הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

בידוד ותרבות של תאי שוליים ראשוניים של Stria Vascularis מעכברים יילודים

358 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/69916

⸱

20 במרץ 2026

 ,  ,  , 
1Department of Otolaryngology-Head and Neck Surgery, Renmin Hospital of Wuhan University, 2Research Institute of Otolaryngology-Head and Neck Surgery, Renmin Hospital of Wuhan University, 3The First Clinical School of Wuhan University

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

כאן, אנו מציגים פרוטוקול לבידוד, טיהור ותרבות של תאים שוליים ראשוניים מ-stria vascularis של העכבר, וכן להקמת מודלים במבחנה של לחץ חמצוני והזדקנות תאית לחקר הפרעות בדופן הצדדית של השבלול.

תקציר

הסטריה וסקולריס היא מבנה מרכזי באוזן הפנימית האחראי ליצירת ושימור הפוטנציאל האנדוקוכלארי (EP), ותפקודה הלקוי קשור קשר הדוק לצורות שונות של אובדן שמיעה. הסטריה וסקולריס מורכבת מתאים שוליים, תאים ביניים ותאים בסיסיים, כאשר תאים שוליים ממלאים תפקיד מרכזי ביצירה ותחזוקה של ה-EP. לכן, הקמת מודל תרבית ראשונית במבחנה של תאים שוליים היא חיונית לחקירת המאפיינים הביולוגיים של סטריה וסקולריס ומעורבותה בהפרעות הקשורות לאובדן שמיעה.

במחקר זה, הצלחנו לבודד ולתרבית תאים שוליים ראשוניים מ-stria vascularis של עכברים יילודים. רקמות הגביה נאספו באמצעות מיקרודיסקציה, עוכלו עם קולגנאז מסוג II, וטוהרו באמצעות ציפוי דיפרנציאלי להסרת רוב הפיברובלסטים, כאשר תאים מתורבתים הגיעו ליותר מ-80% מפגש ביום השביעי. צביעת אימונופלואורסצנציה הדגימה ביטוי יציב של ציטוקרטין 18 (CK18) ותת-משפחת תעלות מתח-אשלגן Q חבר 1 (KCNQ1), מה שמאשר בידוד מוצלח, טוהר גבוה ותפקוד פיזיולוגי משומר של תאים שוליים.

בהתבסס על מודל זה, הוקמו מודלים של לחץ חמצוני במבחנה ומודלים של הזדקנות תאית באמצעות מי חמצן (H2O2) ו-D-גלקטוז, בהתאמה. תאים שטופלו הציגו עלייה משמעותית ברמות סוגי חמצן תגובתיים תוך-תאית (ROS) וחיוביות של β-גלקטוזידאז (SA-β-gal) הקשור להזדקנות, מה שמעיד על רגישות גבוהה של תאים שוליים ראשוניים ללחץ חמצוני ולגירויים המעוררי הזדקנות. ביחד, מחקר זה מקים מערכת יציבה וניתנת לשחזור לתרבות ולמידול של תאי שוליים ראשוניים בעכבר, ומספק פלטפורמה אמינה במבחנה לחקר תפקוד לקוי של סטריה וסקולאריס ומנגנונים קשורים.

מבוא

במערכת השמיעה, רקמות שונות בתוך הקוכליאה פועלות בשיתוף פעולה כדי להמיר גלי קול מורכבים לאותותחשמליים 1. הסטריה וסקולריס מווסת את ההרכב היוני של האנדולימפה ומייצרת את הפוטנציאל האנדו-קוכלארי (EP), ובכך שומרת על הומאוסטזיס השבל ומבטיחה את התפקוד התקין של תאי השיער הפנימיים והחיצוניים. הוא מורכב משלושה סוגי תאים מובחנים: תאים שוליים, תאים ביניים, ותאי בסיס (baseal). תאים שוליים יוצרים שכבה אפיתלית מקוטבת הפונה ישירות לאנדולימפה ואטומה על ידי מחברים הדוקים. הממברנה הבזוליטרלית של התאים השוליים מועשרת בשני נשאי אשלגן מרכזיים, Na⁺/K⁺-ATPase ו-NKCC1, המעורבים בוויסות הובלת יוני נתרן ואשלגן ב-stria vascularis. הפונקציה של Na⁺/K⁺-ATPase הוכחה כקשורה ישירות ל-EP 2,3. ערוצי KCNQ1/KCNE1 K⁺ ממוקמים בממברנה האפיקלית של התאים השוליים ומייצרים פוטנציאל דיפוזיה נוסף של K⁺ התורם להיווצרות ה-EP4. תאים שוליים מועשרים במספר חלבונים הקשורים לאשלגן ומשמשים כיחידת הליבה המניעה את מחזור האשלגן באנדולימפה השבלולית. לכן, תאים שוליים הם התאים המרכזיים האחראים לייצור ותחזוקת ה-EP.

הוכח כי הסטריה וסקולריס (SV) ממלאת תפקיד קריטי בפתוגנזה של מספר הפרעות הקשורות לאובדן שמיעה סנסורינורי-אוראלי (SNHL), כולל אובדן שמיעה הקשור לגיל (ARHL), אובדן שמיעה הנגרם מרעש (NIHL), ירידה תורשתית (HHL) ואובדן שמיעה המושרה על ידי תרופות (DIHL). בנוסף, מספר הפרעות שמיעה נוספות, כגון מחלת אוזן פנימית אוטואימונית (AIED), מחלת אוזן פנימית אוטואימונית (AID) ומחלת מנייר (MD), אף שהן שונות אטיולוגית, הוכחו גם הן במחקרים עדכניים כמערבות את ה-SV במנגנונים הפתוגניים הבסיסייםשלהם 5,6. לכן, הקמת מודלים תאיים אמינים לחקירת הפתוגנזה של אובדן שמיעה היא חיונית. מחקרים הראו כי ירידה בצפיפות התאים השולית משמשת כמנבא חזק ל-EP לאורך כל חיי העכברים, בעוד שהאטרוופיה של סטריה וסקולריס מייצגת נגע אופייני מוקדם ב-ARHL 7,8. תרבית חוץ-גופית של תאים שוליים יכולה לספק מודל אמין לחקר הפתוגנזה של ARHL ולבחינת מטרות טיפוליות פוטנציאליות. מעבר ל-ARHL, מחקרים עדכניים חשפו מתאם גבוה וקשר בסיסי אפשרי בין סטריה וסקולריס להפרעות שמיעה אחרות, מה שמרמז שמודלים של תאים שוליים במבחנה עשויים להיות בעלי יישומים רחביםיותר 5,9,10.

מחקר זה מתאר פרוטוקול לניתוח ותרבות של סטריה וסקולאריס משבלוליות עכבר יילודה, ואחריו טיהור תאים שוליים באמצעות ציפוי שונה, ובכך מספק מודל תאים אמין למחקר על פתולוגיות הקשורות לסטריה וסקולריס.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

גורי העכבר היילודים (P0-3) סופקו על ידי Biont. כל ההליכים הניסיוניים עמדו בהנחיות לטיפול ושימוש בבעלי חיים במעבדה שפורסמו על ידי המכון הלאומי לבריאות של ארצות הברית (פרסום NIH, עודכן ב-2011) ואושרו על ידי ועדת האתיקה לבעלי חיים של בית החולים רנמין באוניברסיטת ווהאן (WDRM202400019).

1. עיקור והכנת חומרים

  1. הכינו את כלי הניתוח, כולל שני זוגות מלקחיים מיקרו-דיסקציה, זוג מלקחיים סטנדרטיים, זוג מספריים כירורגיים וזוג מספריים מיקרו-דיסקציה. חטא את כל הכלים באמצעות אוטוקלאב וייבש אותם בתנור של 60 מעלות צלזיוס למשך 4 שעות.
  2. הכינו 100 מ"ל של תווך תאי אפיתל בעל חיים (EpiCM-a) לפי הוראות היצרן. הוסף סרום בקר עוברי (FBS), תוסף גדילה של תאי אפיתל (EpiCGS-a) ותמיסת פניצילין/סטרפטומיצין למדיום הבסיסי כדי להגיע לריכוזים סופיים של 2% FBS, 1% EpiCGS-a ו-1% פניצילין/סטרפטומיצין.
  3. חטא את שלב ומארז הסטריאומיקרוסקופ עם 75% אתנול. לאחר מכן, הניחו את כלי הניתוח האוטוקלבי ואת המיקרוסקופ החיטוי בתוך ארון בטיחות ביולוגי. חשפו את כל הפריטים לאור UV למשך 30 דקות כדי להבטיח סטריליות מלאה לפני תחילת הליך הניתוח.

2. דיסקציה ובידוד עצם טמפורלי לאיסוף אפיתל שמיעתי

  1. המית גורי עכבר יילודים (P0-3) לאחר הרדמה איזופלורנית של 4%, חיטוי עם 75% אתנול, וביצוע עריפת ראש על קרח. השתמש בשיטות אתיות אחרות במידת הצורך.
  2. לקבע את הראש, לפתוח את הקרקפת לאורך התפר הסגיטלי באמצעות מספריים מיקרו-דיסקציה, להפריד את הקרקפת דו-צדדית, ולכרות אותה.
  3. חצו את ראש העכבר הניאונטלי לאורך קו האמצע באמצעות מספריים מיקרו-דיסקציה. הסר רקמת מוח עם מלקחיים כדי לחשוף את עצמות הטמפורל (איור 1A).
  4. התבוננו בעצמות הטמפורליות הדו-צדדיות בבסיס הגולגולת, הסרת עצמות מיותרות אחרות, ושמרו על רקמת עצם הטמפורלית המכילה את השבלול (איור 1B).
  5. העבר עצם טמפורלית אחת לצלחת סטרילית בקוטר 35 מ"מ המכילה תמיסת מלח מאוזנת של האנק (HBSS) טרייה על קרח.
  6. העבר את עצם הטמפורל השנייה תחת המיקרוסקופ, אבטח את רקמת העצם הטמפורלית בזוג מלקחיים אחד, והשתמש בזוג אחר לביצוע כריתה קהה של רקמת השריר השטחית עד שטבעת הגרעינית הלבנה חצי-עגולה נראית (איור 1C). לאחר אישור מיקום השבל, המשיכו בניתוח קהה כלפי מטה עד שנצפית רקמת שבלול שקופה (איור 1D).
    הערה: שלבים 2.6-2.7 צריכים להתבצע על קרח.
  7. באמצעות מלקחיים מיקרו-דיסקרציה, הסר בזהירות חתיכה קטנה מדופן העצם בסיבוב האפיקלי של השבלול, הכניס בעדינות צד אחד של המלקחיים לתוך השבלול, והפריד את דופן העצם מהמבוך הממברני. הסר את דופן העצם והרחיב את רקמת המבוך הקברנית בתמיסת המלח המאוזנת של האנק (HBSS) טרייה (איור 1E).
  8. אבטח את הממברנה הבסיסלרית עם זוג מלקחיים אחד, והפריד בזהירות את הסטריה וסקולריס עם זוג מלקחיים נוסף. העבר אותו לצינור מיקרוצנטריפוגה בנפח 1.5 מ"ל המכיל 1 מ"ל של תמיסת קולגנאז סוג II של 1 מ"ג/מ"ל מונח על קרח (איור 1F).
  9. חזור על השלבים הנ״ל כדי לקצור את ה-stria vascularis מהצד השני.

3. פירוק אנזימטי לקבלת תאים שוליים של stria vascularis

  1. דגרו את צינור המיקרוצנטריפוגה המכיל את הרקמה שנקטפה בתמיסת קולגנאז סוג II של 1 מ"ג/מ"ל בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס למשך 30 דקות.
    הערה: תמיסת הקולגנאז סוג II הוכנה על ידי דילול קולגנאז סוג II במי מלח מופזרים (PBS; 2.7 mM KCl, 2.0 mM KH₂PO₄, 137 mM NaCl, 10 mM Na2HPO4).
  2. צנטריפוגה את הצינור ב-300 × גרם למשך 8 דקות.
  3. הסר בזהירות את הסופרנטנט. הוסף 1 מ"ל מדיום תרבית לסיום העיכול, חתוך בעדינות כדי להחזיר את התאים, וצנטריפוגה שוב ב-300 × גרם למשך 8 דקות.
  4. שאפו את הסופרנטנט והוסיפו 1 מ"ל של מדיום תרבית טרי. מבצע טריטורציה כדי לקבל מתלה חד-תא, להעביר את המתלה לצינור קוני של 15 מ"ל, ולהוסיף מדיום נוסף כדי לכוון את הנפח הכולל ל-10 מ"ל.
  5. מערבבים היטב את מתליית התא על ידי פיפטינג חוזר, ואז העבירו 1 מ"ל מהמתלים לכל באר של פלטה עם 6 בארות. תרב את התאים בתמיסת 2 מ"ל DMEM עם תוספת של 2% FBS, 1% EpiCGS-a ו-1% פניצילין/סטרפטומיצין בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס בדגמה עם 5%CO2 .
  6. החלף את המדיום מדי יום ועקוב אחרי מצב התאים. גדילה מקובצת של תאים שוליים נראית בדרך כלל יומיים לאחר הציפוי.

4. טיהור תאים שוליים

  1. ביום השלישי של התרבית, צפו בהופעתם של פיברובלסטים רבים בצורת ספינדל המקיפים את אשכולות התאים השוליים דמויי אבנים (איור 2B).
  2. בניצול ההבדלים בקצב ההידבקות, הפיפטה בעדינות כדי להסיר חלקית את הפיברובלסטים בצורת הציר. באמצעות פיפטה של 1 מ"ל, שטפו בעדינות את תמיסת המלח המאוזנת של D-Hanks על שטחים נרחבים בכל אחד מארבעת הרבעים. עקבו אחרי טיהור התאים תחת מיקרוסקופ, והתאימו את הכוח והכיוון של הפיפטרינג בהתאם. בדרך כלל, שטיפה בשטח גדול מתבצעת פעמיים. לאחר כל סבב, בדקו מיקרוסקופית את צפיפות הפיברובלסטים; בהתבסס על תצפיות אלו, יש להחיל פיפטינג עדין מקומי על אזורים צפופים של פיברובלסטים כדי להשיג פיפוץ דליל ואחיד לאורך צלחת התרבית.
    הערה: נשמרה צפיפות מתאימה של פיברובלסטים, שכן הסרה מלאה או טיהור יתר עלולים להגביל את גדילת התאים הראשוניים. אנו ממליצים לשמור על יחס משוער של 2:1 בין תאים שוליים לפיברובלסטים.
  3. הפסק את הטיהור כאשר הפיברובלסטים נראים מפוזרים בדלילות בין אשכולות תאים שוליים תחת בדיקה מיקרוסקופית. הסר את הסופרנטנט והוסיף 2 מ"ל מדיום גידול טרי להמשך הגידול.

5. צביעת אימונופלואורסצנציה

  1. ביום השני לאחר הטיהור, בדקו את המורפולוגיה של התאים תחת מיקרוסקופ. בעת הבחנה ביצירת אשכולות תאים מספקת ובצפיפות מתאימה, יש לשאוף תרבית תרבות ולשטוף את התאים שלוש פעמים עם תמיסת מלח עם בופר פוספט (PBS, pH 7.4).
  2. תקן תאים עם 4% פאראפורמלדהיד למשך 15 דקות בטמפרטורת החדר. לאחר הסרת תמיסת קיבוע, שוטף תאים שלוש פעמים עם PBS (5 דקות לכל שטיפה).
  3. חדירת תאים עם 0.5% טריטון X-100 למשך 15 דקות. הסר את התמיסה ושוטף את התאים שלוש פעמים עם PBS (5 דקות לכל שטיפה).
  4. חסום תאים עם PBS המכיל 10% סרום עזים למשך 30 דקות בטמפרטורת החדר.
  5. דגרו תאים עם נוגדן מונוקלונלי CK18 נגד עכבר ארנב (מדולל 1:300 ב-PBS המכיל 3% סרום עזים) או נוגדן KCNQ1 (G-8) (מדולל ב-1:100 ב-PBS המכיל 3% סרום עזים) למשך הלילה בטמפרטורה של 4°C.
  6. שטוף תאים שלוש פעמים עם PBS (10 דקות לכל שטיפה). דגרו עם הנוגדן המשני המתאים (מדולל ב-1:300 ב-PBS המכיל 3% סרום עזים) למשך שעה בטמפרטורת החדר.
  7. הסר נוגדנים משניים ושטוף תאים שלוש פעמים עם PBS (10 דקות לכל שטיפה).
  8. יש להניח 1-2 טיפות של מדיום הרכבה אנטיפייד המכיל DAPI על שקופיות, להתקין משטחי כיסוי, ולבחון דגימות באמצעות מערכת סריקה לייזר קונפוקלית.
    הערה: למעט שלבי השטיפה, כל תמיסות הדגירה, כולל נוגדנים, נוספו בכמויות מספיקות לכסות את התאים לחלוטין.

6. טיפול H2O2 וצביעת ROS

  1. לאחר 7 ימי תרבית, כאשר תאים שוליים יצרו שכבה מונו-שכבה מתלכדת, יש לעורר לחץ חמצוני בטיפול ב-1 mM H2O2. הכינו את תמיסת העבודה של 1 מ"מ על ידי דילול תמיסת המאגר של 30% H2O2 במידה 1:10000 בתווך תא אפיתלי. דגרו את קבוצות הניסוי עם תמיסה עובדת זו, תוך טיפול בקבוצות ביקורת באמצעות מדיום תאים אפיתל בלבד.
  2. לאחר 16 שעות טיפול, הסר בזהירות את המדיום ושטוף את התאים עם PBS. הערך את רמות ה-ROS התוך-תאית בתאים שוליים באמצעות ערכת בדיקת מיני חמצן תגובתי בהתאם לפרוטוקול היצרן.
  3. הסר את מדיום התרבית, ואז מוסיפים את MitoTracker Red CMXRos מדולל (צבע סלקטיבי למיטוכונדריה) ו-DCFH-DA לתאים, ודגרו בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס באינקובטור תרבית תאים למשך 30 דקות.
  4. שטפו את התאים שלוש פעמים עם PBS (5 דקות כל אחד), התקינו את הכיסוי, וצפו בדגימות באמצעות מיקרוסקופ לייזר קונפוקלי.

7. טיפול ב-D-גלקטוז וצביעת SA-β-gal

  1. לאחר 7 ימי תרבית, כאשר תאים שוליים יוצרים שכבה מונואלינט, אבקת D-גלקטוז הומסה במדיום EpiCM-a להכנת תמיסת עבודה של 40 מ"ג/מ"ל D-gal. דגרו קבוצות ניסוי עם תמיסה זו (2 מ"ל לבאר של לוח 6 בארות, 48 שעות, ב-37 מעלות צלזיוס) כדי לגרום להזדקנות תאית, תוך טיפול בקבוצות ביקורת עם אותו נפח של מדיום אפינפרין בלבד.
  2. לאחר 48 שעות טיפול, הסר בזהירות את המדיום ושטוף את התאים עם PBS. הערכו הזדקנות תאית בתאים שוליים באמצעות ערכת צביעת SA-β-gal בהתאם להוראות היצרן.
  3. תקבע תאים עם תמיסה קיבועית למשך 15 דקות בטמפרטורת החדר. לאחר הסרת הקיבוס, שוטפים את התאים שלוש פעמים עם PBS (5 דקות לכל כביסה).
  4. דגרו תאים עם תמיסת צביעת SA-β-gal המכילה 5% X-Gal (1 מ"ל לבאר של צלחת 6 בארות) למשך הלילה בטמפרטורה של 37°C באינקובטור לחות ללאCO2.
  5. לצלם תמונות של צביעת SA-β-gal תחת תאורה בשדה בהיר באמצעות מיקרוסקופ.

8. ניתוח סטטיסטי

  1. להשוואות בין קבוצות מטופלות ב-H₂O₂ לקבוצת ביקורת מבחינת עוצמת האימונופלואורסצנציה הממוצעת של צביעת ROS, ובין קבוצות הטיפול ב-D-גלקטוז וקבוצות ביקורת בנוגע לשיעור התאים החיוביים ל-SA-β-gal, יש להחיל מבחני T לאחר הערכות לנורמליות ולוג-נורמליות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

גדילה ותכונות מורפולוגיות של תאים מתורבתים
באמצעות פרוטוקול זה, הצלחנו לבסס תרביות ראשוניות של תאים שוליים מבודדים מהקוכלאה של העכברים. ביום השני של התרבית, מיקרוסקופ אור חשף כי התאים נדבקו למצע והחלו ליצור מושבות מקובצות (איור 2Aa). ביום השלישי טיהרנו את התאים (איור 2B). תצפיות נוספות בימים הבאים גילו כי התאים השוליים הראשוניים עברו התרחבות מעריכית, עם מורפולוגיה אופיינית דמוית אבנים והגיעו לכ-80% מפגש ביום ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

במשך עשרות שנים, המחקר על אובדן שמיעה התמקד בעיקר בתפקידם של תאי שיער סנסוריים ובקשרים הסינפטיים שלהם עם נוירוני גנגליון ספירליים11. מחקרים רבים שפורסמו הוקדשו להקמת ואופטימיזציה של מודלים של תרביות חוץ-גופית של תאי שיער, ששיחקו תפקיד חיוני בחקר נזק, התחדשות והשפעות תרופות אוטוטוקסיות 12,13. עם זאת, גוף הולך וגדל של מחקרים וסקירות הדגיש את התפקיד הקריטי של הסטריה וסקולריס ב...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים מצהירים כי למחקר אין ניגודי עניינים מסחריים או פיננסיים.

תודות

אנו מביעים את תודתנו למחלקה לאוטולרנגולוגיה-כירורגיית ראש וצוואר, לבית החולים רנמין של אוניברסיטת ווהאן (ווהאן, סין) ולמכון המחקר לאוטולרינגולוגיה-כירורגיית ראש וצוואר, בבית החולים רנמין של אוניברסיטת ווהאן (ווהאן, סין) על תמיכתם הנדיבה ועידודם. עבודה זו נתמכה על ידי קרן הבנייה והדגירה של מרכז שירותי הבריאות הלאומי של סין (ZX0000000037), הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (81700916, 82301294), קרן המדע הטבעי של מחוז חוביי (2017CFB242) ופרויקט המחקר המדעי של ועדת הבריאות של מחוז חוביי (WJ2017Q005).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
צינור צנטריפוגה 15 מ"לסרוויסביוEP-1501-Jשימוש לתרבות
צלחת תרבית תאים בקוטר 35 מ"מNEST706001שימוש לניתוח
4% פאראפורמלדהידסרוויסביוG1101צביעת אימונופלואורסצנטי
לוח 6 בארותסרוויסביוCCP-6Hשימוש לתרבות
אלקסה פלואר 488-נוגדן נגד ארנב לעז קונjugatedפרויטנטקSA00013-2צביעת אימונופלואורסצנטי
מדיום הרכבה נגד פייד עם DAPIאבסיןABS9235צביעת אימונופלואורסצנטי
ערכת ספירת תאים-8ביוטייםC0037שימוש בספירת תאים
קולגנאז סוג IIביושארפBS164שימוש לתרבות
מערכת סריקת לייזר קונפוקליתאולימפוס  FV1200צביעת אימונופלואורסצנטי
DCFH-DAInvitrogenC2938צביעת ROS
D-galסולרביולוגיהD8310שימוש למידול תאים
מדיום EpiCM-Aסיינסל4131שימוש לתרבות
מלקחיים עדיניםהנעה אחוריתF11020-11שימוש לניתוח
סרום עזיםביוטייםC0265צביעת אימונופלואורסצנטי
H2O2MkbioMM0707שימוש למידול תאים
תמיסת המלח המאוזנת של האנק (HBSS)ביושארפBL561Aשימוש לתרבות
איזופלוראןהנעה אחוריתR510-22-10שימוש לניתוח
נוגדן KCNQ1 (G-8)סנטה קרוזSC-365186צביעת אימונופלואורסצנטי
מיקרוסקופאולימפוס  SZX7-1063שימוש לניתוח
מיקרוסקופאולימפוס  IX71משמש לצפייה בתוצאות צביעת אימונופלואורסצנציה
MitoTracker CMXRos אדוםInvitrogenM7512צביעת ROS
גורי עכבר יילודים (P0-P3)סופק על ידי BIONT
PBSסרוויסביוG4202צביעת אימונופלואורסצנטי
נוגדן מונוקלונלי Rabbit Anti-Mouse CK18פרויטנטק10830-1-APצביעת אימונופלואורסצנטי
ערכת צביעת סנסנס וגלקטוזידאזביוטייםC0602צביעת הזדקנות
טריטון X-100סיגמא-אלדריץ'X100צביעת אימונופלואורסצנטי

מקורות

  1. Raphael, Y., Altschuler, R. A. Structure and innervation of the cochlea. Brain Res Bull. 60 (5-6), 397-422 (2003).
  2. Bovee, S., et al. The stria vascularis: Renewed attention on a key player in age-related hearing loss. Int J Mol Sci. 25 (10), 5391(2024).
  3. Schulte, B. A., Schmiedt, R. A. Lateral wall Na,K-ATPase and endocochlear potentials decline with age in quiet-reared gerbils. Hear Res. 61 (1-2), 35-46 (1992).
  4. Hibino, H., et al. How is the highly positive endocochlear potential formed? The specific architecture of the stria vascularis and the roles of the ion-transport apparatus. Pflugers Arch. 459 (4), 521-533 (2010).
  5. Johns, J. D., et al. The role of the stria vascularis in neglected otologic disease. Hear Res. 428, 108682(2023).
  6. Yu, W., et al. Role of the stria vascularis in the pathogenesis of sensorineural hearing loss: A narrative review. Front Neurosci. 15, 774585(2021).
  7. Ohlemiller, K. K., et al. Cellular correlates of age-related endocochlear potential reduction in a mouse model. Hear Res. 220 (1-2), 10-26 (2006).
  8. Mahendrasingam, S., et al. Relative time course of degeneration of different cochlear structures in the CD/1 mouse model of accelerated aging. J Assoc Res Otolaryngol. 12 (4), 437-453 (2011).
  9. Lee, J. E., et al. Mechanisms of apoptosis induced by cisplatin in marginal cells in mouse stria vascularis. ORL J Otorhinolaryngol Relat Spec. 66 (3), 111-118 (2004).
  10. Ohlemiller, K. K., et al. The endocochlear potential as an indicator of reticular lamina integrity after noise exposure in mice. Hear Res. 361, 138-151 (2018).
  11. Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Cochlear synaptopathy in acquired sensorineural hearing loss: Manifestations and mechanisms. Hear Res. 349, 138-147 (2017).
  12. Levano, S., et al. Whole neonatal cochlear explants as an in vitro model. J Vis Exp. (197), e65160(2023).
  13. Wu, K. Y., et al. Isolation and culture of primary cochlear hair cells from neonatal mice. J Vis Exp. (199), e65687(2023).
  14. Schmiedt, R. A., et al. Effects of furosemide applied chronically to the round window: A model of metabolic presbyacusis. J Neurosci. 22 (21), 9643-9650 (2002).
  15. Kurata, N., et al. Histopathologic evaluation of vascular findings in the cochlea in patients with presbycusis. JAMA Otolaryngol Head Neck Surg. 142 (2), 173-178 (2016).
  16. Wangemann, P., et al. Loss of KCNJ10 protein expression abolishes endocochlear potential and causes deafness in Pendred syndrome mouse model. BMC Med. 2, 30(2004).
  17. Ding, L., Wang, J. miR-106a facilitates the sensorineural hearing loss induced by oxidative stress by targeting connexin-43. Bioengineered. 13 (6), 14080-14093 (2022).
  18. Wan, H., et al. PARP1 inhibition prevents oxidative stress in age-related hearing loss via PAR-Ca(2+)-AIF axis in cochlear strial marginal cells. Free Radic Biol Med. 220, 222-235 (2024).
  19. Zhang, Y., et al. Decreased poly(ADP-ribose) polymerase 1 expression attenuates glucose oxidase-induced damage in rat cochlear marginal strial cells. Mol Neurobiol. 53 (9), 5971-5984 (2016).
  20. Fetoni, A. R., et al. Pathogenesis of presbycusis in animal models: A review. Exp Gerontol. 46 (6), 413-425 (2011).
  21. Marie, A., et al. Senescence-accelerated mouse prone 8 (SAMP8) as a model of age-related hearing loss. Neurosci Lett. 656, 138-143 (2017).
  22. Li, W., et al. Rodent models in sensorineural hearing loss research: A comprehensive review. Life Sci. 358, 123156(2024).
  23. Bommakanti, K., et al. Cochlear histopathology in human genetic hearing loss: State of the science and future prospects. Hear Res. 382, 107785(2019).
  24. Nicolson, T. Navigating hereditary hearing loss: Pathology of the inner ear. Front Cell Neurosci. 15, 660812(2021).
  25. Liu, W., et al. Applications and challenges of CRISPR-Cas gene-editing to disease treatment in clinics. Precis Clin Med. 4 (3), 179-191 (2021).
  26. Guo, D., et al. Establishment methods and research progress of livestock and poultry immortalized cell lines: A review. Front Vet Sci. 9, 956357(2022).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

בידוד תאי שולייםתרבית תאים ראשוניתאוזן פנימית של עכבר רךטכניקת מיקרו-דיסקציהעיכול בקולגנאזזריעה דיפרנציאליתצביעת אימונופלואורסצנציהמודל של עקה חמצוניתהסנצנציה תאית
בידוד ותרבות של תאי שוליים ראשוניים של Stria Vascularis מעכברים יילודים
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.