מאמר שיטה

פלטפורמת הדמיה נטולת עדשות הניתנת לפריסה בשטח לניתוח מהיר ללא תוויות של הפעלת תאי הרג טבעיים

2.1K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/68834

⸱

8 באוגוסט 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Electronics and Information Engineering, Korea University, 2Department of Biotechnology and Bioinformatics, Korea University, 3Metaimmunetech Inc., 4Department of Gastroenterology and Hepatology, Guro Hospital, Korea University College of Medicine, 5Department of Laboratory Medicine, Anam Hospital, Korea University College of Medicine

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מתאר שיטה נטולת תוויות לניתוח מהיר של תא בודד של ספירת תאי הרג טבעי (NK) ופעילותם באמצעות טכנולוגיית הדמיית צל ללא עדשה. שיטה זו מכמתת שינויים מורפולוגיים בתאי NK בודדים על ידי ניתוח ממוחשב של דפוסי העקיפה שלהם.

תקציר

תאי הרג טבעיים (NK) הם משפיעים חשובים על חסינות מולדת שמחסלים תאים נגועים בנגיף וממאירים. ניטור פעילות תאי NK חיוני להערכת תפקוד מערכת החיסון. עם זאת, שיטות קונבנציונליות, כגון ציטומטריית זרימה, הן עתירות עבודה וגוזלות זמן. פרוטוקול זה מתאר טכניקה נטולת תוויות לניתוח מהיר של פעילות תאי הרג טבעי (NK) באמצעות טכנולוגיית הדמיית צל ללא עדשה (LSIT). תאי NK שבודדו מדם היקפי ועוררו באמצעות מפעיל קנייני נותחו באמצעות פלטפורמת LSIT תוך 5 דקות. פלטפורמת LSIT לוכדת תמונות הולוגרפיות, הידועות כתמונות צל, שנוצרו על ידי הפרעות של אור עם תאי NK, ומנטרת את מצב ההפעלה שלהן על ידי ניתוח שינויים בפרמטרי הצל. פרמטרים מרכזיים הנגזרים מתמונות הצל, כולל מרחק השיא לשיא (PPD) וסטיית התקן של הרוחב המקסימלי המשני (WSM-SD), שיקפו כמותית את המורפולוגיה של התא ואת המורכבות הפנימית. פרמטרים אלה שולבו בפרמטר הצל המשולב (CSP) ובמדד החסינות המולדת (I3) כדי לספק הערכה וכימות מקיפים של פעילות תאי NK על סמך שינויים מורפולוגיים בתאים. I3, המחושב כאחוז השינוי ב-CSP לאחר ההפעלה, שימש כמדד ישיר לפעילות תאי NK. תאי NK מאנשים בריאים הראו באופן עקבי ערכי I3 גבוהים משמעותית מאלו של אנשים מדוכאי חיסון. פלטפורמת LSIT מאפשרת פרופיל חיסוני מהיר וחסכוני המתאים לאבחון נקודתי.

מבוא

מורפולוגיה של תאים מסתמנת כאינדיקטור מרכזי למנגנונים המולקולריים. זה לא רק מספק ייצוג חזותי של מבנה התא אלא גם מציע תובנות חשובות לגבי התהליכים והתפקודים הבסיסיים של תאים בודדים1. ניתוח הצורה, הגודל והפעילות של תאי חיסון ברמת התא הבודד מספק תובנות מכריעות לגבי התנהגותם, ההטרוגניות ותפקידיהם בבריאות ומחלות 2,3,4,5,6.

בין התאים החיוניים הללו ניתן למצוא תאי הרג טבעיים (NK), המהווים מרכיב מרכזי במערכת החיסון המולדת 7,8. הם מחסלים תאים נגועים בנגיף ותאים סרטניים ומווסתים את התגובה החיסונית הנרכשת באמצעות שחרור ציטוקינים 9,10,11. סרטן, זיהומים נגיפיים וחסרים חיסוניים מפחיתים לעתים קרובות את מספר תאי ה-NK ופוגעים בתפקודיהם 12,13,14. לכן, הפעלת תאי NK משמשת כסמן ביולוגי חשוב ומספקת מידע על הבריאות הכללית של מערכת החיסון. כתוצאה מכך, הערכה מהירה של תא בודד של הפעלת תאי NK חיונית לפרוגנוזה, אבחון, ניטור מחלות וריבוד חולים 15,16,17,18.

נכון לעכשיו, פעילות תאי NK מוערכת על סמך היכולת הציטוטוקסית שלהם (היכולת להרוג תאי מטרה) וייצור ציטוקינים 19,20,21,22. שיטות קונבנציונליות למדידת ציטוטוקסיות בתיווך תאים23, כגון מבחני שחרור כרום-51 (51Cr)24,25, מבחני זרימה ציטומטריים26,27 ומבחני אימונוסורבנט מקושרים לאנזים (ELISA) לכימות אינטרפרון-גמא (IFN-γ) המופרשים על ידי תאי NK לאחר גירוי 28,29,30 יש מספר מגבלות. אלה כוללים היעדר סטנדרטיזציה, פרוטוקולים ארוכים (למשל, דגירה של ELISA בלילה), תלות בתיוג תאים ועלויות ציוד גבוהות 31,32,33. אתגרים אלה מדגישים את הצורך בשיטות חדשניות המציעות תוצאות מהירות, עלות-תועלת, ניתוח ללא תוויות ותפוקה גבוהה. בנוסף, הערכת הפעלת תאי NK ברמת התא הבודד מספקת תובנות מפורטות לגבי הטרוגניות האוכלוסייה ותגובות תאיות בודדות לגירוי.

בין הטכנולוגיות המתפתחות שמטרתן להתגבר על מגבלות אלו, טכנולוגיית הדמיית צל ללא עדשות (LSIT) היא פתרון יעיל במיוחד 34,35,36. LSIT, הולוגרפיה דיגיטלית מוטבעת פשוטה (DIH), מאפשרת ניתוח מהיר, ללא תוויות ותפוקה גבוהה של הפעלת תאי NK ברזולוציה של תא יחיד 37,38,39. ה-DIH לוכד דפוסי הפרעה בין אור לייזר מפוזר לקרן ייחוס קוליניארית בחיישן דיגיטלי כדי לשחזר מידע תלת מימדי (תלת מימד) על עצמים מיקרוסקופיים40,41. ה-LSIT מפשט גישה זו על ידי שימוש בחיישן LED, מיקרו-חור ו-CMOS קוהרנטי חלקית כדי ללכוד את דפוסי העקיפה (כלומר, תמונות צל) של תאים 42,43,44,45. הרציונל לטכניקה זו מבוסס על התצפית כי הפעלת תאים חיסוניים גורמת לעתים קרובות לשינויים מורפולוגיים, כולל שינויים בגודל התא, צורה, גרגיריות ציטופלזמית ומבנה גרעיני 46,47,48,49,50. ה-LSIT רגיש מאוד לשינויים אלה, שיש להם השפעה ישירה על דפוסי העקיפה 51,52,53.

בהתבסס על הרגישות של LSIT לשינויים מורפולוגיים אלה והשפעותיהם על דפוסי עקיפה, פרוטוקול זה מציג שיטה חדשה לכימות מהיר ומדויק של ספירת תאי NK ופעילות תפקודית ברמת התא הבודד באמצעות פלטפורמת Cellytics NK, המכונה להלן פלטפורמת LSIT54. כפי שמוצג באיור 1A, פלטפורמת LSIT משלבת עיבוד דגימות, הפעלה והדמיית צל בזרימת עבודה רב-ערוצית קומפקטית. תאי NK בודדו מדם מלא, עוררו עם קוקטייל ממריץ הפעלה (ASC) שנוסח במיוחד, והועמסו על שבב בדיקה ייעודי. ASC גורם לשינויים מורפולוגיים בתאי NK תוך שעה אחת מהחשיפה, כגון גודל תא מוגדל ומורכבות פנימית, אותם ניתן לזהות במדויק באמצעות פלטפורמת LSIT55,56.

פלטפורמת LSIT משתמשת במקור אור LED ובחיישן CMOS כדי ללכוד את דפוסי ה-DIH (צללים) של תאים בודדים (איור 1B). לאחר מכן, אלגוריתם מיוחד מנתח את דפוסי הצל הללו ומחלץ פרמטרים מרכזיים, כגון מרחק השיא לשיא (PPD), המתאם עם גודל התא, וסטיית התקן של רוחב המקסימום המשני (WSM-SD), המתואמת עם המורכבות ואי הסדירות של הציטופלזמה (איור 1C,D). על ידי השוואת הערכים לפני ואחרי הגירוי, הפלטפורמה מחשבת מדדים מורכבים: פרמטר הצל המשולב (CSP = PPD × WSM-SD) ומדד החסינות המולדת (I³), המשקפים את אחוז השינוי ב- CSP לאחר ההפעלה. הסיבה להכנסת CSP היא שהפעלה חיסונית כרוכה הן בהגדלת תאים והן במורכבות ציטופלזמית מוגברת. הסתמכות רק על אחד משני הקריטריונים עלולה לפספס הפעלה גבולית או להיות מושפעת מרעש, כגון פסולת או תאורה לא סדירה. ה-CSP משפר את הסיווג על ידי דרישת תזוזות עקביות בשני המדדים. מדדים אלה מסווגים את מצבי ההפעלה של אוכלוסיות תאים שונות ללא תיוג פלואורסצנטי או עיבוד דגימות מורכב.

פרוטוקול זה שימושי במיוחד עבור חוקרים וקלינאים הזקוקים לשיטה מהירה, כמותית ונטולת תוויות לניטור שינויים מורפולוגיים הנגרמים על ידי הפעלה בתאי חיסון. הוא מתאים למחקר אימונולוגי בסיסי, סינון תרופות פרה-קליניות והערכה של אימונותרפיות, ויכול לשמש ככלי אבחון או פרוגנוסטי במסגרות קליניות שבהן הערכה מהירה של מצב החיסון חיונית. שיטה זו דורשת אוכלוסיות תאים מבודדות, גישה לפלטפורמת LSIT וקוקטייל ספציפי להפעלת תאי NK.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל המחקרים פעלו בהתאם להנחיות המוסדיות ואושרו על ידי מועצת הביקורת המוסדית של בית החולים אנאם של אוניברסיטת קוריאה (מספר אישור: 2021AN0040). הריאגנטים והציוד המשמש מפורטים בטבלת החומרים.

1. איסוף וטיפול בדגימות

הערה: טפל בכל דגימות הדם האנושיות תוך שימוש באמצעי זהירות סטנדרטיים ובציוד המגן האישי המתאים.

  1. אסוף דם מלא היקפי מהמטופל בצינור הפרין סטרילי באופן אספטי.
  2. הפוך בעדינות את הצינור 8-10 פעמים כדי לערבב את נוגד הקרישה עם הדם.
  3. נתח את דגימת הדם מיד לאחר האיסוף. אם הניתוח מתעכב, אחסן את הדגימה בצינור הפריני בטמפרטורה של 2-8 מעלות צלזיוס והשתמש תוך 48 שעות.
    הערה: אין להקפיא דם מלא. יש להשתמש בדגימות טריות כדי לשמור על שלמות התאים.

2. בידוד והפעלה של תאי NK

הערה: פרוטוקול זה מציג זרימת עבודה אופטימלית ומקיפה לבידוד והפעלה של תאי NK ישירות מדם מלא אנושי באמצעות ערכת NK Prep, המורכבת מערכת NK Sep לבידוד תאים וערכת הפעלת NK לגירוי. ערכה זו משלבת ברירה וגירוי שליליים מבוססי חרוזים מגנטיים כדי לאפשר הערכה פנוטיפית מהירה באמצעות פלטפורמת ציטומטריית הדמיה ללא עדשות.

  1. הגדרת טרום בדיקה
    1. מוציאים את הערכות מהמקרר ומביאים לטמפרטורת החדר (15-28 מעלות).
      הערה: ערכת NK Sep כוללת את הרכיבים הבאים:
      (א) מכסה ירוק: צינור תגובה המכיל את קוקטייל הנוגדנים.
      (ב) מכסה אדום: צינור הפרדה 1 המכיל חלקיקים מגנטיים במצע הדילול (1.5 מ"ל).
      (ג) מכסה סגול: צינור הפרדה 2 המכיל את החלקיקים המגנטיים.
      (ד) מכסה אפור: צינור התאוששות (נקי וריק).
      ערכת ההפעלה של NK כוללת את הרכיבים הבאים:
      (א) רכב: שמונה צינורות שקופים בשקית אלומיניום אטומה.
      (ב) ASC: שמונה צינורות צהובים בשקית אלומיניום אטומה.
      הסר רק את הצינורות הנדרשים מהשקיות האטומות. יש לאטום מחדש ולקרר את כל הרכיבים שאינם בשימוש.
    2. הכן את הציוד הדרוש: מפריד מגנטי, פיפטות עם קצות סטריליים וחממה מכוילת או בלוק חימום המוגדר על 37 מעלות צלזיוס.
  2. נוהל בידוד תאי NK
    1. הוסף 0.5 מ"ל דם מלא לצינור התגובה עם הפקק הירוק המכיל את קוקטייל הנוגדנים. מערבבים בעדינות על ידי היפוך הצינור 2-3 פעמים ודוגרים למשך 5 דקות.
    2. מעבירים את כל התכולה לצינור ההפרדה 1 עם מכסה אדום. יש לערבב בעדינות 2-3 פעמים.
    3. הנח את הצינור על מפריד מגנטי ודגר למשך 10 דקות בטמפרטורת החדר.
    4. כשהמגנט במקומו, העבירו כ-1.5 מ"ל של הסופרנטנט לצינור המפריד הסגול 2. יש לערבב בעדינות 2-3 פעמים.
    5. הנח את צינור ההפרדה שניים על המעמד המגנטי ודגר למשך 10 דקות.
    6. כשהמגנט עדיין מחובר, העבירו כ-1.0 מ"ל של הסופרנטנט לתוך צינור התאוששות עם מכסה אפור. מערבבים בזהירות.
  3. הפעלת תא NK
    1. הוסף 100 מיקרוליטר ממתלה תא ה-NK המבודד לצינור הרכב ועוד 100 מיקרוליטר לצינור ה-ASC
    2. מערבבים בזהירות את תכולת שני הצינורות.
    3. דגרו את הצינורות בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס למשך שעה.
      הערה: השתמש בבלוק חימום מכויל כדי לשמור על טמפרטורת דגירה קבועה.

3. הדמיה וניתוח עם פלטפורמת LSIT

הערה: יש לנתח תאים מיד לאחר הדגירה. אם לא ניתן לבצע ניתוח מיידי, אחסן את התאים המודגרים בטמפרטורה של 2-8 מעלות צלזיוס ונתח אותם תוך 6 שעות. פלטפורמת LSIT מעריכה את המורפולוגיה והספירה של התאים בדגימות דם אנושיות באמצעות DIH. כדי לנתח את הפעילות החיסונית, גם תאי NK לא מגורים וגם תאי ASC הועמסו על שקופית מיוחדת, הוכנסו למכשיר וצולמו אוטומטית.

  1. הגדרה וכיול של המכשיר
    הערה: בצע תמיד כיול רקע לפני ניתוח דגימה.
    1. הפעל את פלטפורמת LSIT. ודא שהנורית, המאוורר והמצלמה פועלים.
    2. הפעל את תוכנת LSIT Capture . היכנס על ידי הזנת תעודת הזהות והסיסמה שלך.
    3. עברו אל 'הגדרות' ובחרו 'כיול'.
    4. לחצו על כפתור הפתיחה במסך המגע או השתמשו בכפתור דלת ההזזה הפיזי כדי לפתוח את הדלת. כאשר המגירה נפתחת, הסר את שקופית הכיול ואחסן אותה.
    5. ודא שאין שקופית בדיקה. סגור את המגירה.
      הערה: השתמש רק במגבונים אופטיים כדי לנקות את משטחי המגלשות.
    6. לחץ על הגדר רקע כדי לכייל את העוצמה האופטית.
    7. החזר את שקופית הכיול למקומה וסגור את המגירה.
    8. לחץ על התחל כיול.
      הערה: אם נשפך נוזל על המכשיר, כבה אותו מיד. נגב אותו נקי. אין לפרק את המכשיר.
  2. הכנה וטעינה של שקופיות בדיקה
    1. הסר שקופית בדיקה מהשקית שלה, תייג אותה עם הנתונים לדוגמה והנח אותה על משטח נקי וישר.
    2. פיפטה 10 מיקרוליטר של דגימת הרכב (לא מגורה) לתעלות A ו-B.
    3. פיפטה 10 מיקרוליטר של הדגימה המגורה ASC לתעלות C ו-D.
      הערה: הימנע מהיווצרות בועות ומילוי יתר.
    4. לחץ על פתח כדי להוציא את המגירה, הסר את שקופית הכיול והנח אותה בקופסת אחסון.
    5. הכנס את שקופית הבדיקה המוכנה ולחץ על סגור.
  3. רכישת תמונה: תפריט בדיקה 1 - פעילות תאי NK
    הערה: אם רכישת התמונה נכשלת, בדוק את התאורה ואת עוצמת הקול לדוגמה. כייל מחדש במידת הצורך.
    1. היכנס למערכת LSIT ובחר את מבחן פעילות תא NK במסך הראשי.
    2. הזן את המזהה לדוגמה או השתמש בסורק הברקוד.
      הערה: כדי לאחזר את המזהה לדוגמה מהרשימה המאוחסנת בארכיון, השתמש בלחצן אחזור.
    3. לחץ על לכידה כדי להתחיל בהקלטה.
    4. לאחר צילום התמונה, לחצו על ניתוח
    5. בדוק את פעילות תאי NK (%) ואת ספירת התאים המוצגים על המסך.
      הערה: תוצאות חוקיות מוצגות באופן מספרי. אם I3 נמצא מתחת לטווח, מוצג "≤100%". מעל הטווח, מוצג ">300%".
    6. הורד את התוצאות ל-USB או הדפס אותן באמצעות תפריט מסך המגע.
  4. רכישת תמונה: תפריט בדיקה 2 - ספירת תאים
    1. בחר באפשרות ספירת תאים תחת תפריט בדיקה 2 בממשק הראשי.
    2. טען 10 מיקרוליטר מהדגימה על ערוץ שקופיות בדיקה חדש.
    3. הכנס את השקופית, סגור את המגירה והזן את המזהה לדוגמה.
    4. הזן את גורם הדילול אם רלוונטי.
    5. לחץ על ספירה.
      הערה: אם התוצאה נמצאת בטווח הבדיקה, מספר תאי ה-NK מוצג כערך מספרי במסך המערכת. עבור תוצאות מתחת לטווח הבדיקה, מוצג "≤ 10 תאים/מיקרוליטר", עבור תוצאות מעל "> 1,000 תאים/מיקרוליטר".
    6. הצגת תוצאות כתאים/מיקרוליטר.
      הערה: החלף את שדה התוצאה השחור כדי להציג את ספירת התאים בפועל בתמונות.
    7. סקור את התוצאות והורד או הדפס אותן.
      הערה: ודא שמקדם הדילול הנכון הוזן כדי לקבל תוצאות מדויקות.

4. ניקוי לאחר הניתוח

  1. פתח את המגירה באמצעות כפתור הפתיחה או המתג הדו-מצבי הפיזי.
  2. הסר את השקופית המשומשת.
  3. הנח את שקופית הכיול בחזרה במגירה כדי להגן על החיישן.
  4. סגור את המגירה.
  5. השלך צינורות, טיפים ומגלשות משומשים בהתאם לתקנות לפסולת מעבדה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

בעקבות פרוטוקול זה, פלטפורמת LSIT מאפשרת הערכה כמותית ונטולת תוויות של הפעלת תאי NK על סמך שינויים מורפולוגיים בתאים. איור 2A מראה תכשירי ציטוספין מוכתמים ב-Hema-3 של תאי NK ראשוניים מתורמים בריאים לאחר דגירה של שעתיים עם או בלי ASC. הפעלה על ידי ASC מביאה לשינויים ניכרים, בעיקר הגדלת תאים ועלייה במורכבות פנימית או גרעיניות, בהשוואה לבקרות רכב (לא מגורה). שינויים אלה נלכדים בצורה של דפוסי עקיפה של צל, המנותחים על ידי פלטפורמת LSIT באמצעות תוכנה משולבת כדי לחלץ את הפרמטרים המורפומטריים העיקרי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

פרוטוקול זה מציג שיטה סטנדרטית ונטולת תוויות לכימות הפעלת תאי NK המשלבת בידוד והפעלה של תאים באמצעות ערכת ההכנה של NK, עם ניתוח באמצעות פלטפורמת LSIT. הוא מציע אלטרנטיבה מהירה וכמותית לבדיקות קונבנציונליות כגון שחרור 51Cr, ציטומטריית זרימה ו-ELISA. הפרוטוקול פותח עבור מעבדות המצוידות בפלטפורמת LSIT ומספק תוצאות פשוטות המבוססות על ניתוח תמונת צל של מספר תאי NK ו-I3. רזולוציית התא הבודד שלו מספקת תובנות מפורטות שאינן אפשריות עם מבחני מסה כגון ELISA.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

I.L., S.H., H.S.J. ו-S.S. קשורים ל-Metaimmunetech Inc., חברה המעורבת בפיתוח ומסחור פלטפורמת ה-LSIT המוצגת במחקר זה. באופן ספציפי, H.S.J. הוא המייסד והמנכ"ל, S.H. הוא המנכ"ל, ו-S.S. הוא ה-CTO של החברה. עם זאת, המחברים מאשרים כי התוצאות והפרשנויות בכתב יד זה מדווחות באופן אובייקטיבי ואינן מושפעות מאינטרסים מסחריים מכל סוג שהוא. כל שאר המחברים מצהירים שאין ניגודי אינטרסים.

תודות

מחקר זה נתמך על ידי תוכניות המחקר המדעי הבסיסי של קרן המחקר הלאומית (NRF) של קוריאה (מענק#: RS-2024-00353675, מענק#: 2021R1I1A3056109), תוכנית התמיכה של ITRC (מרכז המחקר לטכנולוגיית מידע) בפיקוח ה-IITP (המכון לתכנון והערכה של טכנולוגיות מידע ותקשורת) והסוכנות לקידום מסחור לתוצאות מו"פ (COMPA) במימון משרד המדע והתקשוב (MSIT), קוריאה (מענק #: IITP-2025-RS-2023-00258971 (50%), מענק #: 2710084652), תוכנית התמיכה של המכון הקוריאני לקידום מדע וטכנולוגיה ימית (KIMST) במימון משרד האוקיינוסים והדיג, קוריאה (מענק #: 20210660), ומענק אוניברסיטת קוריאה. המחברים מודים ל-Metaimmunetech Inc על שיתוף הפעולה, המבוסס על הטכנולוגיה שהועברה מאוניברסיטת קוריאה, בפיתוח מכשיר Cellytics NK.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
צינורות מיקרוצנטריפוגה 1.7 מ"לאקסיג'ןMCT-175-Cסטרילי, נטול DNase/RNase
שקופית בדיקהMetaimmunetechAS050-Gשקופית ייעודית למערכת Cellytics
50 שקופיות בקופסה
מערכת Cellytics עם תוכנהMetaimmunetechCS001פלטפורמת הדמיית צל ללא עדשה
צנטריפוגה (רוטור דלי נדנדה)לבוג'ן1580R300– 500 ופעמים; טווח G
חיישן תמונה CMOSכלול במכשיר Cellyticsמשולבמשמש להדמיית עקיפה
צנטריפוגה ציטוספיןנאסקו, קוריאהצנטריפוגה TXT3 Cytoלצביעת ציטוספין
בלוק חימום דיגיטלי (37 & deg; C)דייהאן סיינטיפיקד. WHB00349לדגירת תאים
ערכת ELISA (IFN-γ)מו"פ מערכת DDIF50CIFN אנושי - וגמא; ערכת ELISA
ציטומטר זרימת גויאבה easyCyteמיליפור0500-5005עבור ניתוח ביטוי CD107a
חבילת Hema 3 סטטיסטיקהתרמו-פישר122-911לצביעת ציטוספין
IL-12 (אדם רקומביננטי)מו"פ מערכת Dרכיב של ASC
IL-2 (אדם רקומביננטי)פפרוטק200-02רכיב של ASC
מתלה הפרדה מגנטיתMetaimmunetechM13R8להפרדת חרוזים
שקופיות מיקרוסקופמרינפלד1000612לתכשירי ציטוספין
ערכת הפעלה NKMetaimmunetechMIT2301V, MIT2301Aלהפעלת תא NK
ערכת ספ NKMetaimmunetechMIT2301-500לבידוד תאי NK
עכבר PE אנטי אנושי CD107a, 100testBD מדעי הביולוגיה555801עבור ניתוח ביטוי CD107a
צמצם חור סיכהכלול במכשיר Cellyticsמשולבמשמש בנתיב תאורת LSIT
פיפטות (2– 20 ומיקרו; L, 20– 200 ומיקרו; L)אקסיג'ןT-200-Yעוצמת קול מתכווננת
שקופית כיול צלMetaimmunetechAS050-Gלכיול המכשיר.
1 שקופית כיול בקופסת שקופיות בדיקה אחת
מערבל מערבולתמרק SI-0246אלהשעיה מחדש

מקורות

  1. Alizadeh, E., et al. Cellular morphological features are predictive markers of cancer cell state. Comput Biol Med. 126, 104044(2020).
  2. Chen, D., Luo, Y., Cheng, G. Single cell and immunity: Better understanding immune cell heterogeneities with single cell sequencing. Clin Transl Med. 13 (1), e1159(2023).
  3. McWhorter, F. Y., Wang, T., Nguyen, P., Chung, T., Liu, W. F. Modulation of macrophage phenotype by cell shape. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (43), 17253-17258 (2013).
  4. Karetin, Y. Morphometry of cellular behavior of coelomocytes from starfish Asterias amurensis. PeerJ. 9, e12514(2021).
  5. Chen, D., Luo, Y., Cheng, G. Single cell and immunity: Better understanding immune cell heterogeneities with single-cell sequencing. Clin Transl Discov. 2 (4), e162(2022).
  6. Bendall, S. C., et al. Single-cell mass cytometry of differential immune and drug responses across a human hematopoietic continuum. Science. 332 (6030), 687-696 (2011).
  7. Vivier, E., et al. Innate or adaptive immunity? The example of natural killer cells. Science. 331 (6013), 44-49 (2011).
  8. Shimasaki, N., Jain, A., Campana, D. NK cells for cancer immunotherapy. Nat Rev Drug Discov. 19 (3), 200-218 (2020).
  9. Mujal, A. M., Delconte, R. B., Sun, J. C. Natural killer cells: From innate to adaptive features. Annu Rev Immunol. 39 (1), 417-447 (2021).
  10. Paolini, R., Bernardini, G., Molfetta, R., Santoni, A. NK cells and interferons. Cytokine Growth Factor Rev. 26 (2), 113-120 (2015).
  11. Cook, K. D., Waggoner, S. N., Whitmire, J. K. NK cells and their ability to modulate T cells during virus infections. Crit Rev Immunol. 34 (5), 359-388 (2014).
  12. Kaur, G., Sandeep, F., Olayinka, O., Gupta, G. Morphologic changes in circulating blood cells of COVID-19 patients. Cureus. 13 (2), e13416(2021).
  13. Hammer, Q., Cuapio, A., Bister, J., Björkström, N. K., Ljunggren, H. G. NK cells in COVID-19-from disease to vaccination. J Leukoc Biol. 114 (5), 507-512 (2023).
  14. Frutoso, M., Mortier, E. NK cell hyporesponsiveness: More is not always better. Int J Mol Sci. 20 (18), 4514(2019).
  15. Dufva, O., et al. Single-cell functional genomics reveals determinants of sensitivity and resistance to natural killer cells in blood cancers. Immunity. 56 (12), 2816-2835.e13 (2023).
  16. Song, P., Li, W., Guo, L., Ying, J., Gao, S., He, J. Identification and validation of a novel signature based on NK cell marker genes to predict prognosis and immunotherapy response in lung adenocarcinoma by integrated analysis of single-cell and bulk RNA-sequencing. Front Immunol. 13, 850745(2022).
  17. Viel, S., et al. Monitoring NK cell activity in patients with hematological malignancies. Oncoimmunology. 2 (9), e26011(2013).
  18. Strauss-Albee, D. M., et al. Human NK cell repertoire diversity reflects immune experience and correlates with viral susceptibility. Sci Transl Med. 7 (297), 297ra115(2015).
  19. Liu, S., Galat, V., Galat, Y., Lee, Y. K. A., Wainwright, D., Wu, J. NK cell-based cancer immunotherapy: from basic biology to clinical development. J Hematol Oncol. 14 (1), 7(2021).
  20. Kim, J. M., et al. Assessment of NK cell activity based on NK cell-specific receptor synergy in peripheral blood mononuclear cells and whole blood. Int J Mol Sci. 21 (21), 8112(2020).
  21. Lorenzo-Herrero, S., Sordo-Bahamonde, C., González, S., López-Soto, A. Evaluation of NK cell cytotoxic activity against malignant cells by the calcein assay. Methods Enzymol. 631, 483-495 (2020).
  22. Nederby, L., Jakobsen, A., Hokland, M., Hansen, T. F. Quantification of NK cell activity using whole blood: Methodological aspects of a new test. J Immunol Methods. 458, 21-25 (2018).
  23. Meza Guzman, L. G., Nicholson, S. E. Determining activation status of Natural Killer cells following stimulation via cytokines and surface receptors. Methods Mol Biol. 2463, 181-194 (2022).
  24. Elsner, L., Dressel, R. 51Cr-release to monitor NK cell cytotoxicity. Methods Enzymol. 631, 497-512 (2020).
  25. Neri, S., Mariani, E., Meneghetti, A., Cattini, L., Facchini, A. Calcein-acetyoxymethyl cytotoxicity assay: standardization of a method allowing additional analyses on recovered effector cells and supernatants. Clin Diagn Lab Immunol. 8 (6), 1131-1135 (2001).
  26. Zarcone, D., Tilden, A. B., Cloud, G., Friedman, H. M., Landay, A., Grossi, C. E. Flow cytometry evaluation of cell-mediated cytotoxicity. J Immunol Methods. 94 (1-2), 247-255 (1986).
  27. Ogino, T., Wang, X., Ferrone, S. Modified flow cytometry and cell-ELISA methodology to detect HLA class I antigen processing machinery components in cytoplasm and endoplasmic reticulum. J Immunol Methods. 278 (1-2), 33-44 (2003).
  28. Lion, E., Smits, E. L. J. M., Berneman, Z. N., Van Tendeloo, V. F. I. Quantification of IFN-gamma produced by human purified NK cells following tumor cell stimulation: comparison of three IFN-gamma assays. J Immunol Methods. 350 (1-2), 89-96 (2009).
  29. Cox, J. H., Ferrari, G., Janetzki, S. Measurement of cytokine release at the single cell level using the ELISPOT assay. Methods. 38 (4), 274-282 (2006).
  30. Clay, T., Hobeika, A., Mosca, P., Lyerly, H., Morse, M. Assays for monitoring cellular immune responses to active immunotherapy of cancer. Clin Cancer Res. 7 (5), 1127-1135 (2001).
  31. Somanchi, S. S., McCulley, K. J., Somanchi, A., Chan, L. L., Lee, D. A. A novel method for assessment of natural killer cell cytotoxicity using image cytometry. PLOS ONE. 10 (10), e0141074(2015).
  32. Rico, L. G., Ward, M. D., Bradford, J. A., Petriz, J. Flow cytometric quantification of cytotoxic activity in whole blood samples. Curr Protoc. 1 (8), e215(2021).
  33. Kang, H., Choi, A. R., Ryu, J. H., Oh, E. J. Establishing a reference interval for flow cytometry-based NK activity (FC-NKA) assay in healthy Korean population. Lab Med Online. 13 (4), 349-355 (2023).
  34. Baik, M., et al. Label-free CD34+ cell identification using deep learning and lens-free shadow imaging technology. Biosensors. 13 (12), 993(2023).
  35. Cheon, H., et al. Cellytics: A digital inline holography platform for single cell analysis in biomedical and environmental applications. 2024 IEEE SENSORS. 2024, 1-4 (2024).
  36. Roy, M., Jin, G., Seo, D., Nam, M. H., Seo, S. A simple and low-cost device performing blood cell counting based on lens-free shadow imaging technique. Sens Actuators B Chem. 201, 321-328 (2014).
  37. Kim, J., Lee, S. J. Digital in-line holographic microscopy for label-free identification and tracking of biological cells. Mil Med Res. 11 (1), 38(2024).
  38. Wu, Y., Ozcan, A. Lensless digital holographic microscopy and its applications in biomedicine and environmental monitoring. Methods. 136, 4-16 (2018).
  39. Baker, M., Gollier, F., Melzer, J. E., McLeod, E. Lensfree air-quality monitoring of fine and ultrafine particulate matter using vapor-condensed nanolenses. ACS Appl Nano Mater. 6 (13), 11166-11174 (2023).
  40. Palacios, F., Ricardo, J., Palacios, D., Gonçalves, E., Valin, J. L., De Souza, R. 3D image reconstruction of transparent microscopic objects using digital holography. Opt Commun. 248 (1-3), 41-50 (2005).
  41. Xu, W., Jericho, M. H., Meinertzhagen, I. A., Kreuzer, H. J. Digital in-line holography for biological applications. Proc Natl Acad Sci USA. 98 (20), 11301-11305 (2001).
  42. Shin, S., et al. Field-portable seawater toxicity monitoring platform using lens-free shadow imaging technology. Water Res. 230 (119585), 119585(2023).
  43. Su, T. W., Seo, S., Erlinger, A., Ozcan, A. High-throughput lensfree imaging and characterization of a heterogeneous cell solution on a chip. Biotechnol Bioeng. 102 (3), 856-868 (2009).
  44. Mudanyali, O., Erlinger, A., Seo, S., Su, T. W., Tseng, D., Ozcan, A. Lensless on-chip imaging of cells provides a new tool for high-throughput cell-biology and medical diagnostics. J Vis Exp. (34), e1650(2009).
  45. Roy, M., Seo, D., Oh, C. H., Nam, M. H., Kim, Y. J., Seo, S. Low-cost telemedicine device performing cell and particle size measurement based on lens-free shadow imaging technology. Biosens Bioelectron. 67, 715-723 (2015).
  46. Vaghashiya, R., et al. Machine learning based lens-free shadow imaging technique for field-portable cytometry. Biosensors. 12 (3), 144(2022).
  47. Roy, M., Seo, D., Oh, C. H., Nam, M. H., Seo, S. Staining-free cell viability measurement technique using lens-free shadow imaging platform. Sens Actuators B Chem. 224, 577-583 (2016).
  48. Cheon, H., et al. Multichannel Cellytics for rapid and cost-effective monitoring of leukocyte activation. Biosensors. 15 (3), 143(2025).
  49. Lee, A., et al. Quantification of natural killer cell activation using lens-free shadow imaging technology. Proc Conf Lasers Electro-Opt Pac Rim. CMP15A_02. , (2022).
  50. Seo, D., Oh, S., Lee, M., Hwang, Y., Seo, S. A field-portable cell analyzer without a microscope and reagents. Sensors. 18 (1), 85(2017).
  51. Seo, D., et al. Field-portable leukocyte classification device based on lens-free shadow imaging technique. Biosensors. 12 (2), 47(2022).
  52. Baik, M., et al. Machine learning based CD34+ cell detection using lens-free shadow imaging technology. Proc Conf Lasers Electro-Opt Pac. 2022, 1-2 (2022).
  53. Roy, M., Seo, D., Oh, S., Chae, Y., Nam, M. H., Seo, S. Automated micro-object detection for mobile diagnostics using lens-free imaging technology. Diagnostics. 6 (2), 17(2016).
  54. Lee, I., et al. Use of a platform with lens-free shadow imaging technology to monitor natural killer cell activity. Biosens Bioelectron. 261 (116512), 116512(2024).
  55. Jang, H., et al. Investigation of NK cell activity in healthy and immunocompromised individuals using lens-free shadow imaging technology. 2024 IEEE SENSORS. 2024, 1-4 (2024).
  56. Lee, A., Lee, I., Nam, M. H., Jun, H. S., Seo, S. Single cell-based rapid natural killer cell activity measurement by using lens-free shadow imaging technology. Proc SPIE Biophotonics Immune Responses. 123800H, (2023).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

NKNK

מאמרים קשורים