מאמר שיטה

פרוטוקול חסכוני וזעיר פולשני לרישום אלקטרואנצפלוגרפיה כרונית מרובת אתרים בעכברים הנעים בחופשיות

DOI:

10.3791/69314

⸱

10 באוקטובר 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cellular Biology and Anatomy, Medical College of Georgia at Augusta University, 2National Institute of Biotechnology, 3Department of Neuroscience and Regenerative Medicine, Medical College of Georgia at Augusta University, 4Department of Neurology, Medical College of Georgia at Augusta University

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול זה פותח כדי ליצור מערכת אמינה ונגישה לרישום EEG של מכרסמים הנעים בחופשיות.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אלקטרואנצפלוגרפיה (EEG) משמשת ככלי בסיסי למעקב אחר פעילות חשמלית במוח והפכה לחשובה יותר ויותר הן באבחון קליני והן במחקר פרה-קליני בבעלי חיים. בעוד ש-EEG של מכרסמים מציע פלטפורמה רבת עוצמה למידול הפרעות נוירולוגיות אנושיות, הקלטות ארוכות טווח מוגבלות לרוב על ידי העלות הגבוהה, הפולשניות או המורכבות הטכנית של מערכות קיימות. כאן, אנו מציגים פרוטוקול אמין, נגיש, בר קיימא מבחינה כלכלית ופולשני מינימלי לרכישת EEG קליפת המוח הכרונית מרובת האתרים בעכברים הנעים בחופשיות. הטכניקה כוללת ייצור חוטי פלטינה-אירידיום עם אלקטרודות בורג המחוברות לממשק מסוג אפיק טורי אוניברסלי (USB), המעוגנות באופן אפידורלי באמצעות ברגי עצם ומאובטחות עם דבק ומלט דנטלי. המערכת מאפשרת לכידת אותות יציבה לאורך מספר חודשים, כפי שהודגם בעכברי C57BL/6J מסוג בר עם שיעור הישרדות של 85% לאחר הניתוח (n = 20). EEG נדגם ב-1,000 הרץ וסונן בין 1 הרץ ל-500 הרץ באמצעות מערך מגבר דיפרנציאלי. כדי לאמת את המערכת, ניתן פנטילנטטרזול (20 מ"ג/ק"ג) כדי לגרום לפעילות דמוית התקף, מה שהוביל לעלייה ניכרת בהפרשות אינטריקטליות - מ-2-5 בנקודת ההתחלה ל-20-51 אירועים לאחר ההזרקה - מלווה במשרעת אות מוגברת. פריקות זוהו על סמך מורפולוגיה של צורת גל ומאפייני אות התואמים לקריטריונים אלקטרופיזיולוגיים מוכרים. ההתקנה תואמת למעקב וידאו התנהגותי וצינורות ניתוח קוד פתוח, ותומכת באינטגרציה עם מחקרים פרמקולוגיים, גנטיים או נוירומודולציה. שיטה זו מספקת פלטפורמה יציבה וניתנת להתאמה לחקירת דינמיקת רשת המוח במודלים של מכרסמים, עם יישומים בחקר אפילפסיה ומעבר לכך.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אלקטרואנצפלוגרפיה (EEG) מספקת מדד ישיר לפעילות החשמלית של המוח ונמצאת בשימוש נרחב באבחון אפילפסיה1. בשנים האחרונות, טכניקות EEG הותאמו יותר ויותר לשימוש במודלים של חיות קטנות לחקר הפרעות נוירולוגיות, פיזיולוגיה של שינה ודינמיקה של רשת המוח 2,3,4. עם הופעתם של מודלים של עכברים מהונדסים גנטית והתקדמות משמעותית בטכנולוגיות הקלטה, EEG מכרסמים הפך לכלי חיוני למחקר פרה-קליני, המציע תובנות חשובות לגבי מנגנוני תרגום הרלוונטיים לבריאות המוח האנושי 5,6.

לכידת ומניפולציה של פעילות עצבית בו זמנית היא קריטית לחקר הדינמיקה של המוח ברמת המאקרו והמיקרו-מעגלים. גישה כפולה זו מאפשרת ניטור בזמן אמת של הרשתות העצביות המעורבות בהתחלת ההתקף והתקדמותו. אפילפסיה, המאופיינת בהתקפים חוזרים ולעתים קרובות בלתי צפויים, נובעת משיבושים במעגלים מורכבים במוח4. למרות מחקר מקיף, המנגנונים השולטים בהתפשטות ההתקפים ובהופעתם עדיין אינם מובנים במלואם, בין היתר בשל שימוש מוגבל בטכנולוגיות המאפשרות הקלטות בו זמנית עלפני אזורי מוח מרובים.

רישום EEG ממודלים של בעלי חיים המסכמים הפרעות נוירולוגיות אנושיות חשף קפיצות אינטריקטליות, פריקות ספייק וגלים ודפוסי הופעת התקפים המשקפים באופן הדוק את אלה שנראו בחולים אנושיים 8,9, ובכך מקדמים את הבנתנו את השינויים האלקטרופיזיולוגיים המתרחשים במוח האנושי. באופן דומה, חריגות EEG שזוהו במודלים של מחלת אלצהיימר, הפרעת הספקטרום האוטיסטי וסכיזופרניה מספקות תובנות קריטיות לגבי פעילות תנודתית עצבית משובשת ומדגישות מטרות טיפוליות פוטנציאליות10.

למרות ההבדלים באנטומיה ובקנה מידה של המוח, EEG של עכברים ובני אדם מציגים קווי דמיון מדהימים 2,11. שניהם מציגים פסי תדרים תנודתיים אופייניים - דלתא, תטא, אלפא, בטא וגמא - עם ספקטרום הספק בדרך כלל עוקב אחר התפלגות 1/f 2,11. מעברים בין מצבי מוח, כגון הופעת פעילות דלתא במהלך שנת תנועת עיניים לא מהירה (NREM) או סנכרון גמא מוגבר במהלך משימות קשב וזיכרון, נשמרים בין מינים. יתר על כן, פעילות אפילפטית, כולל תנודות בתדר גבוה (HFOs) ודפוסים איקטליים, מראים פרופילים זמניים וספקטרליים דומים הן בעכברים והן בבני אדם7.

המאפיינים השמומרים של EEG של מכרסמים ואנושיים הופכים את המודלים של עכברים לתרגום גבוה ביותר לחקר הפרעות מוחיות. EEG של עכבר מאפשר הקלטות פולשניות ברזולוציה גבוהה המאפשרות ניתוח מפורט ברמת המעגל12. הוא גם תומך בבדיקה של אסטרטגיות נוירומודולטוריות, כולל חומרים פרמקולוגיים, בקרה אופטוגנטית וגירוי לולאה סגורה13,14, שניתן לשלב עם כלים התנהגותיים ומולקולריים כדי לחקור במדויק תפקוד עצבי.

עם זאת, יש לנקוט משנה זהירות בעת אקסטרפולציה של ממצאים. הגודל הקטן יותר והמבנה הפשוט יותר של קליפת המוח של העכבר יכולים להשפיע על התפשטות האות, ופוטנציאלים קוגניטיביים הקשורים לאירועים (ERP) עשויים להיות פחות בולטים בהשוואה לבני אדם15. הבטחת עקביות במיקום האלקטרודות, הפניה לאותות וצינורות אנליטיים היא קריטית לשיפור יכולת השחזור והתוקף חוצה מעבדות16.

רישום EEG בחיות קטנות מציג גם הזדמנויות וגם אתגרים. EEG של עכבר נרכש בדרך כלל באמצעות אלקטרודות מושתלות כרוניות הממוקמות באופן אפידורלי על פני הגולגולת או כאלקטרודות עומק המוחדרות למבנים תת-קורטיקליים17,18. אלקטרודות פני השטח, כגון אלקטרודות בורג או חוט המונחות על הדורה מאטר, הן זעיר פולשניות ומתאימות להקלטות ארוכות טווח ואורכיות. אלקטרודות כאלה נמצאות מתחת לעצם, מה שמספק מחסום עכבה גבוה להקלטה. בהתאם לכך, ניתן לחשוב על אלקטרודות דוראליות במכרסמים כדומות יותר לאלקטרוקורטיקוגרפיה (eCoG) מאשר ל- EEG. אלקטרודות עומק, לעומת זאת, מציעות רזולוציה מרחבית גבוהה יותר ומאפשרות גישה לאזורי מוח עמוקים כמו ההיפוקמפוס, התלמוס או האמיגדלה, מה שמקל על מחקרים על רשתות התקפים וצימוד תנודתי בין אזורים התפלגות 2,11.

מערכות EEG מודרניות למכרסמים תומכות בהקלטה רב-ערוצית ברזולוציה זמנית גבוהה ולעתים קרובות משולבות עם ניטור וידאו למתאם התנהגותי18. בנוסף, מערכות EEG אלחוטיות מאפשרות רכישה ללא כבילה בזמן אמת בבעלי חיים המתנהגים בחופשיות, תוך מזעור אילוצי תנועה ומתח19. למרות שעם הזמן המודרניזציות הללו הפכו לזמינות מסחרית, הן יקרות מאוד או פולשניות מכדי לחקור את מודל המכרסמים לאורך תקופה ארוכה.

כדי להתמודד עם פער זה, אנו מציגים פרוטוקול רב-תכליתי וחסכוני לרכישת EEG מרובה אתרים במודלים של מכרסמים, המתאים למחקרים ארוכי טווח עם פולשניות מינימלית. גישת רישום EEG זו מתאימה במיוחד למחקרים הדורשים הערכה ברזולוציה גבוהה של פעילות קליפת המוח בעכברים בתנאי ניסוי מבוקרים. זה מיושם בצורה הטובה ביותר כאשר (i) בעל החיים יכול לסבול הרדמה קצרה במהלך השתלת אלקטרודה ולהתאושש לחלוטין, (ii) מובטח מיקום ראש יציב או תנועה מינימלית במהלך ההקלטות, (iii) רצוי ניטור ארוך טווח או חוזר של פעילות עצבית, ו-(iv) תכנון הניסוי יכול להכיל הקלטה מרובת בעלי חיים בודדים או מוגבלים בהתאם לקיבולת המגבר. על החוקרים לשקול את האילוצים הללו כדי לקבוע אם שיטה זו תואמת את מטרות הניסוי שלהם.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול זה קיבל אישור מהוועדה לטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת אוגוסטה. המדריך של המכונים הלאומיים לבריאות לטיפול ושימוש בחיות מעבדה עקב אחר כל שלב של הניסוי. כל האמצעים האפשריים יושמו כדי למזער את מספר בעלי החיים ששימשו במחקר זה. העכברים ששימשו למחקר זה הם C57Bl6J בני חודשיים. הזמן הנדרש לביצוע כל שלב כלול בשלבים המתאימים.

1. הכנת סיכות תקע עם אלקטרודות (5 דקות)

  1. השתמש בפיני תקע נקבה מסוג USB מסוג B עם 5 פינים להלחמה עם חוט פלטינה-אירידיום "0.003. הסר את המעיל מהחוט לפני הלחמתו בעזרת הסיכה. הסיכה הרביעית מתוך חמשת הפינים היא סיכת הקרקע; אל תשתמש בו כדי להתחבר לאלקטרודות (איור 1A). השתמש ב-4 הפינים האחרים כדי לחבר את האלקטרודות.
  2. כופפו את הפינים בכ-45 מעלות ועטפו את החוטים סביב כל סיכה פעמיים כדי לוודא שהחוטים נשארים מחוברים כהלכה ואינם מתנתקים (איור 1A).
  3. הוסף מעט משחת שטף רוזין הלחמה לכל סיכה כדי לנקות את פני הסיכה כך שניתן יהיה להלחין אותה ביעילות.
  4. הוסיפו חתיכה קטנה של חוט הלחמה לכל פין, השתמשו במגהץ כדי להמיס את חוט ההלחמה, והצמידו לצמיתות את הפין לחוט הפלטינה-אירידיום (איור 1B-D).
    הערה: השתמש במלקחיים של 45° כדי להחזיק את החוט והשתמש במלקחיים אחרים כדי לעטוף את הסיכה. בצע את כל ההליך תחת מיקרוסקופ שדה בהיר. חותכים את החוט הנותר לאחר העטיפה וההלחמה, ושומרים את הקצה השני מחובר לאלקטרודות.

2. שתילת אלקטרודות (30 דקות)

  1. הרדמו את העכבר עם 0.5 מ"ל צמר גפן ספוג איזופלורן בתא סגור והרכיבו את העכבר על הבמה הסטריאוטקסית. ודא שהעכבר אינו במינון נמוך לפני הרכבתו ל-stagעל ידי צביטה של הרגל האחורית והמתנה עד שהוא יפסיק להגיב לצביטה. הפעל במהירות את מאוורר האיזופלורן/חמצן על האף בקצב של 1.5% v/v.
  2. להזריק לעכבר קרפרופן (5 מ"ג/ק"ג) כדי להפחית תגובות דלקתיות וכאב, ודקסמתזון (0.1 מ"ג/ק"ג IM) כדי להפחית דלקת ונפיחות במוח. השתמשו במשחת עיניים כדי לשמור על לחות העיניים, שכן חשיפה ממושכת לחומרי הרדמה עלולה לייבש את העיניים ולפגוע בהן.
  3. השתמש במסיר שיער או גלח את החלק העליון של הגולגולת כדי לחשוף את העור. עקוב אחר הטכניקה האספטית כדי לנקות את אזור החתך באמצעות רפידות אתנול ויוד 70%.
  4. בצע חתך חד פעמי ברור באמצע הראש בעזרת אזמל. חותכים סביב החתך כדי לחשוף את אתר השתלת האלקטרודות. ודאו שהשרירים אינם חשופים (איור 2A).
  5. שוטפים עם תמיסת NaCl 0.9% ומייבשים את המשטח. שפשפו את פני השטח בעזרת צמר גפן ספוג או טבול במי חמצן. ניתן להסיר רקמת חיבור על העצם המתמשכת בעזרת אזמל. יש להמתין לפחות דקה אחת לאחר הקרצוף.
  6. שוטפים עם תמיסת NaCl 0.9% ומייבשים את המשטח לפני שמתחילים לקדוח.
  7. השתמש במקדחה דנטלית כדי להפוך את פני הגולגולת למחוספסים כדי לקדם הידבקות אקרילית.
  8. מדוד והצביע על מיקומי השתלת האלקטרודה (AP: +2, -4, ML: ±1.5)20 (איור 2B).
  9. קדחו את המשטח באמצעות מקדחות 1.4 מ"מ והכניסו 4 ברגי עצם (1.5 מ"מ) לחור באמצעות מברגים מדויקים. ודא שהקידוח אינו יוצר חורים דרך העצם. הברגים לא אמורים ליצור חור במוח, אלא לגעת במשטח (איור 2C).
  10. יש לשטוף בתמיסת NaCl של 0.9% אם יש דם ולהמתין לייבוש. השתמש בשואב אבק במידת הצורך.
  11. עטפו את החוטים המחוברים למחבר ה-USB סביב כל אחד מהברגים 2-4 פעמים וחתכו את החוטים הנותרים (איור 2D).
  12. שים טיפה קטנה של דבק סופר (Loctite) בחלק העליון של כל בורג והניח לו להתייבש כדי להפוך את החיבור לחזק. ודא שהמחבר ממוקם באמצע הגולגולת ואינו נוגע בגולגולת או באף אחת מהאלקטרודות (איור 2E).
  13. השתמש בציאנואקרילט כדי לבנות לאט לאט את מכסה הראש מעט בכל פעם. הימנע ממריחת שכבה עבה מדי, מכיוון שהיא עלולה לחמם את העצם. חברו בורג גדול על המשטח השטוח של המחבר, שאינו בא במגע עם העצם או החיה, באמצעות צמנט דנטלי כדי לסייע בחיבור כבל USB (איור 2F).
  14. הניחו למכסה הראש להתייבש לפחות 2 דקות לפני שתנתקו את העכבר מהסטריאוטקסיקtage. התבונן בעכבר במשך 24 השעות הבאות על כרית חום.
  15. טפל בעכבר בקרפרופן במשך 7 הימים הבאים במינון של 5 מ"ג/ק"ג כל 12 שעות. העכבר יהיה מוכן להקלטת EEG לאחר שבועיים של המתנה לקידום צמיחת העצם בממשק האקרילי.
    הערה: נסה לשמור את המחבר קרוב ככל האפשר לגולגולת. ודא שהוא לא נוגע בגולגולת או בברגי העצם. ודא שהחוטים אינם מחוברים זה לזה בשני הקצוות. היזהר שציאנואקרילט ייכנס למחבר ה-USB ולעיניים.

3. הקלטת EEG (65 דקות)

  1. רשום EEG של כל עכבר במשך שעה ו-30 דקות לפני טיפול ב-Pentylenetetrazol (PTZ) ו-30 דקות לאחר טיפול ב-20 מ"ג/ק"ג PTZ.
  2. חבר את כבל ה-USB למחבר. חבר את כבל ה-USB לזרם חילופין דיפרנציאלי (AC) ampliifier באמצעות תפסי תנין כאשר ה-Gain מוגדר ל-10k ומסונן בין 0.1 הרץ ל-250 הרץ21. אות EEG לדוגמה ב- 1000 הרץ (איור 3).
  3. הקלט את היציאות מהמגבר בו זמנית במחשב והצג אותן על אוסצילוסקופ לניטור בזמן אמת. חבר את יציאות המגבר להתקן USB לקליטת נתונים ואכשור אותות (למשל, NIDAQ) המחובר למחשב (איור 3).
  4. השתמש בקוד Python כדי להקליט את אות ה-EEG (זמין ב-https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). הקוד מסנן דיגיטלית את האות ב-0.1 הרץ ו-250 הרץ.
    הערה: הקלטת EEG בחדר ללא הפרעות חשמליות משפרת את איכות הנתונים וההקלטה.

4. פרשנות נתונים

  1. השתמש בקוד Python כדי להמחיש נתונים (זמין בכתובת https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). זהה פריקות אינטריקטליות מכל הקלטה (איור 4A).
    הערה: פריקה אינטריקטילית נלקחה בחשבון אם צורת הגל היא כפולה מקו הבסיס ויש לה משך של פחות מ-200 אלפיות השנייה22 ועוקבת אחר לפחות 4 מתוך 5 הקריטריונים הבאים - גל די-פאזי עם שיא מחודד, משך שונה מהרקע, אסימטריה של צורת הגל, פעילות הרקע מופרעת על ידי הנוכחות, ואחריה לאחר גל איטי8, 20,22.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אלקטרודות הושתלו ב-20 עכברים על רקע C57Bl6J, כולל 5 עכברי C57Bl6J מסוג פרא, עם שיעור הישרדות לאחר ניתוח של 85% שנשמר עד 6 חודשים לאחר הניתוח (איור 4B). לאחר 6 חודשים, כובעי הראש החלו להתנתק, וכל העכברים הורדמו בגיל 8 חודשים. המשקל הממוצע של מכלול מכסי הראש, כולל המחבר והברגים, היה 1.13 גרם (n = 20). העכברים חזרו להכרה תוך 30 דקות לאחר הניתוח וחזרו לתנועה רגילה ולמבט תוך 12 שעות.

רישומי EEG התקבלו לפני ואחרי מתן של 20 מ"ג/ק"ג פנטיל...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

במחקר זה, פיתחנו ואימתנו פרוטוקול חזק, חסכוני וזעיר פולשני להקלטת EEG כרונית מרובת אתרים בעכברים הנעים בחופשיות. ההשתלה המוצלחת של אלקטרודות בורג ואלקטרודות פלטינה-אירידיום בהתאמה אישית המולחמות למחבר USB, יחד עם שיעור ההישרדות הנצפה ואיכות ההקלטה, מדגימים את ההיתכנות והאמינות של הטכניקה בהקלטות כרוניות. יש לציין כי פרוטוקול זה מאפשר איסוף נתונים אלקטרופיזיולוגיים מדויקים ללא התערבות כירורגית נרחבת או חומרה יקרה במיוחד, מה שהופך אותו לנגיש למגוון רחב של מעבדות ועיצובים ניסיוניים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

DTB הוא יועץ בתשלום של קרן אלפרד מאן. למחברים אין אינטרסים פיננסיים מתחרים או ניגודי אינטרסים אחרים בהתאם לעבודה זו.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

DTB נתמך על ידי R01EY036089 מענק NEI ומענק NIA RF1AG060754. XF נתמך על ידי מענקים מקרן ג'יימס פיקל לחקר מחלת האלצהיימר, EY028158 ו-EY032488.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
חוט פלטינה אירידיום 0.003"מערכות AM777000
מברגי עצם בקוטר 1.5 מ"מהתמחויות במיניאטורות אנטרין000-120X1/16 SL BIND MS SST
מגבר AC מערכות AM
קרפרופןקובטרוס11695-6935-1
בסיס אקרילי לתותבות Coldpacחברת יייטס מוטלואידhttps://www.yates-motloid.com/collections/coldpac/denture-base
מקדחה דנטלית 1.4 מ"מוולבר GXלא זמין
דקסמתזוןVEDCO50989-437-12
סיכה לעינייםאופטיקס קיירhttps://theoptixcare.com/
מי חמצןסיגמא אולדריץ'7722-84-1
NIDAQ USB כלים לאומייםhttps://www.ni.com/en/shop/data-acquisition/entry-level-usb-daq.htmlרכישת נתונים והתניה של אותות USB 
פנטילנטרטרזולקיימן כימיקלים18682
משחת זרם שרף להלחמה וולרhttps://www.weller-tools.com/us/en/consumer/products/soldering-accessories/
חוט הלחמה 0.32"רדיו שאקלא זמין
דבק סופרלוקטיטלא זמין
תקעי נקבה מסוג USB מסוג Bמוכר QMX00292ABU9

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Smith, S. J. EEG in the diagnosis, classification, and management of patients with epilepsy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 76 (Suppl 2), ii2-ii7 (2005).
  2. Buzsaki, G., Draguhn, A. Neuronal oscillations in cortical networks. Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).
  3. Fisher, R. S., et al. ILAE official report: A practical clinical definition of epilepsy. Epilepsia. 55 (4), 475-482 (2014).
  4. Fisher, R. S., Scharfman, H. E., deCurtis, M. How can we identify ictal and interictal abnormal activity. Adv Exp Med Biol. 813, 3-23 (2014).
  5. Vyazovskiy, V. V., Harris, K. D. Sleep and the single neuron: The role of global slow oscillations in individual cell rest. Nat Rev Neurosci. 14 (6), 443-451 (2013).
  6. Wykes, R. C., et al. Optogenetic and potassium channel gene therapy in a rodent model of focal neocortical epilepsy. Sci Transl Med. 4 (161), 161ra152(2012).
  7. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: A powerful state-of-the-art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. 2016, 8213878(2016).
  8. Kyle, J. J., Sharma, S., Tiarks, G., Rodriguez, S., Bassuk, A. G. Fast detection and quantification of interictal spikes and seizures in a rodent model of epilepsy using an automated algorithm. Bio Protoc. 13 (6), e4632(2023).
  9. Petrucci, A. N., et al. Post-ictal generalized EEG suppression is reduced by enhancing dorsal raphe serotonergic neurotransmission. Neuroscience. 453, 206-221 (2021).
  10. Colgin, L. L. Oscillations and hippocampal-prefrontal synchrony. Curr Opin Neurobiol. 21 (3), 467-474 (2011).
  11. Amat-Foraster, M., et al. Temporally dissociable effects of ketamine on neuronal discharge and gamma oscillations in rat thalamo-cortical networks. Neuropharmacology. 137, 13-23 (2018).
  12. Sun, G., et al. Closed-loop stimulation using a multiregion brain-machine interface has analgesic effects in rodents. Sci Transl Med. 14 (651), eabm5868(2022).
  13. Kang, W., et al. Closed-loop direct control of seizure focus in a rodent model of temporal lobe epilepsy via localized electric fields applied sequentially. Nat Commun. 13 (1), 7805(2022).
  14. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  15. Maheshwari, A. Rodent EEG: Expanding the spectrum of analysis. Epilepsy Curr. 20 (3), 149-153 (2020).
  16. Ahuis, T. P., et al. Evaluation of variation in preclinical electroencephalographic spectral power across multiple laboratories and experiments: An EQIPD study. PLoS One. 19 (10), e0309521(2024).
  17. Papazoglou, A., et al. Non-restraining EEG radiotelemetry: Epidural and deep intracerebral stereotaxic EEG electrode placement. J Vis Exp. (112), e54216(2016).
  18. Kadam, S. D., et al. Methodological standards and interpretation of video-electroencephalography in adult control rodents: A TASK1-WG1 report of the AES/ILAE Translational Task Force of the ILAE. Epilepsia. 58 (Suppl 4), 10-27 (2017).
  19. Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term continuous EEG monitoring in small rodent models of human disease using the Epoch wireless transmitter system. J Vis Exp. (101), e52554(2015).
  20. Kent, B. A., Strittmatter, S. M., Nygaard, H. B. Sleep and EEG power spectral analysis in three transgenic mouse models of Alzheimer's disease APP/PS1, 3xTgAD, and Tg2576. J Alzheimers Dis. 64 (4), 1325-1336 (2018).
  21. Luttjohann, A., Schoffelen, J. M., van Luijtelaar, G. Peri-ictal network dynamics of spike-wave discharges: Phase and spectral characteristics. Exp Neurol. 239, 235-247 (2013).
  22. Oblak, A. L., et al. Comprehensive evaluation of the 5XFAD mouse model for preclinical testing applications: A MODEL-AD study. Front Aging Neurosci. 13, 713726(2021).
  23. Osanai, H., Kitamura, T., Yamamoto, J. Hybrid microdrive system with recoverable opto-silicon probe and tetrode for dual-site high density recording in freely moving mice. J Vis Exp. (150), e60028(2019).
  24. Schroder, T., et al. The DREAM implant: A lightweight, modular, and cost-effective implant system for chronic electrophysiology in head-fixed and freely behaving mice. J Vis Exp. (209), e66867(2024).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

EEGEEGEEG

מאמרים קשורים