הגירוי במהלך ההקלטות האלקטרופיזיולוגיות, המתוארות בסעיף הבא, כדי להבטיח גירוי מקסימלי של כל תת-סוגי הסיבים.
  4. למגרה יש אות פלט טריגר, נפרד מפולס הגירוי הנשלט על ידי זרם. חבר זאת למכשיר איסוף הנתונים כדי לסנכרן את הנתונים האלקטרופיזיולוגיים עם פולס הגירוי. ראו את הסעיף הבא לפרטים נוספים.

4. הקלטות אלקטרופיזיולוגיות

  1. הכניסו מחטים היפודרמיות (21 גרם, 1 וחצי אינץ') לשריר בכל צד של עמוד השדרה, במקביל לעמוד השדרה. חבר את מחט ההארקה למארז המתכתי של כל אחד מהשלבים הראשיים.
  2. חבר את מחט ההתייחסות לכל אחד מכניסות הייחוס בשלבי הראש. לכל אחד משמונה הערוצים במגבר יש יציאת BNC משלו, שמחובר לערוץ אנלוגי-לדיגיטלי נפרד במכשיר רכישת הנתונים.
  3. דיגיטציה רציפה של האותות (תדר דגימה של 20 קילוהרץ) ותצוגה (תוכנת Spike2). באמצעות כבל BNC, חבר את פלט הפולס של הטריגר (המסומן 'TRIG OUT') מהמגרה הפולסי המבודד לאחד מערוצי הקלט הדיגיטליים במכשיר רכישת הנתונים.
  4. בתוכנה, הגדר את ערוץ הטריגר להקליט אירועים. זה יאפשר ניתוח של אותות LFP או WDR ביחס לזמן כל גירוי חשמלי.
    הערה: ניתן לבצע הקלטות LFP ו-WDR עם אותו מערך מיקרואלקטרודות מותאם אישית (מערך מולטי-אלקטרודות 1x8, מרווח של 500 מיקרון בין הצירים, התנגדות 1 MΩ, מותאם אישית). עומק החדירה והגדרות מסנן פס המגבר הן ההבדלים המרכזיים בין סוגי אותות. המערך הוחזק וחובר לסטריאוטקס באמצעות מחבר מודפס תלת-ממדי מותאם אישית (איור 2A). עם זאת, קיימת חלופה מסחרית זמינה (איור 2B, מחזיק אלקטרודות סטנדרטי [טבלת חומרים]).
  5. ל-LFPs, הכניסו את המערך בכיוון הרוסטרוקאודלי, כאשר האלקטרודה הרוסטרלית ביותר בגובה עם התפר המסמן את תהליך הספינוס T13, קרוב לקו האמצע מבלי לפגוע בכלי הדם המרכזי. האותות החזקים ביותר נמצאים בין פני הכבל לעומק של 300 מיקרון.
  6. הגדר את מסנני הפס במגבר ל-10-100 הרץ, עם רווח של פי 1,000. הוסיפו פילטר חריץ של 60 הרץ (או 50 הרץ, תלוי במיקום הגיאוגרפי) כדי להסיר רעש חשמל ברשת הראשית. איכות עוצמת האות תשתנה בין המערך. בחר את האות הטוב ביותר לשימוש לניתוח נוסף.
  7. נוירוני WDR מפוזרים לאורך ההגדלה המותנית של חוט השדרה, בקרן הגבית בעומק של 600-1200 מיקרון ובין 200-800 מיקרון לרוחב עד אמצע, באותו צד לגירוי. הגדר מסנני פס על המגבר ל-300-10,000 הרץ, עם רווח פי 10,000. השתמשו גם במסנן חריץ עבור הקלטות אלו, אם כי רעש הרשת הראשית בדרך כלל מוסר על ידי פילטר הפס.
  8. כוון את פרמטרי הגירוי תוך כדי צפייה באות האלקטרופיזיולוגי. כוון את משרעת הגירוי ורוחב הדופק כדי להבטיח הפעלה מקסימלית של כל תת-סוגי סיבי העצב.
    הערה: סיבים מיאליניים גדולים (Aα/β) הם בעלי ספי ההפעלה הנמוכים ביותר, ואחריהם סיבים מיאליניים קטנים (Aδ). סיבי C ללא מיאלין דורשים רוחבי ומשרעת פולסים גבוהים יותר כדי לייצר פוטנציאלי פעולה באמצעות גירוי חשמלי.
  9. מתחילים ברוחב פולס של 1 מילישניות, הגדילו את המשרעת עד שכל רכיבי האות נראו. אם לא ניתן לראות את סיבי ה-C בעלי הסף הגבוה, יש להגדיל את רוחב פולס הגירוי.
  10. לצורך הקלטת LFP, יש להתבונן בהשהיה קצרה ובתגובת סיב A עם סף נמוך בין 40-100 מילישניות, ובהשהיה הארוכה והסף הגבוה של תגובת סיב C בין 150-350 מילישניות (איור 3B)3,8.
  11. להקלטות WDR, השתמשו בהשהיה לאחר הגירוי הבאות לזיהוי תת-סוגים של סיבי עצב: Aα/β: 0 - 25 מילישניות, Aδ: 25 - 100 מילישניות, ו-C: 100-500 מילישניות (איור 3C)5,6,7.

5. חסימת עצב היקפית

  1. באמצעות אלקטרודת מחבר עצב מופרדת פחמן (CSINE)21, יש להחיל זרם ישיר קתודי של 0.1-5 mA לעצב הסיאטיק, הפרוקסימי לשרוול המגרה (אם רלוונטי). ניסויי בלוקים לדוגמה של הקלטות LFP ו-WDR מוצגים באיור 4 ואיור 5.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

הנתונים הנוצרים באמצעות פרוטוקול זה מאפשרים להעריך את כמות החסימה היחסית לתת-מחלקות של סיבי עצב סנסוריים. הוא גם מאפשר להעריך את תכונות הזמן של הבלוק; גם קצב החסימה המושרה וגם קצב ההתאוששות לאחר הפסקת גירוי החסימה35. במדידות LFP, הפעלת הסיבים נקבעת על ידי חישוב השטח מתחת לעקומה לתקופה הספציפית התואמת לסוג הסיב הרלוונטי. באיור 4, זרם ישר הוחל על הסיאטיק במשך 32 שניות כדי לחסום הולכה עצבית. החסימה מושרה בסיבי A ו-C בקצב דומה, כפי שמודגם...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

שיטה זו מתארת את איסוף שני אותות אלקטרופיזיולוגיים משלימים שניתן להשתמש בהם למדידת היעילות של התערבויות טיפוליות פוטנציאליות לחסימת אותות חושיים בעצבים היקפיים.

פוטנציאלי שדה מקומיים (LFP) ניתנים לתיעוד מעמודי הגב של עמוד השדרה באמצעות מיקרואלקטרודות בעלות אימפדנס גבוה (1 MΩ). הם משמשים למדידת הפעלת כל עצב הסיאטיקה; ה-LFP מייצג את התגובות של תאים רבים, כולל פוטנציאלים פוסט-סינפטיים מעוררים בדנדריטים ופוטנציאלי פעולה שנרשמו מהטרמינלים של הסומה והאקסון

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי NIH NINDS R01NS116009.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מערך רב-אלקטרודות בגודל 1 x 8, 500 ומיקרו; מרווח M בין הצירים  מיקרופרוביםמוצר מותאם אישיתמערך מיקרואלקטרודות מותאם אישית  
קטטר אנגיו 14Gבנקטון דיקינסוןSKU: 381164, GTIN: 382903811649
מגבר ביולוגי בעל 8 ערוציםוורלד פרסיז'ן אינסטרומנטסISO-DAM8Aבמה ראשית
מיקרוסקופ סטריאו זום טרינוקולרי מסדרת AmScope SM-6T בהגדלה 3.5-45x עם זרוע מפרקית עם אור טבעתאמסקופSM-8TW2-144Sמיקרוסקופ כירורגי
מכשיר רכישת נתונים קיימברידג' עיצוב אלקטרוניPower1401-3A
מלקחיים Dumont #5כלי המדע המדויק11251-20
Friedman-Pearson Rongeurs (גודל 1 מ"מ)כלי המדע המדויק16021-14
מכשיר הנשמה של הרווארדמכונות הרווארד דגם 683
איזופלורן, USPטיפול נמרץ פירמל66794-017-25
לרינגוסקופסרנובה HC301-B802
להב לרינגוסקופ מילר 00סרנובה HC301-B5100-20
מחטים תת-עוריות זוגיותRhythmLinkRLSND121-1.0אלקטרודות מחט מפלדת אל-חלד 13 מ"מ  
רוקורוניום ברומיום, ייחודסולקו43547-530-10
Spike2קיימברידג' עיצוב אלקטרוני
מגרה פולסים מבודד בגל מרובע מערכות AMדגם 2100מגרה דופק מבודד מלבני דו-פאזי
פלטפורמת סטריאוטקסית   עם  תושבות בסיס מתכווננות   עם פוסט וקלאמפדיוויד קופף אינסטרומנטסדגם 982
קטטר בטיחות SureSite IV בגודל 22G x 1"  מדלייןDYNA22100קטטר תוך-ורידי 22 ג'י 
מנהג מזרקקול פרמרדגם 74900
מיקרו-מניפולטור מדויק במיוחד
רזולוציית 10 מיקרון		דיוויד קופף אינסטרומנטסדגם 961
מחזיק אוניברסלידיוויד קופף אינסטרומנטסדגם 1772 מחבר מודפס תלת-ממדי חלופי  
מסגרת סטריאוטקסית בצורת U דיוויד קופף אינסטרומנטסדגם 1430
מספריים קפיץ ואנאס - קצה חיתוך של 2 מ"מכלי המדע המדויק15000-03 
מהדקי חוליה דיוויד קופף אינסטרומנטסדגם 986C 

מקורות

  1. Paul, A. K., et al. Opioid analgesia and opioid-induced adverse effects:a review. Pharmaceuticals (Basel). 14 (11), 1091(2021).
  2. Guichard, L., et al. Opioid-induced hyperalgesia in patients with chronic pain:a systematic review of published cases. Clin J Pain. 38 (1), 49-57 (2022).
  3. Hu, N. W., et al. Protein synthesis inhibition blocks the late-phase LTP of C-fiber evoked field potentials in rat spinal dorsal horn. J Neurophysiol. 89 (5), 2354-2359 (2003).
  4. Gozariu, M., et al. Temporal summation of C-fiber afferent inputs:competition between facilitatory and inhibitory effects on C-fiber reflex in the rat. J Neurophysiol. 78 (6), 3165-3179 (1997).
  5. Zhang, Z., et al. Understanding of spinal wide dynamic range neurons and their modulation on pathological pain. J Pain Res. 17, 441-457 (2024).
  6. Duan-Mu, C. L., et al. Electroacupuncture-induced muscular inflammatory pain relief was associated with activation of low-threshold mechanoreceptor neurons and inhibition of wide dynamic range neurons in spinal dorsal horn. Front Neurosci. 15, 687173(2021).
  7. Wallin, J., et al. Spinal cord stimulation inhibits long-term potentiation of spinal wide dynamic range neurons. Brain Res. 973 (1), 39-43 (2003).
  8. Yang, F., et al. Activation of cannabinoid CB1 receptor contributes to suppression of spinal nociceptive transmission and inhibition of mechanical hypersensitivity by Aβ-fiber stimulation. Pain. 157 (11), 2582-2593 (2016).
  9. Yang, F., et al. Differential expression of voltage-gated sodium channels in afferent neurons renders selective neural block by ionic direct current. Sci Adv. 4 (4), eaaq1438(2018).
  10. Cuellar, J. M., et al. Effect of high-frequency alternating current on spinal afferent nociceptive transmission. Neuromodulation. 16 (4), 318-327 (2013).
  11. Omori, Y., et al. A mouse model of sural nerve injury-induced neuropathy:gabapentin inhibits pain-related behaviors and the hyperactivity of wide-dynamic range neurons in the dorsal horn. J Pharmacol Sci. 2009, 532-539 (2009).
  12. Vande Perre, L., et al. Differences in conduction velocities of nerve fibers excited by infrared and electrical stimulation. J Neurosci Methods. 418, 110427(2025).
  13. Paquette, T., et al. Spinal neurovascular coupling is preserved despite time-dependent alterations of spinal cord blood flow responses in a rat model of chronic back pain:implications for functional spinal cord imaging. Pain. 164 (4), 758-770 (2023).
  14. Yang, C. -T., et al. Novel pulsed ultrahigh-frequency spinal cord stimulation inhibits mechanical hypersensitivity and brain neuronal activity in rats after nerve injury. Anesthesiology. 139 (5), 646-663 (2023).
  15. Nierula, B., et al. A multichannel electrophysiological approach to noninvasively and precisely record human spinal cord activity. PLoS Biol. 22 (10), e3002828(2024).
  16. Arcourt, A., et al. Touch receptor-derived sensory information alleviates acute pain signaling and fine-tunes nociceptive reflex coordination. Neuron. 93 (1), 179-193 (2017).
  17. Zimmerman, A., Bai, L., Ginty, D. D. The gentle touch receptors of mammalian skin. Science. 346 (6212), 950-954 (2014).
  18. Wellnitz, S. A., et al. The regularity of sustained firing reveals two populations of slowly adapting touch receptors in mouse hairy skin. J Neurophysiol. 103 (6), 3378-3384 (2010).
  19. Falinower, S., et al. A C-fiber reflex modulated by heterotopic noxious somatic stimuli in the rat. J Neurophysiol. 72 (1), 194-213 (1994).
  20. Jones, M. G., et al. Neuromodulation using ultra low frequency current waveform reversibly blocks axonal conduction and chronic pain. Sci Transl Med. 13 (608), (2021).
  21. Vrabec, T. L., et al. A carbon slurry separated interface nerve electrode for electrical block of nerve conduction. IEEE Trans Neural Syst Rehabil Eng. 27 (5), 836-845 (2019).
  22. Bender, S. A., et al. Effects on heart rate from direct current block of the stimulated rat vagus nerve. J Neural Eng. 20 (1), (2023).
  23. Green, D. B., et al. Effects of waveform shape and electrode material on kilohertz frequency alternating current block of mammalian peripheral nerve. Bioelectron Med. 8 (1), 11(2022).
  24. Buzza, A. S., et al. Direct photobiomodulation therapy on the sciatic nerve significantly attenuates acute nociceptive sensitivity without affecting motor output. Neuromodulation. 27 (8), 1338-1346 (2024).
  25. Buzza, A., et al. Selective neural inhibition via photobiomodulation alleviates behavioral hypersensitivity associated with small sensory fiber activation. Lasers Surg Med. 56 (3), 305-314 (2024).
  26. Lothet, E. H., et al. Alternating current and infrared produce an onset-free reversible nerve block. Neurophotonics. 1 (1), 011010(2014).
  27. Fishman, M. A., et al. Temperature-mediated nerve blocks in the treatment of pain. Curr Pain Headache Rep. 25 (9), 60(2021).
  28. Wang, F., et al. Nociceptor-localized cGMP-dependent protein kinase I is a critical generator for central sensitization and neuropathic pain. Pain. 162 (1), 135-151 (2021).
  29. Shi, C. Y., et al. Luteoloside exerts analgesic effect in a complete Freund's adjuvant-induced inflammatory model via inhibiting interleukin-1β expression and macrophage/microglia activation. Front Pharmacol. 11, 1158(2020).
  30. Leong, M. L., Speltz, R., Wessendorf, M. Effects of chronic constriction injury and spared nerve injury, two models of neuropathic pain, on the numbers of neurons and glia in the rostral ventromedial medulla. Neurosci Lett. 2016, 82-87 (2016).
  31. Zhao, X. H., Zhang, T., Li, Y. Q. The up-regulation of spinal Toll-like receptor 4 in rats with inflammatory pain induced by complete Freund's adjuvant. Brain Res Bull. 111, 97-103 (2015).
  32. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , U.S. Department of Health and Human Services, Public Health Service, National Institutes of Health. (1986).
  33. Greene, E. C. Anatomy of the Rat. , American Philosophical Society. Philadelphia. (1935).
  34. Foldes, E. L., et al. fabrication and evaluation of a conforming circumpolar peripheral nerve cuff electrode for acute experimental use. J Neurosci Methods. 196 (1), 31-37 (2011).
  35. Green, D. B., et al. Temporal properties of transcutaneous direct current motor conduction block. J Neural Eng. 22 (1), (2025).
  36. Sandkühler, J., Gruber-Schoffnegger, D. Hyperalgesia by synaptic long-term potentiation (LTP):an update. Curr Opin Pharmacol. 12 (1), 18-27 (2012).
  37. Drdla-Schutting, R., et al. Erasure of a spinal memory trace of pain by a brief, high-dose opioid administration. Science. 335 (6065), 235-238 (2012).
  38. Guan, Y., et al. Windup in dorsal horn neurons is modulated by endogenous spinal µ-opioid mechanisms. J Neurosci. 26 (1), 4298-4307 (2006).
  39. Morgan, M. M. Paradoxical inhibition of nociceptive neurons in the dorsal horn of the rat spinal cord during a nociceptive hindlimb reflex. Neuroscience. 88 (2), 489-498 (1999).
  40. Deng, W., et al. Paravertebrally-injected multifunctional hydrogel for sustained anti-inflammation and pain relief in lumbar disc herniation. Adv Healthc Mater. 13 (27), 2401227(2024).
  41. Jones, A. F., et al. Sex and age effects on chronic inflammatory pain development, maintenance, and resolution in Wistar rats. J Pain. 28, 104789(2025).
  42. Goo, B., et al. Bee venom alleviated edema and pain in monosodium urate crystals-induced gouty arthritis in rat by inhibiting inflammation. Toxins (Basel). 13 (9), 661(2021).
  43. Thibault, K., et al. Antinociceptive and anti-allodynic effects of oral PL37, a complete inhibitor of enkephalin-catabolizing enzymes, in a rat model of peripheral neuropathic pain induced by vincristine. Eur J Pharmacol. 600 (1-3), 71-77 (2008).
  44. Henschke, N., Kamper, S. J., Maher, C. G. The epidemiology and economic consequences of pain. Mayo Clin Proc. 90 (1), 430-437 (2015).
  45. Dorner, T. E. Pain and chronic pain epidemiology:implications for clinical and public health fields. Wien Klin Wochenschr. 130 (1), 1-3 (2018).
  46. Memtsoudis, S. G., et al. Peripheral nerve block anesthesia/analgesia for patients undergoing primary hip and knee arthroplasty:recommendations from the International Consensus on Anesthesia-Related Outcomes after Surgery (ICAROS) group based on a systematic review and meta-analysis of current literature. Reg Anesth Pain Med. 46 (11), 971-985 (2021).
  47. Irajian, M., Fattahi, V. Rebound pain after peripheral nerve block for ankle surgery and postoperative analgesic:systematic review. Eurasian J Chem Med Pet Res. 2 (3), 43-52 (2023).
  48. Su, T. F., et al. Peripheral direct current reduces naturally evoked nociceptive activity at the spinal cord in rodent models of pain. J Neural Eng. 21 (2), 026044(2024).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

חסם עצב היקפירישום אלקטרופיזיולוגיגרייה של עצב הסיאטיקהפוטנציאל שדה מקומיטווח דינמי רחב טווחהליך למינקטומיההעברת אותות כאבאלקטרודת עצב מפחמןחסימה בזרם ישרไขสันหลัง של חולדה
שיטות אלקטרופיזיולוגיות להערכת חסימת כאב היקפית בעכברוש מונשם
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.