מאמר שיטה

שיטת טלמטריה עם מעיל בידוד לניטור הסתגלות קרדיו-רספיratorית במהלך פעילות גופנית בחולדות

0 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/71616

⸱

25 בספטמבר 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1TIMC CNRS, UMR 5525, Vet Agro Sup, Grenoble INP, Universite Grenoble Alpes, 2Etisense SAS

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול טלמטריה לא-פולשני באמצעות מעיל זה מאפשר ניטור סימולטני של הסתגלות קרדיו-רספירטורית ולוקומוטורית במהלך פעילות גופנית בחולדות. על ידי הימנעות מהשתלה כירורגית, גישה זו מאפשרת מדידות פיזיולוגיות חוזרות באותם בעלי חיים, ומספקת כלי אמין למחקר ולהוראה בפיזיולוגיה של מאמץ.

תקציר

הערכת ההסתגלות הקרדיורספירטורית במהלך מאמץ אינה קריטית רק לחקר ההסתגלות הפיזיולוגית לאימון גופני, אלא חיונית גם למחקר פרה-קליני, מאחר שמדידות במצב מנוחה עלולות להסוות תופעות פיזיולוגיות בסיסיות. עם זאת, שיטות פרה-קליניות קונבנציונליות, כגון טלמטריה המותקנת בניתוח או תאי הרמטיקה, כרוכות במגבלות משמעותיות. כדי להתגבר על מגבלות אלו, אנו מציגים מתודולוגיה ללא ניתוח המשתמשת במערכת טלמטריה עם מעיל (jacketed telemetry system), המאפשרת ניטור סימולטני של קצב הלב (HR), קצב הנשימה (RespR) ופעילות לוקומטורית (AL) בחולדות במהלך ריצה כפויה על מסוע. הפרוטוקול מיישם תהליך אקלימטציה דו-שלבי שנועד להבטיח הן את ביצועי הריצה התקינים של בעלי החיים והן את שלמות הנתונים: ראשית, הרגלה לעניית מעיל הטלמטריה, המשלב חיישני פלתיסמוגרפיה אינדוקטיבית לנשימה ואלקטרודות אקג (ECG) שטחיות; ושנית, הרגלה למשך שבועיים (חמישה ימים בשבוע) לריצה על מסוע. אנו מפרטים את הליכי הציוד ושלבי בקרת איכות חיוניים, כולל אימות אותות בזמן אמת, כדי למזער את הלחץ על בעלי החיים ולהבטיח נתונים פיזיולוגיים אמינים עם רעש נמוך. כמו כן, אנו מספקים דוגמאות לאותים מייצגים כדי לסייע למשתמשים להשיג איכות נתונים גבוהה, במיוחד במהלך פרוטוקולי מאמץ, אך גם בהקשרים ניסיוניים אחרים. כאשר הפרוטוקול מיושם נכון, הוא מאפשר ניטור עקבי במהירויות של עד 40 cm.s⁻1, מה שמאפשר כימות של שינויים ב-HR, RespR ו-AL בהשוואה לקו הבסיס. על ידי ביטול הצורך בהתערבויות כירורגיות, פרוטוקול זה דוגל באופן הדוק בעקרונות האתיים של ה-3Rs (reduce, refine, replace). בעוד שהטכניקות המוצגות מתמקדות במאמץ, יש להן יישומים פוטנציאליים בתחומים מגוונים, כולל אפיון קרדיורספירטורי מקיף, הדרכה לטיפול בבעלי חיים, ניטור רווחת בעלי חיים, וכן בפיזיולוגיה, פרמקולוגיה או חינוך.

מבוא

פיתוח מודלים המספקים תובנות בעלות ערך לגבי הנוף הדינמי של פיזיולוגיית הפעילות הגופנית הוא בעל חשיבות רבה בתחומים רבים, כגון אימון וביצועים, או מניעת מחלות ושיקום. בין ההשפעות הפיזיולוגיות הקשורות לפעילות גופנית, הבנת ההסתגלויות של התפקודים הלבביים והנשימתיים היא מרכיב מכריע בהקשרים ספורטיביים (אימון/ביצועים) וקליניים (מניעה/שיקום) לצורך פיתוח תוכניות אימון/שיקום ספציפיות ומותאמות אישית. לפיכך, חיוני להמשיך ולפענח את המנגנונים של הסתגלויות קרדיורספיratorיות לפעילות גופנית. למטרה זו, נעשה כיום שימוש נרחב במודלים של בעלי חיים, כולל מכרסמים, במחקר פרה-קליני שנועד לבחון את השפעת הפעילות הגופנית על תפקודי הלב והנשימה. ואכן, הם לא רק מאפשרים את הערכת ההסתגלויות הקרדיורספיratorיות לפעילות גופנית1, אלא הם גם חיוניים לחקר תופעות פתופיזיולוגיות שעלולות להיות חבויות במצב מנוחה2,3. עם זאת, השגת נתונים פיזיולוגיים רלוונטיים במהלך פעילות גופנית מציבה אתגר טכנולוגי משמעותי. כדי שהנתונים שנאספו יהיו בעלי משמעות פיזיולוגית, תהליך הרכישה חייב להיות לא פולשני ככל האפשר. באופן אידיאלי, הניטור צריך להתבצע ללא הפרעה לפעילויות של המטופל או בעל החיים, והמדידות לא צריכות להיפגע מערטראקטים של תנועה. נכון להיום, במחקר פרה-קליני, אין מכשיר מדידה יחיד העונה באופן מלא על דרישות חיוניות אלו.

יתרה מכך, מכשיר אידיאלי צריך לעמוד בעקרונות האתיים של ה-3Rs (צמצום, שיפור, החלפה), המנחים מחקרים פרה-קליניים בבעלי חיים4. עקרונות אלו, יחד עם ההקשר הסוציו-כלכלי הנוכחי של שימוש בבעלי חיים במחקר ובהוראה, מדגישים את הצורך בפיתוח כלים ומודלים מחקריים המאפשרים שימוש יעיל ואחראי יותר בבעלי חיים. למטרה זו, פיתוחם ושימושם של מכשירים וחיישנים לבישים נראים כעדיפות.

כיום, השיטות העיקריות הזמינות להערכה ישירה של תפקודי הלב והנשימה במכרסמים אינן יכולות לשמש ביעילות בפרוטוקולים של פעילות גופנית בשל מגבלות מעשיות. לדוגמה, תאי פלתיסמוגרפיה של הגוף כולו לבעלי חיים שאינם מורסנים מוכרים כגישה מדויקת ולא פולשנית למדידות חוזרות לאורך זמן של תפקוד נשימתי בבעלי חיים ערים5. למרות שהם מספקים מדידות מהימנות בתנאי מנוחה, תנועה פעילה יוצרת ארטיפקטים של לחץ ורעש באות שעלולים לפגוע בפירוש הנתונים הנשימתיים במהלך פעילות גופנית. באופן דומה, רדיוטלמטריה מושתלת נחשבת לסטנדרט הזהב לחקר תפקוד הלב במכרסמים הנעים בחופשיות6 ויכולה לשמש לניטור ECG ופרמטרים המודינמיים2,7. עם זאת, היא כרוכה במגבלות משמעותיות, הקשורות בעיקר להשתלה כירורגית של חיישנים ומשדר. בפרט, יש לנהל את הכאב לאחר הניתוח ואת הפגיעה הנובעת מהפצע הכירורגי או מהמכשיר המושתל עצמו באמצעות פרוטוקולי טיפול מתאימים6,8,9. לאחרונה, מספר גדל של מחקרים מתמקד בשיטות לא פולשניות. לדוגמה, נערכו מחקרים עם מכשירי רדיוטלמטריה ל-ECG לבישים ששימשו חיצונית בחזירי ים10, מכשיר לגילוי פעילות נשימתית מבוסס דופלר ללא מגע11 או ביו-חיישנים לבישים12. עם זאת, טכניקות ניטור אלו היו מוגבלות עד כה לשלב הוכחת ההיתכנות, ויש לפתח אותן עוד לפני שניתן יהיה להשתמש בהן בקנה מידה רחב יותר. טלמטריה עם מעיל (Jacketed telemetry), המשמשת בדרך כלל כפתרון לא פולשני להערכה קרדיו-רספיratorית בבעלי חיים גדולים כמו כלבים או פרימטים13,14, הותאמה לאחרונה לחולדות מעבדה15,16,17 ולחזירי מיניאטורה צעירים18. המערכת המוצגת ב-איור 1A–F מורכבת ממכשיר רדיו לא פולשני בעל הגבלה נמוכה המוחזק בתוך מעיל שנלבש על ידי בעל החיים. היא מאפשרת ניטור משולב של פעילות לבבית באמצעות ECG שטחי, תפקוד נשימתי באמצעות פלתיסמוגרפיה אינדוקטיבית נשימתית (RIP), ופעילות מוטורית באמצעות אקסלרומטריה. מחקרים קודמים הדגימו את יכולתה של מערכת זו לנטר ביעילות משתנים קרדיו-רספיratorיים בהשוואה לשיטות פולשניות15,16. לאחרונה, השימוש בה כגישת ניטור לא כירורגית משלימה דווח בהקשרים שונים, כולל הערכה פרמקולוגית בתנאים חברתיים17,19 או במודלים של מחלות לב20.

figure-introduction-1
איור 1: מבט על הרכיבים העיקריים של מערכת הטלמטריה עם המעיל. (A) מעיל מצויד המונח על צינור ההתאמה שלו, (B) מדבקות Ag/AgCl לניטור ECG, (C) משדר רדיו לאיסוף והעברת נתונים, (D) בעל הלובש את המעיל והמשדר, (E) מערכת רכישה לאחסון נתונים ולהרצת תוכנת הטלמטריה, (F) מחשב המחובר באמצעות כבל Ethernet, המציג את תוכנת הטלמטריה באמצעות ממשק משתמש (UI) רשתי. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

בהתבסס על מחקר הערכה קודם21 ופרוטוקול הרגלה22, הפרוטוקול המוצע כאן מציג מתודולוגיה מעודכנת ולא פולשנית המשתמשת במערכת טלמטריה עם מעטפת, המאפשרת ניטור סימולטני של קצב הלב, קצב הנשימה ופעילות מוטורית בחולדות במהלך פעילות גופנית הדרגתית.

פרוטוקול

כל הניסויים בוצעו בהתאם לתקנות האירופיות (L276-33 2010/63/EU) והצרפתיות (AGRG1231951D) הנוגעות להגנה ושימוש בבעלי חיים למטרות מעבדה. הליכי ה-in vivo במחקר זה אושרו על ידי ועדת האתיקה מס' 012 (אוניברסיטת Grenoble Alpes), המוכרת על ידי משרד ההשכלה הגבוהה והמחקר של צרפת, תחת המספרים APAFIS#31347-2021042914221915 v2 ו-APAFIS #52237-2024112821304952 v5.

figure-protocol-1
איור 2: סקירה כללית של הפרוטוקול הניסויי. (A) פרוטוקול ניסויי כולל, הכולל את שלבי ההתרגלות והפעילות הגופנית. לוח הזמנים הוא אינדיקטיבי ויש להתאימו על בסיס תצפיות בזמן אמת והתרגלות יעילה במהלך הניסוי. ראוי לציין כי ניתן להרגיל את בעלי החיים לטיפול במהלך "ההסתגלות למתקן בעלי החיים". (B) פרוטוקול פעילות גופנית טיפוסי, הכולל ייצוב של הציוד במשך 60 min, קביעת קו בסיס לאחר 3 min מנוחה על מסילת ההליכה, תקופת חימום, פעילות גופנית הדרגתית ושלב התאוששות. תקופות ניתוח הנתונים מסומנות בריבועים אדומים בהירים. שלבי המהירות המצוינים הם המלצות ויש להתאימם לדגם בעלי החיים הספציפי ולמטרות הניסויי. אנא לחצו כאן להצגת גרסה גדולה יותר של איור זה.

1. מודל בעלי חיים

  1. השתמשו בחולדות ממספקים מאושרים אשר עברו אקלימציה לתנאי הדיור (1 bar; 24 °C; 40–70% לחות; מחזור אור/חושך של 12 שעות) במשך שבוע אחד, בזוגות בכלובים קונבנציונליים עם גישה חופשית למזון ומים, ובתוספת העשרה (חומר קינון, חפצים לכרסום, מנהרות קרטון).
  2. סמנו את בעלי החיים באופן אינדיבידואלי (דיו על הזנב).

2. פרוצדורת ציוד

  1. הסרת פרווה: זמן ביצוע 1–2 דקות לבעל חיים
    1. יש לגזז את פרוות בעל החיים פעם בשבוע כדי להבטיח הקלטת ECG מוצלחת.
    2. כדי למזער את רמת הסטרס וההרדמה ביום הניסוי, בצעו הליך זה יום לפני כן; ניתן לבצעו גם באותו היום.
    3. שיטה א' (הרדמה רשותית): ניתן תערובת הרדמה גזית (1.5–5% isoflurane, 20% חמצן ואוויר) והצב את החולדה במנח גחוני (שכיבה על הבטן).
    4. יש לשמור על משך ההרדמה למינימום, בדרך כלל 2–5 דקות, זמן המספיק אך ורק לגילוח הפרווה.
    5. גזרו בזהירות את הפרווה בחלק הגבי והצדי של החזה (איור 3A), באמצעות קליפר, וסמן את הזנב בדיו.
      הערה: התאוששות מלאה ויכולת ניידות חוזרות בדרך כלל תוך 5–10 דקות לאחר הפסקת ההרדמה.
    6. יש לוודא כי בעל החיים הגיע למצב זה לפני החזרתו לכלוב ביתו.
    7. שיטה ב' (ללא הרדמה): לחלופין, יש להחזיק את החולדה באופן ידני למשך הזמן המינימלי הדרוש להשלמת גילוח הפרווה, בדרך כלל פחות מ-2 דקות.
    8. יש לרסן את בעל החיים בחוזקה אך בעדינות, ולהימנע מלחץ מופרז על בית החזה.
    9. גזרו בזהירות את הפרווה באזור החזה הגבי והצדי (איור 3A), באמצעות קליפר (clipper), וסמנו את הזנב בדיו.
      הערה: אם בעל החיים מראה סימנים למצוקה חמורה, שחררו אותו מיד ואפשרו תקופת התאוששות לפני ניסיון חוזר לביצוע הפרוצדורה. מומלץ להיעזר באדם נוסף בעת שימוש בשיטה זו.
    10. נקו את האזור הגזור בעזרת מים כדי להסיר סבום (חלב) שהופרש על ידי החולדה’נקה את העור וודא שהאזור יבש לחלוטין. ייבש את האזור בעזרת גזה.
  2.  ציוד לבעלי חיים: תזמון 3–5 דקות לבעל חיים
    הערה: השלבים הבאים מפרטים את התהליך להלבשת בעל החיים במעיל, בחיישנים ובמכשיר הטלמטריה, במטרה לצמצם את הצורך בריסון פיזי.
    1. בחרו את גודל המעיל המתאים בהתאם למשקל בעל החיים, למין שלו ולזן הספציפי, בהתאם לטבלאות הבחירה והמידות של היצרן.23.
    2. הנח בזהירות את המעיל המצויד במכשור על כלי ההתאמה למעיל (הקפד לא לפגוע בחיישנים ובכבלים).
    3. מקם את תרמיל הגב מעל השקע הממוקם בחלקו העליון של כלי ההתאמה (איור 4A). הנח את כלי ההתאמה על בסיסו המלבני (איור 4B) והנח את החולדה מול הפתח הרחב ביותר (צד הכניסה למשפך) (איור 4C).
    4. אם החולדה אינה מעוניינת לעבור דרך כלי ההתאמה, יש להניע את בעל החיים על ידי הצבת מנהרת העשרה או כלוב המגורים שלו לפני היציאה.
    5. ברגע שראש החיה מגיח מהצד השני וכפות רגליה הקדמיות נראות לעין: השתמש ביד אחת כדי להחזיק את החולדה ואת כלי ההתאמה יחד; השתמש ביד השנייה כדי להוביל את כפות הרגליים דרך כל חור הממוקם בחלקו הקדמי של המעיל, כדי למקם אותו כראוי ולהבטיחו על החיה (איור 4D).
    6. החליקו בעדינות את המעטפת (jacket) מטה לאורך גוף בעל החיים, תוך הוצאה הדרגתית של כלי ההתאמה, ואפשרו לבעל החיים לעבור לחלוטין דרך הכלי לכיוון היציאה.
    7. ודאו כי המעיל ממוקם כראוי ללא קפלי עור, ואמתו כי המידה מתאימה בהתאם להמלצות לאימות התאמת המעיל.
    8. במידת הצורך, החליפו את המעיל במידה המתאימה. בעלי חיים שלא ניתן להתאיים להם את המעיל באופן בטוח או נוח למרות התאמת המידה, יש להוציא מהמחקר.
    9. כאשר בעל החיים מגיע לרמה הרצויה של כלי ההתאמה, הסירו את גורם התמריץ משקמה, אם נעשה בו שימוש.
      הערה: פעולה זו תמנע מהחולדה להמשיך לעבור דרך הכלי.
    10. לאחר הנחת החולדה על שולחן המעבדה, שחרר את רצועות התרמיל (איור 4E) ופתחו את המעטפת (איור 4F).
    11. החדר את אלקטרודת ה-ECG מסוג Ag/AgCl עם המדבקה האדומה (חיובית) דרך הפתח השמאלי של המעטפת, המסומן באיקס אדום (איור 4G), והכנס את האלקטרודה השחורה (שלילית) לפתח הימני.
    12. מקם את האלקטרודות ב-Lead II על ידי הנחת האלקטרודה השחורה (שלילית) מאחורי הגפה הקדמית הימנית והאלקטרודה האדומה (חיובית) בדופן החזה הצידית השמאלית בתוך האזור הגזור, תחת רצועת החזה של ה-RIP (איור 3B,C).
    13. מרחו ג'ל ECG (בנפח של 0.1 עד 0.3 מ"ל) על הנקודה השחורה בכל אלקטרודה באמצעות המזרק והקתטר להנחה מדויקת של הג'ל. לחצו בעדינות כדי שהאלקטרודות יידבקו באופן מלא לעור בעל החיים (איור 4H).
    14. חברו את החיישנים שבהם נעשה שימוש (פלתיסמוגרפיה/אלקטרודות ECG) למשדר, והניחו את משדר הטלמטריה ואת מארז הסוללות בתוך התרמיל על גב בעל החיים (איור 4I–J).
    15. קפלו את החלק האחורי של המעיל כלפי מטה כדי להגן על הרכיבים האלקטרוניים/כבלים, במטרה להפחית חיכוך ולשמור על הגנתם. קפלו את תרמיל הגב לכיוון גב החולדה (מעל המעיל המקופל) והצמידו אותו לחלק הדיסטלי/אחורי של המעיל באמצעות הוו (איור 4K).
      הערה: הג'ל נמרח לאחר הכנסת האלקטרודות כדי למנוע את החלקתן של האלקטרודות בזמן המיקום שלהן דרך פתחי המעטפת. מריחה מוקדמת של ג'ל אינה מומלצת, שכן היא מפחיתה את החיכוך ומקשה משמעותית על מיקום מדויק של האלקטרודות.
  3. תחילת רכישת האות ואימות איכות האות
    1. מקמו את מערכת הטלמטריה באותו חדר שבו מתבצע ההסרטה (במרחק של עד 10 מטרים) ובקו ראייה ישיר, רצוי למקם את היחידה מעל בעל החיים או באותו מישור.
    2. הפעילו את המערכת ופתחו את תוכנת הטלמטריה.
    3. התחל את הרכישה בהתאם לנוהל היצרן24בדקו את איכות אותות ה-ECG והנשימה ובצעו התאמות נחוצות (ראו איור 5).

figure-protocol-2
איור 3: מבטים בחולדה תחת הרדמה. (A) אזורי החזה הגבייים והצדיים המצביעים על המקום שבו יש להסיר את הפרווה (שלב 2.1): 1) הקו המקווקו מציין את הגבול העליון המינימלי, ו-2) חיצים דו-ראשוניים מציינים את האורך המינימלי של האזור הגזור. (B) מיקום מומלץ של אלקטרודות Lead II, כאשר האלקטרודה השחורה (שלילית) ממוקמת מאחורי הגפה הקדמית הימנית והאלקטרודה האדומה (חיובית) על דופן החזה הצדית השמאלית בתוך האזור הגזור, מתחת לרצועת החזה של ה-RIP. (C) מיקום אלקטרודות Lead I, המראה אלקטרודות הממוקמות אופקית לרוחב החזה, כאשר האדומה (חיובית) מאחורי הגפה הקדמית השמאלית והשחורה (שלילית) מאחורי הגפה הקדמית הימנית. תצורת Lead II מניבה בדרך כלל את אמפליטודת ה-QRS הגבוהה ביותר ואת רזולוציית גל ה-P הברורה ביותר בחולדות. אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של איור זה.

figure-protocol-3
איור 4: הליך שלב-אחר-שלב להלבשת חוליה, אלקטרודות ומכשיר אלקטרוני בחולדה (סעיף 2). (A-B) הנח את החוליה על צינור ההתאמה. (C-D) הובל את בעל החיים דרך צינור ההתאמה אל תוך החוליה. (E-F) שחרר את תפס התרמיל ופתח את החוליה. (G) הכנס את אלקטרודת ה-ECG עם המדבקה האדומה (חיובית) דרך הפתח השמאלי של החוליה, המסומן בסימון X אדום, והכנס (0.1 עד 0.3 mL של ג'ל מוליך). (H) עסה בעדינות כדי שהאלקטרודות ייצמדו באופן מלא לעור בעל החיים. (I-J) חבר את החיישנים שנעשה בהם שימוש (פלטיסמוגרפיה / אלקטרודות ECG) למשדר והכנס אותו לכיס. (K) אבטח את התרמיל באמצעות התפס האדום. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

3. נוהל הסרה ואחסון של הציוד - זמן ביצוע: 1 דקה לכל בעל חיים​

  1. הניחו את החולדה על שולחן המעבדה או אחזו בה ביד. נתקו את הוו מהתרמיל. פרסו את גב הז'קט כדי לגשת לחריצים ולאלקטרודות. הסירו אותם בזהירות.
  2. הוציאו את מכל המשדר והסוללה מהתרמיל. נתקו את הכבלים ממכל זה.
  3. הוציאו את הכפות הקדמיות מהפתחים. אפשרו לחולדה להתקדם תוך כדי החזקת הז'קט עם התרמיל.
  4. בסיום, החזירו את כיסויי הפלסטיק על האלקטרודות כדי למנוע את התייבשות הג'ל. בדקו את חיישני הכבלים; החליפו את הז'קטים אם הם פגומים או בלויים. הניחו לז'קט להתייבש לפני האחסון בנרתיק האישי שלו.
  5. נקו את החומרה באמצעות חומר חיטוי ללא אלכוהול ומטלית; ודאו שכל החלקים יבשים. נתקו את המשדר מהסוללה כדי למנוע פריקה.
    הערה: ניתן להשתמש בז'קט שוב באותה חיה אם הגודל מתאים למשקל החיה והחיישנים אינם פגומים (ראו את הסעיף המתאים בדיון למידע נוסף).

4. הרגלה לענידת מעיל הטלמטריה

הערה: המפגשים אורגנו בהתאם לנוהל הבא.

  1. ציידו את החיה בהתאם לנהלים המפורטים ב- "ציוד לבעלי חיים" סעיף
  2. ודאו כי המעיל מותאם בצורה מאובטחת אך נוחה. התחילו את ההקלטה והחזירו את בעל החיים לכלוב המגורים שלו.
  3. ביום ההרגלה הראשון, הגביל את הזמן שבו בעל החיים עונד את הציוד למספר שעות. בצע בדיקות קליניות תכופות כדי לעקוב אחר מצבו של בעל החיים.’מצב. הגבירו בהדרגה את משך הזמן היומי שבו החיה עונדת את הציוד.
  4. יש להפחית בהדרגה את תדירות התצפית אם לא נצפו סימני אי-נוחות. המשיכו בתהליך זה עד שזמן ההתרגול (habituation time) יתאים למשך ההקלטה המיועד של המחקר.
  5. הפסיקו את ההקלטה והסירו את הציוד מהחיה בהתאם לנוהל המומלץ. בדקו את איכות הנתונים שהוקלטו והעריכו את מצב החיה.’התאוששות ומצב בריאותי כללי לפני החזרתו לחדר השכון.
    הערה: השלבים שתוארו לעיל מספקים מסגרת סטנדרטית, שיש להתאימה לצרכים הספציפיים של המחקר.

5.  הרגלה לפעילות גופנית על מסוע

  1. ציידו את בעל החיים (בהתאם לסעיף "ציוד בעלי חיים" שתואר קודם לכן). התחילו את ההקלטה.
  2. החזירו את בעל החיים לכלובו לתקופת התייצבות לאחר הציוד של 60 min כדי להבטיח התייצבות פיזיולוגית מלאה לאחר התאמת המעיל, בהתאם להמלצות שנקבעו בעבר17,18,19.
  3. העבירו את בעל החיים למסילה העוצרת והמתינו 3 min. התחילו שלב ראשון במהירות נמוכה של 5 או 10 cm.s-1 למשך 1.5 min.
  4. העבירו את בעל החיים לעליות הדרגתיות במהירות הריצה, בתוספת של 5 cm.s-1 מדי 2 min, והניעו את בעל החיים לרוץ בשלבים הראשונים באמצעות שוקים חשמליים מהמסילה בעוצמה טיפוסית של 0.2 mA.
  5. בסיום הפעילות, החזירו את בעל החיים לכלובו. המתינו 30 min לפני הסרת הציוד מבעל החיים.
  6. חזרו על פרוטוקול הרגלה זה לפעילות על מסילה במשך 2 שבועות, 5 ימים בשבוע, תוך הגברה הדרגתית של מהירות הריצה ומשך הפעילות.
    הערה: משך הזמן הכולל של תהליך זה צריך להיות בטווח שבין 5 min (ביום ההרגלה הראשוני) ועד להגעה הדרגתית ל-25 min (ביום ההרגלה האחרון).
  7. נטרו את מהירות הריצה שהושגה וכן את מספר השוקים כדי להתאים את עוצמת ומשך הפעילות במהלך תקופת ההרגלה של השבועיים.
  8. כנקודת סיום הומנית, סיימו את הסשן אם בעל החיים מגיע ל-10 שוקים או למשך שוק מצטבר של 10 s. החזירו את בעל החיים לכלובו ונטרו את התנהגותו חזותית.
    הערה: תמונה מייצגת של חולדה רצה על המסילה בזמן שהיא לובשת את מערכת הטלמטריה עם המעיל מוצגת ב איור 6.

figure-protocol-4
איור 5: עקומות ECG ונשימה טיפוסיות במהלך אימות איכות האות (שלב 2.3). ECG הוקלטו ב-500 Hz/24-bit ונפחי נשימה ב-200 Hz/32-bit, (A) התרשים מראה ECG באיכות גבוהה (גלי P, QRS, T מובחנים, רעש נמוך, חלון של 3 s עם אמפליטודה > 0.5 mV). (B) התרשים מראה אות נשימה באיכות גבוהה (מחזורים מובחנים במנוחה, חלונות של 20 s, עם אמפליטודה > 0.5 arb.u.). (C) התרשים מראה ECG באיכות נמוכה (הפרעות גבוהות כגון רעש של 50/60 Hz עם אמפליטודה > 0.5 mV, נדידת קו בסיס, או QRS קטן/שטוח, חלונות של 1.5 s). (D) התרשים מראה אות נשימה באיכות נמוכה (נדידת קו בסיס גבוהה עם אמפליטודה > 5 arb.u., המקשה על הזיהוי, חלונות של 12 s). אות הנשימה משקף שינויים יחסיים בהיקף בית החזה והבטן שנמדדו באמצעות פלתיסמוגרפיה של השראת נשימה (RIP); הוא מבוטא ביחידות שרירותיות (arb.u.) כיוון שלא בוצע כיול נפח בפרוטוקול זה. אנא לחצו כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של איור זה.

6. ניטור פיזיולוגי במהלך פרוטוקול משולש

  1. ציידו את בעל החיים (בהתאם לסעיף "ציוד בעל החיים" שתואר קודם לכן). התחילו את ההקלטה והמתינו להתייצבות לאחר הציוד בכלוב הבית (מומלץ: 60 min), ולאחר מכן תקופת מנוחה של 3 min על מסילת הריצה לפני מדידות הבסיס (BL) (איור 2B).
  2. אפשרו לבעל החיים להסתגל באמצעות תקופת חימום במהירות נמוכה (5 min במהירות 5 cm.s-1) לפני תחילת מבחן המאמץ.
  3. העבירו את בעל החיים דרך רמות מהירות עוקבות, בדרך כלל 10, 20, 30 ו-40 cm.s-1, למשך 5 min לכל רמה.
  4. לאחר המאמץ, החזירו את בעלי החיים לכלובים שלהם כשהם עדיין מצוידים, כדי לאפשר ניטור רציף של תפקודי הלב והנשימה במהלך תקופת ההתאוששות.
    הערה: פרוטוקול מאמץ טיפוסי להערכת המהירות המקסימלית הוא הפרוטוקול המשולש. הוא מורכב מעלייה הדרגתית במהירות (למשל, מ-10 עד 40 cm.s-1 מקסימום) בכל 5 min, בהתאמה מ-Qin et al.25. בחירת רמות המהירות, כולל מספר השלבים והטווחים הספציפיים שלהם, חייבת להיות מותאמת למטרות החוקר ולעומס הפיזיולוגי הרצוי.

7. הקלטת משתנים פיזיולוגיים וניתוח נתונים

  1. ציידו את בעל החיים במכשיר טלמטריה עם מעטפת והשתמשו בתוכנת טלמטריה לניטור משתנים שונים, הכוללים אך אינם מוגבלים ל: קצב לב (HR), המבוטא בפעימות לדקה (bpm) ומחושב מהקלטת ה-ECG, קצב נשימה (RespR) בנשימות לדקה (brpm) או רמת פעילות לוקומטורית (AL) ב-mG.  
  2. עצרו את ההקלטה בסיום הניסוי, לאחר תקופת ההתאוששות.
    הערה: mG מקביל ל- figure-protocol-5  ומוגדר כ-figure-protocol-6 כאשר figure-protocol-7, הם הרכיבים הדינמיים של התאוצה.
  3. פעלו לפי הגישה שתוקפה בעבר21, שבה הוכח כי זרימת עבודה אוטומטית מספקת נתונים פיזיולוגיים מהימנים ללא התערבות ידנית.
  4. ודאו שספי תסימה עבור מרווח RR (בין 85 ms ל-6 s) ומשך מחזור נשימה (בין 0.15 ל-10 s) מוגדרים כרחבים בתוכנת הטלמטריה כדי להבטיח זרימת עבודה אוטומטית מלאה לניקוי נתונים, ללא עריכה ידנית, ובכך להגביל החלטות התלויות במפעיל.
  5. בחנו את איכות האות ובמידת הצורך, התאימו את פרמטרי הזיהוי בתוך התוכנה כדי למטב את זיהוי המחזור עבור בעל חיים נתון, ללא עריכה ידנית של מחזורים בודדים.
  6. חשבו ממוצע של המשתנים בכל 10 s עבור כל בעל חיים ודווחו על התוצאות כ-mean ± SEM. סמנו תקופות עניין ספציפיות בתוך תוכנת הטלמטריה.
  7. הגדירו את קו הבסיס (baseline) כ-30 s האחרונים של תקופת המנוחה בת 3 min לאחר הנחת בעל החיים על מסילת הריצה, כאשר רמת הפעילות הלוקומטורית יורדת מתחת ל-10 mG.
  8. עבור פרוטוקול הפעילות הגופנית, סמנו את 30 s האחרונים של כל רמת מהירות שהושלמה בהצלחה. הסִירו נתונים מכל רמה שנכשלה ומכל הרמות שבאו אחריה.
    הערה: הסרת רמות שנכשלו מובילה להפחתה הדרגתית בגודל המדגם בשלבי מהירות גבוהים יותר.

תוצאות

התוצאות המתוארות בסעיף "תוצאות מייצגות" התקבלו ב-20 חולדות Wistar בוגרות (זכרים; 250–400 g).

איור 5 מדגים את ההבדל בין אותות טלמטריים טיפוסיים באיכות גבוהה ובאיכות נמוכה שהוקלטו מבעל חיים במצב מנוחה. איור 5A ו- איור 5B הצג דוגמאות ל- גבוה-נתונים באיכות גבוהה. האלקטרוקרדיוגרם (ECG) ב- איור 5A הוא באיכות גבוהה, ומציג גלי/קומפלקסים P, QRS ו-T ברזולוציה טובה, עם סחיפת קו בסיס מינימלית או הפרעות מרשת החשמל. באופן דומה, אות הנשימה ב- איור 5B מציגה את האיכות הצפויה, עם מחזורי נשימה ברורים בעלי רזולוציה טובה. לעומת זאת, איור 5C ו- איור 5D הצג דוגמאות לאותות באיכות נמוכה. ה-ECG באיכות הנמוכה ב- איור 5C מאופיין בהפרעה חשמלית גבוהה, כגון כגון רעש בולט של קווי מתח ב-50/60 הרץ, או נדידה משמעותית של קו הבסיס. האות מראה גם קומפלקסים מוחלשים או חסרים (קומפלקסי QRS קטנים או שטוחים), דבר המקשה על הפרדה מדויקת של מחזורי הלב. אות הנשימה באיכות ירודה ב- איור 5D סובל באופן דומה מסטיות גבוהות של קו הבסיס (baseline wandering) וממחזורים מוחלשים, דבר המקשה משמעותית על זיהוי מהימן של מחזורי הנשימה, גם כאשר בעל החיים יציב.

figure-results-1
איור 6: תמונה של חולדת ויסטאר (Wistar) במהלך פעילות גופנית (שלב 6). החולדה מתאמנת על מסוע בעל מסלול בודד (מהירות מסוע = 20 cm.s-1) מצויד במעיל טלמטריה, אלקטרודות ומכשיר אלקטרוני. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

הנתונים המוצגים באיור 7A–C התקבלו מארבעה חולדות חvistar זכרים, ששקלם בין 330 ל-340 g וגילם היה 10 שבועות בעת הגעתם. החולדות צוידו במעיל טלמטריה למשך 5 ימים רצופים (יום 1 עד יום 5). כל סשן כלל את הצבדת המכשיר על בעל החיים, ולאחריה הקלטה של 3 h בכלוב הבית. ניתוח וידאו בוצע באופן ידני כדי לזהות התנהגויות הקשורות לשינויים פיזיולוגיים.

שני מפגשי ההרגלה הראשונים גרמו לעקה בולטת יותר, שאופיינה בעלייה בקצב הלב (HR) (בין 400 ל-500 bpm) ובקצב הנשימה (RespR) במהלך השעה הראשונה לאחר התקנת המכשיר. תקופות אלו של הפעלה פיזיולוגית גבוהה חפפו לפעילות חקירה אינטנסיבית (הרחה, התרוממות תכופה) וטיפוח, כפי שנצפו באמצעות המצלמה. לעומת זאת, כאשר פרוטוקול ההרגלה של 3–5 ימים שתואר קודם לכן מבוצע כראוי, הוא צפוי להפחית גירוי ראשוני זה.

ביום השלישי של ההסתגלות, ה-HR וה-RespR חזרו לערכי הבסיס שלהם במהירות רבה יותר, והתייצבו על כ-350 bpm ו-100 brpm בהתאמה, כ-35 min לאחר ההתאמה.

figure-results-2
איור 7: ייצוב פיזיולוגי לאורך ימי הרגלה עוקבים (שלב 4). הפנלים מציגים (A) קצב לב (HR; bpm), (B) קצב נשימה (RespR; brpm), ו- (C) רמת פעילות (AL; mG) במהלך שעת הייצוב שלאחר התאמת מעיל הטלמטריה. הנתונים נאספו לאורך 5 ימי הרגלה עוקבים (n=4; זכרים, קבוצה בלתי תלויה). הנתונים מוצגים כממוצע ± SEM שחושב בכל 5 min. קווים מודגשים מסמנים את יום ההרגלה הראשון (סמני עיגול סגולים) ואת יום ההרגלה האחרון (סמני משולש ירוקים). אנא לחצו כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

התוצאות התקבלו משתי קבוצות ניסוי של שמונה חולדות שעברו בהצלחה את הליך ההתרגלות להליכון. בעלי חיים אלו נכללו בשני ניסויים עצמאיים שבוצעו על ידי חוקרים שונים. בקבוצה הראשונה (קבוצה 1; קווים כחולים), כל בעלי החיים הצליחו לרוץ עם המעיל במהירות של עד 30 cm.s-1, כאשר 7 מתוך 8 בעלי החיים השלימו את המהירות הגבוהה ביותר של 40 cm.s-1 מבלי להגיע למספר המקסימלי של שוקים חשמליים. לעומת זאת, בקבוצה השנייה (קבוצה 2; קווים כתומים), 7 מתוך 8 בעלי החיים נאלצו להיעצר במהירות של 20 cm.s-1 כיוון שהגיעו לקריטריון נקודת הסיום האתית-הומנית של 10 שוקים חשמליים.

איור 8 מציג דוגמאות בודדות משתי הקבוצות. פרוטוקול האימון עבור חולדה 0 הופסק בטרם עת. תקופת ההתאוששות שלה החלה עם עצירת מסוע הריצה, אשר התרחשה לפני שהחיה הספיקה להשלים את שלב המהירות של 20 cm.s-1. לעומת זאת, חולדה 1 השלימה בהצלחה את פרוטוקול האימון, והפגינה הסתגלות פיזיולוגית הדרגתית לאחר עלייה ראשונית בתחילת האימון על המסוע. הסתגלות זו התאפיינה בעלייה פרוגרסיבית ב-HR (איור 8A), ב-RespR (איור 8B) וב-AL (איור 8C) לאורך שלבי המהירות השונים, כאשר פעילות פיזיולוגית מוגברת נשמרה עד להשלמה מוצלחת של שלב ה-40 cm.s-1. עם עצירת המסוע, החל שלב ההתאוששות, שאפוי בירידה ב-HR (איור 8A), ב-RespR (איור 8B) וב-AL (איור 8C), אשר חזרו בהדרגה לרמות הבסיס.

figure-results-3
איור 8: תגובות פיזיולוגיות אינדיבידואליות במהלך פרוטוקול התרגיל המשולש (שלב 6). הפאנלים מראים (A) קצב לב (HR; bpm), (B) קצב נשימה (RespR; brpm), ו (C) רמת פעילות (AL; mG) עבור שני נבדקים: חולדה 1 (זכר), שהשלימה את שלב המהירות המקסימלית, מה שמעיד על אימון תקין, וחולדה 0 (זכר), שהפסיקה את הפעילות בשלב המהירות של 20 cm.s-1. קווים רציפים מציינים תקופות שבהן בעל החיים רץ, בעוד שקווים מקווקווים מייצגים את תקופת ההתאוששות לאחר הפסקת הפעילות על מסילת הריצה. החימום מתייחס לתקופה של 5 min במהירות של 5 cm.s-1 לאחר תחילת הפעולה של מסילת הריצה ולפני התחלת הבדיקה בפועל. הנתונים מוצגים כממוצע שחושב מדי 30 s. אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של איור זה.

כפי שדווח ב-איור 9, מדידות הבסיס עבור קבוצה 1 נרשמו על מסוע כדלקמן: HR ב-395±14 bpm, RespR ב-177±15 brpm, ו-AL ב-15±2 mG. מכשיר הניטור מדד עלייה פיזיולוגית ראשונית כדלקמן: HR (+26%, +101 bpm) (איור 9A), RespR (+46%, +82 brpm) (איור 9B), ו-AL (+1210%, +189 mG) (איור 9C) שנוצרה כתוצאה מתחילת תנועת המסוע בהשוואה לקו הבסיס. עלייה פיזיולוגית שנוצרה כתוצאה מפעילות גופנית במהירות של 40 cm.s-1 נמדדה עבור קבוצה 1: HR (+28%, +110 bpm) (איור 9A), RespR (+71%, +126 brpm) (איור 9B), ו-AL (+2839%, +443 mG) (איור 9C) בהשוואה ל-BL. ערכי BL דומים נרשמו עבור קבוצה 2: HR ב-399±18 bpm, RespR ב-150±15 brpm, ו-AL ב-11±3 mG. מכשיר הניטור מדד עלייה פיזיולוגית שנוצרה כתוצאה מפעילות גופנית עד למהירות של 20 cm.s-1 כדלקמן: HR (+23%, +90 bpm), RespR (+81%, +122 brpm), ו-AL (+1555%, +171 mG) בהשוואה לקו הבסיס. ערכים עבור מהירויות גבוהות יותר לא הושוו עבור קבוצה זו, מכיוון שרק בעל חיים אחד הגיע לשלבי מהירות אלו (איור 9D).

למרות הבדלים אלו, שתי הקבוצות הראו עלייה ראשונית משמעותית ב-HR, ב-RespR וב-AL עם תחילת השימוש בהמסוע, ולאחריה עלייה הדרגתית ודומה בפרמטרים אלו ככל שמהירות המסוע עלתה.

figure-results-4
איור 9: פרמטרים פיזיולוגיים ופרופילי התאוששות בין קבוצות ניסוי בלתי תלויות. הפאנלים מציגים (A) קצב לב (HR; bpm), (B) קצב נשימה (RespR; brpm), ו-(C) רמת פעילות (AL; mG) במהלך שלב מהירות של פעילות מאולצת בפרוטוקול המשולש (שלב 6) ובשלב ההתאוששות העוקב. הנתונים מוצגים עבור קבוצה 1 (כחול; n = 8 זכרים) וקבוצה 2 (כתום; n = 8 זכרים), שהתקבלו משני ניסויים בלתי תלויים שנערכו על ידי חוקרים שונים בזמנים שונים. (D) מספר בעלי החיים שהשלימו את שלב המהירות. הנתונים מוצגים כממוצע ± SEM, למעט פאנל D, המציג ספירת בעלי חיים. אנא לחצו כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של איור זה.

דיון

פרוטוקול זה מציג שיטה פשוטה ובלתי פולשנית לניטור הסתגלות מערכת הלב-ריאה במכרסמים במהלך מבחן מאמץ הדרגתי (IET)25. גישה זו רלוונטית במיוחד לא רק לחקר פיזיולוגיה של מאמץ, אלא גם לפרוטוקולים המכוונים לחשיפת שינויים תפקודיים המושרים על ידי מודלים פתולוגיים שעשויים שלא להיות גלויים במצב מנוחה2,3.

למרות שהפרוטוקול תוכנן ליישום קל, יש להקדיש תשומת לב מיוחדת לבחירת גודל המעיל המתאים. שלבי ההתרגלות למעיל ולמסוע הם השלבים הקריטיים ביותר. יתרה מכך, בדיקת איכות האות לפני תחילת ההקלטה היא חיונית. כדי להבטיח את מהימנות הנתונים, נקודות אלו עשויות לדרוש התאמה או פתרון תקלות. נקודות בקרה אלו מפורטות להלן.

אימות התאמת המעטפת

אם בעל חיים מצליח להסיר את המעיל במהלך תקופת ההרגלה או נראה שאינו בנוח, יש לבחון מחדש את ההתאמה כדי לוודא שנבחר הגודל הנכון, תוך התייחסות להמלצות המידה של היצרן23. אם ניתן להלביש את המעיל על בעל החיים אך נותרו ספקות לגבי ההתאמה, נסו להחליק אצבע בין המעיל לכתפו של בעל החיים כדי לבדוק שרצועות החזה אינן לוחצות יתר על המידה על גופו. אצבע צריכה לעבור בקלות, והבד צריך להישאר רך כאשר מותחים את המעיל בעדינות. אם הכנסת אצבע היא קשה או אם מורגש לחץ מופרז מהבד, יש להסיר את המעיל שכן סביר להניח שבעל החיים סובל מדחיסה. לעומת זאת, מעיל גדול מדי לא יישאר במקומו זמן רב לאחר ההלבשה ויהיה קל להסרה על ידי בעל החיים. גם אם ניתן להלביש מעיל גדול מדי, הוא נוטה לזוז לאחור אל מאחורי השכמות. אם המעיל זז אפילו מעט, בעל החיים עלול להשחיל כף רגל דרך הקצה החיצוני ובסופו של דבר להסיר את המכשיר כולו.

Acclimatization & Jacket fitting

שלב ההסתגלות הוא שלב קריטי לצמצום הלחץ ביום הניסוי. למעשה, אפילו הליכים לא פולשניים או טיפול שגרתי עלולים להשרות תגובות לחץ זמניות26,27. תקופת ההסתגלות מאפשרת הן לבעלי החיים והן למחקרים להכיר את ההליך, ומאפשרת לבעלי החיים להסתגל בהדרגה למשקל הנוסף של מכשיר הטלמטריה (בערך 15 g), המהווה פחות מ-10% ממשקל הגוף של חולדה בוגרת בטווח המשקל המומלץ.

בעוד שבפרוטוקול זה נעשה שימוש בתקופת הסתגלות של חמישה ימים, משך זמן זה הוא אינדיקטיבי וניתן להתאימו לפי הצורך. ואכן, התוצאות ב-איור 7A–C מראות כי ערכי HR, RespR ו-AL שנמדדו לאחר שעת התייצבות הגיעו לרמה קבועה (plateau) לאחר שלושה ימים, מה שמאשש מחקרים קודמים17,19,21 שבהם נעשה שימוש מוצלח בפרוטוקול של שלושה ימים. בכל מקרה, היעדר נורמליזציה של התפקועים הלבביים והנשימתיים במהלך מפגש הסתגלות צריך להיחשב כאינדיקטור חזק לאי-נוחות של החיה, ולפיכך כהסתגלות לא מספקת. אם תופעה כזו מתרחשת ללא קשר להתאמת המעיל, מומלץ מאוד לבדוק את סביבתם של החולדות ואת תנאי הדיור שלהן כדי לשלול גורמי סטרס פוטנציאליים28,29. יתרה מכך, חיוני להבחין בין התנהגויות חולפות, כגון ניסיונות ללעוס את המעילים או הפרשת פורפירינים (דמעות אדומות), הנגרמות בעיקר מחשיפה לסיטואציה לא מוכרת26, לבין רתיעה מתמשכת מלבישת המעיל, שהיא מקרה חריג. במקרה הראשון, תדירות התנהגויות אלו אמורה לרדת ככל שההסתגלות מתקדמת, מה שמעיד על קבלתו ההדרגתית של בעל החיים את הפרוצדורה. במקרה השני, הרתיעה מלבישת המעיל אינה פוחתת וחשיפה חוזרת עלולה להוות חיזוק שלילי. בניסויים המוצגים במאמר זה, רק אחת מתוך 16 החולדות ניסתה ללעוס את המעיל ביום הראשון של האקלימטציה, והתנהגות זו לא נצפתה במפגשים הבאים. בעוד שכל בעלי החיים סבלו בסופו של דבר את המעיל, נותרת האפשרות שפרט ספציפי יסרב באופן עקבי ללבוש אותו, דבר שיחייב את הוצאתו מהניסוי.

התרגלות להליכון ופרוטוקול משולש

למרות ש- פרוטוקול ההרגלה המוצע נמצא בשימוש נפוץ30,31התוצאות המנוגדות שהתקבלו משני הניסויים הנפרדים משקפות את השונות הטבעית בתגובות של פרטים ושל קבוצות. למרות שעברו את אותו תהליך הרגלה סטנדרטי, קבוצה 2 הגיעה לסף ההלם האתי בשלבי מהירות נמוכים יותר, דבר המצביע על הסתגלות לא מספקת כדי להגיע למהירויות האימון המיועדות. ראוי לציין כי קצב הלב הממוצע היה גבוה יותר בקבוצה 2 מאשר בקבוצה 1 במהירות של 20 cm.s⁻1 שלב למרות ערכי בסיס דומים, מה שעשוי לשקף תגובת דחק מוגברת, כושר לב-ריאה נמוך יותר או שונות אינדיבידואלית; עם זאת, גודל המדגם המוגבל (n=1 בקבוצה 2 מעבר למהירות זו) מונע כל פרשנות דפיניטיבית. דבר זה מדגיש את הצורך בניטור רציף במהלך תקופת ההתרגלות כדי להתאים את הפרוטוקול באופן דינמי ולהתחשב בגורמים סביבתיים או במאפיינים ספציפיים של הקבוצה הגורמים לשונות בין ניסויים. כדי להבטיח הכנה נאותה, יש לעקוב לאורך תקופת ההתרגלות אחר התקדמותו של כל בעל חיים ואחרי מספר ההלמים שקיבל במהלך תקופה של עשרה ימים, דבר שיאפשר התאמות של הפרוטוקול על בסיס הערכות מחדש קבועות של ההתקדמות האישית לעבר המהירויות המקסימליות המיועדות במבחן המדורג. כאינדיקציה כללית, בעלי חיים זקוקים בדרך כלל לשני עד שלושה מפגשים ראשונים כדי להסתגל לריצה על מסילה במהירויות נמוכות (מתחת ל-10–20 סמ"ש).⁻1), לפני סבילות הדרגתית למהירויות גבוהות יותר (20–30 cm.s⁻1) במהלך המפגשים הביניים (יום 3 עד 6). עד למפגשי ההרגלה הסופיים, בעלי חיים שהסתגלו היטב צריכים להיות מסוגלים לשמור על מהירות המטרה (סביב 40 ס"מ לשנייה⁻1לפני היום ה-10 למשך משך המפגש המלא מבלי להגיע לסף ההלם. מומלץ לבצע מפגש מקדים של עליה הדרגתית כדי לוודא את יכולתו של כל בעל חיים להגיע למהירות המטרה. שלב זה משמש כבדיקה סופית המאפשרת להאריך את תקופת ההרגילה עבור בעלי חיים שאינם משלימים אותה באופן מספק. בסופו של דבר, קריטי להבטיח שמפגשי ההרגילה יישארו תת-מקסימליים; הם לא אמורים להוות אימון פיזי או להשפיע על הביצועים במהלך ה-IET העוקב.30,31הכללת שתי התוצאות כאן אינה מייצגת כישלון מתודולוגי, אלא היא מכוונת, שכן היא מספקת למשתמשים הדגמה ריאליסטית של טווח התגובות שניתן לצפות להן בפועל. פרוטוקול זה משרת מטרה כפולה: אקלימיזציה של בעלי החיים לציוד וזיהוי אלה שאינם מסוגלים לבצע את הפעילות הנדרשת. בעוד ש"לא-רצים" (non-runners) לרוב אינם מוזכרים בדו"חות שפורסמו, הספרות מרמזת כי יותר מ-10% מהחולדות עשויות להיכשל בהשלמת שלב ההרגלה.32לה consecuencia, יש לזהות פרטים אלו בשלב מוקדם ולהוציאם מהמחקר. בהתחשב בפוטנציאל להוצאת בעלי חיים הן עקב אי-הסבה להליכה על מסילה והן עקב סירוב לענידת מעיל, מומלץ לכלול בעל חיים אחד או שניים נוספים לכל קוהורט כדי לשמור על גודל מדגם בעל תוקף סטטיסטי.

איכות האות

תרחיש נפוץ נוסף לפתרון בעיות עוסק בטיפול באיכות אות דלה שהוקלטה (כפי שמוצג ב-איור 6, "תוצאים מייצגים"). אם איכות ה-ECG הדלה נמשכת לאחר 2–3 דקות (הזמן הדרוש לג'ל כדי ליצור מגע תקין בין העור לאלקטרודות), ניתן לנקוט בפעולות המתקנות הבאות: 1. בדיקת הפרעות: ודאו שאין קפלי עור, קפלי מעיל או צמיחה מחודשת של פרווה המפריעים למגע של האלקטרודה. 2. שיפור המוליכות: עסו בעדינות את העור מעל האלקטרודות. במידת הצורך, מרחו ג'ל מוליך נוסף ישירות על הנקודות השחורות במרכז הצד הדביק של האלקטרודות. 3. בדיקת הציוד: בחנו בקפידה את האלקטרודות והחוטים כדי לזהות סימני נזק, ושקלו להחליף את האלקטרודות אם איכות האות נותרת דלה או אם הנזק גלוי. אם אות ה-RIP רועש, ראשית ודאו את גודל המעיל ואת תקינות החיישנים התפורים הפנימיים. אם הגודל אינו מתאים או שהחיישנים פגומים, יש להחליף את המעיל, שכן זהו הפתרון היעיל היחיד להשבת איכות האות. איכות האות הכללית עשויה לרדת במהירויות גבוהות יותר בהשוואה להקלטות הבסיס, בשל רעש מכני הנגרם מתנועה המתבטא בנדידה מוגברת של קו הבסיס ובארטיפקטים של תנועה. השפעתם של ארטיפקטים אלו ואסטרטגיות ההפחתה המתאימות תוארו בהרחבה במקום אחר21.

מחקר זה משתמש במעיל ייעודי למכרסמים לצורך הערכה פיזיולוגית רב-מודאלית (לבבית, נשימתית ואקטיגרפיה) במהלך פעילות גופנית הדרגתית על מסוע. מחקרים קודמים הדגימו כי מכשיר זה מספק תוצאות דומות לשיטות פולשניות להערכה לבבית16,33,34 וַוֶּנְטִילַטורִי15 פונקציות, אשר נחשבות לתקן הזהב. עם זאת, רוב שיטות פולשניות אלו אינן תואמות בדרך כלל פרוטוקולים של פעילות גופנית המבוצעים בבעלי חיים הנעים בחופשיות. רק שימוש בחיישני טלמטריה להשתלה (לסקירה ראו35מאפשר סוג זה של התנסויות. עם זאת, השתלת חיישנים אלה דורשת ניתוח נרחב, העלול לפגוע ברווחת בעלי החיים עקב כאב לאחר הניתוח, מיקום הפצעים הכירורגיים או אי-נוחות הקשורה לנפח המכשיר, ועלול בסופו של דבר לשנות את הפנוטיפ של בעל החיים או את יכולתו לבצע פעילות גופנית8,9,36בהקשר זה, שמירה על השלמות הפיזית של בעל החיים במהלך הבדיקה מהווה יתרון מרכזי של שיטה זו. יתרה מכך, בעוד שמסועי ריצה מטבוליים ייעודיים מאפשרים מדידה של צריכת חמצן (figure-discussion-1) והפקה של פחמן דו-חמצני (figure-discussion-2), הם אינם מספקים מדדים תפקודיים ישירים של ביצועים לבביים או נשימתיים. מערכת הטלמטריה החיצונית המשמשת בפרוטוקול זה תואמת לציוד זה, ובכך היא ממלאת פער זה על ידי השלמה יעילה של נקודות הקצה הנגישות באמצעות מתודולוגיות אלו. לבסוף, אף שמהירות ההליכה על מסילת ריצה משמשת לעיתים קרובות כמדד עקיף לעבודה מכנית המבוצעת במהלך אימון מאמץ בעצימות משתנה (IET), שילוב של מד תאוצה מאפשר מדידה ישירה של אקטיגראפיה, ובכך מספק נתונים עשירים יותר על פעילות בעלי החיים ומאפשר ניתוח תנועה מעבר למהירות התנועה הפשוטה.

מעבר לפיזיולוגיה של מאמץ, למערכת טלמטריה זו במעטפת עשויים להיות יישומים רחבים יותר בהגדרות ניסוייות הדורשות ניטור קרדיורספיטורי אמבולטורי לא כירורגי. לאחר אקלמיזציה מתאימה, בוצעו הקלטות ממושכות עד 48 h33, ובכך נפתחו אפשרויות למחקרים בפיזיולוגיה של השעון הביולוגי או של השינה, כמו גם לפרוטוקולים של ניטור אlongitudinal. בנוסף לפרוטוקול המאמץ המוצג כאן, טכנולוגיה זו כבר יושמה בהקשרים אחרים, כולל פנוטיפינג קרדיווסקולרי במודלים של מחלות, שבהם דווחו לאחרונה פרמטרים המופקים מ-ECG ושונות בקצב הלב במודלים של חולדות עם קרדיומיופתיה איסכמית20 ועם תפקוד קרדיווסקולרי לקוי הקשור למחלה כרונית של הכליות37, דבר הממחיש את התאימות שלה מעבר להגדרות של מאמץ אקוטי. גישה כזו עשויה לעורר עניין גם עבור יישומים פרה-קליניים אחרים הכוללים פעילות ספונטנית או פעילות המושרה על ידי גירוי, כולל מודלים של פרכוסים או אפילפסיה, מחקרי פרמקולוגיה של בטיחות17,19, וניטור התאוששות לאחר ניתוח38. אף שיישומים אלו לא הוערכו באופן ספציפי במחקר הנוכחי, הם ממחישים את הרב-גוניות ואת הפוטנציאל התרגומי של פלטפורמת ניטור לא כירורגית זו. השיטה הנוכחית מציגה מספר מגבלות הדורשות התחשבות. ראשית, הפרוטוקול המוצע הוא גנרי ומיועד לבעלי חיים בריאים. לכן, ההתאמה והסבילות למעטפת עשויות להשתנות בהתאם לגודל בעל החיים, הרכבת הגוף, הזן, המין והמצב הפיזיולוגי, מה שעלול להגביל את התאימות שלה בבעלי חיים קטנים מאוד, Obese או חולים. יתרה מכך, חוקרים העובדים עם מודלים ספציפיים (למשל, בעלי חיים Obese) חייבים להתאים את תוכנית המאמץ באופן בלתי תלוי ממערכת המדידה.

מומלץ מאוד לבצע בדיקה ראשונית על קוהורט קטן של בעלי חיים כדי להעריך ביסודיות מגבלות פוטנציאליות לפני ביצוע הניסוי המרכזי. כמו כן, יש לציין כי פרוטוקול זה פותח באמצעות מערכת טלמטריה בעטפת מעטפת (jacketed telemetry system) קניינית. בעוד שהעקרונות הכלליים המתוארים כאן ישימים באופן רחב, מאפייני ביצועים כגון איכות האות, התאמת המעטפת ופורמט פלט הנתונים עשויים להיות שונים מאלה של פלטפורמות טלמטריה אחרות. לכן, חוקרים מוזמנים לתקף את המערכת הספציפית שלהם לפני ביצוע הניסוי המרכזי. בנוסף, בהתחשב בהיבטים האתיים והחברתיים של מחקר פרה-קליני, השימוש בגירוי דוחה קל (גירוי חשמלי בעצימות נמוכה) לשליטה על הפעילות הגופנית, כפי שמוצג כאן, עשוי להיות מוטל בספק. למרות הגברת הפיקוח הרגולטורי, גישה זו נותרה השיטה הנפוצה ביותר. כפי שנסקר לאחרונה על ידי Okamoto et al.39, היא עדיין האפשרות המועדפת כאשר נדרשת שליטה מדויקת בעצימות ובמשך הפעילות הגופנית. לעומת זאת, כאשר שליטה קפדנית בפעילות הגופנית אינה חיונית, מחקרים מסוימים מציעים להחליף את הגירוי החשמלי בגירויים שעלולים להיות פחות דוחים, כולל אוויר דחוס, רמזים מגעים או רעש (לסקירה ראו40). באופן דומה, השימוש בפרדיגמות מבוססות תגמול כחלופה לגירויים דוחים נחקר במשך יותר מעשור41; עם זאת, עדיין לא נקבעו פרוטוקולים סטנדרטיים של פעילות גופנית המסתמכים אך ורק על חיזוק חיובי. היישומים הפוטנציאליים של שיטה זו הם ניכרים, ומשתרעים הן על הקשרים מחקריים ספציפיים והן על מסגרות חינוכיות. במסגרות מחקריות, גישה זו ישימה באופן רחב למחקרים הדורשים פרוטוקול פעילות גופנית מבוקר להערכת תפקוד קרדיו-ספיטורי. יישומיה העיקריים כוללים: i) ביצוע מבחני מאמץ הניתנים להשוואה לאלה המשמשים בבני אדם כדי להעריך במדויק את כושר ההסתגלות של המערכת הקרדיו-ספיטורית במצבים בריאים ופתולוגיים; ii) סטנדרטיזציה של פרוטוקולי אימון או שיקום במודלים שונים של בעלי חיים למחלות ניסוייות; iii) סיוע בניטור אורך של ההשפעות הפיזיולוגיות המושרות על ידי אימון או שיקום לאורך תקופות ממושכות; iv) זיהוי שינויים פיזיולוגיים, כגון אלה הקשורים לאי-ספיקת לב, שייתכן ולא יהיו גלויים בבעלי חיים במצב מנוחה. מנקודת מבט פדגוגית, מודל זה מציע יתרונות משמעותיים להכשרה מעשית באוניברסיטאות, ובכך הוא עומד באופן ישיר או עקיף בעקרונות ה-3Rs4: "Refinement" (שיפור), "Reduction" (צמצום) ו-"Replacement" (החלפה) בשימוש בבעלי חיים. הוא מקדם "Refinement" הודות לאופיו הבלתי פולשני לחלוטין, ובכך שומר על השלמות הפיזית של בעל החיים, בניגוד לשיטות מסורתיות לחקר פיזיולוגיה קרדיו-ספיטורית. יתרה מכך, גישה מולטי-מודלית כזו מאפשרת לסטודנטים ללמוד פיזיולוגיה של הלב והנשימה באמצעות מערכת אחת במהלך מפגש אחד, ובכך מספקת הדגמה אינטגרטיבית של הומאוסטזיס פיזיולוגי. הדבר תורם בעקיפין ל-"Reduction" במספר בעלי החיים. בהקשר חינוכי, מערכת זו יכולה לתמוך גם ב-"Replacement" על ידי מתן אפשרות ליצירת מאגרי נתונים פיזיולוגיים ריאליסטיים להשלמה של ההכשרה המעשית ולמידה מבוססת סימולציה בחינוך לפיזיולוגיה כדי להדגים מגוון רחב של תרחישים פיזיולוגיים42. אכן, למטרות חינוכיות, תרחישי פתרון התקלות המתוארים בפרוטוקול זה הם בעלי ערך מיוחד, שכן הם מספקים דוגמאות הגזורות מתנאי ניסוי מהעולם האמיתי שבהם ניתן להדגים שונות בין-אינדיבידואלית ואתגרים טכניים. ככל שאוניברסיטאות משלימות או מחליפות יותר ויותר את השימוש בבעלי חיים בכלי סימולציה, ישנה רלוונטיות לגישה לדוגמאות כאלה. בנוסף, העשרת ההקלטות הפיזיולוגיות בנתוני וידאו שהושגו במהלך הפרוטוקול הנוכחי יכולה לספק לסטודנטים הקשר חזותי, כולל דוגמאות של בעלי חיים שאינם מגיבים, ובכך לשפר את הפרשנות והלמידה.

גילויים

Timothé FLENET ו-Charles EYNARD הם עובדים ובעלי מניות ב-ETISENSE SAS. Agathe CAMBIER היא עובדת ב-ETISENSE SAS. חברת ETISENSE SAS היא החברה המייצרת את מערכת הטלמטריה עם המעטפת המשמשת בפרוטוקול זה.

תודות

תוצאות אלו התקבלו כחלק מפרויקט LEARN ‏(23FC3R-001), אשר נתמך על ידי מענק FC3R עבור "כלים דיגיטליים" (Digital Tools)42. תמיכה פיננסית זו מ-GIS FC3R, באמצעות כספים המנוהלים על ידי Inserm, תמכה בפיתוח פלטפורמה דיגיטלית להשכלה גבוהה המוקדשת לפיזיולוגיה ניסויית.

בינה מלאכותית גנרטיבית שימשה לעריכת השפה ולאופטימיזציה של כתב היד במטרה לשפר את הבהירות והקריאות. המחברים סקרו ועריכו את התוצאה ככל שהיה צורך, והם נושאים באחריות מלאה לתוכן הסופי של כתב היד.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מצלמת עין-דג 6 MPXReolink, הונג קונג, סיןFE-Wמשמש לתצפית על בעלי החיים במהלך תקופת ההסתגלות.
קליפרAesculap Schermaschinen, Suhl, Germanyמכונת גזימה Aesculap Exacta GT416משמש להסרת שיער. ניתן להשתמש במקוצץ חלופי, המחובר לחשמל או המופעל על ידי סוללה, בעל יכולת קיצוץ של 0.1 מ"מ.
מחשב עם דפדפן אינטרנטכל ספקלא רלוונטימשמש לפתיחת תוכנת הטלמטריה ולהקלטת וידאו. ניתן להשתמש בכל מחשב בעל דפדפן אינטרנט עדכני.
אלקטרודות ECG פני שטח דביקות חד-פעמיותETISENSE, ליון, צרפתELEC-R-1PAIRאלקטרודות Ag/AgCl שטח להחדרה מתחת למעיל לצורך הקלטת ECG. 
ג'ל מוליך ל-ECG ASEPT INMED, QUINT-FONSEGRIVES, צרפתUni Gel ECG, 251005משמש לשיפור המגע וההיצמדות של אלקטרודות ECG. ניתן להשתמש בכל ג'ל מגע ל-ECG.
עמדת הרדמה גזיתTEM SEGA, Saint-Méדארד-אן-ז'אל (dard-en-Jalles), צרפתתחנת הרדמה בגז וטרינרית Portico עם מאייד ISOTEC 3משמש להרדמת בעלי חיים במהלך גילוח הפרווה. ניתן להשתמש בכל תחנת הרדמה מקבילה למכרסמים.
גזהכל ספקלא רלוונטימשמש לייבוש האזור הגרוז לאחר הניקוי. כל גזה סופגת, סטרילית או לא סטרילית, היא מתאימה.
מעטפת מקונטרלת (Instrumented jacket) ETISENSE, ליון, צרפתJKT-RAT-T1סترة טלמטריה עם חיישני נשימה המשמשת להחזקת האלקטרודות והמשדר במקומם. זמינה בגדלים שונים בהתאם למשקל החיות ולזנים; יש לעיין בטבלאות הבחירה של היצרן כדי לבחור את הגודל המתאים23.
קטטר תוורידי ללא מחטTERUMO, Laguna, פיליפיניםSURFLO 22G 0,85x25 SR+OX2225C1משמש למריחה מדויקת של הג'ל. ניתן לשימוש חוזר. ניתן להשתמש בכל שילוב שווה ערך של מזרק וקתטר.
איסופלוראןVirbac, Santé אנימל, צרפתVetflurane, 401346פורמולציה וטרינרית של איזופלורן (Isoflurane) המשמשת להרדמה גזית במהלך גזירת פרווה (1.5–5% בחמצן בריכוז 20% ובאוויר). ניתן להשתמש בכל תחליף וטרינרי שקול של איזופלורן (isoflurane). יש להשתמש בהתאם לתקנות המקומיות.
כלי להתאמת מעטפת ETISENSE, ליון, צרפתFTUB-R-BDכלי אופציונלי, המשמש להקל על התאמת המעטפת לגוף בעל החיים תוך מזעור הריסון.
הליכון ממונע BIOSEB, Vitrolles, FranceBX-TMמסוע ממוטור עם נתיב בודד או מרובה נתיבים, המסב את הלמים חשמליים בעוצמה של 0.2 mA.
טוש לסימון קבועכל ספקלא רלוונטימשמש לסימון הזנב לצורך זיהוי פרטני של בעלי החיים. כל טוש קבוע, עמיד במים ולא רעיל, הוא מתאים.
חומר חיטוי למשטחיםFranklab, מונטיני לה ברטנו (Montigny le Bretonneux), צרפתספריי FB, 10515משמש לניקוי החומרה לאחר השימוש. ניתן להשתמש בכל חומר חיטוי למשטחים שאינו מכיל אלכוהול.
מזרק ללא מחט (1 או 5 מ"ל)BD, Pont-de-Claix, צרפתBD Plastipak,303172משמש למריחה מדויקת של הג'ל. ניתן לשימוש חוזר. ניתן להשתמש בכל שילוב שווה ערך של מזרק וקתטר.
תוכנת טלמטריהETISENSE, ליון, צרפתתוכנת LASA גרסה 2.17 או גרסה מאוחרת יותרתוכנה מבוססת רשת לרכישה וניתוח של נתונים פיזיולוגיים.
מערכת טלמטריה לרכישת נתונים פיזיולוגייםETISENSE, ליון, צרפתמערכות DECRO : SYS-NANOACQ4, SYS-S2, SYS-S1 או מקבילות להן זמין בתצורות שונות בהתאם למספר בעלי החיים.
משדר טלמטריה ומארז סוללות לרכישת נתונים פיזיולוגייםETISENSE, ליון, צרפתEMET-HD-ACQ-REVGמשדר טלמטריה להקלטת ECG, אותיות נשימה ותאוצה תלת-ממדית, עם סוללה נטענת (חיי סוללה של 12 שעות ברצף). 
תוכנה להקלטת וידאוReolink, הונג קונג, סיןReolink Client גרסה 8.17.6 או גרסה מאוחרת יותרשימש להקלטת הווידאו. זמין בגרסאות עבור Windows או Mac

מקורות

  1. Yan Z, et al. Cardiac effects of treadmill running at different intensities in a rat model. Front Physiol. 2021;12:774681.
  2. Kuczmarski JM, Unrath K, Thomas GD. Exaggerated cardiovascular responses to treadmill running in rats with peripheral arterial insufficiency. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2018;314(1).
  3. Dellavechia-De-Carvalho C, Rebelo MA, De-Moraes C, Papoti M. Aerobic capacity evaluation of Sprague Dawley rats in treadmill running: comparison between protocols. Braz J Med Biol Res. 2025;58.
  4. Russell W, Burch R. The principles of humane experimental technique. Methuen & Co. Ltd.; London; 1959.
  5. Hoymann HG. Lung function measurements in rodents in safety pharmacology studies. Front Pharmacol. 2012;3:156.
  6. Kramer K, Kinter LB. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 2003;13(3):197-205.
  7. Brown MB, et al. Novel assessment of haemodynamic kinetics with acute exercise in a rat model of pulmonary arterial hypertension. Exp Physiol. 2015;100(6):742-754.
  8. Hale E, et al. The rat telemetry assay and venous catheter access buttons for use in cardiovascular safety pharmacology assessments - surgical methods, refinements and colony maintenance. J Pharmacol Toxicol Methods. 2024;127:107517.
  9. Schuler B, et al. Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice. BMC Vet Res. 2009;5:28.
  10. Amrani A-IE, et al. Jacketed external telemetry in the guinea-pig. Toxicol Lett. 2012;211.
  11. Zeng T, Mott C, Mollicone D, Sanford LD. Automated determination of wakefulness and sleep in rats based on non-invasively acquired measures of movement and respiratory activity. J Neurosci Methods. 2012;204(2):276-287.
  12. Cotur Y, et al. Bioinspired stretchable transducer for wearable continuous monitoring of respiratory patterns in humans and animals. Adv Mater. 2022;34(33):2203310.
  13. Chui RW, et al. Assessment of two external telemetry systems (PhysioJacketTM and JETTM) in beagle dogs with telemetry implants. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(1):58-68.
  14. Authier S, et al. Safety pharmacology investigations in toxicology studies: an industry survey. J Pharmacol Toxicol Methods. 2013;68(1):44-51.
  15. Flenet T, et al. High-resolution respiratory inductive plethysmography in rats: validation in anesthetized conditions. Physiol Meas. 2017;38(7):1362-1372.
  16. Fontecave-Jallon J, et al. Inductive plethysmography in rats: towards a new standard for longitudinal non-invasive cardiac output monitoring in preclinical studies. Physiol Meas. 2018;39(9):095006.
  17. Fares R, et al. Non-invasive jacketed telemetry in socially housed rats for a combined assessment of respiratory system, electrocardiogram and activity using the DECRO system. J Pharmacol Toxicol Methods. 2022;117:107195.
  18. Penard L, et al. Implementation of cardiorespiratory monitoring in the juvenile minipig using a noninvasive jacketed telemetry system. Birth Defects Res. 2021;113(10):806.
  19. Fares R, Champeroux P. Simultaneous assessment of central nervous and respiratory systems using jacketed telemetry in socially housed rats: application of the 3Rs principles in core battery safety pharmacology studies. J Pharmacol Toxicol Methods. 2023;121:107268.
  20. Detrait M, et al. Cardiac sympathetic denervation mitigated ischemic cardiomyopathy progression in a rat model of sleep apnea. J Am Heart Assoc. 2025;14(11).
  21. Tanguy S, et al. Jacketed telemetry in rats: a novel non-invasive method for cardiorespiratory phenotyping during treadmill exercise. Lab Anim. 2025;59(2):215-225.
  22. Fares RP, Boire A, Eynard C, Flenet T. Simultaneous non-invasive telemetric electrocardiogram and respiratory measurement with a connected jacket (DECRO system) in rats. Research Square. 2020:10.21203/rs.3.pex-860/v1.
  23. ETISENSE. DECRO - Rat jacket specification and size selection. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/rat-table-selection-of-jackets.
  24. ETISENSE. DECRO - How to start and stop a data acquisition. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/make-and-stop-a-data-acquisition.
  25. Qin F, et al. Maximum oxygen consumption and quantification of exercise intensity in untrained male Wistar rats. Sci Rep. 2020;10(1):11520.
  26. Mason G, et al. Non-invasively assessing disturbance and stress in laboratory rats by scoring chromodacryorrhoea. Altern Lab Anim. 2004;32(1 Suppl):153-159.
  27. Delaunois A, Dedoncker P, Hanon E, Guyaux M. Repeated assessment of cardiovascular and respiratory functions using combined telemetry and whole-body plethysmography in the rat. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(2):117-129.
  28. National Research Council Committee on Recognition and Alleviation of Distress in Laboratory Animals. Recognition and alleviation of distress in laboratory animals. National Academies Press; Washington, DC; 2008.
  29. Conour LA, Murray KA, Brown MJ. Preparation of animals for research--issues to consider for rodents and rabbits. ILAR J. 2006;47(4):283-293.
  30. Reboul C, et al. Cardiac remodeling and functional adaptations consecutive to altitude training in rats: implications for sea level aerobic performance. J Appl Physiol. 2005;98(1):83-92.
  31. Goret L, et al. Training does not affect the alteration in pulmonary artery vasoreactivity in pulmonary hypertensive rats. Eur J Pharmacol. 2005;527(1-3):121-128.
  32. Garrigos D, et al. A handful of details to ensure the experimental reproducibility on the forced running wheel in rodents: a systematic review. Front Endocrinol. 2021;12:638261.
  33. Scorrano F, Stuber N, Dreessen K, Cordier V. Evaluation of a new telemetry jacket system for rats. Lab Anim. 2022;56(1):155.
  34. Fontana-Pires L, et al. Continuous non-invasive extraction of hemodynamic variables from thoracocardiographic signals using the ensemble averaging technique: validation in anesthetized rats without ventilatory support. Physiol Meas. 2025;46(12):125002.
  35. Laske TG, Garshelis DL, Iles TL, Iaizzo PA. An engineering perspective on the development and evolution of implantable cardiac monitors in free-living animals. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 2021;376(1830):20200217.
  36. Helwig BG, Ward JA, Blaha MD, Leon LR. Effect of intraperitoneal radiotelemetry instrumentation on voluntary wheel running and surgical recovery in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2012;51(5):600-608.
  37. Soulie M, et al. Altered ECG parameters with loss of cardiac variability and prolonged QTc in a non-diabetic chronic kidney disease rat model. Arch Cardiovasc Dis. 2024;117(6-7).
  38. Cambier A, et al. Refining the implementation of surgical protocols: benefits of non-invasive cardiorespiratory monitoring in rat. Lab Anim. 2022;56(1):152.
  39. Okamoto M, Hata T, Hiraga T, Soya H. Treadmill running model for rodents as a translational approach based on human physiological responses. In: Soya H, editor. Exercise Brain Stimulation for Cognitive Function and Mental Health. Singapore: Springer Nature Singapore; 2025.
  40. Poole DC, et al. Guidelines for animal exercise and training protocols for cardiovascular studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2020;318(5).
  41. Fantegrossi WE, Xiao WR, Zimmerman SM. Novel technology for modulating locomotor activity as an operant response in the mouse: implications for neuroscience studies involving exercise in rodents. J Neurosci Methods. 2013;212(2):338-343.
  42. FC3R. Digital tools - Call for project FC3R - LEARN (L3Rn) (23FC3R-001): development of an innovative platform for teaching experimental physiology in higher education. France: FC3R; 2024:https://www.fc3r.com/en/digital-tools-3-2023.html.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

פעילות גופנית על מסועפיזיולוגיה של חולדהניטור קצב לבקצב נשימהפעילות לוקומטוריתניטור לא פולשניאקלימטיזציה פיזיולוגיתרווחת בעלי חיים

מאמר זה פורסם

הסרטון יגיע בקרוב

צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.