מאמר שיטה

מודל דום לב חזירי באמצעות דפיברילטור מושתל

533 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/69305

⸱

9 בינואר 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Nord University, 2UiT The Arctic University of Norway, 3Nordland Hospital Trust, 4NTNU The Norwegian University of Science and Technology, 5Department of Pain Medicine and Research, Oslo University Hospital and University of Oslo, 6Helgeland Hospital Trust

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מדגים שימוש בקרדיוברטר-דפיברילטור (ICD) מושתל לגרימת הפרעות קצב חדריות באופן אמין, ביצוע קרדיוברסיה פנימית וקבלת הקלטות א.ק.ג' תוך-לביות במודל חזיר.

תקציר

מחקר זה מציג מודל דום לב מחזיר שניתן לשחזור המשתמש במכשיר קרדיוברטר-דפיברילטור מושתל (ICD) לצורך השראה וקרדיוברטיה אמינה של פרפור חדר (VF), וכן במעקב אחר אק"ג תוך-לבבי במהלך ההחייאה. מודלים של בעלי חיים גדולים חיוניים למחקר תרגומי בדום לב; עם זאת, טכניקות אינדוקציה וקרדיוברטיות VF קונבנציונליות – בעיקר באמצעות אלקטרודות חיצוניות ודפיברילציה – לעיתים קרובות מוגבלות בשל ארטיפקטים בתנועה, שיעורי המרה לא עקביים וצריכת משאבים בעלי חיים גבוהה. פרוטוקול זה מתאר מחזורים חוזרים של אינדוקציה וקרדיוברציה של VF באותו בעל חיים, ומספק שליטה מדויקת תוך מזעור לחץ פיזיולוגי ומספרי בעלי חיים, בהתאם לעקרונות 3R (החלפה, הפחתה ועיבוד). השיטה המבוססת על ICD מאפשרת ניטור קצב מדויק באמצעות א.ק.ג תוך-לבבי לאורך כל תקופת ההחייאה, עם שיפור בעמידות לפריטי ארטיפקט בהשוואה לא.ק.ג שטחי. אחד-עשר חזירים עברו השראה וקרדיוברסיה של VF חוזרים, עם שיעורי הצלחה גבוהים והתאוששות במחזור הדם הספונטני. המודל מאפשר איסוף נתונים סטנדרטי ואמין למחקרי דום לב, ומבטיח עקביות ניסויית ומקל על חקירה שחזורית של פתופיזיולוגיה ואסטרטגיות החייאה תוך מזעור השימוש בבעלי חיים.

מבוא

חזירים ובני אדם חולקים דמיון אנטומי ופיזיולוגי משמעותי, מה שהופך מודלים של חזירים לחיוניים למחקר החייאה1. טכניקות לגרימת פרפור חדר (VF) ודום לב כוללות: הפעלת זרם ישר (DC) על ידי מחטים עמוד שדרה המוכנסות לשריר הלב באמצעות סוללת 9 וולט, או גנרטור סינוסים2; זרם חילופין טרנס-עורי או תת-עורי (AC)3,4; יישום תוך-לבי עם אלקטרודת פייסר המשתמשת בזרם ישר (DC) (סוללת 9 וולט), זרם חילופין (AC; אוסצילוסקופ/גנרטור פונקציות), או קוצב חיצוני 5,6,7,8. בעוד שכל השיטות הללו מעוררות ביעילות VF, המרה לקצב סינוסים (SR) מתבצעת בדרך כלל באמצעות יישום חיצוני דרך העור של שוק DC והחזרת מחזור דם ספונטני (ROSC) לרוב אינה אופטימלית. יתרה מזאת, זעזועים חיצוניים מטילים לחץ פיזיולוגי ורקמתי משמעותי ופציעה פוטנציאלית 9,10, מה שמגביל את מספר ההתערבויות החוזרות לכל בעל חיים. כתוצאה מכך, מחקרי VF דורשים לעיתים קרובות מספר רב של בעלי חיים כדי לזהות הבדלים מובהקים סטטיסטית, מה שסותר את הדרישות האתיות להפחתת השימוש בבעלי חיים.

מחקרים קודמים בבני אדם הראו שניתן לגרום ל-VF באמצעות מערכת ICD מושתלת לקרדיווברטר-דפיברילטור11. למיטב ידיעתנו, אינדוקציות והמרות VF חוזרות באמצעות מערכת ICD לא נחקרו במודל חזיר. אלקטרוקרדיוגרם (ECG) משמש לזיהוי ההמרה מפרפור חדר לקצב סינוסים. במהלך החייאה קרדיו-ריאתית (CPR), ECG סטנדרטי איכותי עשוי להיות לא אמין או מאתגר להשגה בשל ארטיפקטים תנועתיים ופריטים הקשורים לממשק האלקטרודה-עור ולתכונות החשמליות של האלקטרודות 12,13,14.

בהתאם לעקרונות 3R של מחקר בעלי חיים (החלפה, הפחתה וזיקוק)8, ולמחקר המתמשך שלנו על זיהוי זרימה במהלך דום לב 15,16,17, שאפנו לפתח מודל דום לב חזירי צפוי וניתן לשחזור לאינדוקציה והמרה של VF ל-SR בתוך בעל חיים יחיד. בנוסף, שאפנו להשתמש במכשיר ה-ICD לקבלת קריאות ECG תוך-לביות במהלך החייאה. על ידי הפחתת שונות ושיפור ההצלחה בהחייאה, שיטה זו מתמודדת עם מגבלות מרכזיות של מודלים קיימים, מצמצמת שימוש בבעלי חיים ומקלה על מחקר אמין יותר של דום לב. גישה מעודנת זו מבטיחה עקביות ומציעה יתרונות משמעותיים על פני טכניקות מסורתיות, ומאפשרת לחוקרים להשיג תוצאות אמינות תוך שמירה על סטנדרטים אתיים בעיצוב ניסויים. המודל המוצג מתקדם מבחינה טכנית ודורש גישה ל-ICD וליחידת תכנות, וכן לפלואורוסקופיה או אולטרסאונד להנחיית הכנסת עופרת לקוצב הלב. בשל גודל ה-ICD, קוצב הלב ומכניסי כלי דם, המודל מתאים לחזירים במשקל של לפחות 25 ק"ג.

פרוטוקול

הניסויים המתוארים בפרוטוקול זה אושרו על ידי רשות מחקר בעלי החיים הנורווגית (FOTS-ID 25415) ובוצעו בהתאם להנחיית האיחוד האירופי 2010/63/EU להגנת בעלי חיים המשמשים למטרות מדעיות. אחד עשר חזירי לנדראס נורווגיים (Sus scrofa domesticus), שכללו 10 זכרים ונקבה אחת, בגיל ממוצע 56 ± 1.5 ימים ומשקל ממוצע של 30 ± 3 ק"ג. ההגדרה הניסיונית מוצגת באיור 1.

1. שליפת בעלי חיים, הרדמה ומעקב

  1. איסוף בעלי חיים
    1. תיאם עם חקלאי מקומי כדי להשיג חזירים בגודל ומשקל מתאימים לניסוי המתוכנן.
    2. כדי לקדם רווחת בעלי חיים, יש למשוך בעלי חיים מיד לפני ההליך. תספק להם גישה חופשית למזון ומים עד לשחזור.
  2. הרדמה בחווה
    1. נתנו תערובת של תרופות תוך-שריריות הבאות לחזיר במשקל 30 ק"ג: קטמין 2500 מ"ג (25 מ"ל בלאטמין VET 100 מ"ג/מ"ל), מידזולם 10 מ"ג (2 מ"ל מידזולאם 5 מ"ג/מ"ל), אטרופין 1 מ"ג (1 מ"ל אטרופין).
    2. אשר הרדמה מספקת על ידי אימות שהחזיר ישן, שוכב ואינו מגיב לגירוי לפני ההעברה.
  3. העבירו את החזיר המורדם לכלוב מאובטח ומאוורר. ודאו הגנה מפני היפותרמיה באמצעות שמיכות חימום. מזער את זמן ההובלה.
  4. הכנה למעבדה
    1. שקול את החזיר. הכנס שני קטטרים תוך-ורידיים היקפיים (IV) של 20G לאוזניים בטכניקה אספטית סטנדרטית. במידת הצורך, הניחו כפפה מלאה במים חמים על ורידים מצומצמים כדי לקדם את הרחבת כלי הדם. גלגלו והניחו תחבושות אלסטיות או גזה בתוך החלק החיצוני של אוזן החזיר ואבטחו עם סרט דבק לייצוב הקטטרים העירויים.
    2. שטוף וגלח את הצוואר והלסת. ניתן לתת קטמין (50 מ"ג בעירוי) או תיופנטל (50-100 מ"ג בעיר) לפי הצורך לשמירה על הרדמה. הימנע ממינונים גבוהים של תיופנטל כדי להבטיח נשימה ספונטנית.
  5. ניטור ומיקום ראשוני
    1. הנח את החזיר שוכב על שולחן הניתוחים. חבר מד חמצן פולס לתינוקות לזנב ואלקטרודות אלקטרוקרדיוגרמה (ECG) לגוף. אמת קריאות ברורות.
    2. התחל בהזלפות בעירוי כך:
      קטטר 1: תיופנטל (Pentocur Abcur) מדולל ב-5% גלוקוז או 0.9% NaCl לריכוז סופי של 25 מ"ג/מ"ל. קצב הזלפה 0.16 מ"ל/ק"ג/שעה (שווה ערך ל-4 מ"ג/ק"ג/שעה)
      קטטר 2: תערובת של מידזולם ומורפין מדולל ב-5% גלוקוז או 0.9% NaCl לריכוז סופי של 0.15 מ"ג/מ"ל ו-2 מ"ג/מ"ל (שווה ערך ל-0.15 מ"ג/ק"ג/שעה ו-2 מ"ג/ק"ג/שעה, בהתאמה). קצב עירוי 1 מ"ל/ק"ג/שעה. על אותו קטטר, יש להזריק אצטט רינגר (רינגר-אצטט) 4-10 מ"ל/ק"ג/שעה.
      זהירות: אין לערבב פנטוברביטל עם תרופות אחרות כדי למנוע היווצרות גבישים בקטטרים הוורידיים.
  6. חמצון והרדמה עמוקה
    1. לספק חמצן (6 ליטר לדקה) דרך מסכת פנים ייעודית לחזיר המחוברת לשקית אוורור מתרחבת בעצמה.
    2. השרה הרדמה עמוקה עם פנטוברביטל (200-300 מ"ג בעיר) ואישור הפסקת הנשימה הספונטנית. התחילו אוורור עם מסכה.
  7. אינטובציה
    1. השתמש בפה כדי לפתוח את הפה של החזיר. כשהחזיר שוכב, הכנס להב לרינגוסקופ ישר מסוג מילר #5 כדי לאתר את האפיגלוטיס ולפתוח את האינטרואיטוס הגרון. מעקב אחרי רוויה (SpO2) באמצעות מד חמצן הפולס המחובר ואוורר לפי הצורך אם הרוויה יורדת מתחת ל-80%.
    2. לאינטובציה אנדוטרכיאלית, הכניסו את הבוגי עד שרפלקס השיעול יראה את הקרינה. קדימו צינור אנדוטרכיאלי בקוטר חיצוני בקוטר 7.0 מ"מ מעל הבוגי, סובבו את הצינור 90° נגד כיוון השעון כדי להקל על המעבר מעבר למיתרי הקול. הסר את הבוגי ונפח את השרוול.
    3. אוורר את החזיר באמצעות שקית מתרחבת שמחוברת לקפנוגרף. אשר את מיקום הצינור על ידי התבוננות בקולות החזרתCO2 והאזנת ריאות. אבטח את הצינור עם סרט דבק.
    4. אם ההתקנה נכשלת – כפי שמעיד על היעדר קולות אוורור וחוסרCO2 גאות בסוף נשימה (ETCO2) – הסר את הצינור וחזור על התהליך.
    5. חבר את הצינור למכונת הנשמה. הגדר את האוורור הנשלט בנפח כך:
      נפח גאות: 8-10 מ"ל/ק"ג
      קצב נשימה: ~17 לדקה
      שבר חמצן מושפע (FiO2): 21%
      לחץ נשימה חיובי בקצה (PEEP): 5 ס"מ H2O
    6. לנטר את SpO2 ולסגור את ETCO2. כוונן את תדירות האוורור כדי לשמור על pH בדם של ~7.45. הימנע מהיפרוונטילציה כדי למנוע אלקלוזיס. לרוב החזירים יש עודף בסיס פיזיולוגי גבוה יותר (BE) של +5 עד +10, ולכן הם מכוונים ל-ETCO2 גבוה יותר מהאדם לשמירה על יציבות pH.

2. אינסטרומנטציה

  1. מיקום קטטר עורקי
    1. הפוך את החזיר למצב שכיבה ומקבע את הגפיים עם תחבושת גזה.
    2. חטא את הצוואר, הלסת, המפשעה והבטן בכלורהקסידין 5 מ"ג/מ"ל באתנול וכסו בוילונות סטריליים.
    3. מתוח רגל אחורית כדי להאריך את העורק האיליאק. השתמש באולטרסאונד לאיתור העורק האיליאקי והכנס קטטר עורקי עם 5 מדד פולס צרפתי (PiCCO) באמצעות טכניקת סלדינגר.
    4. חבר את הקטטר למתמר לחץ ממולא מראש והתקן בשטיפה. אפס את הטרנסדוסר ואשר מעקב לחץ עורקי תקין. שחרר את הרגל האחורית.
  2. קטטריזציה של שלפוחית השתן
    1. זהה את שלפוחית השתן בקו הפטמה התחתון באמצעות אולטרסאונד. בצע לפרוטומיה קטנה באמצעות דיאתרמיה לחשיפת שלפוחית השתן.
      אזהרה: ציוד דיאתרמיה יוצר טמפרטורות גבוהות, מה שמעמיד סיכון לפגיעה תרמית. הימנעו ממגע עם האלקטרודה כדי למנוע פגיעה אישית ולהבטיח שליטה מדויקת, והימנעו ממגע עם רקמות הסובבות כדי למנוע נזק לא מכוון. דיאתרמיה מייצרת עשן ניתוחי פוטנציאלי מסרטן. למזער את השימוש ולהבטיח פינוי עשן מקומי יעיל ואוורור חדרים.
    2. מרח תפר בצורת תיק (בקוטר 0.5 ס"מ) על שלפוחית השתן. בצע חתך של 0.5 ס"מ באמצעות דיאתרמיה בתוך התפר והכנס קטטר 12 שארייר.
    3. נפחו את בלון הקטטר במים סטריליים והדקו את התפרים. חבר את הקטטר לשקית איסוף.
    4. הכנס מחדש את השלפוחית לחלל הפריטונאלי וסגר את הלפרוטומיה עם סיכות.
  3. מיקום קטטר ורידי מרכזי (CVC)
    1. הטה את החזיר למצב טרנדלנבורג והגדל את עוצמת הנשמה PEEP ל-10 ס"מ H2O כדי להרחיב את ורידים בצוואר.
    2. השתמשו באולטרסאונד כדי לאתר את הווריד היורדי החיצוני השמאלי ולהכניס CVC באורך שלושה לומנים באמצעות טכניקת סלדינגר.
    3. בדוק זרימה ורידית בכל הלומנים. העבר הרדמה והזרקות נוזלים ל-CVC.
    4. חבר מתמר לחץ ללון השלישי ואשר את מעקב הלחץ הוורידי המרכזי (CVP).
  4. מיקום אלקטרודות של מכניס כלי דם וקרדיוברטר-דפיברילטור (ICD) להשתלה
    1. אתר את וריד הג'וגולר החיצוני הימני באמצעות אולטרסאונד.
    2. הכנס מכניס כלי דם 7 Fr באמצעות טכניקת סלדינגר. אשר זרימה ורידית חוזרת ושטף עם מי מלח. (גודל המכניס עשוי להשתנות בהתאם לסוג עופרת ה-ICD - יש להתייעץ עם המפיק הרלוונטי).
    3. הורד את ה-PEEP ל-5 ס"מH 2O ויישר את שולחן הניתוחים. אשר את מיקום קצה המפתח באמצעות אקו לב דרך הוושט או פלואורוסקופיה.
    4. הכנס אלקטרודת ICD סליל יחיד דרך המכניס הכלי דם. קדם את האלקטרודה לקצה החדר הימני.
    5. יש להבחין במיקום תקין של האלקטרודות באמצעות אקוקרדיוגרפיה טרנס-חזה או דרך הוושט או פלואורוסקופיה, ככל הזמין.
    6. חבר את כבל ה-ICD למנתח מערכת קצב (PSA) באמצעות מחבר ייעודי. אשר את המיקום בחדר הימני על ידי מדידת גלי R תוך-לביים של >6 מ"וולט.
    7. חשפו סליל כדי להצמיד את קצה ה-ICD לאנדוקרדיום של החדר הימני (המחיצה הקודית או הרחוקה).
    8. אשר מיקום תקין של המוביל באמצעות מדידות סף קצב (<2.5 וולט; 0.4 מילישניות) ועכבה (500-1500 Ω לקצב, 50-100 Ω לסליל הלם). הזזז את הכבל אם צריך.
    9. בצע חתך אופקי של 4 ס"מ מתחת לבריח השמאלי באמצעות דיאתרמיה. באמצעות זוג מלקחיים והאצבעות, יוצרים כיס תת-עורי קטן, גדול מספיק כדי להכיל את ה-ICD.
    10. חבר את הכבל ל-ICD והכניס את המכשיר לכיס. חשוב שראש ה-ICD יהיה ממוקם טוב בחדר הימני ושהבורג הנשלף מחובר היטב לשריר הלב. אם גל ה-R הנמדד יורד או שסף הקצב עולה משמעותית, מקם מחדש את המוביל. יתרה מזאת, אם ההתנגדות (קצב ו/או בולם) מחוץ לטווח, בדוק שקצה המחבר של הכבל הוקדם במלואו אל ראש ה-ICD ושהברג הקבוע נקשר היטב.

3. תכנות קוצב/דפיברילטור

  1. מעבר ממצב מנתח מערכת קצב (PSA) למצב מתכנת ב-PSA. חבר את ה-ICD למתכנת באמצעות האנטנה המסופקת ואשר טלמטריה אלחוטית.
  2. תוכנת התכנות של ICD נפתחת אוטומטית. חזרו על מדידות של גל R תוך-לבבי, סף והתנגדות, ומיקום מחדש של ה-ICD במידת הצורך.
  3. תכנת את מצב הקצב לפי ההגדרות הרצויות (למשל, VVI 60 bpm, פלט 3.5 וולט; רוחב פולס 0.4 מילישניות; חישה אוטומטית מופעלת).
  4. תכננו את פרמטרי הטיפול בטכיאריתמיה לערכים הרצויים, כולל מספר האזורים, מספר גלי R הנדרשים לטיפול, וסוג הטיפול, לדוגמה, 2 אזורים עם טכיקרדיה חדרית (VT) 190-240 ופרפור חדרים (VF) > 240. באזור VT, 32 אינטרוולים, שתי ניסיונות לקצב נגד טכיקרדיה לפני קרדיוברסיה של 30 J, ובאזור VF, 12 אינטרוולים לפני שוק DC.
    הערה: זמן גילוי הפרעת קצב תלוי בפרמטרים המתוכנתים, כולל קצב הלב (אורך המחזור) ומספר גלי R רצופים הנדרשים לאבחון. לדוגמה, אם קצב הלב הוא 240 פעימות לדקה ונדרשים 12 גלי R רצופים לאבחון VF, זמן הגילוי יהיה קצר משמעותית מאשר אם הדופק הוא 180 פעימות לדקה ונדרשים 32 גלי R. זה חל על מסגרות שבהן הטיפול ניתן אוטומטית, כמו בפרקטיקה קלינית. לעומת זאת, כאשר משתמשים במצב הבדיקה של המתכנת, ניתן לספק טיפול לאחר פרק זמן מוגדר מראש (עד 20 שניות) או ידנית, כאשר לא ניתן טיפול עד שהמפעיל מפעיל אותו. במצבים אלו, זיהוי הפרעות קצב הוא ידני ולא אוטומטי.
  5. בצד ימין של מסך המתכנת, בחר את אייקון ה-Test ואז פתח את תיקיית Fibber ו-NIPS . לחץ על סמל הפיבר החדר כדי לאפשר השראה של VF בשיטות שונות, כאשר האמין ביותר ל-VF הוא DC Fibber11 – מתח DC קבוע של 7.5 וולט למשך 2 שניות. אפשרויות נוספות ל-VF הן שוק ב-T-wave או קצב 50Hz.
  6. כאשר מעוררים VF, יש שלוש אפשרויות למתן טיפול (הפינה השמאלית התחתונה של המסך). השתמש באוטומטי, שבו המכשיר יספק זעזוע אוטומטית בהתאם לפרמטרי הטיפול הטכי המתוכנתים ב-ICD. אפשרויות נוספות הן Timed, שבו ה-ICD יספק שוק לאחר מרווח שניתן לתכנת בין 3 שניות ל-20 שניות, או Manual, שבו הטיפול ניתן רק כאשר המפעיל לוחץ על סמל Deliver Therapy .
  7. טכיקרדיה חדרית יכולה להיגרם על ידי לחיצה על אייקון NIPS בחדר החדרים. בחר את סמל ה-Burst ואת אורך המחזור הרצוי לאינדוקציה, לדוגמה, 300 מילישניות, שזה דופק של 200. לחץ על Hold כדי להחיל Burst עד 20 שניות (מקסימום) כדי לגרום ל-VT. אם לא מצליח, ניתן לחזור על התהליך עם אורך מחזור קצר יותר, למשל 280 מילישניות או 260 מילישניות.
  8. אם הושרה VT או VF, הטיפול ניתן לפי ההגדרות המתוכנתות בתיקיית Tachy. כדי לגשת להגדרות, לחץ על אייקון הפרמטרים במכשיר. להבטיח את שיקום SR.

4. הקמת ניטור דופלר קרוטידי רציף לא פולשני

  1. כדי לנטר את זרימת הקרוטיד, יש להשתמש בשילוב של מעקב לחץ תוך-עורקי מהעורק הקרוטידי השמאלי, ואם זמין, בתוספת מדידת מהירות זרימה מונחית אולטרסאונד לא פולשנית בעורק התרדמה הימני באמצעות דופלר רציף וללא ידיים, לדוגמה RescueDoppler15.
  2. חבר את הגשוש הדופלר בניצב לעורק הקרוטיד השמאלי. ודאו מגע עור נכון באמצעות כמויות נדיבות של ג'ל אולטרסאונד.
  3. בדוק את מוניטור האולטרסאונד כדי לוודא שיש עקבות קרוטיד טובות. קיבע את הגשוש היטב עם סרט דבק.

5. ביצוע מחקרי דום לב

  1. כדי לעקוב אחרי קצב הלב, השתמשו בא.ק.ג תוך-לבבי שהתקבל מהקוצב ובציורי אק"ג שטחיים שהתקבלו מהמוניטור של המטופל.
  2. לצורך ניטור ה-ROSC, השתמשו בלחץ העורקי הפולשני בעורק התרדמה השמאלי שהתקבל מהמוניטור של המטופל ובמדידת מהירות זרימה מונחית אולטרסאונד לא פולשנית בעורק התרדמה הימני שהושגה מ-RescueDoppler.
  3. השרתה VF או VT לפי פרוטוקול המחקר באמצעות אחת השיטות הזמינות במתכנת. עבור מכשירי אבוט, השיטה האמינה ביותר לאינדוקציה VF היא DC Fibber: מתח DC קבוע של 7.5 וולט המופעל למשך 2 שניות. שיטות חלופיות לאינדוקציה VF כוללות הלם בגל T או קצב 50Hz. השרית VT על ידי קצב מהיר של מהירות אוברדריב, בדרך כלל באורך מחזור של 300-250 מילישניות (תואם לדופק של 200-240 פעימות לדקה).
  4. צפו בהפסקת זרימת הקרוטיד על עקבות דופלר הקרוטיד. שמור על תקופת אי-זרימה בהתאם לפרוטוקול המחקר.
  5. בצע החייאה ידנית, עיסויים מכניים או התערבויות אחרות בהתאם לפרוטוקול המחקר.
  6. כאשר רוצים, המרו את החזיר לקצב הסינוסים על ידי מתן שוק DC ידני דרך הדפיברילטור המושתל. תכנתו את רמת האנרגיה והתאימו לפי גודל החיה. אצל חזירים בוגרים, ההגדרה המקסימלית של אנרגיה היא בדרך כלל 36-41 ג'ול, תלוי ביצרן. בבעלי חיים קטנים יותר, 10-20 ג'ול עשויים להספיק.
    הערה: בבני אדם, ICD בדרך כלל מפיק אנרגיה של 30-40 ג'ול בעת טיפול ב-VF. בחזירים של 30 ק"ג, פחות אנרגיה עשויה להספיק, מה שמעלה את חיי ה-ICD, שניתן להשתמש בו שוב בבעלי חיים אחרים. האנרגיה המועברת ניתנת לתכנות, אך פחות מ-15 ג'ול אינה מומלצה, שכן חוסר הצלחה וצורך בזעזועים נשנים עם אנרגיה גבוהה יותר יובילו לתקופה ארוכה יותר של אסיסטולה ולפחתת השחזור בין בעלי חיים.
  7. כדי להבטיח שיעור המרה גבוה, סיימו את VF בתוך 120 שניות. אם החיה נמצאת ב-VT, יש לבצע המרה או באמצעות קיצוב אנטי-טכיקרדיה (ATP) – מתן דחפים במתח נמוך בקצב מהיר יותר מהטכיקרדיה – או באמצעות שוק DC מסונכרן (קרדיוברסיה).
    הערה: ICDs זמינים מסחרית אינם ניתנים לתכנות לעכב טיפול ללא הגבלת זמן. מטעמי בטיחות, הם יבצעו אוטומטית הלם מחויב לאחר שחלף זמן הגילוי המקסימלי, בתנאי שהקצב נשאר VF.
    אזהרה: הימנעו ממגע ישיר עם החיה בעת מתן שוק DC. למרות שהשוק ניתן באמצעות אלקטרודות מושתלות והסיכון לפגיעה חשמלית הוא מינימלי, עדיין יש להקפיד על אמצעי זהירות סטנדרטיים.
  8. תנו לבעל החיים לנוח, ודאגו לנרמול פרמטרים פיזיולוגיים, כולל לחץ דם, ETCO2 ו-pH. זמן המנוחה הרגיל הוא כ-5-10 דקות או עד שהפרמטרים החיוניים יחזרו ככל האפשר לערכי הבסיס.
  9. חזור על שלבים 5.3 עד 5.6 כמה פעמים שנדרש לפי פרוטוקול המחקר.

6. המתת חסד והשלכת פסולת

  1. לאחר סיום המחקר, יש להמתים את החזיר על ידי מתן 50 מ"מ כלוריד אשלגן (50 מ"ל כלוריד אשלגן 1 מ"מ/מ"ל) או 0.1 מ"ג לקילוגרם פנטוברביטל (Exagon vet 400 mg/mL).
    זהירות: תרופות להמתת חסד הן סוכנים חזקים וקטלניים. טפלו בזהירות קפדנית ופעלו לפי נהלי בטיחות מקומיים.
  2. הסר את כל הגופים הזרים, כולל קוצב הלב, אלקטרודות, קטטרים, צינורות וקווים מגופת החיה. השליך את כל הכלים החדים (למשל, מזרקים) במיכל חדים מאושר.
    אזהרה: לפני הוצאת ה-ICD, ודא שטיפול לנכות מתוכנת למנוע זעזועים לא צפויים במהלך הטיפול, האחסון וההכנה לשימוש חוזר. טפלו בגופת בעלי החיים ובכל הציוד החד-פעמי כחומר ביולוגי מסוכן. להשליך אותם בהתאם לתקנות הבטיחות הביולוגית וניהול הפסולת המקומיות.

תוצאות

השראה מתוזמנת מכוונת של VF וקרדיוברטיה ל-SR עם ROSC נחשבה לתוצאה חיובית של השיטה. כישלון לגרום ל-VF או לקרדיוברט נחשב לתוצאה שלילית. שימוש במצב VF fibber גרם באופן עקבי ל-VF או VT בכל בעלי החיים, כפי שרצו (טבלה 1). יתרה מזאת, השימוש במצב דפיברילטור השפיע באופן עקבי על כל החזירים. גם השילוב של VF וגם קרדיוברסיה נשלטו מרחוק מיחידת התכנות; לכן, לא היה צורך במחולל סינוסים חיצוני או בדפיברילטור. כל בעלי החיים עברו שוב ושוב קרדיוברציה לקצב הסינוסים עם ROSC מספר פעמים במהלך כל ניסוי (טבלה 1)15,17. מרווח המנוחה בין כל רצף VF היה מינימום של 5 דקות. שיעור ההצלחה להשגת ROSC לאחר VF מושרה היה 92% בכל הרצפים בכל בעלי החיים (טבלה 1). VF שדרש שני זעזועי DC להמרה ל-ROSC התרחש פעמיים בבעל חיים אחד. בשני בעלי חיים שחוו אוטם שריר הלב הגדול במכוון שנגרם מהזרקת מיקרו-חרוזים לעורקים הכליליים לפני השראת VF15, השראת VF הובילה ל-PEA. באחד החיות, שוק DC גרם למעבר מיידי לאסיסטולה. לאחר מכן החלה החייאה סטנדרטית בכל שלושת בעלי החיים, אך אף אחד מהם לא השיג ROSC. בסדרה זו של 11 ניסויי חזיר שהשתמשו באינדוקציה וקרדיוברציה מבוססת ICD של פרפור חדרים, כל בעל חיים עבר בהצלחה מחזורים חוזרים של VF והחייאה. פרוטוקול ה-ICD הניב בעקביות שיעורי הצלחה גבוהים בקרדיוברסיות עם לחץ פיזיולוגי מינימלי והתאוששות מהירה של מחזור הדם הספונטני. ניטור א.ק.ג תוך-לבבי סיפק תיעוד קצבי ללא חפצים לאורך כל ההחייאה, מה שאפשר זיהוי מדויק של הפרעות קצב והתערבויות. תוצאות אלו מדגימות את אמינותה, שחזוריות הטכניקה והפוטנציאל לניתוח תוצאות מפורט, כגון מדידת קצבי המרה, מרווחי התאוששות ואיכות אותות ה-ECG, ובכך תומכים בחקירה ניסויית חזקה של אסטרטגיות החייאה

figure-results-1
איור 1: סידור ניסוי. (א) בעלי החיים הניסיוניים הונפצו באמצעות צינור אנדוטרכיאלי במצב שכיבה וחוברו למכונת הנשמה. במצב שכיבה, בהנחיית אולטרסאונד, הוכנסה גישה וסקולרית הבאה: (B) הוכנס קו עורקי PiCCO לעורק הירך, (C) קטטר ורידי מרכזי הותקן בווריד היוגולרי החיצוני הימני, ו-(D) הוכנס מכניס מעטפת כלי דם לווריד היוגולרי הפנימי הימני. בנוסף, הוכנס קטטר על-פובי לשלפוחית השתן (לא מוצג כאן), ו-(ה) הותקן גלאי זרימת קרוטיד RescueDoppler מעל העורק הקרוטידי השמאלי. (F) דרך המעטפת הוסקולרית, אלקטרודת קוצב לב הוכנסה לחדר הימני ומיקומה אובחן באמצעות אקו לב או פלואורוסקופיה. (ז) יחידת קרדיוברטר-דפיברילטור מושתלת (ICD) הוכנסה לכיס תת-עורי מתחת לעצם הבריח השמאלית וחוברה לאלקטרודת קוצב הלב. (H) בעלי החיים היו מחוברים למוניטור מולטימודלי שהקליט ECG, פלתיסמוגרפיית זנב (SpO₂), לחץ דם עורקי, לחץ ורידי מרכזי ו-CO₂ בסוף הגאות. (I) חיישן RescueDoppler היה מחובר למקליט RescueDoppler, שסיפק מעקב רציף אחרי זרימת הקרוטיד. (J) מכשיר ה-ICD חובר באמצעות טלמטריה למתכנת ICD. הדמות נוצרה באמצעות BioRender. אנא לחצו כאן כדי לצפות בגרסה מוגדלת של הדמות הזו.

הפרעת קצב הנגרמת על ידי קוצב לבהליכי החייאה מבוצעיםשיעור המרת הפרעות קצב (%)
חזיר*פרפור חדר (n)טכיקרדיה חדרית (n)דחיסה ידנית (n)דחיסה מכנית (n)
11246291.6
214705100
39709100
48455100
518012594.4
6808087.5
715896100
81809994.4
914295100
102701311100
1119012484.2

טבלה 1: סיכום של VF/VT שנגרם על ידי ICD וקרדיוברסיה שלאחר מכן. *אחד עשר חזירים עברו ניסויים. בממוצע, 18 הפרעות קצב, כולל פרפור חדר (VF) וטכיקרדיה חדרית (VT) - נגרמו לכל בעל חיים באמצעות קרדיוברטר-דפיברילטור מושתל (ICD). משך ה-VT/VF הממוצע היה 0.75 דקות. החייאה בוצעה בפרקי VF נבחרים לפי פרוטוקולי מחקר קודמים 15,16,17. בעלי החיים הומרו לאחר מכן לקצב סינוסים (SR) באמצעות שוק זרם ישר (DC) דרך ה-ICD. כל בעל חיים יוצב במשך 5 דקות לפני שהפרעת קצב נוספת הועלה.

דיון

למיטב ידיעתנו, המודל המוצג המשתמש בדפיברילטור מושתל להזרמת פרפור חדרים-קרדיוברט (VF) בחזירים לא תואר קודם לכן בספרות. VF מושרה בדרך כלל באמצעות מחוללי גל סינוסואידליים או זרם ישר מסוללה חיצונית דרך אלקטרודות אפיקרדיאליות. קרדיוברסיה מתבצעת בדרך כלל באמצעות דפיברילטורים חיצוניים. בעוד ששיטות אלו עשויות לגרום ל-VF באופן אמין, דווח על כישלון בטיפול קרדיוברטי בבעלי חיים באמצעות דפיברילציה חיצונית בעד 45% מהמקרים2.

ניטור א.ק.ג במהלך החייאה הוא מאתגר בשל ארטיפקטים הקשורים ללחץ שעשויים לטשטש את הקצב הבסיסי18. עם זאת, דפיברילטור מושתל עם א.ק.ג תוך-לבבי מאפשר ניטור קצב רציף במהלך לחיצות חזה, מה שמאפשר הערכת קצב מדויקת בזמן אמת וניתוח אמין לאחר הדחיסה.

לעומת זאת, מודל זה עבד באופן אמין על כל בעלי החיים, עם מספר המרות מוצלחות בכל ניסוי. דבר זה אפשר שימוש חוזר בבעלי חיים בודדים בפרוטוקולים ניסיוניים, ובכך הפחיתו את מספר בעלי החיים שהוקרבו ושיפר את יעילות המשאבים הכוללת. בנוסף, המודל ביטל את הצורך במדבקות דפיברילציה חיצוניות, מה ששחרר מקום בחזה ושיפר את הגישה בזמן המדידה.

המודל ייחודי ביכולתו לחקור את ההשפעות הפיזיולוגיות של עצירות מחזור דם קצרות ומלאות בבעלי חיים שלמים, כאשר אתחול הלב מתבצע באמצעות שוק פנימי עדין ויחיד. תכונה זו מאפשרת חקירות מבוקרות של סבילות איסכמית באיברים חיוניים כמו הכליות ומערכת העיכול, חלוקה מחדש של זרימת הדם לאחר איסכמיה גלובלית, והאינטראקציה בין הפעלה סימפתטית אנדוגנית, תגובות לחץ איסכמיות ומתן תרופות אדרנרגיות. לכן, המודל מספק פלטפורמה ניסויית חשובה לחקר תגובות ספציפיות ואיברים מערכתיים לדום לב, הגורם לאיסכמיה של כל הגוף בתנאים סטנדרטיים מאוד. מעבר למיקום האלקטרודות, שמירה על יציבות פיזיולוגית היא חיונית לשחזוריות. ניטור רציף של טמפרטורה, אוורור ועומק ההרדמה מבטיח נורמתרמיה, חמצון מספק ודינמיקה יציבה לאורך כל הניסוי.

התוצאות המייצגות שהוצגו מדגימות את האמינות והשחזוריות של השראה וקרדיוברסיה של VF הנשלטת על ידי ICD בסביבה ניסויית מבוקרת. היכולת לעורר ולסיים את ה-VF מרחוק אפשרה תזמון מהיר ומדויק, עם מינימום הפרעות חיצוניות, דבר שחשוב לחקר פיזיולוגיה של דום לב ודינמיקת החייאה. ניתוח התוצאה התמקד בעקביות בהשראת VF, במספר הקרדיוברציות המוצלחות, וביציבות ROSC.

במחקר זה, הקפדנו על עקרון 3Rs על ידי יצירת נתונים סטטיסטיים חזקים תוך מזעור מספר בעלי החיים בשימוש. עקב שיעור ההחייאה הגבוה המוצלח, ניתן היה לגרום לפרפור חדר וקרדיוברטיה מספר פעמים בכל נבדק. באמצעות שימוש בסטטיסטיקות מדדים חוזרות בקרב נבדקים ובמודלים של השפעות מעורבות המתחשבות הן בהשפעות קבועות והן באקראיות, ניתן היה לבצע את המחקר באמצעות אחד עשר בעלי חיים בלבד.

מגבלות
המגבלה העיקרית של המודל טמונה בדרישה לציוד מיוחד ולמומחיות למפעילים. גנרטור קוצב לב, כבל קוצב דרך ורידי, יחידת תכנות ומפעיל מיומן הם כולם חיוניים. מיקום מדויק של קצה הקיצוב הוא קריטי ודורש הנחיית דימות, בדרך כלל באמצעות אקו-לב טרנס-טוראקי או פלואורוסקופיה.

כתוצאה מכך, יישום מודל זה עשוי להיות מאתגר בהקשרים עם משאבים מוגבלים. עם זאת, לאחר שהתבססה, היא מציעה שיטה יעילה וניתנת לשחזור גבוה להשראה וסיום VF, תוך מזעור הופעות של פרפור שאינו ניתן להמרה, והגברת הבקרה הניסויית. מודל זה רלוונטי באופן רחב לקבוצות מחקר המבצעות מחקרי החייאה בחיים במודלים של בעלי חיים גדולים.

מודל חזיר זה פותח כדי להעריך את היתכנות ניטור דופלר קרוטיד אוטומטי במהלך החייאה לבבית, ולא לבדיקת אסטרטגיות החייאה קליניות. המחקר התמקד בתגובות פיזיולוגיות חריפות ונערך כפרוטוקול סופי, שכלל מעקב ארוך טווח או הערכה היסטולוגית. בנוסף, השתמשנו רק ב-11 בעלי חיים במחקר זה. למרות שבוצעו מספר ניסויים חוזרים בכל בעל חיים, ייתכן שהשונות הבין-אישית לא נתפסה במלואה. יתרה מזאת, המחקר לא כלל קבוצת ביקורת שהשתמשה בשיטות מסורתיות. למרות ששיטות כאלה הוזכרו כבעלות שיעור כישלון גבוה, היעדר השוואה ישירה בתוך אותה מסגרת ניסויים מגביל את היכולת להדגים את היתרונות היחסיים של הטכניקה המוצעת. לבסוף, המודל דורש גישה לציוד מיוחד כגון ICD, מתכנת ואולטרסאונד דופלר, מה שעשוי להגביל את היישום שלו בסביבות מוגבלות משאבים. בנוסף, הפרוטוקול הכירורגי תובעני מבחינה טכנית, וכולל נקודות גישה וסקולריות מרובות, יצירת סטומה בשלפוחית השתן והשתלת ICD, מה שעשוי להוות עקומת למידה תלולה עבור מפעילים חסרי ניסיון.

במערכת ניסיונית זו, לא ניתן היה לייצא הקלטות ECG תוך-לביות מיחידת התכנות; לכן, פרשנות הנתונים התבססה אך ורק על ניטור חזותי. מחקרים עתידיים צריכים לשלב שיטה המאפשרת ייצוא ישיר של עקבות ECG כדי להקל על ניתוח כמותי.

גילויים

שרלוט ביורק אינגול היא יועצת ב-Cimon Medical, החברה שמחזיקה בטכנולוגיה הקשורה ל-RescueDoppler. המחברים הנותרים מצהירים שאין ניגוד עניינים.

תודות

השתמשנו ב-Perplexity וב-Microsoft Copilot כדי לסייע בהגהה בשפה האנגלית. כל התוכן נבדק ואושר על ידי המחברים. הפרויקט הזה קיבל מימון מאוניברסיטת נורד, האוניברסיטה הנורווגית למדע וטכנולוגיה, ומועצת המחקר הנורווגית.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
אבוט דוראטה 7120 ICD סליל יחידאבוט, אבוט פארק, אילינוי7120
ה-ICD של Abbott Gallant VRאבוט, אבוט פארק, אילינויCDVRA500Q
אבוט מרלין מתכנתאבוט, אבוט פארק, אילינוי3650
קטטר ורידי מרכזי צ'רטופיקס טריוב. בראון רפואה, מלזונגן, גרמניה4167408-07
צינור אנדוטרכיאלי פורטקס #7.0סמית'ס מדיקל, רוקלנד, מסצ'וסטס100/150/070
VET אקסגון (פנטוברביטל 400 מ"ג/מ"ל)VetViva Richter, וולס, אוסטריהלא זמין
הפרין 5000 IU/mLפנפארמה, לויטרé, צרפתETI3M807-1
קטמין 50 מ"ג/מ"לAbcur AB, הלסינגבורג, שוודיהLB-12355-01
מידאזולם 5 מ"ג/מ"לב. בראון רפואה, מלזונגן, גרמניה753-12612876-0621
מורפיןAbcur AB, הלסינגבורג, שוודיהLB-122184-01
תמיסת שטיפת סליין רגילהפרזניוס קאבי, אופסלה, שוודיהB202382-05
פנטוקור (תיופנטל)Abcur AB, הלסינגבורג, שוודיהLB-122564-01
קטטר IV פריפאלי 20G ואזופיקסב. בראון רפואה, מלזונגן, גרמניה4268113B
PiCCO  ערכת ניטור (מתמר לחץ, מערכת שטיפה ותרמיסטר)פולסון, פלדקירכן, גרמניהPV8215
קטטר PiCCO 5 Fr 20 ס"מפולסון, פלדקירכן, גרמניהPV2015L20-A
מתמר לחץ וערכת שטיפה TruWaveאדוארדס לייףסיינס, אירוויין, קליפורניהPX272
ריסקוודופלרסימון מדיקל, טרונדהיים, נורווגיהלא זמיןקנייני, לא זמין מסחרית
אצטט רינגרפרזניוס קאבי, אופסלה, שוודיהB203150-02
קתר שתן 12 פרקמגווןלא זמין
מכניס למעטפת כלי דם Prelude 7.0 Frמריט מדיקל, סאות' ג'ורדן, יוטהPSI-7F-11-035-18G
ג'ל אולטרסאונד Vueאופטימום מדיקל, לידס, יונייטד קינגדים1157

מקורות

  1. Cherry, B. H. Modeling cardiac arrest and resuscitation in the domestic pig. World J Crit Care Med. 4 (1), 1(2015).
  2. Burgert, J. M., Johnson, A. D., Garcia-Blanco, J. C., Craig, W. J., O'Sullivan, J. C. An Effective and Reproducible Model of Ventricular Fibrillation in Crossbred Yorkshire Swine (Sus scrofa) for Use in Physiologic Research. Comp Med. 65 (5), 444-447 (2015).
  3. Schwarz, B., et al. Neither vasopressin nor amiodarone improve CPR outcome in an animal model of hypothermic cardiac arrest. Acta Anaesthesiol Scand. 47 (9), 1114-1118 (2003).
  4. White, N. J., et al. Coagulopathy during cardiac arrest and resuscitation in a swine model of electrically induced ventricular fibrillation. Resuscitation. 82 (7), 925-931 (2011).
  5. Euler, D. E., Whitman, T. A., Roberts, P. R., Kallok, M. J. Low Voltage Direct Current Delivered Through Unipolar Transvenous Leads: An Alternate Method for the Induction of Ventricular Fibrillation. Pacing Clin Electrophysiol. 22 (6), 908-914 (1999).
  6. Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J Vis Exp. (155), e60707(2020).
  7. Xanthos, T., et al. Cardiopulmonary arrest and resuscitation in Landrace/Large White swine: a research model. Lab Anim. 41 (3), 353-362 (2007).
  8. Greenwood, J. C., et al. Carbon monoxide as a cellular protective agent in a swine model of cardiac arrest protocol. PLoS One. Wang, M. 19 (5), e0302653(2024).
  9. Vogel, U., Wanner, T., Bültmann, B. Extensive pectoral muscle necrosis after defibrillation: nonthermal skeletal muscle damage caused by electroporation. Intens Care Med. 24 (7), 743-745 (1998).
  10. Guensch, D. P., et al. Evidence for Acute Myocardial and Skeletal Muscle Injury after Serial Transthoracic Shocks in Healthy Swine. PLoS One. Akar, F. G. 11 (9), e0162245(2016).
  11. Rubenstein, J. C., Gupta, M. S., Kim, M. H. Effectiveness of VF induction with DC fibber versus conventional induction methods in patients on chronic amiodarone therapy. J Interv Card Electrophysiol. 38 (2), 137-141 (2013).
  12. Fitzgibbon, E., Berger, R., Tsitlik, J., Halperin, H. R. Determination of the noise source in the electrocardiogram during cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 30 (4), S148-S153 (2002).
  13. Babaeizadeh, S., Firoozabadi, R., Han, C., Helfenbein, E. D. Analyzing cardiac rhythm in the presence of chest compression artifact for automated shock advisory. J Electrocardiol. 47 (6), 798-803 (2014).
  14. Ruiz de Gauna, S., et al. Rhythm analysis during cardiopulmonary resuscitation: past, present, and future. BioMed Res Int. 2014, 386010(2014).
  15. Faldaas, B. O., et al. Hands-free continuous carotid Doppler ultrasound for detection of the pulse during cardiac arrest in a porcine model. Ressuc Plus. 15 (100412), 1-10 (2023).
  16. Faldaas, B. O., et al. Real-time feedback on chest compression efficacy by hands-free carotid Doppler in a porcine model. Ressusc Plus. 18, 100583(2024).
  17. Faldaas, B. O., et al. A hands-free carotid Doppler can identify spontaneous circulation without interrupting cardiopulmonary resuscitation: an animal study. Intensive Care Med Exp. 12 (1), 121(2024).
  18. Ruiz De Gauna, S., et al. Rhythm Analysis during Cardiopulmonary Resuscitation Past, Present, and Future. BioMed Res Int. 2014, 1-13 (2014).

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

פרפור חדריםאקג אינטרה-קרדיאלימודל בעלי חיים גדוליםהשראת פרפור חדריםטכניקת קרדיוורסיהאסטרטגיות החייאהעקרונות ה-3R
מודל דום לב חזירי באמצעות דפיברילטור מושתל
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.