הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

וולטמטריה מחזורית בסריקה מהירה להקלטת שחרור דופמין מחוץ לחיים

487 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/69790

⸱

17 במרץ 2026

 ,  , 
1Department of Clinical and Biomedical Sciences, University of Exeter Medical School, Hatherly Laboratories

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

וולטמטריה מחזורית בסריקה מהירה (FCV) מודדת דינמיקת דופמין מהירה ברזולוציה תת-שנייה באמצעות מיקרואלקטרודות סיבי פחמן. פרוטוקול זה מתאר FCV בפרוסות מוח עכבר חריפות, כולל ייצור אלקטרודות, הכנת פרוסות, כיול ובדיקות מבוססות גירוי, כדי לבחון כיצד נוירונים בין-נוירליים כולינרגיים מווסתים את שחרור הדופמין הסטריאטלי בתנאים פיזיולוגיים.

תקציר

וולטמטריה מחזורית בסריקה מהירה (FCV) היא טכניקה אלקטרוכימית המאפשרת זיהוי בזמן אמת של נוירוטרנסמיטרים חמצנים, כולל דופמין (DA), נוראפינפרין וסרוטונין, ברזולוציה זמנית תת-שנייה. על ידי יישום גל מתח משולש סורק במהירות על מיקרואלקטרודה מסיבי פחמן, FCV מאפשר מדידה רגישה מאוד של שינויים מהירים וחולפים בריכוזי הנוירוטרנסמיטרים החוץ-תאיים בדיוק זמני מצוין. זה הופך את FCV למתאים במיוחד להקלטת אירועי איתות נוירומודולטוריים מהירים. מאמר זה מתאר את יישום FCV למדידת שחרור DA מעורר בפרוסות מוח עכבר ex vivo . הפרוטוקול מפרט שלבים חיוניים לייצור מיקרואלקטרודות מסיבי פחמן, הכנת פרוסות מוח חריפות, התניה של אלקטרודות, איסוף נתונים וכיול פוסט-הוק להמרת אותות זרם לריכוזי DA מוחלטים. באמצעות האנטגוניסט הסלקטיבי המכיל β2 ניקוטיני אצטילכולין (nAChR) דיהידרו-β-אריתרואידין (DHβE), אנו מראים כי פעילות nAChR משפיעה באופן מווסת חזק על שחרור DA סטריאטל. יחד, מחקר זה מדגיש את FCV כגישה עוצמתית לחקר העברת מונואמין בין אזורי מוח.

מבוא

וולטמטריה מחזורית בסריקה מהירה (FCV) היא טכניקה אלקטרוכימית שפותחה למעקב אחר תנודות מהירות בנוירוטרנסמיטרים אלקטרואקטיביים1. בניגוד לוולטמטריה מחזורית מסורתית, שמשתמשת בקצב סריקה איטי1, FCV מפעיל גל פוטנציאל משולש בקצב סריקה מהיר בהרבה (בדרך כלל 400 V/s) דרך מיקרואלקטרודה מסיבי פחמן בקנה מידה מיקרומטר, המאפשרת מדידות תת-שנייה של ריכוז נוירוטרנסמיטרים2. קצבי סריקה גבוהים אלו יוצרים זרם טעינה רקע גדול אך יציב שניתן להחסיר דיגיטלית כדי לבודד את זרמי הפרדה הנוצרים מתגובות חמצון והפחתה של נוירוטרנסמיטרים 2,3.

FCV מאפשר מדידה בזמן אמת של ריכוזי הנוירוטרנסמיטרים החוץ-תאיים באזורים מסוימים במוח, ומספק רזולוציה זמנית גבוהה וסלקטיביות כימית מתונה4. תכונות אלו הופכות את FCV למתאים במיוחד לחקר אותות נוירוכימיים מהירים בתכנות הן ב-vivo והן בתכנות מחוץ לחיים, כולל בעלי חיים שנעים בחופשיות או מרדימים וחתכות מוח חריפות 5,6,7. טכניקה זו מציעה מספר יתרונות: (1) פרוטוקולי גירוי מבוקרים יכולים לשמש לעורר תגובות דופמינרגיות מוגדרות; (2) הקוטר הקטן של מיקרואלקטרודות סיבי פחמן מפחית נזק לרקמה ומאפשר רישום מרחבי מדויק; (3) FCV תואם מאוד למניפולציות פרמקולוגיות, ומאפשר חקירה יעילה של קינטיקת שחרור וספיגת מונואמין; ו-(4) השילוב בין סלקטיביות כימית לרזולוציה זמנית גבוהה מספק גילוי משופר בהשוואה לשיטות אלקטרוכימיות אחרות, כגון אמפרומטריה, ושיטות דגימה כמו מיקרודיאליזה, שללעיתים קרובות חסרות את המהירות ללכוד אירועים נוירוטרנסמיטיים מהירים וחולפים או להתמודד עם אתגרים בזיהוי וכימות מולקולות מסוימות5.

דופמין (DA) הוא נוירומודולטור מרכזי המעורב בתגמול, מוטיבציה, שליטה מוטורית והיבטים רבים של למידה וזיכרון, והוא מאופיין בדינמיקות שחרור מהיר וחולף8. ב-FCV, גל מתח משולש, בדרך כלל נע בין -0.4 וולט ל-+1.2 וולט, מוחל שוב ושוב על מיקרואלקטרודה מסיבי פחמן. במהלך הסריטה האנודית (כלפי מעלה), DA ליד פני האלקטרודה מחומצנת בכ-+0.6 וולט, משחררת שני אלקטרונים ונוצרת דופמין-או-קינון. במהלך הסריטה הקתודית (כלפי מטה), התרכובת הזו מצטמצמת חזרה ל-DA בסביבות -0.2 וולט, ותופסת שני אלקטרונים9. החתימה שנוצרת בזרם-מתח מאפשרת זיהוי וכימות מדויק של שחרור וניקוי DA מהירים ברזולוציה מרחבית וזמנית גבוהה, החושפת תנודות שניות-לשנייה ברמות DA חוץ-תאי. בניסויים שלנו, נאספו הקלטות FCV ב-10 הרץ למשך 15-30 שניות, מה שהספיק ללכוד שחרור DA שנגרם על ידי גירוי חשמלי.

בתוך הסטריאטום, שחרור DA מווסת בקפדנות על ידי נוירונים פנימיים כולינרגיים מקומיים (ChIs). למרות ש-ChI מהווים רק ~1%-2% מנוירונים סטריאטליים, הם מתרחבים מאוד ויש להם שליטה חזקה על אקסונים דופמינרגיים דרך אינטראקציות אקסו-אקסוניות10,11. רגולציה זו צפויה למלא תפקיד קריטי בלמידה סטריאטלית. במהלך הלמידה, נוירוני DA במוח האמצעי מציגים ירי פאזי בתגובה לסימנים12 של תגמולים או חיזוי תגמול, בעוד ש-ChI מציגים דפוס ירי מרובה פאזי רב-פאזי13. ההתאמה הזמנית בין הפסקת ה-ChI לפעילות ה-DA הפאזית מדגישה עוד יותר את חשיבות הוויסות של שחרור DA בתיווך ChI באמצעות קולטני אצטילכולין ניקוטיניים (nAChRs)14,15. מעבר לוויסות שחרור DA, הוכח כי צירוף מקרים זמני זה הכרחי ליצירת פלסטיות סינפטית הקשורה ללמידה בסטריאטום16, מה שמעיד על חשיבות הבהרת האינטראקציות בין סיגנלינג ChIs ל-DA במעגל זה.

ChI משפיעים על שחרור DA לפחות דרך שני מנגנונים מובחנים. ראשית, הפעלה סינכרונית של ChIs יכולה לעורר שחרור DA מהיר וקצר השהיה שמתרחש באופן עצמאי מהירי סומטי דופמינרגי באמצעות הפעלת nAChRs על אקסוני DA 17,18,19. צורה זו של שחרור DA אקסונלי ככל הנראה מתווכת על ידי יצירת פוטנציאלי פעולה חוץ-רחמיים בתוך אקסוני DA17. שנית, הפעלת ChI יכולה לדכא באופן עמוק שחרור DA לאחר מכן על ידי מניעת דה-פולריזציה של אקסוני DA20. ראוי לציין כי דיכוי זה מתרחש עם השהיה קצרה מאוד ויכול להיגרם מרמות פעילות ChI נמוכות יחסית שאינן גורמות לשחרור DA שניתן לזיהוי, מה שמרמז שהפעלה של nAChRs יעילה יותר בדיכוי שחרור DA מתמשך מאשר בהפעלת שחרור DA. לכן, גורמים אלו מצביעים על כך ש-Chis עשוי להשפיע באופן מדכא על שחרור DA בתנאים פיזיולוגיים. עם זאת, בקנה מידה מרחבי עדין יותר, ChIs עשויה להקל מקומית על שחרור אקסונלי DA.

ביחד, ממצאים אלו מדגישים תפקיד רגולטורי מדויק של ChIs בשליטה על איתות DA סטריאטלי20. FCV מספק גישה עוצמתית לניתוח אינטראקציות אלו בין Chl-DA, שכן הרזולוציה הזמנית הגבוהה שלו מאפשרת מדידה מדויקת הן של ההשפעות המקלות והן המדכאות של פעילות ChI על שחרור DA.

מאמר זה מתאר את ההליכים החיוניים לייצור מיקרואלקטרודות סיבי פחמן ולמדידת ריכוזי DA חוץ-תאיים מעוררים באמצעות FCV בתכנות אקס ויבו.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל הליכי בעלי החיים אושרו על ידי הוועדה לרווחת בעלי חיים וביקורת אתית של אוניברסיטת אקסטר ובוצעו תחת רישיון משרד הפנים [PP262252]. החומרים והציוד בהם משתמשים מופיעים בטבלת החומרים.

1. הכנת מיקרואלקטרודות סיבי פחמן

  1. מלא מיכל זכוכית נקי באצטון. טבלו את נימי הזכוכית במלואם באצטון, כדי לוודא שכל נימי דם מלא.
  2. באמצעות פינצטה, מכניסים סיב פחמן יחיד לנימים מלאים באצטון. הסר את הנימים מהאצטון ואפשר להם להתייבש באוויר לחלוטין.
  3. טעין את הצינור הקפילרי היבש לתוך מושך מיקרואלקטרודות אנכי, תוך מיקום נקודת האמצע של הצינור בקו עם חוט החימום.
  4. הפעל את המושך וקבע את רמת החימום ל-58.1 כדי לייצר שתי אלקטרודות סיבי פחמן מצינור קפילרי יחיד. אסוף את האלקטרודות שנמשכו לצורך חיתוך.
    הערה: אין הגדרות אוניברסליות לטמפרטורת חימום או כוח משיכה. פרמטרים אלו משתנים בין מכשירים ויש לייעלם באמצעות ניסוי וטעייה בכל מערכת מעבדה.
  5. הניחו את האלקטרודה שנמשכה תחת מיקרוסקופ המצויד ברטיקל בקוטר 10×. באמצעות סכין מנתח, גזם את קצה הסיב לאורך ~100 מיקרון (איור 1A).
  6. להסיר כ-1 ס"מ בידוד מכל קצה של חוט מוליך. מרחו שכבה דקה של דיו כסף מוליך על קצה חשוף אחד.
  7. הכנס את קצה החוט המצופה כסף לקצה האחורי של אלקטרודת סיבי הפחמן, כדי להבטיח מגע יציב בין החוט לסיב. סגור את החיבור עם דבק סופר ותן לו להתייבש לגמרי.

2. הכנת פתרונות

  1. הכינו את תמיסת החיתוך מבוססת סוכרוז.
    1. להכנת 1 ליטר של תמיסת חיתוך מבוססת סוכרוז (pH 7.4, ~300 mOsm/L), יש להמיס את הרכיבים הבאים (במילימטר): 85 NaCl, 25 NaHCO3, 2.5 KCl, 1.25 NaH2PO4, 7 MgCl2, 10 גלוקוז ו-65 סוכרוז.
    2. העבר 200 מ"ל מתמיסת החיתוך מבוססת סוכרוז לבקבוק נקי. מוסיפים 200 מיקרוליטר של 1 M CaCl2· H2O כדי להגיע לריכוז CaCl2 סופי של 1 מ"מ. בובע את התמיסה בתערובת גז של 95%O2 / 5%CO2 לפחות 30 דקות לפני השימוש.
  2. הכינו נוזל מוח-שדרתי מלאכותי (aCSF, pH 7.4, 300 mOsm/L) להקלטה.
    1. הכינו תמיסת מלאי של 10× aCSF על ידי המסה ב-1 ליטר מים מזוקקים: 1300 מ"מ NaCl, 250 מ"מ NaHCO3, 25 מ"מ KCl, ו-12.5 מ"מ NaH2PO4. אחסן את תמיסת המלאי בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס.
    2. להכנת 1× aCSF, שלב 100 מ"ל מתמיסת 10× aCSF עם 52 מ"ל של 0.5 M NaHCO3. דללו את התערובת ל-1 ליטר עם מים מזוקקים. הוסף 2 מ"ל של 1 M CaCl2· H2O להשגת ריכוז סופי של 2 mM CaCl2. תבע את התמיסה עם 95% O2/5%CO2 לפחות 30 דקות לפני השימוש.
  3. הכינו פתרון סטנדרטי של 2.5 mM DA לכיול
    1. הכינו 0.1 מ"מ חומצה פרכלורית על ידי דילול 20 מיקרוליטר של 0.1 מ' חומצה פרכלורית ל-20 מ"ל מים מזוקקים. ערבבו היטב כדי להבטיח דילול מלא.
    2. שקלו 9.48 מ״ג אבקת DA הידרוכלוריד והמיסו אותה ב-0.1 מ״מ חומצה פרכלורית שהוכנה לעיל, כדי להגיע לריכוז סופי של 2.5 מ״מ. אחסן את התמיסה בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס והגן עליה מאור כדי למנוע חמצון.

3. הכנת פרוסות מוח

  1. הורד את בעלי החיים, ואז מוציאים במהירות את המוח והעבירו מיד לתמיסת חיתוך קרירה מבוססת סוכרוז.
  2. התקן את המוח על פלטפורמת הויברטום וחתוך חתכי קורונל של 300 מיקרון בין +1.5 מ"מ ל-+0.5 מ"מ ביחס לברגמה במהירות חיתוך של 0.34 מ"מ/שנייה.
  3. העבר את הפרוסות לתא התאוששות המכיל aCSF שנשמר בטמפרטורה של 32 מעלות צלזיוס. דגרו את הפרוסות למשך 30-40 דקות.
  4. לאחר ההתאוששות, שמרו את הפרוסות בטמפרטורת החדר ב-aCSF מחומצן ברציפות עד לשימוש נוסף.

4. התקנת מערכת והכנת אלקטרודות

  1. הפעל את מערכת הפרפוזיה. למרוח מים מזוקקים על כל המתקן לפחות 10 דקות. הפעל את מערכת החימום והגדר את הטמפרטורה ל-32 מעלות צלזיוס.
    הערה: ודאו שחיישן הטמפרטורה טבול לחלוטין בתמיסה לפני הפעלת המחמם.
  2. הפעל את תוכנת מחולל הגירויים, מצלמה, מיקרומניפולטור ותאורת רקע מיקרוסקופית.
  3. פתח את תוכנת HDCV לאיסוף נתוני FCV. הגדר את פרמטרי המתח לגל משולש הנע בין -0.4 וולט ל-+1.2 וולט בקצב סריקה של 400 וולט לשנייה, המופעל על 10 הרץ.
  4. הנח את פרוסת המוח במרכז תא החיתוך וקבע אותה באמצעות נבל.
  5. באמצעות המיקרומניפולטור, הביאו את קצה האלקטרודה לשדה הראייה של המיקרוסקופ.
  6. בדוק את קצה האלקטרודה תחת המיקרוסקופ כדי לוודא שהוא שלם ולא שבור.
  7. התחל לאסוף נתונים ובדוק את גרף הזרם-מתח.
  8. הכנו את האלקטרודה החדשה על ידי הצבתה ברקמת קורטיקלית והרצת גל משולש של מחזור לפחות 30 דקות לפני ההקלטה.
    הערה: וולטמוגרם מחזורי תקין צריך להציג עקומת טעינה אופיינית (איור 1B). החלף את האלקטרודה אם הוולטמוגרם מעוות (איור 1C-E) או אם זרם הרקע אינו יציב. אם חוסר היציבות נמשך, בדוק את חיבור ההארקה.

5. מדידת ריכוז DA חוץ-תאית

  1. באמצעות המיקרומניפולטור, העבר את אלקטרודת ההקלטה מאתר ההתניה שלה למיקום ההקלטה היעד בתוך פרוסת המוח.
  2. מקם אלקטרודה דו-קוטבית מגרה קונצנטרית באתר ההקלטה הרצוי. הנח את אלקטרודת ההקלטה במרחק של כ-50 מיקרון מאלקטרודת הגירוי (איור 2A,B).
  3. לספק גירוי חשמלי בפולס יחיד ב-0.65 mA עם רוחב פולס של 200 מיקרושניות ורווח בין גירויים של 150 שניות. ודאו ששיאי החמצון והירידה מתרחשים במתחים הצפויים (איור 2C) ושה-DA החולף מציג קינטיקה טיפוסית של שחרור וניקוי (איור 2D).
  4. הקלט 10 אותות DA בסיסיים ובדוק את שלושת העקבות הסופיות של קו הבסיס. אשר שהשונות בין האותות האלה היא פחות מ-5%.
    הערה: אם משרעת האות נמוכה או ממשיכה לרדת, בדוק את אספקת הקרבוגן, יציבות הטמפרטורה, ואת האוסמולריות וה-pH של ה-aCSF.
  5. העבירו פולסי גירוי באמצעות רצף פסאודו-אקראי הכולל גם פרדיגמות של פולס יחיד (1p) וגם של ארבעה פולסים (4p, 100 הרץ).
    הערה: גירוי 4p 100 הרץ מחקה את הירי הטבעי בתדר גבוה של נוירוני DA11 ומשמש לעיתים קרובות להערכת עוצמת הדיכאון התלוי ב-ChI, שמתרחש כ-7-8 מילישניות לאחר הפעלת CHI20. דפוסי גירוי חלופיים לאורך כל ההקלטה כדי למזער הטיית רצף.
  6. המיס את הסוכן הפרמקולוגי הרצוי ב-aCSF ומבעבע את התמיסה עם 95% O2/5%CO2 למשך לפחות 10 דקות.
  7. מרחים את התרופה על תא האמבטיה ודגרו עד להשגת האפקט הפרמקולוגי המלא (למשל, 10-15 דקות ל-DHβE). חזור על הליכי הגירוי וההקלטה בתנאים שטופלו בתרופות.

6. כיול

  1. הכינו תמיסת כיול DA של 2 מיקרומום על ידי דילול 20 מיקרוליטר ממאגר ה-2.5 mM DA ל-25 מ"ל של aCSF מחומצן.
  2. מקם את האלקטרודה קרוב לכניסה. כוון את פוקוס המיקרוסקופ כדי לראות בבירור את הקצוות העליונים והתחתונים של הפתח. התמקדו מחדש במרכז צינור הכניסה וכווננו את המיקרומניפולטור (העלאה או הורדה) עד שקצה האלקטרודה נראה בבירור.
  3. יש לחדור את האלקטרודה עם aCSF מחומצן בקצב זרימה מהיר במשך כ-10 שניות כדי לשטוף את פני השטח של האלקטרודה. בעת צפייה במתג תחת מיקרוסקופ, החלף את קו הפרפוזיה מ-aCSF לתמיסת כיול DA.
  4. שמור על פרפוזיה עם תמיסת DA למשך 30-60 שניות. להחזיר את הצינור ל-aCSF ולהמשיך לזרם כדי לשטוף את ה-DA. חזור על כל תהליך הכיול שלוש פעמים.
  5. חשב את מקדם הכיול (nA/μM) באמצעות תגובת הזרם הממוצעת (ΔI) משלושת יישומי DA (איור 2E). לכל יישום, חשב ΔI באמצעות: ΔI = IDApeak− IDAbase. ממוצע ערכי ΔI וחלקו בריכוז DA הידוע (2 מיקרומון) כדי לקבל את מקדם הכיול של האלקטרודה.
  6. סמן את האלקטרודה עם תאריך הניסוי ושמור את כל קבצי נתוני הכיול לעיון עתידי.
    הערה: כל אלקטרודת הקלטה מכויילת בסוף יום הניסוי ואינה משמשת מחדש להקלטות הבאות כדי להבטיח רגישות ודיוק מיטביים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

אמפליטודות שחרור DA נמדדו מתוך הקלטות FCV שהוחסרו ברקע. בכל ניסוי, אות הרקע נוצר על ידי ממוצע של חמש וולטמוגרפיות קדם-גירוי יציבות, מה שאפשר בידוד ברור של שיא החמצון. שחרור DA נמדד כזרם החמצון השיא של כ-+0.6 וולט. בסיום כל ניסוי, האלקטרודות כוילו, וזרמי החמצון השיא הומרו לריכוזי DA באמצעות מקדם רגישות ספציפי לאלקטרודה (nA/μM). כדי להקל על השוואות בין מצבים, התגובות נמדדו בממוצע בשלושה ניסויים ונרמלו לתגובה הבסיסית של דופק יחיד (1p) שנרשמה באותו פרוסה.

בתנאים ב...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

פרוטוקול זה מתאר את ההליכים הבסיסיים למדידת שחרור DA מעורר באמצעות FCV בפרוסות מוח חריפות בעכבר ומספק מדריך מקיף לזרימת העבודה החיונית. בנוסף ליישומים ספציפיים ל-DA, ניתן להשתמש ב-FCV גם לזיהוי נוירוטרנסמיטרים אחרים, כגון נוראדרנלין וסרוטונין, הן בתכנות אקס ויבו והן ב-in vivo 21,22,23. כאן אנו מדגישים את המרכיבים המרכזיים של השיטה, כולל ייצור מיקרואלקטרודות מסיבי פחמן, הכנת פרו...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

יאן-פנג ג'אנג הוא מייסד Oxbio.

תודות

עבודה זו מומנה על ידי מענק (SBF009\1125) מפרס Springboard של האקדמיה למדעי הרפואה, בתמיכת קרן הלב הבריטית, Diabetes UK, משרד הממשלה למדע, חדשנות וטכנולוגיה (DSIT), ו-Wellcome to Y.-F. Z.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
אצטוןסיגמא-אלדריץ'534064-500ml
כלוריד סידןסיגמא-אלדריץ'21115-100 מ"לפתרון של 1M
סיבי פחמןגודפלו קיימברידג' בע"מLS596012 צו
אלקטרודה דו-קוטבית קונצנטריתFHC300197אלקטרודת גירוי
הידרוברומיד דיהידרו-ובטא;-אריתרואידיןTocris Biosciences12A/295293
דופמין HClapexbtB1482
מערכת פוטנציוסטט מחזורית לסריקה מהירהWaveNeuroAF01FSCV1
נימי זכוכית  מערכת הרווארדGC200F-10
גלוקוזסיגמא-אלדריץ'SLCQ7550
ספק כוח הלוגןאולימפוס  TH4
מגרה זרם מבודדדיגיטימרDS3
מגנזיום כלוריד הקסאהיראטסיגמא-אלדריץ'M2670
Multicore Cable Multicomp Pro3372784
חומצה פרכלוריתמדעי הפישרUN29200.1M בחומצה אצטית קרחואית
משאבות פריסטלטיותגילסון  מיניפלוס 3
כלוריד אשלגןסיגמא-אלדריץ'P9541
פריים BSI אקספרסטלדיין01-פריים-BSI-EXP
צבע מוליך כסףרכיבי RSRS 186-3600
התייחסות לכלורידים כסף/כסףוורלד פרסיז'ן אינסטרומנטס0226Eאלקטרודת ייחוס
SliceScopeסיינטיפיקהPro 2000
נתרן ביקרבונטסיגמא-אלדריץ'S5761
כלוריד נתרןמדעי הפישר2402665
נתרן פוספט מונובסיסיסיגמא-אלדריץ'S5011
מחולל גירוימערכות רב-ערוציותSTG5 
סוקרוזהמיליפור84100
מושך מיקרואלקטרודות אנכי נארישיגהPC-100

מקורות

  1. Roberts, J. G., Sombers, L. A. Fast-scan cyclic voltammetry: Chemical sensing in the brain and beyond. Anal Chem. 90 (1), 490-504 (2018).
  2. Venton, B. J., Cao, Q. Fundamentals of fast-scan cyclic voltammetry for dopamine detection. Analyst. 145 (4), 1158-1168 (2020).
  3. Movassaghi, C. S., et al. Maximizing electrochemical information: A perspective on background-inclusive fast voltammetry. Anal Chem. 96 (16), 6097-6105 (2024).
  4. Zhao, S., Piatkevich, K. D. Techniques for in vivo serotonin detection in the brain: State of the art. J Neurochem. 166 (3), 453-480 (2023).
  5. Rodeberg, N. T., Sandberg, S. G., Johnson, J. A., Phillips, P. E. M., Wightman, R. M. Hitchhiker's guide to voltammetry: Acute and chronic electrodes for in vivo fast-scan cyclic voltammetry. ACS Chem Neurosci. 8 (2), 221-234 (2017).
  6. Wickham, R. J., Park, J., Nunes, E. J., Addy, N. A. Examination of rapid dopamine dynamics with fast scan cyclic voltammetry during intra-oral tastant administration in awake rats. J Vis Exp. (102), e52468(2015).
  7. Maina, F. K., Khalid, M., Apawu, A. K., Mathews, T. A. Presynaptic dopamine dynamics in striatal brain slices with fast-scan cyclic voltammetry. J Vis Exp. (59), e3464(2012).
  8. Klein, M. O., et al. Dopamine: Functions, signaling, and association with neurological diseases. Cell Mol Neurobiol. 39 (1), 31-59 (2019).
  9. Clark, P. J., España, R. A. In dopaminergic system function and dysfunction: Experimental approaches. Fuentealba-Evans, J. A., Henny, P. , Springer US. New York, NY. 249-281 (2023).
  10. Zhang, Y. -F., Cragg, S. J. Pauses in striatal cholinergic interneurons: What is revealed by their common themes and variations. Front Syst Neurosci. 11, 80(2017).
  11. Rice, M. E., Cragg, S. J. Nicotine amplifies reward-related dopamine signals in striatum. Nat Neurosci. 7 (6), 583-584 (2004).
  12. Schultz, W., Dayan, P., Montague, P. R. A neural substrate of prediction and reward. Science. 275 (5306), 1593-1599 (1997).
  13. Aosaki, T., et al. Responses of tonically active neurons in the primate's striatum undergo systematic changes during behavioral sensorimotor conditioning. J Neurosci. 14 (6), 3969-3984 (1994).
  14. Joshua, M., Adler, A., Mitelman, R., Vaadia, E., Bergman, H. Midbrain dopaminergic neurons and striatal cholinergic interneurons encode the difference between reward and aversive events at different epochs of probabilistic classical conditioning trials. J Neurosci. 28 (45), 11673-11684 (2008).
  15. Morris, G., Arkadir, D., Nevet, A., Vaadia, E., Bergman, H. Coincident but distinct messages of midbrain dopamine and striatal tonically active neurons. Neuron. 43 (1), 133-143 (2004).
  16. Reynolds, J. N. J., et al. Coincidence of cholinergic pauses, dopaminergic activation and depolarisation of spiny projection neurons drives synaptic plasticity in the striatum. Nat Commun. 13 (1), 1296(2022).
  17. Liu, C., et al. An action potential initiation mechanism in distal axons for the control of dopamine release. Science. 375 (6587), 1378-1385 (2022).
  18. Threlfell, S., et al. Striatal dopamine release is triggered by synchronized activity in cholinergic interneurons. Neuron. 75 (1), 58-64 (2012).
  19. Cachope, R., et al. Selective activation of cholinergic interneurons enhances accumbal phasic dopamine release: Setting the tone for reward processing. Cell Rep. 2 (1), 33-41 (2012).
  20. Zhang, Y. -F., et al. An axonal brake on striatal dopamine output by cholinergic interneurons. Nat Neurosci. 28 (4), 783-794 (2025).
  21. Nguyen, M. D., Venton, B. J. Fast-scan cyclic voltammetry for the characterization of rapid adenosine release. Comput Struct Biotechnol J. 13, 47-54 (2015).
  22. Dunham, K. E., Venton, B. J. Improving serotonin fast-scan cyclic voltammetry detection: New waveforms to reduce electrode fouling. Analyst. 145 (22), 7437-7446 (2020).
  23. Rafi, H., Zestos, A. G. Recent advances in FSCV detection of neurochemicals via waveform and carbon microelectrode modification. J Electrochem Soc. 168 (5), 057520(2021).
  24. Salinas, A. G., et al. Distinct sub-second dopamine signaling in dorsolateral striatum measured by a genetically-encoded fluorescent sensor. Nat Commun. 14 (1), 5915(2023).
  25. Schmidt, K. T., McElligott, Z. A. Dissecting the catecholamines: How new approaches will facilitate the distinction between noradrenergic and dopaminergic systems. ACS Chem Neurosci. 10 (4), 1872-1874 (2019).
  26. Farassat, N., et al. In vivo functional diversity of midbrain dopamine neurons within identified axonal projections. Elife. 8, 48408(2019).
  27. John, C. E., Jones, S. R. In electrochemical methods for neuroscience. Michael, A. C., Borland, L. M. , CRC Press/Taylor & Francis Taylor & Francis Group, LLC. Boca Raton. (2007).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

מיקרו-אלקטרודת סיבי פחמןהכנת פרוסות מוחזיהוי מוליכים עצבייםהתניית אלקטרודהרכישת נתוניםתמסורת מונואמיניתקולטן ניקוטיני לאצטילכולין

מאמר זה פורסם

הסרטון יגיע בקרוב

צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.