מאמר שיטה

עיצוב וסטנדרטיזציה של מודל פגיעת לסת התחתונה לחקר התחדשות רקמת קרניו-פנים במודל Ambystoma mexicanum

DOI:

10.3791/69895

⸱

24 באפריל 2026

 , 
1Departamento de Estudios Básicos Integrados, Facultad de Odontología, Universidad de Antioquia, 2Grupo Genética, Regeneración y Cáncer, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Antioquia, 3Instituto de Biología, Universidad de Antioquia

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מטרת מחקר זה הייתה לאחד גישה ניתוחית בטוחה וניתנת לשחזור לביצוע כריתה רוחבית מלאה של הלסת התחתונה ב-Ambystoma mexicanum לצורך חקר התחדשות רקמת הקרניופציאלית.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הקומפלקס הקרניופציאלי הוא אזור אנטומי שבבני אדם עלול להיות מושפע ממומים התפתחותיים, טראומות ופתולוגיות כגון סרטן, מה שמוביל לאובדן רקמות פגועות. דבר זה יוצר צורך לחפש אסטרטגיות לשיקום רקמות אבודות אלו. דבר זה קידם את חקר המנגנונים התאיים והמולקולריים שמארגנים את התגובה הרגנרטיבית של מבני קרניו-פנים פגועים במינים מתחדשים, כאשר Ambystoma mexicanum (A. mexicanum) הוא מין בעל עניין רב.

בהתאם לאמור לעיל, תוכנן וסטנדרט מודל נגע כירורגי שניתן לשחזור בלסת של אקסולוטלים כדי לחקור את התגובה הרגנרטיבית של רקמות פגועות ולדמות פגם קריטי כמו אלו שבוצעו בבני אדם. לכן, בעלי חיים צעירים/בוגרים בטווח של 12-15 ס"מ הורדמו עם 0.1% טריקאין למשך 20-30 דקות. לאחר מכן בוצעה קטיעה רוחבית מלאה בטכניקת ארבע ידיים בשליש המרוחק של הלסת, כולל אזור הסימפיזי והפאראסימפיזיאלי, תוך הסרת מבנים שלדיים התואמים לעצם הדנטרית ולסחוס מקל, וכן רקמות רכות כמו שריר, רקמת חיבור, עצבים ועור. בהמשך, שאריות עצם הוסדרו, והוחלו 0.5% סולפמראזין. תגובת הרקמה הוערכה הן במקרוסקופית והן בדיאפניזציה. כל ההליכים שבוצעו אושרו על ידי ועדת הניסויים בבעלי חיים של אוניברסיטת אנטיוקיה, קולומביה. התוצאות מראות כי בעלי החיים שנקטעו הצליחו לחדש מחדש את המבנים הגולגולתיים שהוסרו מבחינה מורפולוגית, מבנית ותפקודית.

חשוב מאוד, עבודה זו מספקת טכניקת ניתוח ניתנת לשחזור עם הישרדות מלאה של בעלי חיים שנקטעו או נקטעו מחדש כאשר נדרשה איסוף רקמות מתחדשות. לכן, עיצוב ניתוחי זה מהווה קלט בסיסי לביצוע ניתוחים השוואתיים עם חולייתנים אחרים המסוגלים לחדש מבנים גולגולתיים ופנים ולחקר המנגנונים התאיים והמולקולריים שמאחורי תגובה רגנרטיבית זו בעתיד.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

היכולת לחדש רקמות, איברים ומבנים מורכבים תוארה רבות ברחבי ממלכת החי 1,2,3. לכן, העניין בהבנת האופן שבו מינים אלו יכולים להפעיל ולווסת את התגובה הרגנרטיבית לאחר פציעה או קטיעה של מבנים שונים בתוך איברים, כגון גפיים וזנבות, היה מוקד תשומת הלב במחקר הביולוגיה של ההתחדשות 4,5,6,7,8.

רלוונטי מאוד לעבודה זו, מחקר התחדשות רקמת הקרניופציאלית היה גם תחום עניין משמעותי ברחבי העולם, בהתחשב בכך שאזור אנטומי זה מושפע מאוד מטראומה בפנים, הפרעות התפתחותיות קרניופציאליות, מחלות זיהומיות ופתולוגיות גידול, כולל סרטן הפה9. בנוכחות גידולים, נדרש כריתה של מבנים או אזורים גדולים של רקמה, בין אם בלסתות או באזורים פנים אחרים, מה שיוצר בסופו של דבר צורך לשחזר ולקדם את תיקון האזור הפגוע 10,11,12. כתוצאה מכך, בעשורים האחרונים, חקר התחדשות רקמות הגולגולת הפציאלית התרחב, לאור הצורך לחקור ולזהות את המנגנונים התאיים והמולקולריים שיכולים לשפר את התגובה הרגנרטיבית של רקמות אלו במינים בעלי יכולת רגנרציה נמוכה, כמו בני אדם13,14. דבר זה הוביל לשימוש במודלים בעלי חיים המסוגלים לחדש מבנים גולגולתיים, כמו הלסת, כדי לחקור ולהבהיר את המנגנונים המעורבים בתגובה הרגנרטיבית לאחר יצירת נגעים קטנים או פגמים קריטיים בלסת.

מחקרים קודמים על קטיעה לסתית הדגישו את עיצובם של סוגים שונים של גישות כירורגיות שמאתגרות את יכולתם של מינים שונים לשקם מבנה זה16. במקרה של דג זברה, קטיעות רוחביות בשליש הרחוק של הלסת וגישות צדדיות ללסת חשפו תגובה רגנרטיבית שבה הקטע שנקטע משוחזר מורפולוגית והיסטולוגית17,18. מצד שני, מחקרים פורצי דרך בדו-חיים, כגון Notophthalmus viridescens, הראו כי לאחר קטיעה רוחבית של הלסת התחתונה, הכוללת מבנים כמו הלשון ומכשיר הלוע במישור הקטיעה, רקמות אבודות, כולל עצם השיניים, רקמת השריר והשיניים, יכולות להתחדש. עם זאת, המבנה הלשוני והמכשיר הלועי אינם ניתנים לשיקום19,20. עם זאת, כאשר הלשון והמכשיר הלוע אינם כלולים במישור הקטיעה באותו מין, כל הרקמות המתחדשות משחזרות את הצורה והמבנה של הרקמות שנקטעו21,22. בנוסף, קטיעות רוחביות במין Cynops pyrrhogaster שאינן כוללות את הלשון במישור הקטיעה, מראות תגובה רגנרטיבית של מבני הלסת התחתונה שנקטעו23. מחקרים אחרים מראים כי קטיעות רוחביות מלאות בשליש הקרוב של הלסת התחתונה ובנסיגות הצדדיות של הלסת התחתונה במינים כמו Ambystoma maculatum, Desmognathus fuscus, Plethodon cinereus, Eurycea bislineata ו-Ambystoma opacum מעודדות תגובה רגנרטיבית ברקמה הפגועה 24,25. דבר זה מראה שבדו-חיים, הצלחת התגובה הרגנרטיבית יכולה להשתנות בהתאם לעיצוב והיקף הרקמות המעורבות במישור הקטיעה.

מצד שני, אחד ממיני המודל בקרב דו-חיים המשמשים כמקור לימוד המנגנונים שמאחורי התגובה הרגנרטיבית הוא דו-חיים אורודלי A. mexicanum 26,27. דיווחים קודמים הוכיחו שמדובר במודל יוצא דופן המסוגל לחדש מבנים גולגולתיים, כולל הרקמות הרכות של רצפת הפה, עצם השיניים, סחוס מקל, ומבנים שריריים ודנטליים 28,29,30,31. ממצאים אלו נבעו מגישות כירורגיות שונות, כולל פגיעת אגרוף ברצפת הפה, כריתת שיניים יחד עם חלק מהעצם הדנטרית, וגישה רחבה יותר המתאפיינת בקטיעה צדדית של חלק מהלסת התחתונה 28,29,30,31. עם זאת, עד כה לא תוארה גישה כירורגית רוחבית מלאה שיוצרת פגם קריטי, הכולל בו-זמנית את האזור הדיסטלי של ההמימנדיבלים השמאלי והימני, וכן את עצם השיניים, סחוס מקל, הסימפיזיזה המלאה של המנדיבולה, ורקמות שיניים ושרירים דו-צדדיות.

לכן, מאמר זה מתאר את התהליך שלב אחר שלב לביצוע כריתה רוחבית מלאה של הלסת של A. mexicanum, המאפשר מעקב אחר התגובה הרגנרטיבית של הרקמות שנקטעו עם שיעור חיוניות של 100% בבעלי החיים שמנותחים. יתרה מזאת, לאור היעדר פרטים על אופן ביצוע קטיעה מסוג זה, מדריך כירורגי זה נועד להבטיח שחזוריות של גישה כירורגית זו עבור כל חוקר המתכנן לבצע ניתוחים השוואתיים ברמות המורפולוגיות, הרקמות, התאיות והמולקולריות במין זה ואחרים שנחשפו לאותה גישה ניתוחית, וכן לגישות נוספות, כולל קטיעה צדדית של הלסת התחתונה. בסופו של דבר, עבודה זו מספקת בסיס לזיהוי מולקולות עתידיות המקדמות את התגובה הרגנרטיבית של מבנים אלו, עם יישומים פוטנציאליים ברפואה רגנרטיבית של רקמות קרניופציאליות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

האורגניזם המודל בפרויקט זה היה הסלמנדרה A. mexicanum, אנדמית לסוצ'ימילקו, מקסיקו. המושבה הזו של בעלי חיים הוקמה חוקית בשנת 2014 עם ייבוא סלמנדרות הורים ממרכז המלאי הגנטי אמביסטומה באוניברסיטת קנטקי, וכיום יש בה 32 הורים ויותר מ-200 בעלי חיים צעירים. כל ההליכים אושרו על ידי ועדת האתיקה לניסויים בבעלי חיים של אוניברסיטת אנטיוקיה (UdeA) תחת חוק מס' 151 מ-27 במרץ 2023, תוך התחשבות בסטנדרטים לאומיים ובינלאומיים של אתיקה בניסויים בבעלי חיים, כגון פרק VI של חוק 84 משנת 1989 וכותרת V של החלטה 8430 משנת 1993 של משרד הבריאות, קולומביה,32,33.

1. טיפול בבעלי חיים

הערה: בעלי חיים באורך של כ-12 עד 15 ס"מ עם פנוטיפ בר שימשו לסטנדרטיזציה של פרוטוקול זה. עם זאת, בעלי חיים קטנים יותר ובעלי חיים עם פנוטיפים אחרים אינם מוחרגים.

  1. בחרו אקסולוטלים באורך של כ-12-15 ס"מ (מהאף ועד הזנב).
  2. הנח את האקסולוטלים בנפרד במיכל גדול מספיק כדי לאפשר להם לנוע בקלות, רצוי שקוף ומלבני.
  3. שמרו על החיות בטמפרטורה שבין 19 מעלות צלזיוס ל-21 מעלות צלזיוס בתמיסת הולטפרטר של 20% לפני ההליך ומחזורי אור-חושך (12:12).
    הערה: ככל האפשר, הימנעו מהאכלה מופרזת של בעלי החיים 24 שעות לפני ביצוע ההליך. זה כדי למנוע התקפי הקאה.

2. כריתה רוחבית מלאה בשליש המרוחק של הלסת התחתונה

  1. הכנת הרדמה וטרום-ניתוח לבעלי חיים
    1. הכינו תמיסת הרדמה טריקאין מתאנסולפונאט של 0.1%: ערבבו 1 גרם טריקאין מתאנסולפונט, 100 מיקרוליטר של 1 מ' אתילנדיאמין-טטראצאטית חומצה (EDTA), pH 7.5, 50 מיקרוליטר של 0.5% פנול אדום, ויצרו עד 1 ליטר עם 40% תמיסת הולטפרטר. כוונו את ה-pH ל-7.5 עם NaOH.
    2. הכינו את כל כלי המיקרוכירורגיה הסטריליים (מספריים, מלקחיים, פינצטה, מרית 7A, צינורות 1.5 מ"ל, דנטימטר, פיפטת פסטר, צלחת פטרי ומגש פלסטיק כדי למקם את החיה לניתוח בהמשך לאחר מכן.
    3. נקה את אזור העבודה עם אלכוהול אנטיספטי של 70%, כוון וממקם את האור הישיר מעל שדה הניתוח בצורה נכונה.
  2. אנסטזיה
    1. הניחו את האקסולוטל במיכל עם כ-500 מ"ל של תמיסת הרדמה טריקאין מתאנסולפונאט 0.1% למשך 20-30 דקות כדי להבטיח הרדמה עמוקה.
      הערה: ודאו שהחיה טבולה לחלוטין בתמיסת ההרדמה.
    2. בדקו סימנים להרדמה כללית על ידי אימות היעדר מוחלט של תנועות זימים ותגובה לגירויים מישושים.
      הערה: כדי לעקוב אחר התחדשות הלסת, לאחר שהחיה נרדמה, יש לצלם תמונות טרום-ניתוחיות באמצעות מיקרוסקופ סטריאומיקרוסקופ, בהתאם לשלבים בסעיף 4.
  3. קטיעה רוחבית מלאה של הלסת
    הערה: יש לבצע את הכריתה בזהירות ובמהירות האפשרית באמצעות טכניקת ארבע ידיים, כלומר שני מנתחים.
    1. הנח בזהירות את החיה במצב שכיבה (פנים כלפי מעלה) על מגש הפלסטיק.
    2. מדדו את האזור שיש לקטוע באמצעות קליפר (מד דנטלי אנדודונטי) מהקצה החיצוני של הלסת לכיוון הקצה הפרוקסימלי של המבנה הזה, כ-2.5 מ"מ באזור הסנטר/הסימפיזה (איור 1A).
      הערה: המדידה עם קליפר מבוצעת על עור בעל החיים (מחוץ לאוראלי).
    3. יש סימן בעיפרון שעווה אדום כדי לזהות את מסלול מישור הקטיעה ואת היקף הפגם הכירורגי.
    4. הרימו בזהירות את האקסולוטל והחזיקו אותו בחוזקה ביד אחת כדי שהחיה לא תחליק מאחיזת המפעיל.
      הערה: פעולה זו צריכה להתבצע על ידי אחד המפעילים (מפעיל 1), בעוד שהמפעיל השני (מפעיל 2) יהיה אחראי על טיפול בכלי הניתוח וביצוע החתך.
    5. מקם אור ישיר מעל אזור הראש של האקסולוטל, במיוחד מעל האזור האנטומי שיש לנתח.
    6. ביד השנייה, השתמשו בצד המעוגל והרחב של מרית 7A כדי להפריד בין הלשון לרצפת הפה ולאזור הלסת לניתוח. (איור 1B).
      הערה: ודא שהלשון מונחת מעט על הלסת העליונה.
    7. ראשית, לבצע (מפעיל 2) חתך ראשוני עם המלקחיים הכירורגיים, מהקצה החיצוני של הלסת, דרך העור והרקמות הקשות (עצם השן וסחוס מקל) (איור 1C).
      הערה: ודא שהכלים מחודדים כראוי לשליטה טובה יותר בעת חיתוך וטיפול ברקמה.
    8. המשך לחתוך לרוחב עם מספריים כירורגיים עדינים כך שהחתך יחצה את רוחב הלסת כולו מאתר החתך הראשון לצד הנגדי עד שהרקמה הדיסטלית של הלסת מוסרת לחלוטין, בהתאם למישור הקטיעה המתוכנן (קטיעה רוחבית מלאה) (איור 1D).
      הערה: במקרה של אקסולוטלים גדולים עם לסתות חזקות יותר, מומלץ לסיים את מישור החיתוך עם מלקחיים לחיתוך נקי ופחות טראומטי של מבני השלד (איור 1E).
    9. שימו לב למשיכה המיידית של הרקמה הרכה שנותרה (איור 1F).
    10. אספו את הרקמה שנקטעה באמצעות מלקחיים מנתחים וטבלו אותה בצינור בנפח 1.5 מ"ל עם התמיסה הרצויה לפי ההליך שיבצע: 4% פאראפורמלדהיד (PFA) לקיבוע והיסטוטכנולוגיה או אימונופלואורסצנציה, או בטריזול או RNA מאוחר יותר להפקת RNA, DNA או חלבון, בין טכניקות נוספות (איור 1F).
      הערה: רקמה זו יכולה לשמש כבקרה שאינה מתחדשת להשוואה לרקמה שהתחדשה מנקודת מבט היסטולוגית, לביטוי גנים בסיסיים, או לזיהוי סמנים של התמיינות סופית ברקמה.
    11. הנח את האקסולוטל בצלחת פטרי, התבונן תחת מיקרוסקופ סטריאו, ושחזר את קצוות העצם ורקמת הסחוס החשופים באמצעות מלקחיים.
    12. הנח בזהירות את האקסולוטל חזרה למגש הפלסטיק ומרח אמבטיות אנטיביוטיקה של 0.5% סולפמראזין למשך 12 שעות.

3. החלמה לאחר ניתוח של A. mexicanum

  1. לאחר הניתוח, הניחו את האקסולוטל במיכל הפלסטיק השקוף עם 40% תמיסת הולטפרטר וצפו בסימני החלמה מהרדמה כללית, כגון תנועות זימים, רפלקס יישור או תגובה לגירויים מישושיים. החלמה מלאה אורכת כ-30-60 דקות.
    הערה: שמרו על תמיסת הולטפרטר של 40% קרה, בטמפרטורה שבין כ-4 מעלות צלזיוס ל-8 מעלות צלזיוס.
  2. החלף את תמיסת ה-Holtfreter הקרה של 40% כל 24 שעות לפחות 8 ימים.
    הערה: 48 השעות הראשונות הן הקריטיות ביותר בהחלמת החיה, ולכן עליה להיות תחת השגחה יומית.
  3. לאחר 24-48 שעות לאחר ההליך, יש להאכיל את האקסולוטל במזון רך שקל יותר לתפוס ופחות טראומטי לבעל החיים.
    הערה: אין להאכיל את האקסולוטל במשך 24 השעות הראשונות לאחר הניתוח.

4. רכישת תמונות וניטור תגובה רגנרטיבית

הערה: יש לצלם את כל התמונות במהירות האפשרית כדי למנוע טיפול ממושך בבעל החיים שהופעל לאחרונה.

  1. לאחר שהבעל חיים מורדם לחלוטין, הרימו אותו בזהירות ולקחו אותו לסטריאומיקרוסקופ ולמצלמה הדיגיטלית בצלחת פטרי כדי לצלם תמונות לפני ואחרי הקטיעה.
    הערה: נקה וחטא את הסטריאומיקרוסקופ עם 70% אלכוהול מראש.
  2. השתמש באור פגיעה שמכוון לראש האקסולוטל כדי לצפות טוב יותר באזור הלסת.
  3. החזק את גוף האקסולוטל היטב ביד אחת כדי למנוע ממנו להחליק מחוץ לשדה רכישת התמונה.
    הערה: הימנעו מצילום במדיום מימי כדי למנוע עיוותים בגודל האמיתי; השתמשו בצלחת פטרי ללא נוזלים. הרטיבו מעט את האקסולוטל מדי פעם עם 40% תמיסת הולטפרטר.
  4. זהה נכון את אזור הלסת והתמקד בו כראוי.
    הערה: בימים שלאחר (המעקב) של ההליך, יש לזכור את הצורך בריכוז נכון, שכן ההתחדשות של הרקמה בשלבים המוקדמים היא לעיתים עדינה מאוד ובמקרים מסוימים בלתי מורגשת.
  5. אופטימיזציה של הפרמטרים לרכישת תמונה על ידי התאמת כלי התוכנה (ניגודיות, בהירות, חשיפה, רווח, איזון לבן וכו').
  6. לצלם תמונות באמצעות מיקרוסקופ סטריאומיקרוסקופ (0.7x) למדידות ולנטר את התחדשות המבנה.
  7. לאחר סיום תקופת ההתחדשות, הרקמות המחודשות נצבעו בכחול אלציאני ואדום אליזרין לפי פרוטוקול34 שדווח קודם.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בהתחשב בחשיבות וברלוונטיות של חקר התגובה הרגנרטיבית הפוטנציאלית לאחר הקטיעה של מבני קרניופציאליים במינים כמו A. mexicanum29, יש צורך בטכניקה כירורגית בטוחה וניתנת לשחזור שמאפשרת לא רק הערכת התגובה הרגנרטיבית של הרקמות, אלא גם מציעה שיעור תמותה נמוך או אפס בבעלי החיים העוברים ניתוח. כתוצאה מכך, מחקר זה מציג סטנדרטיזציה של גישה כירורגית מוצלחת הכוללת כריתה רוחבית מלאה, תוך הסרת האזור הדיסטלי ביותר משני ההמימנדיבלים (כולל האזורים הסימפיזיאליים והפאראסימפיזיי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מאמר זה מציג את הגישה הכירורגית המוצלחת לכריתה רוחבית מלאה של הלסת התחתונה במודל בעלי החיים של A. mexicanum , יחד עם מספר המלצות הנחוצות לשחזור מודל כירורגי זה למעקב אחר התגובה הרגנרטיבית של מבנים אלו ולזיהוי פוטנציאלי של גורמים המווסתים את תהליך ההתחדשות הזה.

במחקר זה, בוצעה כריתה רוחבית מלאה בשליש המרוחק של לסת A. mexicanum, שכללה מבנים דו-צדדיים כגון עור, דרמיס, עצם שיניים, שיניים, סחוס מקל ושרירים, כולל שרירי בין-לסתית האחורי, הקדמי בין-ל...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים מצהירים שאין ניגודי עניינים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנו רוצים להודות לסגן הרקטור למחקר באוניברסיטת אנטיוקיה על המשאבים שסופקו מהקרן לפרויקט הראשון למורים משויכים. אנו רוצים להודות למערכת הכללית של מלכות קולומביה ולקריאת המלגות ה-15 של אוניברסיטת אנטיוקיה על מימון התואר השני של סמנטה טרקינו. לבסוף, אנו רוצים להודות לכל אחד מהסטודנטים המשתתפים בטיפול במושבת האקסולוטלים במעבדתנו.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
Axolotl (Ambystoma mexicanum)Ambystoma Genetic Stock CenterN/A15-18 ס\"מ ו- 16 גרם - 22 גרם wildetype
Calcium Chloride dihydrateDuksan1098CaCl2 2H2O
Digital camera MotiCAM 5MotiCAM https://www.motic.com/upload/File/201407/2014071115335993.pdf
EDTA - Sodium salt, dihydrateBiobasicEB0185C10H14N2O8Na2 . H2O
Glass petri dishany makerN/ABorosilicate glass
Magnesium Sulfate 7-hydrateITW Reagents131404.1211MgSO4 7H2O
Microsurgical instrumentsN/AN/AForceps, clamp, 7A spatula, dentimeter ו- scissors
Pasteur pipetteany makerN/ALow-density polyethylene
Potassium ChlorideDuksan372KCl
Red wax pencilany makerN/A
Sodium ChlorideMerkK48297604 717NaCl
Software Motic Images Plus-Versión 2.0Motic https://www.motic.com/As_Support_Download/d42.html
Stereo microscopeOlympus SZX16 N/A
Sulfamerazine sodium saltSigma- AldrichS08004-Amino-N-(4-methyl-2-pyrimidinyl) benzenesulfonamide
Tricaine methanesulfonateSigma- AldrichE10521Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate
Tubes 1.5 mLAxygenMCT150CPure polypropylene

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Agata, K., Inoue, T. Survey of the differences between regenerative and non-regenerative animals. Dev Growth Differ. 54 (2), 143-152 (2012).
  2. Alvarado, A. S., Tsonis, P. A. Bridging the regeneration gap:Genetic insights from diverse animal models. Nat Rev Genet. 7 (11), 873-884 (2006).
  3. Elchaninov, A., Sukhikh, G., Fatkhudinov, T. Evolution of regeneration in animals:A tangled story. Front Ecol Evol. 9 (1), 121(2021).
  4. Zhao, A., Qin, H., Fu, X. What determines the regenerative capacity in animals. Bioscience. 66 (9), 735-746 (2016).
  5. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nat Rev Genet. 11 (10), 710-722 (2010).
  6. Riquelme-Guzmán, C., Sandoval-Guzmán, T. The salamander limb:A perfect model to understand imperfect integration during skeletal regeneration. Biol Open. 13 (2), bio060152(2024).
  7. Grigoryan, E. N., Markitantova, Y. V. Tail and spinal cord regeneration in urodelean amphibians. Life (Basel). 14 (5), 594(2024).
  8. Tazaki, A., Tanaka, E. M., Fei, J. F. Salamander spinal cord regeneration:The ultimate positive control in vertebrate spinal cord regeneration. Dev Biol. 432 (1), 63-71 (2017).
  9. Tahmasebi, E., et al. The current regenerative medicine approaches of craniofacial diseases:A narrative review. Front Cell Dev Biol. 11 (1), 1112378(2023).
  10. Chen, W. L., et al. Craniofacial resection and reconstruction in patients with recurrent cancer involving the craniomaxillofacial region. J Oral Maxillofac Surg. 75 (3), 622-631 (2017).
  11. Kim, Y. S., et al. Role of craniofacial resection for malignant tumors involving the anterior skull base:Surgical experience in a single institution. Brain Tumor Res Treat. 3 (2), 81-87 (2015).
  12. Wu, C. A., Dutta, R., Virk, S., Roy, N., Ranganathan, K. The need for craniofacial trauma and oncologic reconstruction in global surgery. J Oral Biol Craniofac Res. 11 (4), 563-569 (2021).
  13. Vignolo, S. M., et al. Strategies for craniofacial tissue engineering:Innovations for scalable bone regeneration. Plast Aesthet Res. 12, (2025).
  14. Charbonneau, Å, Salo, T., Roy, S., Tran, S. D. Axolotls' and mices' oral-maxillofacial trephining wounds heal differently. Cells Tissues Organs. 210 (4), 260-274 (2021).
  15. Vieira, W. A., McCusker, C. D. Regenerative models for the integration and regeneration of head skeletal tissues. Int J Mol Sci. 19 (12), 3752(2018).
  16. Ferretti, P. Re-examining jaw regeneration in urodeles:What have we learnt. Int J Dev Biol. 40 (4), 807-811 (1996).
  17. Wang, X., et al. Two origins of blastemal progenitors define blastemal regeneration of zebrafish lower jaw. PLoS One. 7 (9), e45380(2012).
  18. Ohgo, S., et al. Tissue regeneration during lower jaw restoration in zebrafish shows some features of epimorphic regeneration. Dev Growth Differ. 61 (7-8), 419-430 (2019).
  19. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration of lower jaws in adult newts. J Morphol. 102 (2), 289-309 (1958).
  20. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration in lower jaws of newts after excision of the intermandibular regions. J Exp Zool. 137 (1), 1-11 (1958).
  21. Finch, R. A. The influence of the nerve on lower jaw regeneration in the adult newt, Triturus viridescens. J Morphol. 129 (4), 401-413 (1969).
  22. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regenerative capability of upper and lower jaws in the newt. Int J Dev Biol. 38 (3), 479-490 (1994).
  23. Kurosaka, H., Takano-Yamamoto, T., Yamashiro, T., Agata, K. Comparison of molecular and cellular events during lower jaw regeneration of newt (Cynops pyrrhogaster) and West African clawed frog (Xenopus tropicalis). Dev Dyn. 237 (2), 354-365 (2008).
  24. Graver, H. T. Re-regeneration of lower jaws and the dental lamina in adult urodeles. J Morphol. 157 (3), 269-279 (1978).
  25. Graver, H. T. The polarity of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Embryol Exp Morphol. 30 (3), 635-646 (1973).
  26. Hincapie Agudelo, M., Carbonell Medina, B. A., Arenas Gómez, C. M., Delgado, J. P. Ambystoma mexicanum, un organismo modelo en biología del desarrollo y regeneración:Experiencia colombiana. Acta Biol Colomb. 27 (1), 113-126 (2022).
  27. Vieira, W. A., Wells, K. M., McCusker, C. D. Advancements to the axolotl model for regeneration and aging. Gerontology. 66 (3), 1-11 (2019).
  28. Kramer, J., et al. Axolotl mandible regeneration occurs through mechanical gap closure and a shared regenerative program with the limb. Dis Model Mech. 17 (9), dmm050743(2024).
  29. Charbonneau, A. M., Roy, S., Tran, S. D. Oral-facial tissue reconstruction in the regenerative axolotl. J Exp Zool B Mol Dev Evol. 326 (8), 489-502 (2016).
  30. Sader, F., Denis, J. F., Roy, S. Tissue regeneration in dentistry:Can salamanders provide insight. Oral Dis. 24 (4), 509-517 (2018).
  31. Makanae, A., et al. Neural regulation in tooth regeneration of Ambystoma mexicanum. Sci Rep. 10 (1), 1-15 (2020).
  32. Ley 84 de 1989. , Congreso de Colombia. https://www.funcionpublica.gov.co/eva/gestornormativo/norma.php?i=306 (1989).
  33. Resolución No 8430. , Ministerio de Salud y Protección Social. https://www.minsalud.gov.co/Normatividad_Nuevo/RESOLUCION%208430%20DE%201993.pdf (1993).
  34. Carbonell-M, B., Zapata Cardona, J., Delgado, J. P. Post-amputation reactive oxygen species production is necessary for axolotls limb regeneration. Front Cell Dev Biol. 10, 921520(2022).
  35. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regeneration of lower and upper jaws in urodeles is differentially affected by retinoic acid. Int J Dev Biol. 40 (6), 1161-1170 (1996).
  36. Graver, H. T. Origin of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Exp Zool. 189 (1), 73-83 (1974).
  37. Kragl, M., Tanaka, E. M. Axolotl (Ambystoma mexicanum) limb and tail amputation. Cold Spring Harb Protoc. 2009 (8), (2009).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים