מאמר שיטה

הדמיה תלת-ממדית של כלי הלימפה בעור האדם והשינויים המבניים שלהם במהלך הלימפאדמה

DOI:

10.3791/69972

⸱

13 בפברואר 2026

 ,  ,  ,  , 
1MIRAI Technology Institute, Shiseido Co., Ltd., 2Department of Plastic, Reconstructive, and Aesthetic Surgery, Chiba University

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כאן, הושגה הדמיה תלת-ממדית של מבנה כלי הלימפה בעור האדם באמצעות מיקרוסקופיה קונפוקלית או בצורת יריעת אור, לאחר יישום שלוש טכניקות ניקוי רקמות שונות. שילובים של שיטות אלו עם צביעה אימונוהיסטוכימית מספקים תובנות לגבי שינויים תפקודיים בכלי הלימפה במהלך התקדמות הלימפאדמה.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כלי הלימפה של העור, הכוללים נימים וכלי איסוף, ממלאים תפקידים מרכזיים בהסרת פסולת ותגובות חיסוניות, והם חיוניים לשמירה על הומאוסטזיס הרקמות. עם זאת, עור האדם, עם שלוש שכבותיו – אפידרמיס, דרמיס ושומן תת-עורי – מכיל מטריצה חוץ-תאית צפופה עשירה בקולגן, כך שקשה לראות את רשתות הלימפה בתלת-ממד. כדי להתמודד עם מגבלה זו, מאמר זה מציג שלוש שיטות מובחנות, שכל אחת מהן מותאמת למולקולות מעניינות ולמטרות ניסוי ספציפיות, להמחשה תלת-ממדית של לימפה בעור אנושי באמצעות תגובות ניקוי רקמות בשילוב עם מיקרוסקופיה קונפוקלית או קלה. על ידי מיקוד במולקולות הצומת של ההידבקות בתאי אנדותל לימפתיים באמצעות אימונוהיסטוכימיה באמצעות שינויים מבניים עם השלכות תפקודיות ברורות, במיוחד העיצוב האופייני של צמתים קפילריים בסגנון כפתור לרוכסן, נבדקו ברקמות עור שמקורן בחולים עם לימפאדמה משנית. טכניקת הדמיה תלת-ממדית זו חושפת מבנים וסקולריים שאינם ניתנים לזיהוי באמצעות ניתוח חתך רקמה היסטולוגי קונבנציונלי, ובכך משפרת את ההבנה של מבנה ותפקוד כלי הלימפה.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

יש עניין גובר בתפקוד כלי הלימפה מאז ההכרה בתפקידם בשמירה על הומאוסטזיס העור, מעבר למעורבותם המוכרת בגרורות סרטן 1,2. כלי הלימפה מחולקים מבנית לנימים ולכלי איסוף, שלכל אחד מהם תכונות ייחודיות. נימי הלימפה מורכבים ממבנה חד-שכבתי הנוצר על ידי תאי אנדותל לימפתיים, ומשמשים כאתרי איסוף ראשוניים לנוזל אינטרסטיאלי, תוצרי פסולת ותאי חיסון. לעומת זאת, כלי לימפה אוספים הם בעלי מבנה דו-שכבתי עם תאי שריר חלק המקיפים את שכבת האנדותל הלימפהית, מה שמאפשר הובלה פעילה של נוזל הלימפה שנאסף על ידי רשת הנימים לעבר המחזור המרכזי3. מודלים של עכברים שימשו להבהרת המאפיינים המבניים, במיוחד של כלי הלימפה הברונכיאליים, וחשפו כיצד מצבים דלקתיים גורמים לשינוי מבני4. מחקרים קודמים הראו שדלקת הנגרמת על ידי אולטרה סגול גורמת להתרחבות חריגה של נימי הלימפה, מה שפוגע בתפקוד איסוף הנוזלים שלהם. המנגנונים המולקולריים שמאחורי תפקוד זה זוהו, ומראים במיוחד כי ביטוי מוגבר של VEGF-A בשילוב עם ביטוי VEGF-C מופחת מניעיםאת השינויים המבניים הללו.

בעוד שטכניקות הדמיה תלת-ממדית קידמו משמעותית את ההבנה של רשת הלימפה במודלים של עכברים 8,9, ניתוח מבני דומה של כלי לימפה אנושיים נותר מאתגר. פער אנליטי זה נובע מהקשיים בעבודה עם רקמות אנושיות, כולל זמינות דגימות מוגבלת והבעיות הטכניות הכרוכות בהשגת הדמיה תלת-ממדית מקיפה. במיוחד, העור, המאופיין במבנה תלת-שכבתי הכולל את האפידרמיס, הדרמיס והשומן התת-עורי, ומשמש כמחסום לסביבה החיצונית, מציב אתגרים גדולים יותר מאיברים רכים אחרים. יתרה מזאת, עור האדם מציב אתגרים אנליטיים מובחנים ביחס למודלים של עכברים, כולל עובי רקמות גבוה יותר, מה שמקשה על חדירת דימות עמוקה. בנוסף, רכיבי המטריצה החוץ-תאיים הרבים, במיוחד קולגן, יחד עם השינויים המבניים הקשורים לגיל, יוצרים מחסומים אופטיים שמפחיתים את היעילות של טכניקות ניקוי רקמות מתקדמות שחוללו מהפכה בהדמיה הלימפטית בעכברים.

חומרים שונים לניקוי רקמות נבדקו בעבר כדי להמחיש נימי עור אנושיים, מה שהדגים את תאימות הרקמות שלהם11. לאחר עבודה זו, שימשו בהצלחה תגובות ניקוי רקמות להמחשת כלי לימפה של עור אנושי בשלושה ממדים12. על ידי התמקדות בצמתים של תאי אנדותל לימפה, זוהו שינויים מבניים בכלי הלימפה הקשורים להתפתחות הלימפדמה13. מטרת מאמר זה היא לתאר בפירוט את ההליכים להדמיה תלת-ממדית של כלי הלימפה בעור האנושי, תוך שילוב של שלוש טכניקות ניקוי עור, יחד עם מיקרוסקופיה קונפוקלית ומיקרוסקופיית יריעות אור, וצביעות אימונוהיסטוכימיות המותאמות למטרות מחקר ספציפיות. במחקר זה, למרות שאנו מתמקדים אך ורק ברקמות עור אנושיות טריות שהתקבעו ביום הכריתה ולא עברו מחזורי הקפאה-הפשרה, טכניקות אלו מספקות תובנות לא רק לגבי השינויים המבניים של כלי הלימפה במהלך מחלות והזדקנות, אלא גם על השינויים התפקודיים הנלווים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

דגימות עור של נבדקים אנושיים נאספו מבית החולים האוניברסיטאי צ'יבה (צ'יבה, יפן). כל ההליכים הכוללים נבדקים אנושיים אושרו על ידי ועדת הביקורת המוסדית של בית החולים האוניברסיטאי צ'יבה ומרכז החדשנות הגלובלי שיסיידו, וכל הנבדקים קיבלו הסכמה מדעת בכתב. החומרים והציוד בהם משתמשים מופיעים בטבלת החומרים.

1. טיפול מוקדם בדגימות עור אדם

  1. להסיר את הרקמה התת-עורית של דגימות שנכרתו בעת הרכישה.
    הערה: המרווח בין כריתת העור לרכישה היה בערך h. במהלך ההעברה, הרקמה הוטבלה ב-DMEM ונשמרה על שקיות קרח.
  2. מניחים את הדגימות עם הצד האפידרמלי למטה על פלטה חמה של 60 מעלות צלזיוס למשך 45 שניות להפרדת האפידרמיס והדרמיס.
  3. טבלו מיד את הדגימות ב-PBS קר כקרח.
  4. הפריד בין האפידרמיס לדרמיס עם פינצטה.
  5. מקבע את חלקי העור ב-4% פאראפורמלדהיד בטמפרטורה של 4°C למשך 16 שעות, ולאחר מכן שטוף עם PBS לפני השימוש.
    הערה: לאחר הקיבוע הדגימות נשמרו ב-PBS בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס, והחלו צעדי צביעת החיסון בתוך חודשים.
    זהירות: תמיסת PFA היא רעילה. כל ההכנות והטיפול חייבות להתבצע עם קפוצ'ון אדים תוך לבישת ציוד מגן אישי מתאים.

2. צביעת חיסון שלמה בשילוב עם תגובות ניקוי

  1. טכניקת iDISCO
    1. גזום את הדגימות לכ-5 מ"מ × 5 מ"מ × 5 מ"מ.
    2. העבר את הדגימות ל-5% טריטון X-100 ו-2.5% Tween 20 ב-PBS על מערער אורביטלי מכוון ל-50 סל"ד ב-24 מעלות צלזיוס למשך 16 שעות לחדירה.
    3. שטפו את הדגימות עם PBS בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך שעה, תוך חזרה על התהליך שלוש פעמים.
    4. טבלו את הדגימות בבופר חסימה חדש A (1% BSA, 0.1% Tween 20, 0.03% נתרן אזיד ב-PBS) על שייקר אורביטלי מכוון ל-50 סל"ד ב-24°C למשך 72 שעות.
    5. דגרו את הדגימות עם נוגדן ראשוני נגד פודופלנין (1:100) בבופר חוסם A על שייקר אורביטלי מוגדר ל-50 סל"ד ב-37°C למשך 72 שעות.
    6. שטפו את הדגימות עם בופר כביסה A (0.1% טווין-20 ב-PBS) בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך שעה, תוך חזרה על התהליך שלוש פעמים. לאחר מכן, שמרו את הדגימות בבופר שטיפה A על שייקר אורביטלי מכוון ל-50 סל"ד ב-4 מעלות צלזיוס למשך 72 שעות.
    7. דגרו את הדגימות עם נוגדן משני נגד IgG עכבר המקושר ל-Alexa Fluor 647 (1:1000) בבופר חסימה A על שייקר אורביטלי מוגדר ל-50 סל"ד ב-37°C למשך 72 שעות.
    8. חזור על שלב 1.6.
    9. דגרו את הדגימות עם 50% MeOH בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך 3 שעות.
    10. דגרו את הדגימות עם 70% MeOH בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך 3 שעות.
    11. דגרו את הדגימות עם 100% MeOH בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך 16 שעות.
    12. דגרו את הדגימות עם דיכלורומתאן בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך 15 דקות, תוך חזרה על התהליך פעמיים.
    13. פנה את הדגימות עם אתר דיבנזיל בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך 16 שעות.
      הערה: אם הרקמה לא הפכה לשקופה בשלב זה, המתנה נוספת לא תביא לשיפור משמעותי.
    14. לצלם תמונות של הדגימות באמצעות מיקרוסקופ יריעת אור.
      הערה: השתמש ב-Lightsheet עם מטרה EC Plan-Neofluar 5×/0.16; הגדרת תאורה (עירור) ב-63 מייל ימי וגילוי ב-648 מייל ימי; לרכוש ערימת Z עם גודל צעד של 5.8 מיקרון.
      אזהרה: מתנול, דיכלורומתאן ודיבנזיל אתר הם מסוכנים. כל ההכנות והטיפול חייבות להתבצע עם קפוצ'ון אדים תוך לבישת ציוד מגן אישי מתאים.
  2. ריאגנט Rapiclear 1.52
    1. גזמו את הדגימות לגודל של כ-5 מ"מ × 5 מ"מ × 2 מ"מ.
    2. העבר את הדגימות ל-2% Triton-X 100 ב-PBS על שייקר אורביטלי מכוון ל-50 סל"ד ב-24 °C למשך 16 שעות לחדיר.
    3. טבלו את הדגימות בבופר חסימה טרי B (5% סרום חמור ו-1% טריטון-X 100 ב-PBS) על שייקר אורביטלי מכוון ל-50 סל"ד ב-4 מעלות צלזיוס למשך 16 שעות.
    4. דגרו את הדגימות עם נוגדנים ראשוניים נגד פודופלנין ו-VE-קדרין (שניהם ב-1:100) בבופר חוסם B על שייקר אורביטלי מכוון ל-50 סל"ד ב-4°C למשך 72 שעות.
    5. שטפו את הדגימות עם בופר כביסה B (3% NaCl ו-0.2% טריטון-X 100 ב-PBS) בטמפרטורה של 24°C למשך שעה, תוך חזרה על התהליך שלוש פעמים. לאחר מכן, שמרו את הדגימות בבופר שטיפה B על שייקר אורביטלי שמוגדר ל-50 סל"ד ב-4 מעלות צלזיוס למשך 16 שעות.
    6. שטפו את הדגימות עם PBS בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך שעה.
    7. דגרו את הדגימות עם נוגדנים משניים נגד IgG של עכבר ו-IgG של ארנב, המקושר לאלקסה פלואר 647 ו-568, בהתאמה (שניהם ב-1:1000), בבופר B חסימתי על שייקר אורביטלי מכוון ל-50 סל"ד ב-4°C למשך 16 שעות.
    8. חזור על שלבים 1.5. ו-1.6.
    9. פנה את הדגימות עם נפח הדגימה לפחות פי 5 מ-Rapiclear 1.52 בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך 16 שעות.
      הערה: ניקוי האזורים ההיקפיים של הרקמה נצפה בפחות משעה.
    10. הטמיעו את הדגימות שננקו בתא ג'ל פולידימתילסילוקסן המונח על כיסוי עם תגובת Rapiclear 1.52 טרייה.
    11. דמיינו את הדגימות במיקרוסקופ קונפוקלי.
      הערה: השתמש במיקרוסקופ קונפוקלי עם אובייקטיב Plan-Apochromat 10×/0.45 M27; הגדרה את הגירוי ל-633 ננומטר ו-561 ננומטר, ואת טווח הגילוי 641-754 ננומטר ו-566-628 ננומטר, עם גלאי GaAsP; רכש ערימת Z עם גודל שלב של 3.15 מיקרון.
  3. טכניקת CUBIC
    1. גזמו את הדגימות לכ-5 מ"מ × 5 מ"מ × 3 מ"מ בגודל.
    2. טבלו את הדגימות ב-50% CUBIC-L בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך 24 שעות כטיפול מקדים לדלפידציה.
    3. העבר את הדגימות ל-100% CUBIC-L על שייקר אורביטלי מכוון ל-50 סל"ד ב-37 מעלות צלזיוס למשך 7 ימים לצורך הסרת שומן.
    4. שטפו את הדגימות עם PBS בטמפרטורת החדר למשך 24 שעות.
    5. טבלו את הדגימות בבופר חסימה חדש A על שייקר אורביטלי מכוון ל-50 סל"ד ב-24 מעלות צלזיוס למשך 72 שעות.
    6. דגרו את הדגימות עם נוגדנים ראשוניים נגד VE-קדרין, פודופלנין ו-CD31 (1:100, 1:100 ו-1:200, בהתאמה) בחסימת בופר A על שייקר אורביטלי מוגדר ל-50 סל"ד ב-37°C למשך 72 שעות.
    7. שטפו את הדגימות עם בופר כביסה A בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך שעה. חזור על התהליך שלוש פעמים, ואז שמור על הדגימות בבופר השטיפה A על רועיד אורביטלי מכוון ל-50 סל"ד בטמפרטורה של 4°C למשך 72 שעות.
    8. דגרו את הדגימות בנוגדנים משניים נגד IgG לעכברים, IgG ארנב ו-IgG של כבשים, המקושר לאלקסה פלואר 647, 568 ו-488, בהתאמה (כולם ב-1:1000), בבופר חסימה A על שייקר אורביטלי מכוון ל-50 סל"ד ב-37 מעלות צלזיוס למשך 72 שעות.
    9. חזור על שלב 3.7.
    10. פנו מראש את הדגימות עם 50% CUBIC-R+(M) בטמפרטורה של 24 מעלות צלזיוס למשך 16 שעות.
    11. פנה את הדגימות עם 100% CUBIC-R+(M) בטמפרטורה של 24 °C למשך 16 שעות.
      הערה: אם הרקמה לא הפכה לשקופה בשלב זה, המתנה נוספת לא תביא לשיפור משמעותי.
    12. דמיינו את הדגימות במיקרוסקופ קונפוקלי.
      הערה: השתמש במיקרוסקופ קונפוקלי עם אובייקטיב Plan-Apochromat 20×/0.8 M27; קבע את ההתרגשות ל-633 ננומטר, 561 ננומטר ו-488 ננומטר, וטווח גילוי 641-754 ננומטר, 566-628 ננומטר, ו-479-550 ננומטר, עם גלאי GaAsP; רכישת ערימת Z עם גודל צעד של 0.78 מיקרון.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הבדל בהעברת האור של רקמת עור אנושית שננקתה עם ובלי האפידרמיס
איור 1 מציג תמונות מייצגות של דגימות עור אנושי עם ובלי אפידרמיס, לאחר פרמיאביליזציה וניקוי עם תגובת Rapiclear 1.52. הסרת האפידרמל משפרת את שקיפות הרקמה על ידי הסרת המלנין, סופג אור חזק, כפי שמאושר על ידי הנראות המוגברת של הקו השחור מתחת לדגימות.

הדמיה תלת-ממדית בקנה מידה מאקרו של כלי לימפה בעור האדם
על ידי שילוב ניקוי רקמות בטכניק...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הדמיה תלת-ממדית של רשתות לימפה ברקמות ביולוגיות חשובה מאוד להבנת המאפיינים המבניים והפונקציות הפיזיולוגיות שלהן, וכן לשינויים פתולוגיים. פרוטוקול זה מציג שלוש שיטות ניקוי רקמות שונות המותאמות לרקמת עור אנושית, כל אחת מותאמת למטרות תצפית ספציפיות.

הסרת האפידרמלית נחשבת לשלב קריטי להסרת המלנין, שמפחית את שקיפות הרקמות ומפריע להערכה היסטולוגית19. בהתאם לכך, צביעת דגימות עור אנושי עם האפידרמיס שלם באמצעות שיטת iDISCO הראתה אות חלש, במיוחד מ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

K.T., E.G., N.I., וק.ק. הם עובדים בחברת Shiseido Co., Ltd.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
נוגדן אנטי-CD31R& D SystemsAF806דילול ב-1:200
נוגדן אנטי-פודופלאניןדאקוM3619דילול ב-1:100
נוגדן אנטי-VE-קדריןטכנולוגיית איתות סלולרי#2500דילול ב-1:100
CUBIC-Lתעשיית הכימיה של טוקיוT3740
CUBIC-R+(M)תעשיית הכימיה של טוקיוT3741
DMEM, סוכר נמוך, פירובטתרמו פישר מדעי11885084
נוגדן משני מסוג חמור אנטי-עכבר IgG (H+L) עם ספיגת צולב גבוהה, Alexa Fluor 647תרמו פישר מדעיA-31571דילול ב-1:1000
נוגדן משני עם ספיגת חמור אנטי-ארנב IgG (H+L), אלקסה פלואר 568תרמו פישר מדעיA10042דילול ב-1:1000
נוגדן משני מוצלב IgG (H+L) נגד כבשים לחמור, Alexa Fluor 488תרמו פישר מדעיA-11015דילול ב-1:1000
Rapiclear 1.52מעבדת סונג'יןRC152001
מיקרוסקופ ZEISS Lightsheet Z.1קרל צייס
מיקרוסקופ סורקת לייזר קונפוקלי ZEISS LSM 880קרל צייס

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Skobe, M., Detmar, M. Structure, function, and molecular control of the skin lymphatic system. J Investig Dermatol Symp Proc. 5 (1), 14-19 (2000).
  2. Yang, Y., Wang, X., Wang, P. Signaling mechanisms underlying lymphatic vessel dysfunction in skin aging and possible anti-aging strategies. Biogerontology. 24 (5), 727-740 (2023).
  3. Oliver, G., Kipnis, J., Randolph, G. J., Harvey, N. L. The Lymphatic Vasculature in the 21st Century: Novel Functional Roles in Homeostasis and Disease. Cell. 182 (2), 270-296 (2020).
  4. Baluk, P., McDonald, D. M. Imaging Lymphatics in Mouse Lungs. Methods Mol Biol. 1846, 161-180 (2018).
  5. Kajiya, K., Hirakawa, S., Detmar, M. Vascular endothelial growth factor-A mediates ultraviolet B-induced impairment of lymphatic vessel function. Am J Pathol. 169 (4), 1496-1503 (2006).
  6. Kajiya, K., Detmar, M. An important role of lymphatic vessels in the control of UVB-induced edema formation and inflammation. J Invest Dermatol. 126 (4), 919-921 (2006).
  7. Sawane, M., Kidoya, H., Muramatsu, F., Takakura, N., Kajiya, K. Apelin attenuates UVB-induced edema and inflammation by promoting vessel function. Am J Pathol. 179 (6), 2691-2697 (2011).
  8. Kirschnick, N., et al. Rapid methods for the evaluation of fluorescent reporters in tissue clearing and the segmentation of large vascular structures. iScience. 24 (6), 102650(2021).
  9. Orlich, M., Kiefer, F. A qualitative comparison of ten tissue clearing techniques. Histol Histopathol. 33 (2), 181-199 (2017).
  10. Tainaka, K., et al. Whole-body imaging with single-cell resolution by tissue decolorization. Cell. 159 (4), 911-924 (2014).
  11. Kajiya, K., Bise, R., Commerford, C., Sato, I., Yamashita, T., Detmar, M. Light-sheet microscopy reveals site-specific 3D patterns of the cutaneous vasculature and pronounced rarefication in aged skin. J Dermatol Sci. 92 (1), 3-5 (2018).
  12. Sawane, M., et al. Apelin provides an alternative function to estrogen in regulating lymphatic vascular integrity. J Dermatol Sci. 111 (3), 124-127 (2023).
  13. Itai, N., et al. Lymphangiogenesis and lymphatic zippering in skin associated with the progression of lymphedema. J Invest Dermatol. 144 (3), 659-668.e7 (2024).
  14. Breiteneder-Geleff, S., et al. Podoplanin-a specific marker for lymphatic endothelium expressed in angiosarcoma. Verh Dtsch Ges Pathol. 83, 270-275 (1999).
  15. Suami, H., Scaglioni, M. F. Anatomy of the lymphatic system and the lymphosome concept with reference to lymphedema. Semin Plast Surg. 32 (1), 5-11 (2018).
  16. Avraham, T., et al. Fibrosis is a key inhibitor of lymphatic regeneration. Plast Reconstr Surg. 124 (2), 438-450 (2009).
  17. Giannotta, M., Trani, M., Dejana, E. VE-cadherin and endothelial adherens junctions: active guardians of vascular integrity. Dev Cell. 26 (5), 441-454 (2013).
  18. Newman, P. J., et al. PECAM-1 (CD31): cloning and relation to adhesion molecules of the immunoglobulin gene superfamily. Science. 247 (4947), 1219-1222 (1990).
  19. Bhutto, I. A., et al. Visualization of choroidal vasculature in pigmented mouse eyes from experimental models of AMD. Exp Eye Res. 238, 109741(2024).
  20. Cichoń, M. A., Elbe-Bürger, A. Epidermal/Dermal separation techniques and analysis of cell populations in human skin sheets. J Invest Dermatol. 143 (1), 11-17.e8 (2023).
  21. Takahashi, K., et al. An analysis modality for vascular structures combining tissue-clearing technology and topological data analysis. Nat Commun. 13 (1), 5239(2022).
  22. Susaki, E. A., et al. Advanced CUBIC protocols for whole-brain and whole-body clearing and imaging. Nat Protoc. 10 (11), 1709-1727 (2015).
  23. Susaki, E. A., et al. Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis. Cell. 157 (3), 726-739 (2014).
  24. Tainaka, K., et al. Chemical landscape for tissue clearing based on hydrophilic reagents. Cell Rep. 24 (8), 2196-2210.e9 (2018).
  25. Banerji, S., et al. LYVE-1, a new homologue of the CD44 glycoprotein, is a lymph-specific receptor for hyaluronan. J Cell Biol. 144 (4), 789-801 (1999).
  26. Wigle, J. T., Oliver, G. Prox1 function is required for the development of the murine lymphatic system. Cell. 98 (6), 769-778 (1999).
  27. Johnson, L. A., et al. Inflammation-induced uptake and degradation of the lymphatic endothelial hyaluronan receptor LYVE-1. J Biol Chem. 282 (46), 33671-33680 (2007).
  28. Pechtimaldjian, L., et al. Skin-iDISCO+: An optimized tissue-clearing and labeling protocol for morphometric analysis of human cutaneous vasculature. STAR Protoc. 6 (1), 103524(2024).
  29. Hägerling, R., et al. VIPAR, a quantitative approach to 3D histopathology applied to lymphatic malformations. JCI Insight. 2 (16), e93424(2017).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Lymphatic VesselsHuman SkinThree Dimensional VisualizationLymphedemaTissue ClearingConfocal MicroscopyLight Sheet MicroscopyImmunohistochemistryCapillary JunctionsLymphatic Endothelial Cells

מאמרים קשורים