מאמר שיטה

הזרקה מונחית אקו לב להעברת תאי גזע ממוקדת ואמינה לתוך שריר הלב במודל חולדה של אוטם שריר הלב

DOI:

10.3791/68775

⸱

25 ביולי 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Cardio & Organ Systems (COST), Biomedical Research Institute, UHasselt

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מאמר זה מפרט פרוטוקול ממוטב עבור הזרקות תוך-קרדיוקרדיאליות מונחות אקו לב במודלים של חולדות של אוטם שריר הלב באמצעות מחט 29 G x 88 מ"מ. טכניקה זו מבטיחה אספקה חזקה, מדויקת וניתנת לשחזור של חומרים טיפוליים ישירות לאזור האוטם.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הזרקה אינטרמבוקרדיאלית מונחית אקו לב (EGI) היא טכניקה זעיר פולשנית למתן טיפולים בתאי גזע במודלים פרה-קליניים של אוטם שריר הלב (MI). בהשוואה לגישות מסורתיות של חזה פתוח, EGI מציע יכולת תרגום קלינית משופרת, פולשניות מופחתת והשפעה פיזיולוגית ממוזערת על בעל החיים. בעוד ש-EGI מבוסס היטב במודלים של עכברים, היישום שלו בחולדות נותר מוגבל עקב אתגרים אנטומיים וטכניים. בפרט, דילול הדופן הקדמית של החדר השמאלי (LVAW) באזורים אוטמים ופרי-אוטם מסבך את העברת שריר הלב בטוחה ומדויקת, שכן עובי הדופן יכול לרדת מתחת לגודל שיפוע המחט של מחטי 27 G או 28 G הנפוצות בשימוש נפוץ, מה שמגדיל את הסיכון לניקוב חדר או לידה כושלת. כדי להתמודד עם מגבלה זו, ביצענו אופטימיזציה של פרוטוקול עבור EGI בדגמי MI של חולדות באמצעות מחטי 29 G Spinocan. המחט הארוכה בקוטר קטן יותר מאפשרת מיקוד מדויק של רקמת שריר הלב הדקה, מזעור הנזק ושיפור דיוק ההזרקה, ללא תלות בעובי ה-LVAW. טכניקה זו תואמת לפלטפורמות אקו לב טרנס-חזה סטנדרטיות ומבטלת את הצורך בכריתת בית החזה, ומאפשרת מחקרי אורך באותה חיה. השיטה המעודנת שלנו מאפשרת אספקה חזקה וניתנת לשחזור של חומרים טיפוליים לשריר הלב הסמוך לאזור האוטם, שם טיפולים רגנרטיביים יעילים ביותר. על ידי שיפור הבטיחות ודיוק המיקוד, גישה זו מגבירה את הרלוונטיות התרגומית של מחקר לב פרה-קליני ותומכת בפיתוח פרוטוקולים סטנדרטיים במעבדות.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחלות לב וכלי דם נותרו הגורם המוביל לתחלואה ותמותה ברחבי העולם, כאשר אוטם שריר הלב (MI) הוא תורם משמעותי למצבים לבביים חריפים וכרונייםכאחד. למרות ההתקדמות בניהול תרופתי והתערבותי, יכולת ההתחדשות של לב האדם הבוגר מוגבלת, מה שמוביל לעתים קרובות לעיצוב מחדש שלילי והתקדמות לאי ספיקת לב 2,3. כתוצאה מכך, טיפולים מבוססי תאי גזע זכו לתשומת לב כאסטרטגיות פוטנציאליות לתיקון שריר הלב הפגום, שימור תפקוד הלב ושיפור התוצאות הקליניות4.

מודלים פרה-קליניים חזקים חיוניים להערכת הבטיחות, היעילות ואסטרטגיות האספקה של טיפולים אלה. בין מודלים של בעלי חיים קטנים, חולדות מציעות מספר יתרונות, כולל גודל לב הניתן לניהול, טכניקות אוטם מאופיינות היטב ותגובות שיפוץ לב רלוונטיות לתרגום5. באופן קונבנציונלי, מתן תוך-קרדיוקרדיאלי של תאי גזע במודלים של MI של חולדות מושג באמצעות כריתת בית החזה, המאפשר הדמיה ישירה של אתר ההזרקה6. עם זאת, גישה זו היא פולשנית, מציגה סיכונים פרוצדורליים משמעותיים ומעכבת התערבויות חוזרות ונשנות במחקרי אורך. יתר על כן, הוא חסר התאמה לשיטות אספקה קליניות, כגון הזרקה מבוססת קטטר או מלעורית7.

הזרקה אינטרמיורקדיאלית מונחית אקו לב (EGI) היא חלופה זעיר פולשנית המאפשרת אספקה ממוקדת של חומרים טיפוליים בהנחיית הדמיה בזמן אמת. בעוד שמבוסס היטב במודלים של עכברים, השימוש ב-EGI במודלים של חולדות היה מוגבל. EGI מפותח באופן נרחב יותר בעכברים מאשר בחולדות בעיקר מכיוון שרוב מחקרי הלב וכלי הדם התמקדו היסטורית בעכברים כמודל הפרה-קליני הדומיננטי8. בנוסף, הגודל הקטן יותר ואנטומיית הלב של עכברים אפשרו אופטימיזציה של הליכים מונחי אולטרסאונד9. לעומת זאת, לחולדות יש דופן חזה עבה יותר ותנועת נשימה גדולה יותר, מה שמסבך הדמיה יציבה ברזולוציה גבוהה במהלך ההליכים10.

ההתקדמות בטכנולוגיית אולטרסאונד בתדר גבוה הפכה את ה-EGI בחולדות לאפשרית, מה שמגביר את הרלוונטיות הקלינית של השימוש בהן. עם זאת, דילול הדופן הקדמית של החדר השמאלי (LVAW) באזורים עם אוטם נותר אתגר גדול עבור EGI במכרסמים. בחולדות, עובי הדופן יורד לרוב לפחות מ-1 מ"מ, בעוד שלמחטים סטנדרטיות של 27 G או 28 G יש אורכי שיפוע של 1.25-1.5 מ"מ, מה שמגדיל את הסיכון לניקוב חדרים או להעברת תאים מכוונת בצורה גרועה. כדי להתמודד עם מגבלה זו, חידדנו את טכניקת ה-EGI בחולדות על ידי שימוש במחטי ספינוקן בגודל 29 גרם x 88 מ"מ. מחטים אלו כוללות אורך שיפוע של 1 מ"מ, המאפשר העברה מדויקת וא-טראומטית של תאים לתוך שריר הלב הדק של אזורי האוטם והאוטם. ההליך מבוצע באמצעות אקו לב טרנס-חזה ברזולוציה גבוהה, המאפשר הדמיה של ציוני דרך אנטומיים ומסלול מחט בזמן אמת.

פרוטוקול EGI מעודן זה מספק שיטה זעיר פולשנית וניתנת לשחזור לאספקה ממוקדת של חומרים טיפוליים לשריר הלב סביב האוטם במודלים של חולדות עם MI חריף וכרוני כאחד, ללא תלות בעובי LVAW. הוא מקל על הזרקה לאזורי גבול ברי קיימא - אתרים קריטיים להשגת תועלת טיפולית - תוך הפחתה משמעותית של העומס הניתוחי וזמן ההחלמה בהשוואה לגישות חזה פתוח. יתר על כן, הוא תומך במחקרי אורך הכוללים זריקות חוזרות והדמיית מעקב, ובכך מפחית את מספר בעלי החיים בהתאם לעקרון 3Rs (החלפה, הפחתה, עידון)11. הפרוטוקול ניתן להתאמה לאספקת חומרים פרמקולוגיים, טיפולים גנטיים, ביו-חומרים וסוגים שונים של תאי גזע. על ידי סטנדרטיזציה של EGI במודלים של חולדות והתאמה לשיטות האספקה הקליניות, גישה זו משפרת את יכולת השחזור במעבדות ומחזקת את הרלוונטיות התרגומית של מחקר לב פרה-קליני.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל הניסויים בבעלי חיים אושרו על ידי הוועדה האתית המקומית של UHasselt (הוועדה האתית לניסויים בבעלי חיים, UHasselt, Diepenbeek, Belgium, ID202308 ו-ID202497) ונערכו בהתאם להנחיית האיחוד האירופי 2010/63/EU.

1. הגדרת ציוד

  1. הפעל את פלטפורמת הדמיית האולטרסאונד, הפלטפורמה המחוממת המשולבת, יחידת הניטור הפיזיולוגית ומחמם הג'ל.
    הערה: כדי לאפשר הדמיה ברורה ומפורטת מספיק של הדופן הקדמית של החדר השמאלי במהלך הליך EGI, מומלצת מערכת אולטרסאונד בתדר גבוה המצוידת במתמר מערך ליניארי ≥ 15 מגה-הרץ המספק רזולוציה צירית של כ-75 מיקרומטר.
  2. הפעל את כרית החימום כדי לשמור על טמפרטורת הגוף של החולדה במהלך הסרת שיער בחזה.
  3. בחר את המתמר המתאים ואתחל את מנוע התלת מימד כדי להבטיח טווח תנועה מלא של המתמר.
    הערה: בנוסף לשימוש במיקרומניפולטור של מערכת מעקות הפלטפורמה של החיה, מנוע התלת מימד מאפשר התאמות מתמר מדויקות ביותר, מה שיכול להקל על היישור עם מחט ההזרקה בעת הצורך. במידת הצורך ניתן לבצע את ההליך גם ללא מנוע התלת מימד.
  4. ודא יישור נכון של המערכת לפני ההדמיה. הגדר את המיקרומניפולטור של הברגים השולטים בפלטפורמת החיה למצב ניטרלי (כלומר, מרוכז בטווח התנועה המלא). מרכז את פלטפורמת בעלי החיים עצמה באמצע מערכת המעקה. מקם את מערכת ההרכבה של המתמר כך שהמתמר מיושר ישירות מעל מרכז פלטפורמת החיות.

2. הכנת בעלי חיים והרדמה

  1. שקלו את החולדה וחשבו את הנפח הנדרש של בופרנורפין (0.04 מ"ג/ק"ג) למתן לשיכוך כאבים.
  2. הנח את החולדה בתא אינדוקציה המחובר למכונת הרדמה. לגרום להרדמה עם 2.5% איזופלורן בתוספת חמצן בקצב זרימה של 2 ליטר לדקה.
  3. לאחר השראת ההרדמה, העבירו את החולדה על כרית חימום כדי לשמור על טמפרטורת הגוף על 37 0.5 מעלות צלזיוס. שמור על הרדמה מספקת על ידי מיקום חוטם החולדה בתוך חרוט אף המחובר למערכת ההרדמה, ומספק זרימה קבועה של 1-3% איזופלורן בתוספת חמצן של 1-1.5 ליטר לדקה, המותאם לפי הצורך כדי להבטיח טשטוש נאות.
  4. לגלח את חזה החולדה ולהסיר שאריות שיער עם קרם אפילציה. לאחר הסרת שיער, יש לחטא את מקום ההזרקה על ידי החלפת חומר קרצוף כירורגי מתאים (למשל, פובידון-יוד) עם 70% אתנול, החוזר על עצמו פי 3. יש למרוח ג'ל עיניים על שתי העיניים למניעת יובש.
  5. יש לתת את המינון המחושב מראש של בופרנורפין תוך שרירית לתוך הרגל האחורית כדי למזער את אי הנוחות הקשורה ל-EGI.
  6. העבירו את החולדה מכרית החימום לפלטפורמת בעלי החיים של מערכת הדמיית האולטרסאונד. הבטח אספקת הרדמה עקבית דרך חרוט האף המשולב של הפלטפורמה, תוך שמירה על זרימה קבועה של 1-3% איזופלורן ב-1-1.5 ליטר חמצן לדקה. אבטח את כפות החולדה על אלקטרודות הפלטפורמה, מרח כמות קטנה של ג'ל אלקטרודות כדי להבטיח איכות אות אופטימלית. הכנס את בדיקת טמפרטורת פי הטבעת לניטור רציף של טמפרטורת הגוף.
    הערה: ניטור רציף של פרמטרים פיזיולוגיים חיוני לאורך הליכי הדמיה והזרקה. קצב הלב (HR), קצב הנשימה (RR) וטמפרטורת הגוף של החולדה חייבים להישאר בטווחים מקובלים כדי למנוע סיבוכים הקשורים להרדמה. כמדריך כללי, דופק צריך להיות בטווח של 250-400 פעימות לדקה, בעוד ש-RR צריך להיות לפחות 30 נשימות לדקה. אם HR או RR יורדים מתחת לסף זה, הפחיתו מיד את ריכוז האיזופלורן (למשל, מ-2-3% ל-1-2%) וודאו שהחיה נשארת במיקום נכון ואינה הופכת להיפותרמית. יש לבצע התאמות בהדרגה, תוך מעקב צמוד עד לחזרת הפרמטרים לרמות היעד.
  7. בשלב זה, רכוש את כל התמונות הרצויות בבסיס או לפני ההזרקה. באופן כללי, תמונות ציר ארוך פרה-סטרנלי (PSLAX) וציר קצר (SAX) הן במצב B והן במצב M, יחד עם תמונות בנות ארבעה חדרים, מומלצות להערכה תפקודית ואנטומית בסיסית.
    הערה: ניתן לבצע הדמיה כללית כאשר המערכת מוגדרת כפי שמוצג באיור 1A. לצורך הליך ההזרקה, יהיה צורך למקם מחדש את פלטפורמת בעלי החיים ולהתאים את המתמר בהתאם. בעוד שהדמיית PSLAX B-mode משמשת להנחיה במהלך ההזרקה, ייתכן שתמונות אלו לא יהיו אופטימליות עבור ניתוחים פונקציונליים פוסט-הוק בשל הצורך ביישור מחט מדויק.

3. הליך הזרקה פנימית ללב מונחה אקו לב

הערה: מנקודה זו ואילך, נדרשים שני מפעילים לבצע את ההזרקה בהצלחה. מפעיל א' אחראי על מניפולציה של פלטפורמת החיה וניטור תמונת האקו-לב החיה, בעוד שמפעיל ב' צריך למקם את עצמו מאחורי תושבת ההזרקה כדי ליישר במדויק את המחט והמתמר.

  1. הכן את מערכת ההזרקה על ידי חיבור מחט מנחה 22 גרם למזרק של 1 מ"ל. הנח את המזרק עם מחט ההנחיה על תושבת ההזרקה ואבטח את ההזרקה clamp.
    הערה: המחט בגודל 29 גרם x 88 מ"מ גמישה מכדי לנקב את שכבות העור והשרירים ישירות; מחט ההנחיה נחוצה כדי להקל על ההזרקה.
  2. יישר את המתמר עם תושבת ההזרקה כדי להבטיח שניתן יהיה לדמיין את המחט. כוונן את מיקום המתמר באמצעות תושבת המתמר והחזקת clamp, ובמידת הצורך, סובב את תושבת ההזרקה לאורך המסילה שלה כדי להשיג יישור מתאים.
  3. בלי להזיז את החולדה, סובבו את פלטפורמת החיה כך שהחריץ של המתמר יצביע על הכתף הימנית של החולדה (איור 1B-D). הגדרה זו מאפשרת רכישת תמונת PSLAX B-mode ברורה של החדר השמאלי. ודא שמחט ההנחיה נשארת בשדה התנועה של המתמר. אם אינו מיושר, כוונן את מיקום המתמר באמצעות מערכת המנוע התלת מימדית במקום לשנות את תושבת ההזרקה.
  4. לאחר השגת יישור נכון של מתמר מחט, כוונן את ההדמיה באמצעות ברגי המיקרומניפולטור של מסילת פלטפורמת החיה. שמור על מיקום המתמר כדי לשמור על יישור עם המחט. ייתכן שיהיה צורך בסיבוב נוסף או תרגום של פלטפורמת בעלי החיים כדי לייעל את איכות התמונה.
  5. דמיין את האזור האוטם. הערך את היקף האוטם, תנועת הקיר האזורית ודילול הקיר, באמצעות הדמיית PSLAX B-mode ו-M-mode כדי להעריך את היתכנות אתר ההזרקה. החל גישת ניקוד תנועת קיר של 16 מקטעים כדי לזהות אזורים אקינטיים או היפוקינטיים חמורים, המייצגים את ליבת האוטם.
  6. זהה את אזור האוטם ובחר את אתר הזרקת היעד. בחר אזור היפוקינטי הסמוך לליבת האוטם בעובי דופן קצה דיאסטולי גדול מ-1 מ"מ, המאפשר החדרה מלאה של שיפוע המחט 29 G בזווית רדודה.
  7. באמצעות מערכת המסילה, קדם את תושבת ההזרקה לכיוון פלטפורמת החיות. יישר את המחט עם האמצע המדויק של המתמר באמצעות ברגי המיקרומניפולטור על תושבת ההזרקה.
    הערה: יישור מדויק הוא קריטי. אם המחט אינה מרוכזת במתמר, היא לא תהיה גלויה במהלך ההזרקה.
  8. קדם את מחט ההנחיה באמצעות בורג המיקרומניפולטור להזרקה על תושבת ההזרקה עד לניקוב העור. ודא שקצה המחט נראה בתמונת האולטרסאונד. אם המחט אינה נראית לעין, משוך את המחט בזהירות באמצעות בורג המיקרומניפולטור 'הזרקה' וחזור על שלב 3.7 כדי ליישר מחדש.
  9. הפעל את תכונת מוביל המחט בתוכנת האולטרסאונד כדי לאשר את מסלול המחט. קדם את מחט ההנחיה לעבר אזור היעד שנקבע מראש, מקם את שיפוע המחט כ-1-2 מ"מ מהדופן הקדמית של החדר השמאלי (LVAW) (איור 2A).
    הערה: הימנע מניקוב שריר הלב עם מחט ההנחיה כדי למנוע דימום מוגזם או פגיעה לבבית.
  10. לאחר מיקום המחט, בקש ממפעיל א' לייצב היטב את מחט ההנחיה בבסיסה תוך הבטחת הדמיה מתמדת של המחט על מסך האולטרסאונד. במקביל, בקש ממפעיל ב' לשחרר את המהדק המאבטח את המזרק, להסיר את המזרק ולהכין את מזרק ההזרקה. הורה למפעיל א' לשמור על מחט ההנחיה נייחת.
  11. חבר את המחט בגודל 29 G x 88 מ"מ על המזרק המכיל את ההזרקה (מפעיל B) ואבטח את המזרק על תושבת ההזרקה. הנח ידנית את המחט בגודל 29 G x 88 מ"מ דרך מחט ההנחיה הנייחת, ובצע התאמות קלות עם ברגי המיקרומניפולטור במישור ציר ה-x (משמאל או מימין לבדיקה) במידת הצורך. התקדמו ידנית עד ששיפוע המחט נראה בחלל בית החזה באולטרסאונד.
    הערה: בשל הגמישות של מחט 29 גרם, היא עלולה להתכופף במהלך ההחדרה לחלל בית החזה. כדי למזער זאת, מפעיל א' יכול לייצב את החלק החיצוני של פיר המחט בזמן שמפעיל ב' מקדם את המחט לתוך חלל בית החזה.
  12. ברגע שהמחט בגודל 29 G x 88 מ"מ עוברת דרך מחט ההנחיה ונראית באולטרסאונד, קדם אותה לתוך שריר הלב של ה-LVAW באמצעות ברגי המיקרומניפולטור לדיוק ובטיחות נוספים. ודא ששיפוע המחט ממוקם כולו בתוך שריר הלב (איור 2B).
    הערה: בשל השיפוע הארוך יחסית של מחט 29 G בהשוואה לעובי דופן שריר הלב, קריטי לוודא שכל השיפוע מוטבע בתוך שריר הלב. השתמש בפונקציה 'הקפאת תמונה' כדי לאמת את המיקום במידת הצורך. למרות שכיול עומק אולטרסאונד עשוי לסייע בדיוק, בפרוטוקול זה, אימתנו את העומק על ידי בחירת אתרי הזרקה בעובי דופן קצה דיאסטולי >1 מ"מ ואישוש חזותי של קצה המחט המתקרב - אך לא פורץ - את הגבול האנדוקרדיאלי (איור 2B).
  13. יש להזריק את ההזרקה לאט לשריר הלב (אופרטור ב'). הזרקה תוך-קרדיוקרדיאלית מוצלחת מאושרת ויזואלית על ידי נקודה אקוגנית בהירה/צפופה באתר ההזרקה, שאמורה לנוע באופן סינכרוני עם ה-LVAW (איור 2C). כדי למזער את הזרימה החוזרת של ההזרקה, המתן כ-10 שניות לאחר השלמת ההזרקה לפני החזרת המחט.
  14. ראשית, הסר את המזרק עם המחטים מתושבת ההזרקה כדי למזער את הסיכון לפציעה במקל המחט. לאחר מכן, הסר בזהירות את החולדה מפלטפורמת בעלי החיים ואפשר לה להתאושש על כרית חימום. מעקב רציף אחר פרמטרים חיוניים עד להחלמה מלאה מההרדמה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אימות דיוק ההזרקה על ידי הדמיה ביולומינסנציה in and ex vivo (BLI)
כדי להעריך את ההצלחה והיעילות של ה-EGI, תאי גזע הומרו תחילה כדי לבטא לוציפראז גחלילית (Fluc) באמצעות וקטור לנטי-ויראלי, המאפשר מעקב in vivo על ידי הדמיה ביו-לומינסנציה (BLI). BLI אישר אספקה מדויקת של שריר הלב ב-86% מהמקרים (n = 14). איור 3A ממחיש דליפה חלקית הנובעת מנסיגת מחט מהיר...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ככל שהמחקר הפרה-קליני המתמקד בטיפולים רגנרטיביים לשיקום הלב לאחר אוטם שריר הלב מתקדם, נותרו מכשולים לגבי מתן חומר טיפולי אופטימלי12. טכניקות EGI זעיר פולשניות מועדפות יותר ויותר על פני גישות חזה פתוח מכיוון שהן מחקות טוב יותר אספקה מלעורית קלינית, משפרות את רווחת בעלי החיים ומאפשרות מתן חוזר במחקרי אורך 8,13. עם זאת, פרוטוקולים מפורטים וסטנדרטיים למודלים של חולדות הם נדירים, וההליכים מסובכים על ידי דילול ב...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין ניגודי אינטרסים לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנו מודים לקים ניג'סטן על הסיוע בהדמיה פלואורסצנטית. עבודה זו נתמכה כספית על ידי מנדט החדשנות והיזמות של פלנדריה (VLAIO) Baekeland (HBC.2021.0811).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
21? מתמר MHz MX250FUJIFILM VisualSonics, Inc./מתמר אולטרסאונד בתדר גבוה התואם למערכת Vevo 3100
סרט כירורגי 3M Transpore3 דקות1527כדי להדק את כפות החיה למשטח החי
אקווסוניק  100 ג'ל העברת אולטרסאונדמעבדות פארקר BV01-08מבטיח צימוד אקוסטי נכון בין מתמר לעור בעלי חיים לאיכות תמונה אופטימלית
תמיסת Bupaq 0.3 מ"ג/מ"ל להזרקה לכלבים וחתוליםריכטר פארמה AG57446/4008משכך כאבים אופיואיד (בופרנורפין) הניתן לטיפול בכאב
איזופלוטק  1000אנונימי/חומר הרדמה באינהלציה על בסיס איזופלורן 
מחמם ג'ל רב בקבוקים 230 וולטמעבדות פארקר BV83-03-20 לספירה (LCD)מחמם ג'ל אולטרסאונד לטמפרטורת הגוף כדי למנוע היפותרמיה של אי נוחות של בעלי חיים
ג'ל אלקטרודות Signagelמעבדות פארקר BV15-25מיושם על אלקטרודות א.ק.ג לשיפור הולכת האותות לניטור פיזיולוגי
ספינוקן 29 גרם X 88 מ"מאנונימי4501900מחט עדינה להזרקה מדויקת לתוך שריר הלב
מזרק Terumo 3 חלקים עם מחט היפודרמית מחוברת מראשTerumo Europe N.V.MDSS01S2516Eמשמש להרכבה ואבטחת מחט ההנחיה 22 G ומחט ההזרקה 29 G לאספקה מבוקרת לשריר הלב.
יחידת ניטור פיזיולוגית THM150FUJIFILM VisualSonics, Inc./עוקב אחר סימנים חיוניים כגון דופק, קצב נשימה וטמפרטורת הגוף של בעל החיים במהלך ההליך
Veet Minima טהוררקיט בנקיזר/קרם אפילטורי 
ובו 3100FUJIFILM VisualSonics, Inc./מערכת אולטרסאונד ברזולוציה גבוהה 
Vidisic carbomerum 980 2 מ"ג/גרם ג'ל עינייםבאוש + לומב/נמרח על עיניים של בעל חיים מורדם למניעת ייבוש הקרנית

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Martin, S. S., et al. heart disease and stroke statistics: a report of US and global data from the American Heart Association. Circulation. 151 (8), e41-e660 (2025).
  2. Alam, P., et al. Cardiac remodeling and repair: recent approaches, advancements, and future perspective. Int J Mol Sci. 22 (23), 13104(2021).
  3. Fernandez-Avilés, F., et al. Global position paper on cardiovascular regenerative medicine. Eur Heart J. 38 (33), 2532-2546 (2017).
  4. Yan, W., et al. Stem cell-based therapy in cardiac repair after myocardial infarction: promise, challenges, and future directions. J Mol Cell Cardiol. 188, 1-14 (2024).
  5. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 314 (4), H812-H838 (2018).
  6. Kanelidis, A. J., et al. Route of delivery modulates the efficacy of mesenchymal stem cell therapy for myocardial infarction: a meta-analysis of preclinical studies and clinical trials. Circ Res. 120 (7), 1139-1150 (2017).
  7. Khalili, M. R., et al. Navigating mesenchymal stem cell doses and delivery routes in heart disease trials: a comprehensive overview. Regen Ther. 29, 117-127 (2025).
  8. Nong, Y., et al. Echocardiography-guided percutaneous left ventricular intracavitary injection as a cell delivery approach in infarcted mice. Mol Cell Biochem. 476 (5), 2135-2148 (2021).
  9. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in mice. Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).
  10. Zacchigna, S., et al. Towards standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: a position paper of the ESC working group on myocardial function. Cardiovasc Res. 117 (1), 43-59 (2021).
  11. The 3Rs of animal research. 76, EBioMedicine. 103900(2022).
  12. Sahoo, S., Kariya, T., Ishikawa, K. Targeted delivery of therapeutic agents to the heart. Nat Rev Cardiol. 18 (6), 389-399 (2021).
  13. Tang, X. L., et al. Repeated administrations of cardiac progenitor cells are superior to a single administration of an equivalent cumulative dose. J Am Heart Assoc. 7 (4), e007400(2018).
  14. Shazly, T., Smith, A., Uline, M. J., Spinale, F. G. Therapeutic payload delivery to the myocardium: evolving strategies and obstacles. JTCVS Open. 10, 185-194 (2022).
  15. Kato, K., et al. Different sensitivity to the suppressive effects of isoflurane anesthesia on cardiorespiratory function in SHR/IZM, WKY/IZM, and CRL:CD (SD) rats. Exp Anim. 65 (4), 393-402 (2016).
  16. Flecknell, P. Laboratory Animal Anaesthesia. , 4th ed, Academic Press. London, United Kingdom. (2015).
  17. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  18. Bartunek, J., et al. Cardiopoietic stem cell therapy in ischaemic heart failure: long-term clinical outcomes. ESC Heart Fail. 7 (6), 3345-3354 (2020).
  19. Bartunek, J., Terzic, A. Optimized catheter system demonstrates utility for endomyocardial delivery of cardiopoietic stem cells in target patients with heart failure. Tex Heart Inst J. 50 (5), e238247(2023).
  20. Li, J., et al. All roads lead to Rome (the heart): cell retention and outcomes from various delivery routes of cell therapy products to the heart. J Am Heart Assoc. 10 (8), e020402(2021).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים